This work was supported by NIH R01 EY020533, WSU Startup Fund, and RPB grants.

Etica Dichiarazione: procedure che coinvolgono soggetti animali sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso Comitato Istituzionale Animal (IACUC) presso la Wayne State University. 1. Preparazione della soluzione sperimentale <ol><li> Preparare la soluzione di dissezione 1 giorno a 1 settimana prima l&#39;esperimento vero e proprio. Utilizzare una soluzione tampone HEPES per la dissezione della retina a causa della sua forte capacità di buffering a temperature inferiori a 16. Mescolare tutti i prodotti chimici, come segue (in mm): 115 NaCl, KCl 2.5, 2.5 CaCl 2, 1.0 MgCl 2, 10 HEPES, 28 glucosio. Regolare il pH a 7,4 con NaOH. Conservare la soluzione in frigorifero fino a 1 settimana. </li><li> La soluzione di registrazione è medio Ames &#39;, che è un fluido spinale cerebrale artificiale (aCSF) progettato per preparazioni retina 17. Il giorno dell&#39;esperimento, pesare polvere Ames &#39;(4,4 g per 500 ml di soluzione) in un tubo. Inoltre, pesare NaHCO 3 (0,95 g per 500 ml di soluzione) e mescolare con la Apolvere mes. </li><li> Preparare la soluzione pipetta intracellulare per le registrazioni di patch clamp dal giorno dell&#39;esperimento. Mescolare tutti i prodotti chimici, come segue (in mm): 111 K-gluconato, 1.0 CaCl 2, 10 HEPES, 1.1 EGTA, 10 NaCl, 1.0 MgCl 2, 5 ATP-Mg, e 1,0 GTP-Na. Aggiustare il pH a 7,2 con KOH. Filtrare la soluzione pipetta con un filtro a siringa convenzionale. Fai ~ 500 microlitri aliquote e memorizzarli in un congelatore o un congelatore. </li></ol> 2. Preparazione per la Giornata di Experiment <ol><li> La notte prima dell&#39;esperimento, posizionare un topo in una gabbia (C57BL / 6J o background simile, 4 - 8 settimane di vita, di sesso maschile), in uno spazio buio per O / N adattamento al buio. </li><li> Preparazione per la dissezione: <ol><li> Riempire dissezione soluzione (100-200 ml) in un bicchiere di vetro, posizionarlo sul ghiaccio, e la bolla con l&#39;ossigeno per almeno 10 min. </li><li> Avviare ossigenazione della scatola buia per la conservazione di preparazione della retina. </li><li> Preparare vetrini in plastica con guide di grasso per il riutilizzopreparazioni fetta fonodale e mettono ciascuno di essi in un piatto di plastica da 35 mm. </li><li> Collegare un nuovo lama di rasoio per un chopper (affettatrice tessuto). </li><li> Tagliare una membrana filtrante in due metà. Questo è per affettare retinica. </li><li> Allineare gli strumenti di dissezione e di trasferimento pipette vicino al microscopio da dissezione. L&#39;area di lavoro deve essere ben organizzato in modo che ogni strumento può essere facilmente accessibile al buio. </li></ol></li><li> Preparazione per le registrazioni di patch clamp: <ol><li> Sciogliere la polvere Ames &#39;e NaHCO 3 in acqua distillata (Ames 4,4 g e NaHCO 3 0.95g / 500 ml DDH 2 O). Medio Bubble Ames &#39;ossigeno misto (95% O 2 e 5% CO 2) per almeno 30 minuti, mentre il riscaldamento a una temperatura di registrazione (~ 35 ° C). Regolare il pH a 7,4 con NaHCO 3 mentre ancora ribolle. </li><li> Scongelare la soluzione pipetta interno durante la dissezione. Dopo lo scongelamento, aggiungere 0,01% solforodamina B per la colorazione intracellulare. </li></ol></li></ol> 3. retina Dissection <ol><li> In una stanza buia, eutanasia il mouse utilizzando anidride carbonica e pneumotorace bilaterale. Dopo 2 - 3 min usando l&#39;anidride carbonica, il mouse perderà coscienza. </li><li> Quando il mouse non risponde ad una presa di coda, enucleare rapidamente gli occhi e metterli in una soluzione di dissezione a freddo in un piatto di plastica. Eseguire il pneumotorace bilaterale per assicurare la morte dell&#39;animale. Memorizzare rapidamente l&#39;occhio nel piatto nella scatola buia. Utilizzare un visualizzatore a infrarossi per condurre la procedura nel buio. NOTA: In alternativa, isoflurano, decapitazione, o dislocazione cervicale può essere utilizzato per l&#39;eutanasia. Il metodo di eutanasia dovrebbe seguire le linee guida del National Institute of Health (NIH) e / o la cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale. </li><li> In una stanza buia, regolare il microscopio da dissezione e illuminazione ad infrarossi. Al microscopio, trasferire un occhio dal suo piatto in un piatto di plastica 10 centimetri won la soluzione dissezione raffreddato. Continuously bolla ossigeno attraverso il tubo posto sul fondo del piatto di plastica. Regolare il volume del flusso in modo che non sia troppo basso, ma assicurarsi che non è sufficiente a disturbare la dissezione. </li><li> Cornea e obiettivo la rimozione: <ol><li> Fare un&#39;incisione sulla parte superiore della cornea con un coltello micro-chirurgica. Tenendo il nervo ottico all&#39;altra estremità del bulbo oculare impedisce l&#39;occhio da movimento. Estendere il taglio utilizzando un paio di forbici chirurgiche. Tagliare la cornea con un po &#39;sclera intorno ad esso. </li><li> Afferra l&#39;obiettivo con una pinza sottile e tirare lentamente la lente fuori. Se il vitreo è troppo appiccicoso per rimuovere la lente, tagliare il vitreo con un paio di forbici. </li><li> Una volta che l&#39;occhio-tazza è fatta, versare lentamente il freddo, la soluzione dissezione ossigenata in oculare con una piccola pipetta di trasferimento. NOTA: Il bulbo oculare si sgonfia rapidamente dopo un incisione nella cornea. È importante mantenere la forma dell&#39;occhio come deformare l&#39;occhio durante questo proprocedura danneggia la retina e provocare il distacco di retina. </li></ol></li><li> Identificare i lati dorsale e ventrale della retina: NOTA: A causa della distribuzione non uniforme del verde e la luce ultravioletta (UV) Coni 18, che identifica una specifica area della retina è importante per le registrazioni di risposta di luce. <ol><li> Identificare la linea che attraversa l&#39;oculare retinica passando vicino alla testa del nervo ottico. Questa linea passa per lo più attraverso il lato ventrale del nervo ottico; lato compreso il nervo ottico è il lato dorsale, mentre l&#39;altro è ventrale 19. Vedere questo punto di riferimento chiaramente sotto spettatori infrarossi. </li><li> A seconda dello scopo dell&#39;esperimento, fare un taglio sul lato inutili. Questo sarà utile dopo aver isolato la retina dalla oculare. </li></ol></li><li> Rimozione del vitreo: <ol><li> Facoltativamente, incubare l&#39;occhio-tazza con ialuronidasi (0,5 mg / ml) per 15 min. </li><li> Rimuovere il vitreo con una pinza extra-fini. Il vitreo è principalmenteattaccato al fondo e il bordo esterno dell&#39;occhio tazza. Rimuovere delicatamente senza toccare o frugando la retina. Come il vitreo potrebbe essere strettamente collegato al oculare, rimuovere delicatamente per evitare il distacco della retina dall&#39;occhio-coppa. Continuare a tirare fino a quando non la tensione si fa sentire. NOTA: Questo passaggio è particolarmente importante per sezionare la retina del mouse; Tuttavia, non è un problema per le retine di altre specie come il ratto o salamander. </li></ol></li><li> Isolare la retina dall&#39;occhio-coppa. Afferra la sclera e staccare delicatamente la retina con la parte posteriore del forcipe. NOTA: Whole-mount preparati retina può essere fatto dalla retina isolata. Fare tre o quattro tagli ai bordi e appiattire la retina, o tagliare la retina in diversi pezzi. </li><li> Tagliare la retina e scartare il superfluo metà della retina (punto 3.5). Nello stesso piatto di plastica, tagliare la retina rimanente in due pezzi. Per ogni pezzo della retina, tagliare i bordi per effettuare unalastra della retina, e tagliare i bordi di piegatura. </li><li> Trasferire una lastra retinica su una lastra di vetro usando un grande pipetta di trasferimento (~ 2 ml). Aspirare la soluzione in eccesso con una piccola pipetta, utilizzare un pezzo di carta da filtro per appiattire la lastra, e quindi inserire rapidamente un pezzo della membrana filtrante sulla parte superiore del tessuto. <ol><li> Usando una piccola pipetta di trasferimento, una goccia di soluzione di dissezione sulla membrana del filtro. Attendere ~ 15 sec finché la soluzione estende su membrana. Durante questo tempo, il tessuto retinico si attacchi alla membrana filtrante. </li><li> Versare soluzione dissezione più freddo sotto e intorno al filtro. Il tessuto retinico con la membrana del filtro galleggerà. Afferra la membrana filtro con una pinza e posizionarlo nella camera di taglio. Versare dissezione soluzione sopra il tessuto, e memorizzare la preparazione in scatola buia. NOTA: La procedura descritta è critica. È importante eseguire questi passaggi rapidamente per garantire che i bastoni tessuto retinico ai mem filtribrane e non si secca. </li></ol></li><li> Utilizzando un chopper, tagliare il tessuto retinico a fette. Circa 200 micron di spessore è fattibile per gli studi di patch clamp. </li><li> Posizionare un coprioggetto di plastica con guide di grasso nella camera di taglio. Trasferire una fetta retina sopra le rotaie grasso su un vetrino coprioggetto di plastica. Ruotare la fetta 90 ° in modo che la sezione trasversale è visibile. Premere la membrana del filtro verso il basso sul vetrino, quindi, coprire i lati della carta da filtro con grasso. <ol><li> Dopo la fetta è immobilizzato su un coprioggetto