The Authors acknowledge the economic support by FAIP (Federazione Associazioni Italiane Paraplegici), &#8220;Neurogel-en-Marche&#8221; Foundation (France), Fondazione &#8220;La Colonna&#8221;.

NOTA: Tutte le procedure sono state approvate dal Comitato dell&#39;Università degli Studi di Milano Review e il rispetto delle linee guida italiane per gli animali da laboratorio in conformità alla Direttiva Europea Comunità del novembre 1986 (86/609 / CEE). 1. Preparazione di cellule per il trapianto NOTA: utilizzare le cellule staminali neurali tra il 5 ° e il 9 ° di passaggio nella cultura di questi esperimenti; testare le colture per la proliferazione e la capacità di differenziazione, prima di essere etichettati per il trapianto. Determinare il grado di differenziazione mediante immunocitochimica 12. <ol><li> Risospendere le cellule ad una concentrazione di 1 x 10 6 cellule / 150 ml (trapianto 1 x 10 6 cellule per topo). Preparare almeno 1,2 x 10 6 cellule per topo è necessaria perché un eccesso di cellule per scopi siringa carico. </li><li> Lavare le cellule 3 volte utilizzando cellule staminali neurali media 13 in un flaconcino da 10 ml conica. In ciascunfase di lavaggio, le cellule precipitato per centrifugazione (500 xg per 5 min, RT). </li><li> Contare le cellule prima della centrifuga finale. </li><li> Centrifugare le cellule (500 g per 5 min), e poi aspirare il surnatante, facendo attenzione a non rimuovere tutte le cellule, ma non lasciando più di 25 ml di surnatante. </li><li> Preparare una sospensione cellulare 2x aggiungendo 1 ml di diluente C al pellet e risospendere con dolce pipettaggio. </li><li> Immediatamente prima della colorazione, preparare una 2x Dye Solution (4 x 10-6 M) in diluente C aggiungendo 4 ml di soluzione etanolica di colorante PKH26 a 1 ml di Diluente C in un tubo e mescolare bene per disperdere. </li><li> Aggiungere rapidamente i 1 ml di sospensione cellulare 2x a 1 ml di 2x Dye Solution e miscelare immediatamente il campione pipettando (densità cellulare finale sarà 1.2 x 10 7 cellule / ml e 2 x 10-6 M PKH26). </li><li> Incubare la sospensione cellulare / colorante per 1-5 min. </li><li> Arrestare la colorazione aggiungendo un volume uguale (2ml) di soluzione di BSA 1% in HBSS e incubare per 1 min. </li><li> Cellule centrifuga (500 xg per 10 min) e rimuovere con attenzione il surnatante. </li><li> Risospendere pellet cellulare in 10 ml di HBSS e centrifugare (500 xg per 5 min). </li><li> Lavare il pellet altre 2 volte con 10 ml di terreno completo per garantire la rimozione di colorante. </li><li> Risospendere il pellet cellulare in 10 ml di mezzo completo per la valutazione del recupero di cellule, vitalità cellulare e l&#39;intensità di fluorescenza. Se sono necessarie cellule per il trapianto, lavare e risospendere in soluzione fisiologica sterile ad una concentrazione di 3,3 x 10 5 cellule / 50 microlitri. </li></ol> 2. Preparazione per la chirurgia <ol><li> Pulire e sterilizzare attrezzature chirurgia. </li><li> Preparare l&#39;area chirurgia strofinando con un agente asettica. Configurare il dispositivo IH di simulazione. </li><li> Preparare la apparecchiature per l&#39;anestesia: l&#39;Scavenger Gas attivo con VetScav pesata dei filtri dispositivo, flusso continuo di induzione Camera, Oxygen Generatore, Low Flow O 2 Meter per topi. Pulire la camera di induzione e la maschera utilizzata durante la chirurgia. </li><li> Anestetizzare animali con 2,5% (v / v) isoflurano in ossigeno (1 L / min), e attendere 5 min dopo l&#39;induzione di flusso per il farmaco abbia effetto. Controllare se i baffi sono spasmi o se vi è lento ritiro degli arti posteriori in risposta pizzicare la zampa. Durante l&#39;intervento, ridurre la concentrazione di isoflurano al 2,0% (v / v) isoflurano in ossigeno (1 L / min). </li></ol> 3. Preparazione di topi