NIH NS43798 (DMB); NIH F31 NS058138 (MRD); P30-NS045758 (CBSCR), e le Paralyzed Veterans of America # 2451 (DMB) e # 2707 (MRD).

1. Up / Down plantare Von Frey Testing Lo scopo della prova è di determinare la sensibilità tattile misurando la forza molto è richieste per provocare il ritiro zampa dallo stimolo. Disponibili in commercio calibrati Von monofilamenti capelli Frey tra gli intervalli di 4,56 e 6,10 sono utilizzati per stimolare la zampa. Altri stimoli sensoriali, come la visualizzazione dello stimolo o di propriocezione può confondere le misure di soglia tattili così risposte basate su input visivi o propriocettivi non sono validi. Per impedire la visualizzazione del monofilo toccare la pelle, si verifica soltanto quando il ratto è mangiare cereali. Questo distrattori cognitivo, assicura inoltre che tutti i ratti vengono testati a livelli simili al basale di comfort. Per evitare risposte dovute a propriocettiva, piuttosto che di input tattile, noi non includono processi in cui il monofilamento alza o muove la zampa. PROCEDURE acclimatazione A. Per la UP-down <ol><li> Presente frutta Cereal nella gabbia casa in modo da ratti riconoscere e cercare la ricompensa cibo. I ratti non hanno bisogno di essere priva cibo in qualsiasi punto del processo Gentling o test. </li><li> Rats sono pronti per essere acclimatati all&#39;ambiente procedure di prova e una volta che mangiano cereali frutta nella gabbia casa. Acclimatazione si verifica in almeno 4 sessioni di 10 minuti ciascuno, ma più potrebbero essere necessarie. Dieci minuti sessioni vengono utilizzate in modo che i topi non saziare prima della fine della sessione. </li><li> Mettere il topo nella camera di prova con tre pezzi di cereali frutta. Fornire cereali frutta ulteriore 1-2 alla volta in cui sono consumati. Sulla terza sessione, mentre il topo è mangiare, produrre i movimenti delle mani sotto il pavimento di filo in modo che il topo si abitua al movimento di sotto della sua zampa. Sulla quarta sessione, applicare il monofilamento 5,18 alla superficie plantare della zampa circa una volta al minuto per un totale di dieci presentazioni. Un topo ingenuo non dovrebbe rispondere a questo stimolo soglia sub. </li><li> Altoy i pezzi di cereali consumati, frequenza della minzione e la defecazione, il congelamento, e comportamenti governare. Comportamento di congelamento avviene in due modi: a) il ratto è accucciato basso a terra di solito vicino alla parete posteriore o rivolto verso l&#39;esaminatore e resta immobile, b) il ratto è curvo nel mezzo della gabbia e chiacchiera di solito i suoi denti . Comportamenti congelamento può continuare per lunghi periodi di tempo. </li><li> Un topo ingentilita che è pronto per il test mangerà quasi ininterrottamente per 10 minuti. Si muoversi facilmente nella gabbia e cercare di cereali frutti molto rapidamente dopo aver consumato l&#39;ultimo. È importante sottolineare che il ratto non smettere di mangiare o essere distratto da movimenti della mano sotto il pavimento o l&#39;applicazione del filo monofilamento alla zampa. </li></ol> PROCEDURE DI COLLAUDO PER LA B. UP-down <ol><li> Rats produrre vocalizzazioni di soccorso che si trovano sopra la nostra gamma sonora umana. Rats in attesa di essere testati devono essere conservati in una stanza separata in modo che non riesce a sentire queste vocalizations. </li><li> I ratti con lesioni del midollo spinale che sono appropriati per up-down test dei capelli von Frey deve dimostrare il carico con gli arti. Membra che non sono in grado di supportare il topo non può essere attendibilmente verificato perché l&#39;applicazione dei monofilamenti muove la zampa prima che si piega dei capelli. </li><li> Mettere un topo nella camera di prova con 2 o 3 pezzi di cereali frutta. I ratti devono essere mangiare durante ogni applicazione VFH. </li><li> Tirare un dado per determinare quali HL di iniziare a provare per primo. Anche i numeri rappresentano la zampa destra e numeri dispari rappresentano la sinistra. </li><li> Iniziate la sessione di test con il monofilo 5.18. Risposte ritiro può avvenire 4,56-6,10 in ratti normali e SCI e il 5,18 monofilo cade a metà della gamma. </li><li> Non applicare un monofilamento, mentre un topo si blocca, si acquatta o non mangiare. Se il tester attende, a volte queste condizioni si risolve e la sperimentazione può riprendere. Se il ratto visualizza questi comportamenti e il tempo totale in appArato è di 20 minuti, arrestare il test e retest fin dall&#39;inizio il giorno successivo. Non rimuovere il ratto mentre è la visualizzazione di questi comportamenti in quanto ciò potrebbe aumentare la loro presenza. Attendere che il ratto scoppia di questi modelli prima di toccarla per evitare un rafforzamento questi comportamenti. </li><li> Toccare il monofilamento al dermatomero L5 plantare della zampa posteriore tra i rilievi del piede si piega fino a quando (si veda la Figura 1A). Questa corretta applicazione costante dovrebbe prendere circa un secondo e poi rimuoverlo dalla pelle. Non toccare alcuna parte dei rilievi del piede come la sensibilità della pelle è molto inferiore in queste aree. Questo tocco unico costituisce una prova. </li><li> Una risposta positiva si verifica quando il topo alza velocemente la zampa al riparo dal monofilamento. Il recesso deve essere avviata dal tempo viene rimosso il monofilo per confermare che la risposta è associato all&#39;applicazione monofilamento. </li><li> Guarda l&#39;animale per altre prove di consapevolezza del motocco nofilament come vocalizzazione, guardando verso il basso, all&#39;indietro o la zampa testato, leccare il, il ritiro zampa sostenuta zampa o spasmi le orecchie. Nota di loro sul foglio dati. Quando