Gli autori ringraziano numerosi personale EPA cui contributi reso il monitoraggio effettuato durante la ICR e UCMR3 possibile, i seguenti investigatori principali di altri studi EPA riportati: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, e Tim Wade; e Shannon Griffin e Michael Ware per revisione critica di questo manoscritto. Gli autori ringraziano i Water Works Indian Hill per l&#39;utilizzo di una delle loro case pompa per dimostrare la raccolta del campione. Anche se questo lavoro è stata valutata da USEPA e approvato per la pubblicazione, è possibile che non riflettono necessariamente la politica ufficiale dell&#39;Agenzia. Menzione di nomi commerciali o prodotti commerciali non costituisce approvazione o raccomandazione per l&#39;uso.

1. Procedure preliminari <ol><li> Montare un apparecchio filtro standard come mostrato in Figura 1 costituito da un modulo di aspirazione, un modulo contenitore della cartuccia, e un modulo di scarico come descritto in Materiali Supplementari. </li><li> Calibrare il flusso metro / totalizzatore alle portate utilizzati per il campionamento prima del primo utilizzo. Controllare la calibrazione dopo il primo uso e dopo un mese di utilizzo. Se la calibrazione portata è cambiato dopo o il primo utilizzo o dopo il primo mese di utilizzo, determinare la frequenza dei controlli di taratura come descritto in Materiali Supplementari. <ol><li> Collegare un modulo di scarico di un modulo di aspirazione e quindi collegare il modulo di alimentazione ad un rubinetto. Impostare il flusso meter / totalizzatore per leggere la portata. Aprire il rubinetto completamente e poi regolare la portata di 10 l / min con la valvola di bronzo globo. Una volta che il flusso è stabile a 10 L / min, azzerare il flusso meter / totalizzatore leggere volume totale. </li><li> Posizionare il outrilasciare il modulo di scarica in un 4 L o superiore cilindro graduato e contemporaneamente azzerare il contatore a zero. Misurare la lettura totalizzatore al segno 4-L e il tempo necessario per raggiungere il simbolo 4 L sul cilindro. Modificare l&#39;impostazione torna alla portata del flusso metro / totalizzatore. NOTA: Se la portata era sceso al di sotto di 9.95 L o aumentato a più di 10.05 L dopo aver completato Passo 1.2.2, attendere che la portata è stabile e ripetere il punto 1.2.2. Un contatore tarato correttamente raggiungerà il segno 4 L sul cilindro graduato a 24 ± 1 sec con una lettura di 4,0 ± totalizzatore 0,04 L. </li><li> Se la lettura totalizzatore è inferiore o superiore a 3.96 4.04 L, calcolare un fattore di correzione necessario per regolare la differenza osservata. Ad esempio, se il flusso meter / totalizzatore legge 3,9 L al simbolo 4 L sul cilindro graduato, il fattore di correzione sarebbe 1.026 (4 ÷ 3.9). Così, se il volume desiderato di un campione campo erano 300 L, il volume raccolto secondo la reading sul flusso metro / totalizzatore dovrebbe essere di 300 ÷ 1.026 = 292,4 L. </li></ol></li><li> Sterilizzare l&#39;apparato filtro standard e prepararlo per la raccolta del campione. <ol><li> Sterilizzare aspirazione e cartuccia moduli abitativi con 0,525% di ipoclorito di sodio per almeno 30 minuti prima di ogni utilizzo immergendo o completamente i moduli nelle soluzioni o facendo circolare l&#39;ipoclorito di sodio se i moduli con una pompa. Risciacquare i moduli con dH 2 O sterile e poi declorare in una soluzione contenente 50 ml di 1 M di sodio tiosolfato per litro di acqua distillata sterile per 5 min. Coprire il modulo dell&#39;apparato campionamento filtro si conclude con un foglio di alluminio sterile. </li><li> Aggiungere un filtro a cartuccia elettropositivo al asettico modulo di contenitore della cartuccia. NOTA: Fare attenzione che il filtro cartuccia sia inserito correttamente nelle sedi. Correttamente filtri seduti non perdere e il filtro non si muoveranno all&#39;interno dell&#39;alloggiamento volta agitato. Le guarnizioni aproperly filtro seduta avrà rientranze visibili mostrano dove i contatti filtrarli. Le guarnizioni devono sempre essere controllati per rientranze immediatamente dopo il filtro viene rimosso dalla custodia. </li><li> Registrare