Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Tutte le procedure di animali e metodi di cura degli animali devono essere approvati dalla Institutional Animal Care and Usage Comitato dell&#39;istituzione (IACUC). 1. Preparazione chirurgica <ol><li> Montare tutti gli strumenti chirurgici necessari e reagenti: pinze, forbici Vana, roungeurs, divaricatore, bisturi, forbici, suture, graffette cutanee, Q-tips, saline sterili, spugne chirurgiche e isoflurano. Preparare e autoclave un pacchetto completo di strumenti chirurgici prima dell&#39;intervento. Se l&#39;esecuzione di interventi chirurgici su più di un mouse, preparare e autoclave un pacchetto di strumenti per animale, o in autoclave una bustina di strumenti chirurgici e sterilizzazione con uno sterilizzatore strumento tra ambulatori. Generalmente, un pacchetto di strumenti sterilizzati può essere utilizzato su un massimo di 5 topi se viene utilizzato un utensile terilizer perle di vetro per pulire strumenti in-tra ambulatori (dopo 5 animali gli utensili devono essere nuovamente puliti e sterilizzati prima dell&#39;uso). Si prega di verificare con l&#39;amministratore IACUC locale per institutisugli orientamenti specifici. </li><li> Sterilizzare il campo chirurgico con il 70% cotone imbevuto di alcol isopropilico. Impostare teli chirurgici al fine di garantire un campo sterile viene mantenuta durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Pesare ogni mouse prima dell&#39;intervento. Somministrare una dose di 0,05 mg / kg di peso corporeo di buprenorfina, sottocutanea. </li><li> Anestetizzare l&#39;animale somministrando isoflurano alla dose di 4% nella camera di induzione della macchina isoflurano. </li><li> Una volta che l&#39;animale è anestetizzato, applicare una pomata per gli occhi per prevenire la disidratazione, impostare l&#39;animale su una piastra elettrica a 37 ° C, e di garantire che la testa del mouse è situato correttamente nel cono anestesia. (Nota: utilizzare una fonte di calore tale da non causare ustioni termiche, cioè, una coperta acqua circolante, bottiglia di acqua calda, o equivalente.). A questo punto amministrare una dose di 2% isoflurano per l&#39;animale. </li><li> Radere la superficie dorsale del mouse, di circa 1 cm di tutto il percorso dell&#39;incisione previsto. </li><li> Disinfettare l&#39;incisione site lavando con il 70% cotone imbevuto di alcol isopropilico, quindi con una soluzione di iodio (10% Povidone-iodio, 1% a disposizione di iodio). Ripetere 3 volte. </li></ol> 2. Dorsale Laminectomy <ol><li> Prima di effettuare una incisione, assicurarsi che l&#39;animale sia adeguatamente anestetizzato controllando per i riflessi con il metodo pizzico punta o la coda. </li><li> Fare un&#39;incisione lungo la spina dorsale, con bisturi e la lama, e quindi controllare i riflessi di nuovo. Arco la schiena per aiutare correttamente visualizzare i punti di riferimento, come i confini tra le vertebre. </li><li> Tagliare attraverso la pelle. Inserire divaricatore per mantenere la pelle e la fascia posteriore del midollo spinale. Eliminare il tessuto su entrambi i lati del midollo spinale per esporre i muscoli che coprono la colonna vertebrale. NOTA: Il chirurgo deve avere familiarità con i punti di riferimento anatomici. Ad esempio, l&#39;angolo inferiore della scapola corrisponde T7. La parte superiore della curva naturale della colonna vertebrale del mouse è T12 e può essere utilizzato come punto di riferimento. </li><li> Con pilluminazione roper, determinare lo spazio tra le vertebre. Trova l&#39;estremità posteriore del T10 e tagliare i muscoli e la fascia perpendicolare lo spazio su disco intervertebrale. Tagliare appena sufficiente per esporre il processo e posteriore lamina spinoso di T10. </li><li> Utilizzando un paio di punta fine Dumont # 5 pinze, rimuovere alcuni dei tessuti dalla lamina e processo spinoso per esporre un piccolo frammento del midollo spinale. Quando necessario, utilizzare pinze tessuto per stabilizzare la colonna vertebrale. </li><li> Eseguire la laminectomia inserendo un lato di un paio di forbici piccole vana lungo il lato dorsolateral della vertebra