per Chirurgia e Trapianti <ol><li> Tenere il maschio adulto CD1 topi (25-30 g) per almeno 3 giorni prima degli esperimenti in condizioni standard (22 ± 2 ° C, 65% di umidità, e la luce artificiale tra 8:00-8:00). NOTA: L&#39;intera procedura, dalla preparazione chirurgica di sutura ci vorranno circa 40 min. <ol><li> Per identificare l&#39;animale, contrassegnare la coda mediante inchiostro colorato resistente all&#39;acqua. </li></ol></li><li> Utilizzare un elettric Clipper per tagliare il pelo dorsale del mouse dal collo, circa a livello T2, alla zona lombare. </li><li> Sterilizzare l&#39;area preparata con una soluzione di ioduro ed etanolo (70% in acqua sterile). </li><li> Trattare l&#39;animale con un sub cutanea (sc) iniezione di 200 microlitri gentamicina (1 mg / ml in soluzione salina sterile). </li><li> Applicare il lubrificante oftalmica per entrambi gli occhi degli animali per prevenire l&#39;essiccamento e iniettare buprenorfina (per via sottocutanea, 0,03 mg / kg), per alleviare il dolore. </li></ol> 4. Laminectomy <ol><li> Posizionare il mouse su un vetrino più caldo per evitare il problema di ipotermia durante l&#39;intervento chirurgico. Posizionare l&#39;animale con la dorsale verso l&#39;alto. </li><li> Effettuare una incisione verticale con un bisturi sopra la regione di interesse, da T7 a T12. </li><li> Tenere la pelle e pad superficiale grasso utilizzando pinze normali (di solito si trova nello spazio compreso tra il 5 ° e 6 ° processi dorsali toraciche). </li><li> Contare il processo sotto il vaso come T6poi passare a T7. </li><li> Inserire un piccolo cuscinetto sotto il lato ventrale del mouse per aumentare la curvatura della colonna vertebrale. Immobilizzare il midollo spinale bloccando con le pinze Graefe. </li><li> Tagliare i muscoli paravertebrali bilateralmente da T7 e T10 livello vertebrale utilizzando il bisturi finché la superficie dorsale dei contatti lamina la punta bisturi. </li><li> Usare il bisturi per spuntare la giunzione da T7 fino T10. Arrestare nello spazio tra T8 e T9 sporgenze spinosi. Tagliare i tessuti tra T8-T9 e T9-T10 con micro forbici. <ol><li> Utilizzare il Rongeur per rimuovere il processo di T9. Esporre la giunzione raschiando accuratamente via lo strato muscolare con le forbici micro. Continuare fino a quando l&#39;osso è esposto. </li></ol></li><li> Utilizzare le pinze per rimuovere muscoli dalla lamina ed aprire un piccolo spazio tra le vertebre. Inserire delicatamente le forbici micro sotto l&#39;osso, tagliare la lamina su entrambi i lati e rimuovere questa parte con una pinza. </li><li> Rimuovere la lamina con la forceps per esporre il cavo. Assicurarsi di non lasciare frammenti ossei liberi o frastagliati dietro; rimuoverli con il Rongeur. </li><li> Utilizzare piccole pinze punta per rimuovere il periostio nonché eventuali frammenti di ossa o muscoli che può essere vicino l&#39;incisione. </li><li> Rimuovere la metà superiore del processo dorsale T9 e procedere con il protocollo del dispositivo IH di simulazione. </li></ol> 5. IH urto Dispositivo Protocol (contusione) <ol><li> Posizionare il mouse al centro della piattaforma di stabilizzazione del dispositivo IH Impactor. </li><li> Bloccare l&#39;animale con due denti pinze collegati con la piattaforma di stabilizzazione da due bracci di posizionamento congiunto (braccio sinistro per la vertebra toracica, braccio destro per vertebra cervicale). </li><li> Utilizzare il braccio rostrale per afferrare il bordo laterale del corpo vertebrale rostrale (T8). </li><li> Manipolare il braccio caudale nello stesso modo di cogliere il corpo vertebrale T10. </li><li> Posizionare la piattaforma stabilizzazione del dispositivo e abbassare la punta (diametro 0,75mm) il più vicino al cavo come possibile senza toccarlo. </li><li> Sollevare la punta tre giri completi prima di