questi comportamenti si verificano con ritiro zampa serve come prova di percezione sopraspinale dello stimolo. </li><li> Se vi è una risposta positiva, applicare il monofilamento più basso successivo. Se non vi è alcuna risposta (negativa), passare al monofilamento immediatamente superiore. Lasciare 30 secondi tra ogni applicazione monofilo per i recettori sensoriali per tornare alla linea di base prima di ripetere il test di cottura (per evitare adattamento). </li><li> Continuare ad applicare i monofilamenti superiori o inferiori alla zampa posteriore in base alle risposte positive o negative fino ad avere 10 prove. Quindi ripetere il altra zampa posteriore. (Vedi scheda esempio). </li><li> La più alta VFH che può essere testato senza introdurre dell&#39;input propriocettivo e sollevando la zampa è 6.10. Il 6.45VFH e più grande non dovrebbe essere usato perché solleva la zampa prima monofilament curve. Se non c&#39;è risposta alle 6.10 allora la prova successiva applicherà il 6,10 di nuovo. </li><li> Una risposta deve essere annullata e il processo deve essere ri-testato se una delle seguenti si verifica durante l&#39;applicazione dello stimolo o ritiro zampa: <ol class="lalpha"><li> Il ratto non è continuo mangiare. </li><li> Il ratto si allontana dallo stimolo VFH prima della piegatura del monofilo, rendendo impossibile conoscere la forza applicata che suscita la risposta ritiro. </li><li> La zampa viene sollevato dal VFH (prima o dopo la VFH è piegato) fornire propriocettiva in aggiunta alla stimolazione tattile. </li></ol></li><li> Una sessione di test di solito può essere completato in meno di 15 minuti per entrambe le zampe posteriori. </li></ol> C. DI TRATTAMENTO DEI DATI PER LA UP-down <ol><li> Un test di successo avrà 10 trial sequenziali per ogni zampa. </li><li> Il valore della soglia tattile è il più basso monofilamento che produce ritiro zampa su &amp; ge il 50% delle presentazioni e dei 3 o più presentazioni del monofilo hanno essere dato (cfr. scheda, ad esempio, le soglie sono cerchiati). </li><li> Un monofilo con solo 2 prove totale non è selezionato come soglia anche quando si prova è positivo e uno negativo. Presentazioni multiple dello stimolo sono migliori indicatori del modello di risposta a tale forza. </li><li> Se non c&#39;è monofilamento che produce risposte positive su almeno il 50% dei test, il ratto viene dato un punteggio di 6,45. Ciò significa che il topo non ha rilevato il massimo monofilamenti testabile di 6,10 oltre casualità. Un valore di 6,45 è dato perché rappresenta il successivo valore più alto rispetto alla gamma verificabile di monofilamenti. </li><li> Convertire il valore di soglia per le zampe a destra ea sinistra in vigore grammo. I valori di grammatura saranno forniti dal fornitore dei peli von Frey. . Per i dati provenienti da lesioni bilaterali, la forza grammo soglia per le due zampe possono essere mediati insieme per produrreun unico punteggio. </li></ol> 2. Dorsal Von Frey Testing Lo scopo di questo test è determinare la sensibilità tattile in ratti con tale controllo motore poveri che non possono essere testati utilizzando i metodi tipici VFH plantari. Si quantifica quanta forza tocco è necessaria per produrre una risposta avversione. Per evitare risposte agli stimoli propriocettivi, non includono gli studi in cui viene spostata la zampa dal VFH durante l&#39;applicazione. Inoltre, noi non includono prove in cui il VFH scivola o si spazzolato su tutta la superficie dorsale del piede. PROCEDURE PER LA DORSALE acclimatazione A. VON FREY TEST <ol><li> Ratti Gentle per quattro sessioni di 10 minuti ciascuno prima del test di base e lesioni del midollo spinale. </li><li> Liberamente avvolgere il topo in un piccolo asciugamano in modo che i quarti posteriori sono esposti come indicato di seguito (Figura 1B). Posizionare il ratto su una tabella con le zampe posteriori appoggiando sulla superficie. Utilizzare lo stessoaderente ma non stretta avvolgente e tenere premuto per ogni ratto. Tutori per l&#39;avambraccio sul bordo del tavolo può ridurre la variabilità tra i topi. </li><li> Un topo ingentilita che è pronto per il test non resisteranno si terrà la spugna per diversi minuti consecutivi, ma potrebbe essere necessario ri-avvolgere il topo 1 o 2 volte durante la prova di entrambe le zampe posteriori. </li></ol> PROCEDURE DI COLLAUDO PER DORSALE B. VON FREY TEST <ol><li> Tirare un dado per determinare quale arto posteriore di iniziare a provare per primo. Anche i numeri rappresentano la zampa destra e numeri dispari rappresentano la sinistra. </li><li> Liberamente avvolgere il topo la spugna lasciando esposti i quarti posteriori. </li><li> Stimolo tattile viene applicata solo dopo che il ratto è calmo e tranquillo per almeno 10 secondi. </li><li> Partendo con il VFH 4,56, applicare il monofilamento perpendicolarmente alla superficie dorsale tra il primo metatarso e seconda circa 1 cm prossimale alla giunzione (Figura 1C). Applicare il monofilamento in un liscio, steAdy modo in un intervallo di un secondo, finché si piega poi rimuoverlo. Questo tocco unico costituisce una prova. </li><li> Una risposta positiva si verifica quando il topo si muove rapidamente la zampa lontano dallo stimolo. La direzione di movimento è spesso posteriore o esterna prima dell&#39;arto posteriore è flesso. Il recesso deve essere avviata dal tempo viene rimosso il monofilo per confermare che la risposta è associato all&#39;applicazione monofilamento. </li><li> Applicare il monofilamento 4,56 due volte con almeno 30 secondi tra le applicazioni al fine di prevenire sensoriale &quot;windup&quot; e per permettere ai recettori sensoriali di tornare alla linea di base prima di sparare rianalisi (per prevenire l&#39;adattamento). </li><li> Un test di stimolo devono essere fornite, se le polizze VFH e sfiora delicatamente la pelle, rendendola più forza la consegna di un pennello o una scansione piuttosto che un contatto a punta. </li><li> Se ci sono meno di 2 (cioè 1 o 0) risposte positive alla monofilo 4,56, il VFH immediatamente superiore viene applicata 3volte nello stesso modo. </li><li> In questo modo, VFHs progressivamente crescenti da 4,56 5,88 attraverso vengono applicate fino a due o più risposte positive verificarsi o fino a quando la maggior VFH viene raggiunto. </li><li> La soglia di ritiro zampa è il più basso VFH che suscita almeno 2 risposte positive su 3 prove. </li><li> Ripetere l&#39;altra zampa. </li><li> Una sessione di test di solito può essere completato in 15 minuti per entrambe le zampe posteriori. </li></ol> 3. Risultati rappresentativi Un test positivo si tradurrà in immediato, il ritiro vivace della zampa posteriore ad un VFH perpendicolarmente applicato al mid-plantare regione (Figura 1A) o la superficie dorsale tra il 1 ° e 2 ° metatarso 1 cm dal giunto (Figura 1C) . Queste risposte vengono conteggiati per ricavare la soglia tattile per ogni zampa posteriore. Soglie tattili da dorsali test VFH in acuta SCI ha dimostrato fedeltà eccellente con plantari soglie VFH derivanod a volte croniche (Figura 2). La diminuzione delle soglie tattili derivanti da prove plantare o dorsale verificarsi per graduata SCI (Figura 3 3,5). Questa ipersensibilità si manifesta già 7 giorni dopo SCI e viene mantenuta per tutta la durata dell&#39;esperimento 3-4,6. Mentre una serie di rigori SCI non influiscono soglie sensoriali tattili della zampa, in calo soglie verificarsi per più grave SCI (Figura 3). È importante, lo sviluppo di sotto-livello allodinia è una risposta di tutto o niente che si verifica quando vi è una perdita di oltre il 60% della materia bianca all&#39;epicentro lesione. (4 Figura 3). Soglie tattili possono decomporsi e produrre risposte artificiali alle forze VFH bassi. Almeno due condizioni possono produrre decadimento soglia - rapida applicazione della VFH alla pelle in un modo o frugando jabbing o non aspettare abbastanza a lungo tra le applicazioni di stimolo. Per essere certi chele soglie tattili sono genuini, bisogna fare attenzione ad applicare ogni VFH utilizzando un approccio simile a bassa velocità e l&#39;intervallo interstimulus deve essere di almeno 30 sec. Abbiamo anche dimostrato che mangiare comportamento riduce il decadimento soglia del 5. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig1.jpg" /> Figura 1. Schema e fotografia che ritrae la posizione di stimolazione VFH per il plantare e dorsale capelli von Frey (VFH) test. A) Per il test VFH plantare, il pelo Von Frey dovrebbe essere applicata perpendicolarmente alla metà-plantare zampa posteriore circa 1 cm posteriormente alla falange centrale (come indicato dal riquadro rosso nel diagramma della superficie plantare della zampa posteriore) ad una velocità lenta velocità costante fino a quando si piega. B e C) Per la tecnica VFH dorsale, il ratto è liberamente avvolto in un telo chirurgico, come mostrato nella fotografia. Il VFH viene applicato alla superficie dorsale della zampa in approximatel tra il primo e il secondo metatarsoy 1 centimetro prossimale al giunto. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig2.jpg" /> Figura 2. Dorsali von soglie capelli Frey sensoriali sono correlati alla norma VFH plantare. (N-44; Coefficiente di Pearson = 0,503, p &lt;0.01, r2 = 0,67). Le linee tratteggiate mostrano la soglia limite per la sensazione allodinia utilizzando il VFH dorsale o le tecniche VFH plantari e indicano che le soglie allodinia a 7 giorni dopo SCI utilizzando il test dorsale VFH prevedere cronica di sotto-livello di allodinia determinata con metodi VFH plantari. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig3.jpg" /> Figura 3. Prime dorsali von soglie capelli Frey sensoriali prevedere allodinia e non allodinia sensibilità tattile tra gravità delle lesioni in punti temporali successivi. Paragonabili soglie sensoriali si è verificato tra 7 giorni successivi VFH dorsale SCI e 28 giorni post-misure VFH SCI plantari. Notevole somiglianza si è verificato per un<html> vasta gamma di SCI, con allodinia significativo osservato in moderata a grave SCI (p &lt;0,05 vs 1,1 mm Cilindrata tutti gli altri gruppi). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig4.jpg" /> Figura 4. Percentuale di ratti trattati con laminectomia (no SCI) e gruppi che mostrano SCI zampa posteriore allodinia a 6 settimane dopo la SCI. Allodinia è stato visto solo in ratti con moderata o grave SCI (OSU ESCID dispositivo 0.9, 1.1, 1.25, 1.3 spostamenti del cavo mm), mentre i ratti con lieve SCI (0,3, 0,5, 0,7 mm spostamenti del midollo spinale) esposti normali risposte alla stimolazione tattile. Rappresentative sezioni coronali midollo spinale colorate per la mielina all&#39;epicentro lesione per laminectomia (controllo illeso), lieve (0,5 mm di spostamento), moderati (1,1 mm di spostamento) e grave (1,3 mm di spostamento), contusioni del midollo spinale sono inclusi per mostrare il grado di assonale risparmiando associato a questa ipersensibilità. (Bar Scala = 0,5 mm). k &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3247/3247fig5.jpg" /> Figura 5. Una scheda dei dati di esempio per up-down capelli testing von Frey. Il valore capelli e il risultato (positivo o negativo) sono registrate per ogni prova. Indicazioni di consapevolezza sopraspinale dei test sono noti. Alla fine del test, le risposte ad ogni valore di capelli sono conteggiati. Il valore di soglia selezionato per i dati di esempio è cerchiata.