e appena sotto la lamina. <ol><li> Fare piccoli tagli attenzione a tagliare attraverso il lato laterale della lamina vertebrale. Assicurarsi che non viene applicata pressione al midollo spinale. </li><li> Ripetere sull&#39;altro lato. </li><li> Applicare una leggera pressione per fermare il sanguinamento, se necessario, con un Q-tip o una spugna chirurgica, facendo attenzione a non esercitare pressione sul midollo spinale. NOTA: Preparare schiuma gelimbevuto in soluzione fisiologica sterile nel caso in cui le esigenze sanguinamento da controllare. </li><li> Una volta effettuate le incisioni, sollevare la parte dorsale della vertebra ed eliminare delicatamente eventuali allegati tessuto. Utilizzare mezzi adeguati per controllare il sanguinamento, se necessario. </li></ol></li></ol> 3. Spinal Cord Compression <ol><li> Utilizzando roungeurs o pinze laminectomia, assicurano che i lati laterali del midollo spinale sono liberi di osso vertebrale in modo che la pinza calibrate per il pregiudizio compressione possono collocare su entrambi i lati del midollo spinale. I bracci della pinza devono poter essere posizionato nello spazio epidurale su lati adiacenti del midollo spinale e le punte della pinza deve essere in grado di raggiungere il piano del canale vertebrale. <ol><li> Assicurarsi che la visibilità del midollo spinale è buona. </li></ol></li><li> Collocare la calibrato Dumont # 5 pinze circa a metà del segmento esposto del midollo spinale. Ricordiamo che i bracci della forzaps deve essere posizionato nello spazio epidurale su lati adiacenti e le punte deve toccare il pavimento del canale vertebrale per generare lesioni riproducibili. </li><li> Comprimere delicatamente il midollo spinale fino ai distanziali connettono. Mantenere in posizione per 15 secondi. </li><li> Rilasciare delicatamente la forza di compressione e rimuovere la pinza calibrate dal midollo spinale. Salina sterile deve essere utilizzato per riguadagnare omeostasi prima che la ferita è chiusa. </li></ol> 4. Ferita chiusura <ol><li> Suturare con attenzione lo strato muscolare sopra il midollo spinale, facendo attenzione a non interrompere o esercitare pressione sul midollo spinale. </li><li> Utilizzare sia suture o graffette per chiudere la pelle sulla ferita. </li><li> Se si utilizza il gas anestetico, cominciare a cono / disattivare l&#39;anestetico. </li><li> Somministrare 0,1 ml di Ringer lattato per 10 g di peso corporeo per aiutare conto per la disidratazione durante l&#39;intervento chirurgico e dopo l&#39;intervento, quando l&#39;animale è letargico e recuperando dall&#39;infortunio. La soluzione deve essere warmed alla temperatura corporea prima dell&#39;iniezione. </li><li> Posizionare il mouse in una gabbia-assestamento libero. La gabbia deve poggiare su di un rilievo di riscaldamento (come descritto in 1.1.5) in un modo che consente la metà della superficie della gabbia sia sul pad, mentre l&#39;altra metà è appoggiato su un contatore RT, per dare la topo opzioni clima una volta che è ambulatoriale. Fate attenzione che la &quot;gabbia di recupero&quot; si trova in un ambiente tranquillo. Strettamente monitorare l&#39;animale finché non ha ripreso conoscenza, momento in cui il mouse può essere trasferita ad una gabbia regolare con biancheria. </li></ol> Cura 5. Post-operatorio <ol><li> Dopo l&#39;intervento chirurgico, somministrare una dose di 0,05 mg / kg di peso corporeo buprenorfina per via sottocutanea ogni 12 ore per i primi 3 giorni dopo l&#39;intervento, e poi, se necessario per gestire i sintomi di dolore. </li><li> Somministrare una dose di Ringer lattato (0,1 ml per 10 g di peso corporeo per via sottocutanea) per i primi 3 - 5 giorni dopo l&#39;intervento. Dare questa dose se / quando l&#39;unaimal comincia a mostrare segni di disidratazione di fuori di questo periodo di tempo iniziale. </li><li> Esprimere manualmente la vescica degli animali con la manovra di Crede due volte al giorno. Palpate delicatamente addome dell&#39;animale per individuare la vescica, e quindi applicare una leggera pressione verso il basso fino a quando la vescica è vuota. <ol><li> Se la vescica non si svuota