iniziare l&#39;impatto. </li><li> Eseguire la contusione con dispositivo di simulazione impostato per fornire una forza di 60 kdyn a 100 mm / sec. </li></ol> 6. suture e post-cura <ol><li> Suturare l&#39;incisione con un filo di sutura riassorbibile 4/0. Coprire il midollo spinale esposto al sito di lamina rimosso; suturare il tessuto alle estremità del taglio mediante un piccolo ago. Mettete i due punti immediatamente sopra e sotto il luogo di esposizione del midollo spinale. </li><li> Chiudere la pelle con due o tre clip Reflex senza pizzicare fuori i muscoli sottostanti. </li><li> Idratare il mouse post-intervento chirurgico con 2 ml di soluzione salina per via sottocutanea iniettati nella parte bassa della schiena. </li><li> Posizionare il mouse di nuovo in una gabbia di pre-riscaldato per evitare l&#39;ipotermia durante il recupero chirurgico. Posizionare gabbie su rilievi di riscaldamento. </li><li> Monitorare i topi durante il post-infortunio fase acuta controllando ildimensioni della vescica, la sutura e il peso dell&#39;animale due volte al giorno. Premere delicatamente vescica (due volte al giorno per 7 giorni) per evitare infezioni (urine potrebbe essere nuvoloso, sanguinosa o contenenti precipitati) del tratto urinario. </li><li> Trattare topi una volta al giorno con una iniezione di soluzione salina (2 ml per due giorni dopo l&#39;intervento chirurgico iniezione sc) e antibiotici (gentamicina 0,2 ml; sc iniezione) per cinque giorni dopo infortunio. </li><li> Trattare topi per analgesia post-operatoria con buprenorfina (0,1 mg / kg; due volte al giorno) per 3 giorni post-lesione. </li></ol> 7. Coda Vein iniezione di cellule NOTA: Nel passaggio successivo viene dimostrata la procedura per l&#39;iniezione delle cellule nella vena della coda. Le cellule possono anche essere somministrati con un trapianto intraspinale utilizzando un telaio stereotassico 15-16, o nella cisterna magna 17. È importante considerare che altri tipi di cellule possono essere trapiantate con questo metodo, come le cellule stromali mesenchimali(ad esempio, le cellule staminali mesenchimali del midollo osseo, cellule staminali derivate dal tessuto adiposo, amniotico cellule del liquido). Inoltre, altre opzioni di trattamento, come le nanoparticelle possono essere iniettati attraverso la vena della coda dopo la lesione del midollo spinale. <ol><li> Utilizzare 70% etanolo e PBS per pulire l&#39;ago prima dell&#39;uso. Maniglia l&#39;ago e siringa solo con guanti sterili. </li><li> Risospendere le cellule in provetta e il carico 75 microlitri di cellule in una siringa da 0,3 ml (29 G ago e siringa 0,33 cc). </li><li> Accertarsi che non bolle sono presenti all&#39;interno della sospensione cellulare. Mantenere la siringa in posizione orizzontale per evitare la sedimentazione delle cellule. </li><li> Posizionare il mouse sotto la lampada di calore per dilatare le vene coda. </li><li> Afferra il mouse e delicatamente tirarlo nel dispositivo di immobilizzazione del mouse per visualizzare la vena della coda laterale come una linea blu sottile. </li><li> Pulire la coda con un tampone imbevuto di alcool. Quando la vena è visualizzato, afferrare la vena caudale tra il dito medio e il pollice della mano sinistra. </li><li> Portare l&#39;ago in superficie con un angolo da 15 ° all&#39;orizzonte e assicurarsi che il bisello è alto. </li><li> Iniettare 50 ml di cellule ad una velocità di .33 ml / sec. Dopo l&#39;iniezione, ritardare la retrazione dell&#39;ago da 10 sec. Ritrarre l&#39;ago lentamente e prestare attenzione alla possibile efflusso di sospensione cellulare. </li><li> Pulire la siringa come al punto 7.1 tra i carichi. </li></ol> 8. test comportamentali e Hind Limb Funzione <ol><li> Posizionare il mouse in campo aperto. </li><li> Valutare la funzione locomotoria e il recupero degli arti