un numero unico campione su un foglio dati di esempio (vedi Materiali supplementari per un esempio) e poi prendere o spedire l&#39;apparecchio di campionamento del filtro e la scheda di dati di esempio per l&#39;individuo che si raccoglie il campione campo, insieme con le necessarie istruzioni concernenti campione raccolta (per esempio, il volume del campione, la posizione di campionamento, ecc). </li></ol></li></ol> 2. Preparazione per la raccolta del campione al campionamento Sito <ol><li> Lavarsi le mani al momento dell&#39;arrivo in luogo di raccolta e di indossare guanti chirurgici per ridurre al minimo la possibilità di contaminazione del campione. Non raccogliere campioni caso di sintomi intestinali o respiratori. Cambiare i guanti frequentemente, e soprattutto dopo aver toccato rubinetti e altri oggetti che potrebbero essere contamminata. </li><li> Record campione significativo il monitoraggio di informazioni su una scheda di dati di esempio. Informazioni rilevanti includono sito e identificazione del campione, il nome del campionatore, e modelli di attrezzature e numeri di serie. </li><li> Aprire il rubinetto dell&#39;acqua per 2-3 minuti per eliminare eventuali residui che si è stabilito in linea. Se necessario, utilizzare un tubo da giardino o il tubo per raggiungere uno scarico durante questa fase. </li><li> Se sono collegati i moduli apparecchi campionamento, scollegare e proteggere le estremità aperte del modulo contenitore della cartuccia con un foglio sterile. Collegare il modulo di scarico al modulo di aspirazione e quindi collegare sia al rubinetto dell&#39;acqua. Collegare un tubo da giardino sull&#39;estremità del modulo di scarica e inserire l&#39;estremità libera nel contenitore polipropilene 1 L. </li><li> Aprire il rubinetto e passare almeno 75 L di acqua da campionare attraverso l&#39;apparecchio. <ol><li> Misurare e registrare i parametri di qualità dell&#39;acqua durante il periodo flush acqua che scorre nel polipropilene Contenitori cloro residsessuali, pH, temperatura e torbidità. </li><li> Dopo aver spento l&#39;acqua al rubinetto, disconnettere il modulo di scarico dal modulo di aspirazione, e quindi collegare il modulo contenitore della cartuccia alla presa del modulo di aspirazione e il modulo di scarico all&#39;uscita del modulo vano cartuccia. Ripristinare il totalizzatore lettura a zero. </li></ol></li></ol> 3. Campo Raccolta dei campioni <ol><li> Registrare la lettura iniziale totalizzatore con la data e l&#39;ora e poi aprire lentamente il rubinetto dell&#39;acqua. <ol><li> Assicurarsi che l&#39;alloggiamento della cartuccia è in posizione verticale e che riempie completamente di acqua. Alcune custodie hanno un pulsante di sfiato che può essere premuto per espellere l&#39;aria dal corpo durante il processo di riempimento. </li><li> Aprire completamente il rubinetto. Regolare la portata di 10 l / min con la valvola di bronzo globo e quindi registrare la portata iniziale. </li></ol></li><li> Passare 300 L di acqua di superficie o 1.500 a 1.800 L delle acque sotterranee attraverso l&#39;apparecchio utilizzandole letture del totalizzatore (come modificato, se necessario). Se gli zoccoli filtro prima il volume richiesto è raggiunto e più della metà del volume sono stati raccolti, utilizzare un secondo modulo alloggiamento del filtro per raccogliere il campione rimanente, se disponibile. </li><li> Osservare la portata come il volume del campione si avvicina alla fine del periodo di campionamento e spegnere il flusso dell&#39;acqua al rubinetto campione. Registrare il tasso finale di flusso, la data, l&#39;ora del giorno, la lettura finale totalizzatore, e il volume totale del campione. </li><li> Scollegare l&#39;apparecchio di campionamento del filtro dal rubinetto. Scollegare il modulo contenitore della cartuccia dagli altri moduli. <ol><li> Girare l&#39;alloggiamento del filtro (s) a testa in giù e lasciare l&#39;acqua in eccesso di defluire fino a quando non più acqua si scaricherà da entrambe le porte di entrata e uscita. </li><li> Ruotare il corpo in posizione verticale e coprire le rapide si collega a ciascuna estremità con un foglio di alluminio