<ol>
	<li>Cruz-Almeida, Y., Felix, E. R., Martinez-Arizala, A., Widerstrom-Noga, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pain+symptom+profiles+in+persons+with+spinal+cord+injury.">Pain symptom profiles in persons with spinal cord injury.</a> Pain Med. 10, 1246-1259 (2009).</li><li>Hulsebosch, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+discovery+to+clinical+trials:+treatment+strategies+for+central+neuropathic+pain+after+spinal+cord+injury.">From discovery to clinical trials: treatment strategies for central neuropathic pain after spinal cord injury.</a> Curr. Pharm. Des. 11, 1411-1420 (2005).</li><li>Kloos, A. D., Fisher, L. C., Detloff, M. R., Hassenzahl, D. L., Basso, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stepwise+motor+and+all-or-none+sensory+recovery+is+associated+with+nonlinear+sparing+after+incremental+spinal+cord+injury+in+rats.">Stepwise motor and all-or-none sensory recovery is associated with nonlinear sparing after incremental spinal cord injury in rats.</a> Exp. Neurol. 191, 251-265 (2005).</li><li>Detloff, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+activation+of+microglia+and+pro-inflammatory+cytokines+predict+the+onset+and+severity+of+below-level+neuropathic+pain+after+spinal+cord+injury+in+rats.">Remote activation of microglia and pro-inflammatory cytokines predict the onset and severity of below-level neuropathic pain after spinal cord injury in rats.</a> Exp. Neurol. 212, 337-347 (2008).</li><li>Detloff, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validity+of+acute+and+chronic+tactile+sensory+testing+after+spinal+cord+injury+in+rats.">Validity of acute and chronic tactile sensory testing after spinal cord injury in rats.</a> Exp. Neurol. 225, 366-376 (2010).</li><li>Hutchinson, K. J., Gomez-Pinilla, F., Crowe, M. J., Ying, Z., Basso, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+exercise+paradigms+differentially+improve+sensory+recovery+after+spinal+cord+contusion+in+rats.">Three exercise paradigms differentially improve sensory recovery after spinal cord contusion in rats.</a> Brain. 127, 1403-1414 (2004).</li><li>Carlton, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+and+central+sensitization+in+remote+spinal+cord+regions+contribute+to+central+neuropathic+pain+after+spinal+cord+injury.">Peripheral and central sensitization in remote spinal cord regions contribute to central neuropathic pain after spinal cord injury.</a> Pain. 147, 265-276 (2009).</li><li>Lindsey, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+analysis+of+changes+in+sensory+thresholds+to+mild+tactile+and+cold+stimuli+after+experimental+spinal+cord+injury+in+the+rat.">An analysis of changes in sensory thresholds to mild tactile and cold stimuli after experimental spinal cord injury in the rat.</a> Neurorehabil. Neural Repair. 14, 287-300 (2000).</li><li>Basso, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+testing+after+spinal+cord+injury:+congruities,+complexities,+and+controversies.">Behavioral testing after spinal cord injury: congruities, complexities, and controversies.</a> J. Neurotrauma. 21, 395-404 (2004).</li><li>Langford, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+modulation+of+pain+as+evidence+for+empathy+in+mice.">Social modulation of pain as evidence for empathy in mice.</a> Science. 312, 1967-1970 (2006).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