posteriori, dopo contusione con il test in campo aperto secondo la scala del mouse Basso (BMS) 18. NOTA: la funzione neurologica deve essere valutato periodicamente, dal giorno 3 dopo la lesione per 4 settimane 18. </li></ol> 9. Perfusion <ol><li> Al termine del periodo sperimentale, anestetizzare animali mediante iniezione intraperitoneale di sodio pentobarbital (65 mg / kg). Utilizzare pizzichi punta a evaluate il livello di anestesia e procedere solo dopo che il mouse non risponde agli stimoli nocivi. </li><li> Trattenere l&#39;animale in posizione supina su un piano chirurgico. </li><li> Tagliare attraverso l&#39;involucro e la parete addominale appena sotto la gabbia toracica. Separare il diaframma dal fegato. </li><li> Utilizzare le forbici per tagliare la membrana per esporre la cavità pleurica. </li><li> Tagliare i lati della gabbia toracica fino alle ossa collare. </li><li> Utilizzare i hemostats per bloccare la cartilagine xifoide e posizionare il hemostat sopra la testa. </li><li> Tenere il terzo inferiore del cuore su un piano trasversale con le pinze. Inserire l&#39;ago nel ventricolo sinistro. </li><li> Utilizzare un emostatico per bloccare il cuore. Questo assicura l&#39;ago e impedisce la fuoriuscita. </li><li> Usare le forbici per tagliare l&#39;atrio destro. </li><li> Lasciare il PBS a pompa (18 ml / min) attraverso l&#39;animale. Mantenere questa pressione durante il periodo di buffer di infusione (3-4 min; corrispondente a circa 70 ml di PBS). Continuare fino a quando il cuore è puro.</li><li> Passare il rubinetto per consentire il fissativo (4% paraformaldeide in acqua distillata, 4% PFA) attraverso la pompa. Lasciare PFA 4% per pompare attraverso l&#39;animale per circa 8-10 minuti (300 ml). Aumentare gradualmente la pressione per raggiungere un massimo di 30 ml / min. Un fegato indurito è la migliore indicazione di una perfusione successo. </li></ol> 10. Tissue Raccolta ed elaborazione, Istologia e Iimmunohistochemistry <ol><li> Sezionare midollo spinale da T5 a L1. Poi post-fissare il tessuto in 6 ml a 4% PFA (O / N a 4 ° C). </li><li> Mettere stesso tessuto in una soluzione al 30% di saccarosio per 72 ore a 4 ° C per crio proteggerlo e per impedire la formazione di cristalli durante il congelamento. </li><li> Congelamento rapido il cavo con ghiaccio secco e conservarlo a -80 ° C. </li><li> Sezione mediante un criostato con spessore 15 micron e raccogliere sezioni su vetrini e proseguire per immunocitochimica. </li><li> Sciacquare le sezioni con 200 ml di PBS per ogni sLiDE (3 volte; 5 minuti ciascuno, RT). </li><li> Permeabilize ciascun vetrino con 200 ml di 10% NGS e 0,2% Triton X-100 in PBS per 1 ora a RT. </li><li> Sciacquare sezioni con 200 ml di PBS per ogni diapositiva (3 volte; 5 minuti ciascuna, RT). </li><li> Bloccare siti non specifici con 200 ml di soluzione bloccante per slitta (5% NGS; 0,1% Triton X-100 in PBS) per 30 min (RT). </li><li> Incubare ogni diapositiva con 200 ml di anticorpi primari O / N a 4 ° C (diluire l&#39;anticorpo in 5% NGS; 0,1% Triton X-100 in PBS). </li><li> Lavare le sezioni con 200 ml di PBS per ogni diapositiva (3 volte, 5 min ciascuno; RT). </li><li> Incubare con opportuni anticorpi secondari per 2 ore a temperatura ambiente. </li><li> Lavare le sezioni con 200 ml di PBS per ogni diapositiva (3 volte, 5 min ciascuno; RT). </li><li> Nuclei macchia con 200 ml di 4 &#39;, 6-diamidin-2-phenilindole (DAPI) (1 mg / ml concentrazione finale, 10 minuti a temperatura ambiente). </li><li> Montare utilizzando il reagente FluorSave e analizzare al microscopio confocale. NOTA: Indeterminazioni controllo, anticorpi primari devono essere omessi e sostituiti con concentrazioni equivalenti di IgG non correlata della stessa sottoclasse. Protein 2 anticorpo primario associata ai microtubuli è stato utilizzato. </li></ol>