sterile. Posizionare l&#39;alloggiamento in una o più sacchetti di plastica sigillabili. </li><li> Scaricare l&#39;acqua dalla presa e dModuli ischarge. Posizionare i moduli in uno o più sacchi di plastica sigillabili. </li></ol></li></ol> 4. Spedizione di campo Campioni <ol><li> Posizionare i moduli apparecchi campionamento filtro in un deposito e trasporto dispositivo di raffreddamento isolato. </li><li> Aggiungere pacchetti di ghiaccio congelati o cubetti di ghiaccio doppio imballaggio al magazzinaggio e trasporto cooler per garantire che il campione rimanga tra 1-10 ° C durante la spedizione. Due grandi o 6-8 piccoli impacchi di ghiaccio dovrebbe essere sufficiente. </li><li> Posizionare un termografo nello stoccaggio isolato e il trasporto al torace in una posizione senza contatto a impacchi di ghiaccio o sacchetti di ghiaccio. NOTA: Il termografo è opzionale se il laboratorio di analisi verrà utilizzato un termometro a infrarossi visiva per misurare la temperatura del vano cartuccia immediatamente all&#39;arrivo e l&#39;apertura del contenitore. </li><li> Riempite ogni spazio vuoto con materiale di imballaggio e poi posizionare il foglio dati di esempio, protetta in un sacchetto di plastica richiudibile, in top. Chiudere lo stoccaggio e il trasporto isolato petto e nastro adesivo per evitare che entri dell&#39;acqua. </li><li> Trasportare o spedire il campione al laboratorio di analisi. Assicurarsi che il campione arriva al laboratorio di analisi entro 24 ore dopo l&#39;inizio della raccolta del campione campo (cioè, il tempo registrato al punto 3.1). </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Diversi tipi di filtro per concentrazione di virus dalle acque ambientali sono stati utilizzati nel corso degli anni 26. I metodi attuali impiegano ultrafiltri 27, filtri elettronegativi 13,28,29, filtri lana di vetro di 23, e filtri elettropositivi 30. Filtri elettronegativo stati ampiamente usati per molti anni, ma un requisito per l&#39;aggiunta di sale e la regolazione del pH dell&#39;acqua nel campo prima o durante il campionamento limita la loro utilità 13. La scelta del filtro più pratica per il campionamento campo è filtri elettropositivi. Questi filtri consentono il campionamento di grandi volumi di acqua a portate elevate e senza condizionamento dell&#39;acqua. I filtri di lana di vetro sono l&#39;opzione meno costosa, ma hanno portate più lenti rispetto ai filtri elettropositivi e non sono disponibili in commercio. Ultrafiltri offrono i più alti recuperi di virus su una vasta gamma di qualità delle acque, ma l&#39;attrezzatura necessaria per sampling non è prontamente campo portatile e il tempo necessario per raccogliere campioni è molto più lungo 27. Metodi di recente sono stati sviluppati che uso precondizionato filtri elettronegativi per evitare la necessità di regolazione nel campo, ma questi non sono applicabili per la raccolta di grandi volumi di campione 28,29. Metodo EPA 1615 utilizza filtri a cartuccia elettropositivi che ottengono la loro carica positiva da entrambi in alluminio nanofibre di ossido o ammine quaternarie. I vantaggi del primo sul secondo è che è meno costoso e raccoglie efficacemente virus dalle acque su una più ampia gamma di valori pH naturale 30,31; Tuttavia, ciascuna cartuccia, così come i filtri di lana di vetro usati da Borchardt e colleghi forniscono recuperi simili di enterovirus e norovirus da 23,31,32 acqua (Cashdollar, dati non pubblicati). I filtri a cartuccia sono collocati in un semplice apparecchio di campionamento che è stato progettato per semplificare la raccolta di campionie ridurre la contaminazione durante il campionamento. Metodi standard hanno un valore inestimabile quando grandi studi sono condotti utilizzando più laboratori di analisi. Metodo EPA 1615 fornisce le procedure standard e linee guida per ridurre al minimo le due grandi questioni di raccolta del campione che possono influenzare i dati raccolti nel corso di questi studi a falsi risultati positivi derivanti dalla contaminazione durante il prelievo del campione o dai componenti apparecchi adeguatamente disinfettati, e l&#39;intasamento dei pori del filtro dai