o urine è sanguinante o nuvoloso, somministrare 50 mg / kg di peso corporeo del Baytril all&#39;animale tramite iniezione interperitoneal per 10 giorni. </li></ol></li><li> Monitorare animali per i segni di autofagia, disidratazione e perdita di peso eccessivo (superiore al 20% del peso corporeo). Se un animale sperimenta uno di questi sintomi si prega di consultare un veterinario immediatamente per quanto riguarda le opzioni di trattamento, o eutanasia l&#39;animale in modo umano seguendo le linee guida IACUC. <ol><li> Dato che la mobilità può essere limitata a destra dopo l&#39;intervento chirurgico, prendere le misure necessarie per assicurarsi che gli animali abbiano accesso al cibo e all&#39;acqua. Pre-confezionati cibo umido, come pure uns idrogel, può essere reso disponibile per gli animali in questi casi. </li></ol></li></ol> 6. valutare i danni ai tessuti conseguenti a compressione Injury <ol><li> Anestetizzare animale come descritto ai punti 1.4 e 1.5. Controllare la profondità di anestesia pizzico punta e monitoraggio riflessi del trigemino corneali. Quando l&#39;animale è insensibile agli stimoli, passare al punto 6.2. </li><li> Eseguire una perfusione intracardial 10. <ol><li> Esporre la cavità toracica e inserire un ago nel ventricolo sinistro. Sciacquare fluidi esistenti con 20 - 30 ml di fosfato ghiacciata salina tamponata (PBS), seguita da 15 - 25 ml di ghiacciata 4% paraformaldeide (PFA). </li></ol></li><li> Rimuovere il midollo spinale. <ol><li> Tagliare la pelle dorsale del midollo spinale e eliminare qualsiasi tessuto in eccesso che circonda la lunghezza della colonna vertebrale. </li><li> Excise colonna vertebrale e tagliare via qualsiasi tessuto rimanente. Il livello attuale del laminectomia e honjury può essere confermata contando costole. </li><li> Usare le forbici Vanna e pinze a spostare piccole sezioni della colonna vertebrale in senso caudale-to-rostrale. Continuare a tagliare fino a quando il cavo è esposto sufficiente per consentire la rimozione sicura. Visualizzazione della posizione e processo di taglio può essere facilitata attraverso l&#39;utilizzo di uno stereoscopio. </li></ol></li><li> Collocare il tessuto del midollo spinale in 4% PFA. Lasciare tessuto post-fix in questa soluzione per 24 ore a 4 ° C. </li><li> Tessuto Cryoprotect incubando nel 30% di saccarosio per 24 ore a 4 ° C. </li><li> Incorpora tessuti in ottobre In breve, prendere il tessuto dal incubazione di saccarosio del 30% e rimuovere qualsiasi soluzione in eccesso. Collocare il tessuto in una cryomold pieno di ottobre e incubare per 1 ora a 4 ° C. <ol><li> Rimuovere muffa da 4 ° C, confermare l&#39;orientamento direzionale del tessuto, mettere lo stampo in un piatto di 2-metilbutano superficiale (pre-raffreddata per 1 ora in ghiaccio secco) e lasciare Office per solidificare completamente. Continuate a ghiaccio secco se si utilizza immediatamente o STOnuovamente a -80 ° C. </li></ol></li><li> Tagliare il tessuto in 20 sezioni micron sagittali con un criostato. Mount tessuto direttamente su vetrini. Conservare a -20 ° C fino al momento dell&#39;uso. </li><li> Eseguire ematossilina e eosina (H &amp; E) macchia. <ol><li> In breve, reidratare il tessuto (5 min, 2 volte), macchia con ematossilina (2,5 min), e lavare con acqua (1 min, 2 volte). </li><li> Incubare tessuti nel 50% e poi 70% di etanolo (3 min ciascuno), macchia con eosina (45 sec), e disidratare mediante incubazione a 90% (5 sec), 95% (5 sec), 100% etanolo (2 min) , e isopropanolo (2 min). </li><li> Cancella con xilene (5 min, 3 volte). NOTA: H &amp; E colorazione varia a seconda dello spessore e delle condizioni tessuto specifico. Pertanto, la standardizzazione è necessaria prima di procedere con tessuti sperimentali campioni. </li></ol></li><li> Coprire il tessuto con una sottile striscia di Permount (~ 100 micron) e coprioggetto. Premere verso il basso tutti i lati del coprioggetto per garantire la corretta distribuzione del fluido. Lasciate asciugare i vetrini O / N. </li><li> Visualize sezioni di tessuto con un microscopio e cattura immagini digitali utilizzando il software in dotazione. </li></ol>