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Gli autori dichiarano assenza di competizione interesse finanziario.

In questo articolo abbiamo descritto un metodo per ottenere un modello riproducibile di lesioni del midollo spinale traumatica con un Infinite Horizon urto con una forza di 70 Kdyne (grave). Utilizzando un paradigma forza maggiore (80 Kdyne), siamo in grado di causare un danno più grave che purtroppo è associato con la mortalità più elevati topi. Per evitare questo problema, che comunemente scelto un paradigma forza moderata (70 Kdyne) associato ad una lesione ripetibile con un progressivo recupero della funzione e ...

Una lesione al midollo spinale (SCI) è la lesione più comune causata da un trauma ad alta energia come autoveicoli incidenti, cadute, sport e violenza 1. In grave SCI, la forza lesioni distrugge o danneggia il tessuto neurale, causando la perdita improvvisa della funzione neurologica. Traumatic SCI si verifica spesso nei giovani adulti tra i 10 ei 40 anni di età. Essa colpisce notevolmente condizione mentale e fisica del paziente e provoca un enorme impatto economico per la società 2. L&#39;approccio di trattamento in fase acuta è spesso limitata ad un alto dosaggio di corticosteroidi, la stabilizzazione chirurgica e decompressione per attenuare eventualmente ulteriori danni 3-4, ma i ruoli di questi metodi di recupero motorio dopo SCI sono ancora controversi. Oltre alla perdita di tessuto acuta, la lesione traumatica e l&#39;attivazione di meccanismi secondari di degenerazione causa demielinizzazione e morte di diversi tipi di cellule 5-6. Il grado di recupero della funzione può diten essere correlato al tempo della sostanza bianca risparmiata al sito della lesione 7. I modelli animali di SCI possono essere utilizzati sia per indagare le risposte biologiche del tessuto di pregiudizio e per testare potenziali terapie. Inoltre, un modello utile di una patologia umana animale non solo riprodurre alcuni aspetti di tale condizione, ma anche deve offrire vantaggi rispetto diretta osservazione clinica ed esperimento. I modelli più diffusi di lesioni del midollo spinale comportano contusione o compressione lesioni consegnato al midollo spinale chirurgicamente esposti 8. Lo sviluppo di un infortunio di peso-drop contusione controllato rappresentano una tappa importante nella storia della ricerca SCI. Il centro di ricerca midollo spinale Ohio State University ha perseguito la sfida tecnologica di un dispositivo che può essere utilizzato per indurre un particolare compressione del midollo spinale con parametri di impatto controllati da un computer 9. Questo è stato originariamente progettato per l&#39;uso with ratti; successivamente è stato modificato per applicare verso topi 10. I vantaggi di questo tipo di approccio sono che la biomeccanica di lesioni possono essere studiati più in profondità e parametri di lesioni possono essere definiti in maniera più completa per ottenere un modello sperimentale riproducibile, permettendo quindi più precisa valutazione degli effetti trattamenti testati sul processo di recupero funzionale. Molti studi hanno valutato gli effetti di trapianto di una varietà di cellule staminali in modelli SCI 11. Abbiamo recentemente isolato adulte neurali cellule staminali dal Sub-ventricolare Zone (SVZ) parecchie ore dopo la morte del donatore del mouse 12-13. Questa procedura prevede una popolazione di cellule staminali neurali, chiamato dopo mortem precursori neurali (PM-NPC), che sembrano essere vantaggiosa in un approccio di medicina rigenerativa per curare SCI. In questo articolo mostreremo: i) il protocollo per l&#39;etichettatura delle cellule con il tracciante PKH26 vitale, ii) la surgProcedura iCal per eseguire a lesione traumatica, e iii) la via endovenosa (iv) la somministrazione di cellule marcate. Inoltre, in questo lavoro abbiamo dimostrato che le cellule trapiantate migrano verso siti di lesione del midollo spinale e si differenziano principalmente in microtubuli proteina associata (MAP) 2 cellule positive. Inoltre, la differenziazione è accompagnata dalla promozione di una ripresa stabile della funzione degli arti posteriori.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:115px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:223px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">PKH26GL-1KT&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">091M0973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Infinite horizon (IH) Impactor device&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Precision Systems and Instrumentation, LLC</td>
			<td style="width:119px;">Model 0400 Serial 0171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Gentamycin 10mg/ml</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECM0011B</td>
			<td>1mg/ml in sterile saline solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Isoflurane-Vet 250ml</td>
			<td style="width:115px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;">B142J12A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Blefarolin POM OFT 10g</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Slide Warmer</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">HB101-sm-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Scalpel, size 10</td>
			<td style="width:115px;">Lance Paragon</td>
			<td style="width:119px;">26920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Small Graefe Forceps</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">11023-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Rongeur</td>
			<td style="width:115px;">Medicon Instruments</td>
			<td style="width:119px;">07 60 07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Micro scissors</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">15000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Absorbable sutures (4/0)</td>
			<td style="width:115px;">Safil Quick</td>
			<td style="width:119px;">C0046203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hemostat</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">13014-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Reflex 7 wound clip applicator</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">7mm Reflex wound clips</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12032-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">NGS</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td>ECS0200D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Triton X 100</td>
			<td style="width:115px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:119px;">1086431000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Anti Microtubule Assocoated Protein&#160; (MAP) 2</td>
			<td style="width:115px;">Millipore</td>
			<td style="width:119px;">AB5622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 488</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FluorSave Reagent&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Calbiochem</td>
			<td style="width:119px;">345789</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Neural stem cells medium</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>DMEM-F12 medium (Euroclone) containing 2 mm l-glutamine (Euroclone), 0.6% glucose (Sigma-Aldrich), 9.6 gm/ml putrescine (Sigma-Aldrich), 6.3 ng/ml progesterone (Sigma-Aldrich), 5.2 ng/ml sodium selenite (Sigma-Aldrich), 0.025 mg/ml insulin (Sigma-Aldrich), 0.1 mg/ml transferrin (Sigma-Aldrich), and 2 &#956;g/ml heparin (sodium salt, grade II; Sigma-Aldrich), bFGF (human recombinant, 10 ng/mL; Life Technologies) and EGF (human recombinant, 20 ng/mL; Life Technologies)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">DMEM-F12</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ASM5002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">l-glutamine</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECB3000D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">glucose</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">putrescine</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P5780-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">progesterone</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P6149-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Sodium-selenite</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">S9133-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">transferrin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T 5391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Insulin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I1882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Heparin sodium-salt</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H0200000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">bFGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG0024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">h-EGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG6045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Syringe 0.33cc 29G</td>
			<td style="width:115px;">Terumo</td>
			<td style="width:119px;">MYJECTOR&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">buprenorphine</td>
			<td style="width:115px;">Schering Plough SpA</td>
			<td style="width:119px;">TEMGESIC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">eye gel</td>
			<td style="width:115px;">Bausch &#38; Lomb</td>
			<td style="width:119px;">LIPOSIC</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural stem cell transplantation in experimental contusive model of spinal cord injury