componenti in l&#39;acqua viene campionata. Proprio come i virus enterici possono essere diffuse da persona a persona, a causa di igiene inadeguati, i virus possono essere introdotti in campioni da mani o le mani mal lavate con guanti contaminati 33. E &#39;essenziale che i campionatori capire le potenziali vie di contaminazione e di utilizzare una tecnica asettica durante il campionamento. Campionatori dovrebbero capire che i guanti vengono utilizzati principalmente per proteggere il campionatore dall&#39;esposizione e non pProteggete l&#39;apparecchio dalla contaminazione. Lavare le mani prima dell&#39;inizio del campionamento e la cura deve essere presa durante la vestizione di guanti per evitare la mano a guanto contaminazione. Campionatori con sintomi di gastroenterite o respiratori non devono raccogliere campioni, in quanto potrebbero essere spargimento enterovirus o norovirus in alti livelli. In secondo luogo, occorre prestare attenzione per impedire il passaggio del virus da eventi di campionamento precedenti. Per minimizzare questo potenziale fonte di contaminazione, l&#39;apparato campionamento Metodo 1615 è stato modificato da quello della ICR non includendo un regolatore di pressione e misuratore di pressione tra l&#39;ingresso e il modulo contenitore della cartuccia. Questi componenti sono stati rimossi a causa delle pressioni osservati durante gli eventi di campionamento sono stati sempre al di sotto del limite massimo di abitazioni (ad esempio, 125 psi per custodie a cartuccia da 5 pollici) e perché erano difficili da disinfettare. Quest&#39;ultimo problema è stato dimostrato attraverso l&#39;uso di apparecchiature controlli in bianco in vudies successiva alla ICR 6,20. La misura in cui ha interessato i dati ICR è sconosciuta, ma probabilmente era piccolo; c&#39;erano solo due campioni falsi positivi negativi di valutazione delle prestazioni durante lo studio (dati non riportati). Per ridurre ulteriormente la possibilità di contaminazione riporto, si raccomanda inoltre che il tubo di ingresso del modulo sostituito dopo ogni evento di campionamento. È particolarmente importante garantire un&#39;adeguata disinfezione se l&#39;apparecchio è stato utilizzato per un controllo di qualità o prestazioni che è stato seminato con il virus. Prima di eseguire la disinfezione, la concentrazione di cloro libero deve essere misurato per perdite durante la conservazione. Oltre ai cambiamenti nella configurazione dell&#39;apparecchiatura sopra descritta, è essenziale che sbozzati attrezzature regolari eseguire per dimostrare che la disinfezione è efficace. Metodo 1615 stabilisce che gli spazi di attrezzature essere eseguite con apparecchiature che sono stati disinfettati dopo essere stato utilizzato per i controlli di virus-seeded, semplificando in tal modola procedura eliminando la necessità di passare una soluzione antivirus testa di serie attraverso l&#39;apparecchio prima di disinfezione. La concentrazione di disinfettante è stato aumentato a 0,525% ipoclorito per Method 1615, come questa concentrazione è necessaria sia per inattivare virus vitali dell&#39;apparecchio e per degradare gli acidi nucleici. Pertanto, gli spazi degli apparecchi devono essere analizzati utilizzando sia colture cellulari e saggi qPCR. Entrambi i tipi di filtri elettropositivi sono stati oggetto di intasamento nel corso degli studi riportati nella tabella 1. Un numero imprecisato di campioni con volumi ridotti può essere dovuto a errori di campionamento, come ad esempio una lettura errata della totalizzatore o un arresto precoce intenzionale di campionamento per incontrare un altro termine, in particolare per le acque con valori di torbidità inferiore a 20 NTU. Il grado di intasamento dipende sia sui parametri di tipo di filtro e di qualità dell&#39;acqua. Prefiltri fornire qualche misura di miglioramento, ma se usato, dovrebbero essere elaborati e analizzatiseparatamente dal filtro elettropositivi. La raccomandazione corrente per la UCMR3 è che il campione essere raccolto senza prefiltri con filtri basati nanofibre-ossido di alluminio a due se almeno la metà del volume può essere raccolto con il primo filtro.