I metodi di prova VFH qui presentati rappresentano due paradigmi di test che sono sensibili e valida per l&#39;utilizzo in modelli di ratto SCI. È importante sottolineare che il test dorsale VFH è stato creato per la valutazione del recupero della sensazione tattile delle zampe posteriori acutamente seguenti mediotoracico SCI quando i ratti sono in grado di reggersi sulle proprie posteriori. Questo paradigma di test può essere utilizzato anche quando i ratti riacquistare la capacità di sostenere il loro peso e per g...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reattivo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Comments </td></tr><tr><td> Semmes-Weinstein Monofilamenti </td><td> Stoelting Co </td><td> 58011 </td><td></td></tr><tr><td> Pesce Breeder Box </td><td> Aquarium Supply Store </td><td></td><td> Foro nel fianco per la consegna dei cereali </td></tr><tr><td> Rete metallica elevata (1/4 &quot;X 1/4&quot; grid) </td><td> Ferramenta </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Elastico per tenere allevatore scatola di pesci in atto </td><td> Craft Negozio </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cereal Confetti </td><td> Fruttivendolo </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Chirurgica Huck Towel 16 &quot;x 23&quot; </td><td> Medical Supply Store </td><td></td><td></td></tr></tbody></table><pclass = &quot;jove_content&quot;&gt;