Lesioni del midollo spinale è una condizione clinica devastante, caratterizzato da un complesso di disfunzioni neurologiche. Modelli animali di lesione del midollo spinale possono essere utilizzati sia per indagare le risposte biologiche di lesioni e per testare potenziali terapie. Contusione o compressione lesioni consegnato al midollo spinale chirurgicamente esposti sono i più utilizzati modelli della patologia. In questa relazione la contusione sperimentale viene eseguita utilizzando il Infinite Horizon (IH) dispositivo di simulazione, che permette la creazione di un infortunio al modello animale riproducibile attraverso la definizione di parametri specifici sugli infortuni. Il trapianto di cellule staminali è comunemente considerata una strategia potenzialmente utile per la cura di questa condizione debilitante. Numerosi studi hanno valutato gli effetti di trapianto una varietà di cellule staminali. Qui mostriamo un metodo adeguato per le lesioni del midollo spinale seguita da iniezione vena della coda di cellule nei topi CD1. In breve, mettiamo a disposizione le procedure per: i) l&#39;etichettatura delle cellule with un tracciante vitale, ii) la cura pre-operatoria di topi, iii) l&#39;esecuzione di una lesione del midollo spinale contusivo, e iv) la somministrazione endovenosa di post mortem precursori neurali. Questo modello contusione può essere utilizzato per valutare l&#39;efficacia e la sicurezza del trapianto di cellule staminali in un approccio di medicina rigenerativa.