Virus enterici umani si replicano all&#39;interno del tratto gastrointestinale e si diffondono attraverso la via fecale-orale. Questi virus sono spesso trovati in acque di scarico in alte concentrazioni 1-3. Possono persistere negli effluenti fognari 4,5, e in superficie di 6,7, a terra 8-10, e trattati di bere 11 acque. Quando presente, la concentrazione del virus nelle acque ambientali negli Stati Uniti in genere è troppo bassa per la misura diretta 12,13. Ciò richiede che i virus concentrare da grandi volumi di acqua. Durante la raccolta informazioni Rule (ICR) monitoraggio condotto dalla US Environmental Protection Agency (EPA) 14, le concentrazioni di virus di campioni positivi in acqua di fonte delle grandi imprese a livello nazionale a distanza ,009-19,7 più probabile numero di unità infettive (MPN) / L. Concentrazioni mediane e medie di campioni positivi erano 0,03 e 0,17 MPN / L per le acque di sorgente da corsi d&#39;acqua, 0,01a 0,07 MPN / L per quelli provenienti da laghi e bacini, e 0,04-0,74 MPN / L per coloro che utilizzano le acque sotterranee 11 (dati dal ICR Aux1 database access 18 mesi del 2000/04/25). Le concentrazioni di virus di campioni positivi da uno studio USEPA di acque sotterranee nazionali variava 0,009-2,12 unità infettive / L con mediana e le concentrazioni medie di 0,13 e di 0,29 unità infettive / L 8. La concentrazione del virus in campioni di acque sotterranee positivi era più alto rispetto a quelli in corsi d&#39;acqua. La maggior parte degli impianti che utilizzano le acque sotterranee in questi studi ottenuti acqua da falde acquifere situate in regioni carsiche. Questi, insieme a quelli situati in calcare e cristallina impostazioni (bedrock fratturato) possono avere concentrazioni di virus superiori in altri contesti 8,15,16. Metodi virus USEPA specificano i volumi di campionamento di 200 L (ICR) per 300 L (Metodo 1615) delle acque di superficie e 1.000 L (ICR) per 1.500 L (Metodo 1615) delle acque sotterranee 17,18. Tuttavia, anche con l&#39;uso digrandi volumi di campione, la maggior parte dei campioni idriche superficiali e sotterranee sono negativi per il virus 8,11,19,20. I virus presenti nelle acque di superficie rappresentano un potenziale rischio per la salute dei consumatori di acqua potabile. La superficie dell&#39;acqua regola il trattamento richiede che tutti gli impianti di trattamento che utilizzano l&#39;acqua di superficie per ridurre le concentrazioni di virus di almeno 4-log. Anche con una riduzione del 4-log, le concentrazioni di virus infettivi in acqua di fonte più piccolo 0,0044 MPN / L potrebbe portare a un&#39;infezione al giorno assumendo tale esposizione e trattamento condizioni medie ed i parametri di risposta della dose per rotavirus 11,21. Il rischio di virus in acque sotterranee non trattati potrebbe essere ancora maggiore a causa della mancanza di trattamento e occorrenza virale. Borchardt e colleghi stimano che fino al 22% di gastroenterite acuta negli adulti e il 63% nei bambini di meno di cinque anni potrebbero essere causa di virus in acqua potabile nelle comunità con le acque sotterranee non trattate 19. USEPA Metodo 1615 è stato sviluppato per rilevare enterovirus e norovirus durante il ciclo di terza monitoraggio del regolamento di monitoraggio non regolamentata contaminanti (UCMR3) 22 come un cittadino seguito alle conclusioni di Borchardt e colleghi 19,23. Il metodo USEPA è stato progettato principalmente per misurare il virus in sistemi che utilizzano le acque sotterranee non trattati, ma è stato scritto più in generale per includere altri tipi di matrice acqua. Il nuovo metodo è un ibrido preservare molti componenti del metodo precedente virus usato per il ICR 17, l&#39;aggiunta di procedure molecolari basata sul metodo di Borchardt et al. 19,23, e set di primer aggiuntivi per norovirus 24. Lo scopo di questo documento è di descrivere il procedimento di campionamento ed i passaggi necessari per mantenere l&#39;integrità del campione durante il prelievo e la spedizione. Una valutazione complessiva del metodo è descritto in Cashdollar et al. 25. Questo protocollo riguarda semplice collectio campon delle acque superficiali e sotterranee, dove una pompa e prefiltro non sono necessari e dove non sono necessarie regolazioni per pH o la presenza di un disinfettante in acqua da campionare. I requisiti di campionamento più complessi sono descritti in Fout et al. 17,18.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:215px;">Name of the reagent/Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:129px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:271px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">1-L polypropylene bottle</td>