<ol>
	<li>McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+proliferation+after+SCI+in+animal+models.">Endogenous proliferation after SCI in animal models.</a> Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).</li><li>Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+traumatic+SCI+to+assess+motor+recovery.">Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery.</a> ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).</li><li>Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. 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R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

La scelta di un modello SCI è importante nella progettazione di esperimenti per determinare l&#39;efficacia di trattamenti per casi umani di SCI. Tali esperimenti richiedono un modello animale che è altamente riproducibile limitare variabilità che può generare dati inconcludenti. Essi dovrebbero anche essere di rilevanza clinica per valutare con precisione la condizione umana sono Modeling. A tal fine, la scelta di un infortunio alla compressione o contundente su una resezione è più clinicamente rilevante 3. Tuttavia, martelli e apparati peso goccia per lesioni contusione richiedono l&#39;uso di macchine costoso e complicato. Al contrario, il forcipe calibrato modello di SCI utilizza pinze che sono facili da assemblare da materiali di laboratorio comuni modificato, e la chirurgia richiede solo un passaggio aggiuntivo dopo una laminectomia dorsale standard per esporre il midollo spinale. Tuttavia, uno svantaggio di questo metodo è che la forza di compressione viene sempre applicata lateralmente anziché dorsalmente, comeè più spesso visto in casi clinici umani di SCI 9, e le lesioni di compressione generato utilizzando il metodo influisce in misura maggiore rostrale-caudale di tessuto rispetto ai modelli contusione 1,2. Questo modello è stato dimostrato dai cedenti della tecnica, e noi, per generare riproducibili SCI 7,11, e ben si adatta alle dimensioni di topi. Inoltre, questo modello permette lesioni agli animali per essere valutati dopo trattamenti chirurgici e terapeutici utilizzando una moltitudine di test comportamentali, come il mouse Basso Scala di locomozione e test peli von Frey, per verificare che una coorte di animali condividono la stessa severità pregiudizio e deficit neurologici 7,11-13. Queste stesse tecniche possono essere utilizzati anche per valutare l&#39;efficacia dei trattamenti somministrati agli animali durante gli studi di indagine, che soddisfano i criteri generali per modelli animali utilizzati per valutare le terapie per SCI 2,7. Il metodo di produzione della pinza calibratas per il modello di lesione è semplice e può essere realizzato con una varietà di metodi differenti. Abbiamo usato il metodo distanziale 11, come pubblicato dalla Plemel 7, e abbiamo modificato anche il forcipe con una piccola vite, che non solo fornisce un metodo più semplice per la creazione del dispositivo di compressione, ma permette anche di versatilità nella regolazione della larghezza di compressione finale, di beneficio per gli studi comparativi. La gamma di opzioni per creare le pinze è quasi illimitata finché il distanziale (s) fornire un mezzo stabili sempre la chiusura della pinza alla stessa distanza e può resistere autoclave e sterilizzazione. I metodi chirurgici descritti all&#39;interno di questo video sono altamente riproducibili di tutti gli utenti, ma è necessario che la cura attenzione quando si esegue la laminectomia e suturando l&#39;animale dopo la procedura è stata eseguita in modo che il midollo spinale non subisce alcuna forze compressive aggiuntivi che possono aumentare la gravità del pregiudizio e confondere esperimenti futuri. </p&gt; Con una corretta formazione e la pratica, la pinza modello calibrato di lesioni compressione è adatto per l&#39;esecuzione di SCI in topi che imitano i casi clinici osservati negli esseri umani 2,3,7. Grazie alla facilità di creazione di pinze, producendo i topi di diversi gradi di gravità del danno può essere fatto facilmente. Questo sarà di grande beneficio per l&#39;osservazione di effetti genetici sul SCI di diversi gradi di gravità in topi transgenici, nonché valutare l&#39;efficacia dei trapianti di cellule staminali nei topi. La maggior parte degli studi in letteratura sono stati effettuati su ratti causa delle loro dimensioni, il che rende generalmente più facile da eseguire interventi chirurgici. Tuttavia il metodo pubblicato da Plemel et al. 7 e descritto da noi in questo video dovrebbe consentire SCI essere eseguita su topi con grande facilità e riproducibilità.