Il numero totale di cellule trapiantate è 1 x 10 6 cellule ed è stato suddiviso in tre iniezioni consecutive nella vena della coda. Abbiamo somministrato 3,3 x 10 5 cellule in 50 ml di soluzione di tampone fosfato (PBS). La prima iniezione è stata effettuata in 30 min dopo la lesione, la seconda 6 ore dopo e l&#39;ultimo 18 ore dopo la lesione. La scelta di un limite di tempo di 18 ore dopo SCI per l&#39;amministrazione PM-NPC è stata determinata dalla permeabilità ottimale della barriera emat...

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Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Lesioni del midollo spinale è una condizione traumatica che provoca grave morbilità e mortalità elevata. In questo lavoro descriviamo in dettaglio un modello contusione di lesioni del midollo spinale nei topi seguita da un trapianto di cellule staminali neurali.

Neural Stem Cell Transplantation in Sperimentale Contusivi Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

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Medicine

12.8K Views.  University of Milan.  Lesioni del midollo spinale è una condizione traumatica che provoca grave morbilità e mortalità elevata. In questo lavoro descriviamo in dettaglio un modello contusione di lesioni del midollo spinale nei topi seguita da un trapianto di cellule staminali neurali. 

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Intraspinal Cell Transplantation for Targeting Cervical Ventral Horn in Amyotrophic Lateral Sclerosis and Traumatic Spinal Cord Injury