			<td style="width:99px;">Nalgene</td>
			<td style="width:129px;">2104-0032</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Aluminum foil squares</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06275-40</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Autoclave</td>
			<td style="width:99px;">Steris</td>
			<td style="width:129px;">Amsco Lab Series</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Bubble wrap</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50776</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Uline</td>
			<td style="width:129px;">S-12283</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">S31798C</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Commercial ice packs</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06345-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Cool safe box</td>
			<td style="width:99px;">Diversified Biotech</td>
			<td style="width:129px;">CSF-BOX</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Gauze sponge</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-415-469</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Graduated cylinder</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06135-90</td>
			<td style="width:271px;">4-L or larger</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Hype Wipe</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">14-412-56</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">iButtons temperature data logger</td>
			<td style="width:99px;">Maxim</td>
			<td style="width:129px;">DS1921G</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Insulated storage and transport chest</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">11-676-12</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Packing tape</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50083</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable chlorine colorimeter II test kit</td>
			<td style="width:99px;">Hach</td>
			<td style="width:129px;">5870062</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable pH and temperature probe</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">PHH-830</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable turbidity meter</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">TRB-2020-E</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">PTFE thread tape</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">08270-34</td>
			<td style="width:271px;">Use on all threaded connections</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Pump, Centrifugal Magnetic Drive</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">72010-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Reduction nipple</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06349-87</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;">Use locally available household bleach</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium thiosulfate (Na2S2O3)</td>
			<td style="width:99px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">217247</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Surgical gloves</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">19-058-800</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Waterproof marker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-290546</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;"></td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:215px;">Media</td>
			<td style="width:99px;">Composition</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="299">
			<td height="299" style="height:299px;width:215px;">0.525% sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.&#160; Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="240">
			<td height="240" style="height:240px;width:215px;">1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.&#160; Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Filtro intasamento è un grave problema potenziale che può essere rilevato con Metodo 1615. intasamento diminuisce la portata di acqua attraverso il filtro. In alcuni casi questo può essere superato aprendo la valvola a globo per consentire una maggiore portata. In altri casi il filtro diventerà completamente intasato prima che il volume desiderato è passato attraverso di essa. La tabella 1 mostra la percentuale di campioni con volumi ridotti in funzione del tipo di filtro, tipo acqua e torbidità. Intasamento si è verificato con i campioni sia di acque sotterranee e acque superficiali, con il filtro a base di ossido di alluminio nanofibre superando il filtro a base di ammina quaternaria per campioni di acque sotterranee, mentre il contrario è stato il