Modelli animali di SCI sono strumenti preziosi per valutare l&#39;efficacia dei paradigmi terapeutici atti a mitigare i danni in conseguenza di un trauma al midollo spinale. Per necessità sperimentale, questi modelli devono fornire deficit riproducibili in locomotore e comportamenti sensoriali, essere regolabile per produrre lesioni di diversa gravità, e dimostrano che la gravità del pregiudizio correla con il grado di deficit neurologico osservato. Ci sono tre tipi principali di SCI con caratteristiche distinte di lesioni: transection, contusioni, e compressione 1. Brevemente, una lesione transezione è una lacerazione al midollo spinale, lesioni contusione nasce da una breve forza focale applicata al midollo spinale dorsale, e una lesione di compressione si verifica quando una forza viene applicata pregiudizievole al midollo spinale, e può anche essere denominata lesione da schiacciamento 2. Lesioni complete transection sono clinicamente rare negli esseri umani 3, mentre una contusionelesioni d compressione sono più comuni. Il pregiudizio compressione produce un risultato simile a quello che si trova in SCI umana causata da, per esempio, la compressione tumore o altre forze di compressione pregiudizievoli, e può essere eseguita utilizzando un semplice array di utensili. Contusione e compressione lesioni sono simili in quanto entrambi sono una forza di compressione ed entrambi hanno caratteristiche patologiche simili, come la disorganizzazione citoarchitettonica, e evocano reazioni endogene simili a ferite 1,4. Il modello contusione applica solito questa forza al midollo spinale dorsale usando un apparecchio speciale in modo simile ai casi umani di SCI risultanti da una occlusione della colonna vertebrale 2,5,6. Al contrario, le lesioni compressione possono essere generati da una varietà di metodi di applicazione di una forza laterale o dorsalmente. Metodi di un infortunio di compressione comprendono tarati pinze 7, clip per aneurisma 2, o mettendo un peso direttamente sul midollo spinale 8. Un vantaggio delclip aneurisma è che sono in grado di fornire diverse quantità di forza 9. Il metodo di aggiunta di pesi alla superficie dorsale del midollo spinale direttamente 8 richiede il peso di essere in posto per 10 min, aumentando drasticamente la lunghezza della chirurgia e conseguente incongruenze dovute al posizionamento del peso e movimento dovuto alla respirazione del animale. A causa delle piccole dimensioni di topi, situando animali in apparati specializzati, progettati per l&#39;utilizzo in ratti, come martelli per lesioni contusione, potrebbe essere difficile o provocare lesioni incoerenti 7. Tuttavia, i topi sono disponibili in un&#39;ampia gamma di ceppi transgenici, a differenza degli animali più grandi come topi o conigli che sono molto utili per la ricerca SCI. Il metodo di utilizzo di pinze Plemel calibrate per comprimere il midollo spinale genera un SCI riproducibile con un alto grado di correlazione tra la gravità pregiudizio e deficit neurologici 7. Questo modello SCI chirurgicogenerato utilizzando una coppia di n ° 5 pinze Dumont modificati che si terrà a parte ad una distanza definita da una resina epossidica metallo o altro ostacolo per evitare la chiusura completa. Questa distanza progettato assicura che la pinza sarà sempre vicino a una certa larghezza in più interventi chirurgici e da diversi utenti. Il vantaggio del metodo Plemel è che i materiali per produrre il forcipe calibrato possono essere facilmente acquistati ed assemblati in laboratorio, senza necessità di attrezzature specializzate. Queste pinze possono sopportare vari cicli di autoclave e sterilizzazione, e la mancanza di un, apparecchiatura ingombrante separato ottimizza interventi chirurgici. In questo video dimostriamo l&#39;uso chirurgico di una coppia di pinze calibrate sul mouse midollo spinale per generare un pregiudizio compressione. Ci rivolgiamo anche preoccupazioni unici legati alla cura di midollo spinale danneggiato animali da laboratorio per migliorare la loro qualità di vita post-operatorio e ridurre la mortalità.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Lesioni compressione del midollo spinale murino sono modelli animali preziosi per lo studio delle lesioni del midollo spinale (SCI) e la terapia rigenerativa vertebrale. La pinza del modello calibrato di lesioni compressione è una comoda, a basso costo, e il modello animale molto riproducibile per SCI. Abbiamo utilizzato un paio di pinze modificati secondo il metodo pubblicato da Plemel et al. (2008) per comprimere lateralmente midollo spinale ad una distanza di 0,35 mm. In questo video, si prova di una laminectomia dorsale per esporre il midollo spinale, seguita da compressione del midollo spinale con la pinza modificati. Nel video, potremo anche affrontare le questioni legate alla cura degli animali da laboratorio paraplegici. Questo modello produce lesioni topi che presentano compromissione nella sensazione, così come la funzione degli arti posteriori locomotoria compromessa. Inoltre, questo metodo di lesioni produce aberrazioni consistenti nella patologia del SCI, come determinato mediante metodi immunoistochimici. Dopo aver visto questo videoeo, gli spettatori dovrebbero essere in grado di determinare le forniture e metodi necessari per la produzione di SCI di diversa gravità nel topo per studi su SCI e / o trattamenti volti ad attenuare impairment dopo l&#39;infortunio.