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) cases 1 and is the ultimate cause of death in patients with the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS) 2.
ALS is a devastating neurological disorder that is characterized by relatively rapid degeneration of upper and lower motor neurons. Patients ultimately succumb to the disease on average 2-5 years following diagnosis because of respiratory paralysis due to loss of phrenic motor neuron innnervation of the diaphragm 3. The vast majority of cases are sporadic, while 10% are of the familial form. Approximately twenty percent of familial cases are linked to various point mutations in the Cu/Zn superoxide dismutase 1 (SOD1) gene on chromosome 21 4. Transgenic mice 4,5 and rats 6 carrying mutant human SOD1 genes (G93A, G37R, G86R, G85R) have been generated, and, despite the existence of other animal models of motor neuron loss, are currently the most highly used models of the disease.
Spinal cord injury (SCI) is a heterogeneous set of conditions resulting from physical trauma to the spinal cord, with functional outcome varying according to the type, location and severity of the injury 7. Nevertheless, approximately half of human SCI cases affect cervical regions, resulting in debilitating respiratory dysfunction due to phrenic motor neuron loss and injury to descending bulbospinal respiratory axons 1. A number of animal models of SCI have been developed, with the most commonly used and clinically-relevant being the contusion 8.
Transplantation of various classes of neural precursor cells (NPCs) is a promising therapeutic strategy for treatment of traumatic CNS injuries and neurodegeneration, including ALS and SCI, because of the ability to replace lost or dysfunctional CNS cell types, provide neuroprotection, and deliver gene factors of interest 9.
Animal models of both ALS and SCI can model many clinically-relevant aspects of these diseases, including phrenic motor neuron loss and consequent respiratory compromise 10,11. In order to evaluate the efficacy of NPC-based strategies on respiratory function in these animal models of ALS and SCI, cellular interventions must be specifically directed to regions containing therapeutically relevant targets such as phrenic motor neurons. We provide a detailed protocol for multi-segmental, intraspinal transplantation of NPCs into the cervical spinal cord ventral gray matter of neurodegenerative models such as SOD1G93A mice and rats, as well as spinal cord injured rats and mice 11.

Neural precursor transplantation is a promising strategy for protecting and/or replacing lost/dysfunctional cervical phrenic motor neurons in spinal cord injury (SCI) and the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS). We provide a protocol for cell delivery to cervical spinal cord ventral horn in rodent models of ALS and SCI.

Intraspinale trapianto di cellule cervicali targeting per corno ventrale nella Sclerosi Laterale Amiotrofica e le lesioni traumatiche del midollo spinale

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) ...

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Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Acuta e Cronica test sensoriale tattile dopo lesione del midollo spinale in ratti

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modello contusivo unilaterale di lesioni del midollo spinale cervicale Uso della Impactor Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and finding new sources for implantable cells are the focus of recent research4,5. Investigating the effectiveness of cell therapies is not an easy task and new tools are needed to investigate the mechanisms involved in the treatment process6. We designed an experimental protocol of ischemia/reperfusion in order to allow the observation of cellular connections and even subcellular mechanisms during ischemia/reperfusion injury and after stem cell transplantation and to evaluate the efficacy of cell therapy. H9c2 cardiomyoblast cells were placed onto cell culture plates7,8. Ischemia was simulated with 150 minutes in a glucose free medium with oxygen level below 0.5%. Then, normal media and oxygen levels were reintroduced to simulate reperfusion. After oxygen glucose deprivation, the damaged cells were treated with transplantation of labeled human bone marrow derived mesenchymal stem cells by adding them to the culture. Mesenchymal stem cells are preferred in clinical trials because they are easily accessible with minimal invasive surgery, easily expandable and autologous. After 24 hours of co-cultivation, cells were stained with calcein and ethidium-homodimer to differentiate between live and dead cells. This setup allowed us to investigate the intercellular connections using confocal fluorescent microscopy and to quantify the survival rate of postischemic cells by flow cytometry. Confocal microscopy showed the interactions of the two cell populations such as cell fusion and formation of intercellular nanotubes. Flow cytometry analysis revealed 3 clusters of damaged cells which can be plotted on a graph and analyzed statistically. These populations can be investigated separately and conclusions can be drawn on these data on the effectiveness of the simulated therapeutical approach.

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

We demonstrate how to set up an in vitro ischemia/reperfusion model and how to evaluate the effect of stem cell therapy on postischemic cardiac cells.

Trapianto di cellule staminali in un In vitro Simulato ischemia / riperfusione Modello

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modello Contusione di gravi lesioni del midollo spinale nei ratti

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

A Novel vertebrale metodo di stabilizzazione per la produzione di Contusivi Cord Injury spinale

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controllata corticale modello Impact per trauma cranico

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema radio-telemetria per monitorare la funzionalità cardiovascolare in ratti con midollo spinale e Transection embrionali staminali neurali Innesti cellulari

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

Utilizzo sinergico delle cellule neurali e precursori peptidi autoassemblanti in Sperimentale Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...