caso per i campioni di acqua di superficie. Complessivamente, il 6% dei campioni raccolti utilizzando il filtro a base di ammina quaternaria erano carenti in termini di volume, mentre il 10% dei campioni raccolti con i filtri basati su nanofibre ossido di alluminio non è riuscito a soddisfare il volume minimo specificato necessaria a causa di intasamento. In generil, intasamento aumentata con torbidità, ma un numero di componenti diversi contribuiscono alla torbidità e alcuni di questi non portano ad intasamenti. Per esempio, 43% di tutti gli eventi che si verificano durante l&#39;intasamento studio ICR fosse limitato a due sistemi fluviali (dati non mostrati). Durante l&#39;ICR il volume minimo di destinazione per le acque superficiali era di 200 L. Il volume medio raccolti nel corso dello studio è stato 217 ± 32 L con un volume medio di 208 L (dati dal ICR Aux1 database access 18 mesi datato 2000/04/25) . Così, il volume completo può essere raccolto da molte acque anche con forti torbidità. L&#39;ICR richiesto campionatori di utilizzare un prefiltro quando torbidità sono stati oltre 75 NTU, ma anche con un prefiltro, il 34% dei campioni raccolti in acque con torbidità oltre 75 NTU intasato. Metodo 1615 raccomanda l&#39;uso di un prefiltro con le acque più di 50 NTU; Tuttavia, dalla pubblicazione del metodo 1615, diverse opzioni prefiltro diverse oltre a quelle elencate nel metodo sono statitestato. Nessuno di questi determinato un miglioramento significativo volume di campione (dati non mostrati). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg" /> Figura 1. Filtro standard Apparecchiatura. L&#39;apparecchiatura filtro standard consiste di aspirazione, scatola del filtro, e moduli di scarico (vedi Materiali supplementari per una descrizione di ogni modulo). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Totale Campioni un </td><td> Numero di campioni carenti b </td><td> Percentuale campioni carenti </td><td> Torbidità (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Le acque sotterranee con Nano Ceramica<html> Filtri c </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> L&#39;acqua di superficie usando Filtri Nano Ceramica c </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 d </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 d </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> Totale Nano Ceramica c </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Le acque sotterranee utilizzando 1MDS Filtri c </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>ext-align: center &quot;&gt; Acqua di superficie usando 1MDS Filtri c </td></tr><tr><td> 2693 </td><td> 27 </td><td> 1 e </td><td> &lt;20 e </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 f </td><td> 20 - &lt;50 f </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 e </td><td> 50 - &lt;75 g </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 e, f </td><td> ≥ 75 e, f, g </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> Totale 1MDS c </td></tr><tr><td> 3.869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Filter Capacità a campioni sono dai seguenti studi da cui sono disponibili i dati di volume e torbidità:. 1) studio ICR di EPA (dati dal ICR Aux1 database access 18 mesi del 4/25/2000), 2) studio USEPA acque sotterranee 8, 3) USEPA Lawrence e Lowell, MA studio (dati non pubblicati), 4) studio USEPA Mississippi River (dati non pubblicati), 5) lo studio impianto di trattamento dell&#39;acqua potabile USEPA (dati non pubblicati), 6) Metodo USEPA 1615 studio di valutazione di 25, e 7) i primi tre mesi di monitoraggio UCMR3 (dati non pubblicati). b campioni in cui il filtro intasato prima che il volume minimo di acqua indicata per ciascuno studio sono stati raccolti. Questo è stato di 200 L per le acque superficiali e 1.500 L per le acque sotterranee, ma era 200 L per le acque di sorgente che erano acque sotterranee sotto il USEPA ICR e 1.893 L per lo studio delle acque sotterranee USEPA. C La capacità di raccogliere la minima pieno volume specificato è significativamente diverso per I campioni raccolti usando Nano Ceramica e filtri 1MDS (P = 0.002) e tra acque superficiali e sotterranee, sia generale (P &lt;0,001) e per ogni tipo di filtro (P &lt;0.001) con il test di Mann-Whitney della somma dei ranghi. d &amp; #8211, g gruppi con lo stesso valore apice sono significativamente differenti (P &lt;0,05) secondo il Kruskal-Wallis One Way analisi della varianza in prova Ranks e procedura multipla di confronto di Dunn coppie. Per tutti i test statistici la variabile dipendente è il volume passata attraverso il filtro come una frazione del volume minimo specificato, ma con un valore massimo di 1,0.