Abbiamo eseguito un laminectomia su 12 topi (ai 25 - 30 grammi) come descritto sopra, seguito da compressioni spinali a 0.25 mm (n = 4) 0,35 mm (n = 4) e 0,55 millimetri (n = 4). Abbiamo sacrificato animali alle tre (n = 6) e sette (n = 6) lesioni giorni post di perfusione intracardiaca. Il midollo spinale è stato rimosso dalla colonna vertebrale, e il tessuto è stato preparato e trattato come descritto sopra. Immagini di tutta la colonna vertebrale sono state scattate con un microscopio digitale Leica EZ4 e software di accompagnamento. Immagini di sezioni del midollo spinale sono state prese a 2X ingrandimento usando un microscopio digitale Olympus e che accompagnano il software. Abbiamo trovato che la compressione del midollo spinale produce una lesione con l&#39;epicentro al sito della compressione (Figura 1). Gli effetti del pregiudizio estendono diversi millimetri nelle direzioni rostrale e caudale. La gravità del danno aumentata come la distanza tra i distanziatori diminuita (0,25 mm&gt; 0,35 millimetri&gt;0,55 millimetri, Figura 2). Tre giorni dopo la compressione c&#39;era sangue l&#39;epicentro del pregiudizio e delle regioni circostanti che non era presente 7 giorni dopo infortunio. Le compressioni 0,25 millimetri e 0,35 millimetri prodotte una cavità, ma non il modello 0,55 millimetri. Dopo 7 giorni, la dorsale e sostanza bianca ventrale gran parte diminuiti in dimensioni l&#39;epicentro, l&#39;organizzazione materia grigia è stata fortemente distorta, e la cavitazione era persistente. Queste alterazioni cytoarchitectonical sono tradotti in motore e le alterazioni sensoriali del comportamento degli animali valutati mediante prove adeguate come la Basso mouse Scala per Locomotore Function e capelli e cloruro di etile test von Frey per la funzione sensoriale, come abbiamo dimostrato in precedenti pubblicazioni 8. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Immagini rappresentative del midollo spinale intatta prima e aflesioni ter. (A) Intact midollo spinale. (B) del midollo spinale dopo 0,35 millimetri di compressione. Le frecce indicano confine di lesioni. Asterisk identifica epicentro di lesioni. D = Dorsale, L = laterale. Bar Scala:. 0,50 millimetri <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Figura 2. Immagini rappresentative della topo midollo spinale, prima e dopo la ferita di compressione a diverse larghezze di compressione. (A) sezione sagittale del controllo midollo spinale. (B) Sezione coronale in epicentro di un 0,35 millimetri SCI 7 giorni lesioni compressione dopo (dpi). (C, E, G) sezioni sagittali di midollo spinale 3 dpi ad una larghezza di 0,25 , 0,35 o 0,55 millimetri. (D, F, H) sezioni sagittali di H &amp; E macchiato midollo spinales 7 dpi ad una larghezza di 0,25, 0,35 o 0,55 mm. Per Asterisk identifica epicentro di lesioni. Tutte le sezioni colorate con H &amp; E. D = Dorsale, L = laterale. Bar Scala:. 1,25 millimetri <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K Views.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Acuta e Cronica test sensoriale tattile dopo lesione del midollo spinale in ratti

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Ricerca

Medicina

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modello contusivo unilaterale di lesioni del midollo spinale cervicale Uso della Impactor Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modello Contusione di gravi lesioni del midollo spinale nei ratti

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Valutazione delle vie respiratorie di attivazione muscolare Utilizzando respiratoria Motor Control Assessment (RMCA) in soggetti con lesioni spinali croniche

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Un modello murino di cervicale lesioni del midollo spinale per studiare post-lesionale respiratoria neuroplasticità

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controllata corticale modello Impact per trauma cranico

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema radio-telemetria per monitorare la funzionalità cardiovascolare in ratti con midollo spinale e Transection embrionali staminali neurali Innesti cellulari

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation in Sperimentale Contusivi Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Ultrasuoni Imaging per la valutazione di Spinal Cord Blood Flow in Sperimentale midollo spinale Lesioni

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis-indotta ischemia focale come un modello di lesioni del midollo spinale nei topi

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...