acute and chronic tactile sensory testing after spinal cord injury in rats

Lesione del midollo spinale (SCI) altera i sistemi sensoriali che causano allodinia 1-8. Per identificare le cause cellulari e molecolari di allodinia, sensibile e valido test sensoriali su ratti modelli SCI è necessario. Tuttavia, fino a poco tempo fa, un approccio unico test è stato validato per SCI in modo che i metodi standardizzati non sono stati attuati attraverso laboratori. Inoltre, metodi di prova disponibili non hanno potuto essere attuate acuta o quando esistono gravi difficoltà motorie, impedendo gli studi dello sviluppo di SCI-indotta allodinia 3. Qui vi presentiamo due metodi di test convalidati sensoriali utilizzando von Frey capelli (VFH) monofilamenti che quantificano cambiamenti soglie sensoriali tattili dopo SCI 4-5. Una prova è la ben consolidata Up-Down prova che dimostra un&#39;alta sensibilità e specificità nei diversi livelli di gravità durante il test SCI cronicamente 5. Il test è un altro recente sviluppo di test VFH dorsale che può essere applicato dopo acutamente SCI quandollodynia sviluppa, prima del motore recupero 4-5. Ogni monofilamento VFH applica una forza calibrata quando viene toccata alla pelle della zampa posteriore fino piega. Nel metodo di up-down, VFHs alternanza di forze superiori o inferiori sono usati sul plantare dermatomero L5 a delineare soglie di ritiro flessori. Successivamente le forze più elevate vengono applicate fino alla sospensione si verifica allora VFHs forza inferiori vengono utilizzati fino alla sospensione cessa. La soglia tattile riflette la forza necessaria per provocare il ritiro nel 50% degli stimoli. Per il nuovo test, ogni VFH viene applicato al dermatomero L5 dorsale della zampa il ratto è supportato dal esaminatore. La stimolazione VFH si verifica in ordine crescente di forza almeno fino al 2 di 3 applicazioni ad una data forza produce il ritiro zampa. Soglia sensoriale tattile è la più bassa forza per sollecitare il ritiro il 66% del tempo. Procedure di acclimatazione, di prova e di scoring sono descritti. Sperimentazioni aberranti che richiedono un test retest e tipico sono definiti. Animal uso wcome approvato dalla Ohio State Animal Care University e del Comitato uso.