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EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Evento in acqua per la cultura e RT-qPCR. I. Raccolta di campioni di virus

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

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JoVE Journal

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12.1K Views.  U.S Environmental Protection Agency. EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Video: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

A Procedura piccolo volume per concentrazione virale da Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

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EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di cultura e RT-qPCR. II. Totale coltivabili Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di Cultura e RT-qPCR. Parte III. Rilevamento virus mediante RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Automated Gel Selection Size per migliorare la qualità delle Biblioteche di sequenziamento di nuova generazione Preparato da campioni di acqua ambientale

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Un metodo semplice per Automated fase solida estrazione di campioni di acqua per l&#39;analisi immunologiche di piccole inquinanti

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VacuSIP, un metodo migliorato per Inex<em&gt; In Situ</em&gt; Misura di particolato e sciolto composti elaborati da Alimentatori sospensioni attive

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

L&#39;utilizzo di una cartuccia filtrante per filtrazione di acqua campioni ed estrazione di DNA ambientale

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

A Lipid Extraction and Analysis Method for Characterizing Soil Microbes in Experiments with Many Samples

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial communities, a relatively precise but effort-intensive technique to assay microbial community composition is phospholipid fatty acid (PLFA) analysis. PLFA was developed to analyze phospholipid biomarkers, which can be used as indicators of microbial biomass and the composition of broad functional groups of fungi and bacteria. It has commonly been used to compare soils under alternative plant communities, ecology, and management regimes. The PLFA method has been shown to be sensitive to detecting shifts in microbial community composition.
An alternative method, fatty acid methyl ester extraction and analysis (MIDI-FA) was developed for rapid extraction of total lipids, without separation of the phospholipid fraction, from pure cultures as a microbial identification technique. This method is rapid but is less suited for soil samples because it lacks an initial step separating soil particles and begins instead with a saponification reaction that likely produces artifacts from the background organic matter in the soil. 
This article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples. The method combines the accuracy achieved through PLFA profiling by extracting and concentrating soil lipids as a first step, and a reduction in effort by saponifying the organic material extracted and processing with the MIDI-FA method as a second step.

The article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples.

Un metodo di estrazione e analisi lipidica per la caratterizzazione dei microbi del suolo negli esperimenti con molti campioni

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several limitations that have resulted in the exclusion of many species. Advances in the field over the last two decades have led occupational health researchers to turn to molecular-based approaches for identifying fungal hazards. These methods have resulted in the detection of many species within indoor and occupational environments that have not been detected using traditional methods. This protocol details an approach for determining fungal diversity within air samples through genomic DNA extraction, amplification, sequencing, and taxonomic identification of fungal internal transcribed spacer (ITS) regions. ITS sequencing results in the detection of many fungal species that are either not detected or difficult to identify to species level using culture or microscopy. While these methods do not provide quantitative measures of fungal burden, they offer a new approach to hazard identification and can be used to determine overall species richness and diversity within an occupational environment.

Determining the fungal diversity within an environment is a method utilized in occupational health studies to identify health hazards. This protocol describes DNA extraction from occupational air samples for amplification and sequencing of fungal ITS regions. This approach detects many fungal species that can be overlooked by traditional assessment methods.

Raccolta e l'estrazione di campioni d'aria professionale per l'analisi del DNA fungoso

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

Detection of Tilapia Lake Virus Using Conventional RT-PCR and SYBR Green RT-qPCR

The aim of this method is to facilitate the fast, sensitive and specific detection of Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues. This protocol can be used as part of surveillance programs, biosecurity measures and in TiLV basic research laboratories. The gold standard of virus diagnostics typically involves virus isolation followed by complementary techniques such as reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) for further verification. This can be cumbersome, time-consuming and typically requires tissue samples heavily infected with virus. The use of RT-quantitative (q)PCR in the detection of viruses is advantageous because of its quantitative nature, high sensitivity, specificity, scalability and its rapid time to result. Here, the entire method of PCR based approaches for TiLV detection is described, from tilapia organ sectioning, total ribonucleic acid (RNA) extraction using a guanidium thiocyanate-phenol-chloroform solution, RNA quantification, followed by a two-step PCR protocol entailing, complementary deoxyribonucleic acid (cDNA) synthesis and detection of TiLV by either conventional PCR or quantitative identification via qPCR using SYBR green I dye. Conventional PCR requires post-PCR steps and will simply inform about the presence of the virus. The latter approach will allow for absolute quantification of TiLV down to as little as 2 copies and thus is exceptionally useful for TiLV diagnosis in sub-clinical cases. A detailed description of the two PCR approaches, representative results from two laboratories and a thorough discussion of the critical parameters of both have been included to ensure that researchers and diagnosticians find their most suitable and applicable method of TiLV detection.

This protocol diagnoses Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues using RT-PCR methodologies. The entire method is described from tissue dissection to total RNA extraction, followed by cDNA synthesis and detection of TiLV by either conventional PCR or quantitative PCR using dsDNA binding a fluorescent binding dye.

Rilevamento di Tilapia Lago Virus mediante RT-PCR convenzionale e SYBR Green RT-qPCR

The aim of this method is to facilitate the fast, sensitive and specific detection of Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues. This protocol can be ...