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Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Descriviamo due metodi di test sensoriali tattili per periodi acuti o cronici di lesioni del midollo spinale nei ratti. Queste procedure validate in grado di rilevare lo sviluppo e la manutenzione di allodinia simili sensazioni.

Acuta e Cronica test sensoriale tattile dopo lesione del midollo spinale in ratti

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

acute-chronic-tactile-sensory-testing-after-spinal-cord-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

23.5K Views.  School of Allied Medical Professions, The Ohio State University. Descriviamo due metodi di test sensoriali tattili per periodi acuti o cronici di lesioni del midollo spinale nei ratti. Queste procedure validate in grado di rilevare lo sviluppo e la manutenzione di allodinia simili sensazioni.

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Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher frequency of fractures 1. As these fractures often occur in regions that have lost normal sensory function, the patient is at a greater risk of fracture-dependent pathologies, including death. SCI-dependent loss in both bone mineral density (BMD, grams/cm2) and bone mineral content (BMC, grams) has been attributed to mechanical disuse 2, aberrant neuronal signaling 3 and hormonal changes 4. The use of rodent models of SCI-induced osteoporosis can provide invaluable information regarding the mechanisms underlying the development of osteoporosis following SCI as well as a test environment for the generation of new therapies 5-7 (and reviewed in 8). Mouse models of SCI are of great interest as they permit a reductionist approach to mechanism-based assessment through the use of null and transgenic mice. While such models have provided important data, there is still a need for minimally-invasive, reliable, reproducible, and quantifiable methods in determining the extent of bone loss following SCI, particularly over time and within the same cohort of experimental animals, to improve diagnosis, treatment methods, and/or prevention of SCI-induced osteoporosis.
An ideal method for measuring bone density in rodents would allow multiple, sequential (over time) exposures to low-levels of X-ray radiation. This study describes the use of a new whole-animal scanner, the IVIS Lumina XR (Caliper Instruments) that can be used to provide low-energy (1-3 milligray (mGy)) high-resolution, high-magnification X-ray images of mouse hind limb bones over time following SCI. Significant bone density loss was seen in the tibiae of mice by 10 days post-spinal transection when compared to uninjured, age-matched control (na&iuml;ve) mice (13% decrease, p&lt;0.0005). Loss of bone density in the distal femur was also detectable by day 10 post-SCI, while a loss of density in the proximal femur was not detectable until 40 days post injury (7% decrease, p&lt;0.05). SCI-dependent loss of mouse femur density was confirmed post-mortem through the use of Dual-energy X-ray Absorptiometry (DXA), the current "gold standard" for bone density measurements. We detect a 12% loss of BMC in the femurs of mice at 40 days post-SCI using the IVIS Lumina XR. This compares favorably with a previously reported BMC loss of 13.5% by Picard and colleagues who used DXA analysis on mouse femurs post-mortem 30 days post-SCI 9. Our results suggest that the IVIS Lumina XR provides a novel, high-resolution/high-magnification method for performing long-term, longitudinal measurements of hind limb bone density in the mouse following SCI.

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

A longitudinal examination of bone loss in the femurs and tibiae of adult mice was performed following spinal cord injury using sequential low-dose X-ray scans. Tibia bone loss was detected throughout the study, while bone loss in the femur was not detected until 40 days post injury.

La valutazione longitudinale di perdita dell&#39;arto posteriore ossea del mouse dopo la lesione del midollo spinale tramite Novel, In vivo, Metodologia

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

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Medicina

Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

La costrizione cronica del nervo sciatico e Ipersensibilità Testing Pain in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controllata cervicale lesioni lacerazione nei topi

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modello Contusione di gravi lesioni del midollo spinale nei ratti

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Valutazione delle vie respiratorie di attivazione muscolare Utilizzando respiratoria Motor Control Assessment (RMCA) in soggetti con lesioni spinali croniche

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controllata corticale modello Impact per trauma cranico

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema radio-telemetria per monitorare la funzionalità cardiovascolare in ratti con midollo spinale e Transection embrionali staminali neurali Innesti cellulari

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Ultrasuoni Imaging per la valutazione di Spinal Cord Blood Flow in Sperimentale midollo spinale Lesioni

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un neonatale mouse Spinal Cord Injury compressione Modello

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...