di plastica, afferrare il coprioggetto e trasferirlo in un piatto di plastica da 35 mm. Versare soluzione dissezione a freddo sulla preparazione della retina e immergere la preparazione. Conservare ogni piatto nella scatola scura, che dovrebbe essere ossigenato continuamente. NOTA: L&#39;intera procedura deve essere fatto con cura in modo che la membrana filtro non è deformata. Altrimenti, la fetta retina separa facilmente dalla membrana del filtro. </li></ol></li></ol><ol><li> Preparazione di registrazione: <ol><li> Prime i tubi di perfusione con media Ames &#39;. Lasciare tutte le bolle di passare attraverso quando si riempie il tubo. </li><li> Fai pipette di registrazione patch clamp con un estrattore. Per riempire una pipetta con la soluzione di pipetta, tuffo nella parte posteriore di una pipetta per 1 minuto fino a quando la punta della pipetta è riempita. Successivamente, riempire ~ 1/3 della pipetta utilizzando un filler micro-pipetta. Conservare ogni pipetta in una scatola pipetta umido. </li><li> Accendere l&#39;apparecchio per le registrazioni di patch clamp; incluso il computer, amplificatore, telecamera CCD, e microscopio. </li></ol></li><li> Spegnere la luce della stanza. Mettere una preparazione fetta della retina sulla camera palco microscopio con un visualizzatore a infrarossi. Dopo che è immobilizzato, iniziare perfusione continua. Impostare la temperatura perfusione a 33 a 37 ° C. </li><li> Visualizza la superficie fetta con la fotocamera CCD. Focus sul luogo di destinazione in cui il ce bersagliotipi ll risiedono. Selezionare una cellula sana, cercando di patch clamp registrazione (ad esempio, dovrebbe avere superficie liscia di aspetto e la forma delle cellule buona). </li><li> Inserire una pipetta di registrazione in un supporto pipetta. Avanzare la pipetta alla preparazione fetta. Quando è vicino alla preparazione fetta (~ 2 mm sopra), trovare la punta della pipetta con il microscopio. Una volta che il puntale è visibile al microscopio, spostare la punta verso la cella di destinazione. </li><li> Impostare l&#39;amplificatore. Regolare la pipetta a 0 mV / 0 pA (azzeramento) e avviare un impulso elettrico continua di ~ 5 mV a ~ 10 Hz. Controllare la resistenza pipetta; resistenza ideale è compresa tra 5 e 10 MW per la maggior parte dei neuroni della retina. </li><li> Inizia soffia fuori dalla punta. Utilizzare un boccaglio, o utilizzare una siringa, per applicare pressione positiva quando la pipetta immerge nella soluzione del bagno. Continuo soffiare la soluzione interna finché la punta è sulla superficie della cellula bersaglio. <ol><li> Quando la pressione positiva fa una piccola fossetta thsuperficie cellulare e, avanzare la punta leggermente e smettere di soffiare fuori. Verificare la resistenza pipetta, che dovrebbe aumentare. Se è in continuo aumento, lasciarlo e monitorare la resistenza fino a raggiungere&gt; 1 GΩ (gigaseal). Se la resistenza non aumenta spontaneamente, applicare delicatamente pressione negativa fino a diventare un gigaseal. </li></ol></li><li> Dopo il gigaseal è raggiunto, modificare il potenziale tenendo a -70 mV. Quindi, applicare ad intermittenza pressione negativa alla rottura della membrana all&#39;interno della punta della pipetta. Quando viene effettuata la configurazione whole-cell, la resistenza pipetta può essere compreso tra 500 MW e 1 GΩ, e la corrente capacitiva è visto. A volte correnti postsinaptiche spontanee possono essere osservati. </li><li> Registrare il rapporto IV da -80 a +40 mV. Diversi tipi di canali voltaggio-dipendenti vengono attivati ​​a seconda del tipo di cellula. </li><li> Record luce evocata correnti sinaptiche o tensioni. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Good recordings can only be achieved with good retinal preparations and well-designed patch clamp setups. Although all the steps described above are important, the discussion highlights some critical steps both for the dissection and recordings. 
For dissection, two things are especially important: cooling and oxygenation. After enucleating the eye, quickly remove the front part of the eye in a dissecting chamber with oxygen-bubbled, cooled dissecting solution, and pour cold solution into the ...

The retina is one of the unique parts of the nervous system. As an accessible part of the brain, its synaptic architecture has been well characterized. In addition, the functions of this neural network can be examined with a physiological stimulus: light. If the retinal tissue is isolated in a dark room with appropriate procedures, neurons in the tissue will respond to light. This preparation has been used to study visual signal processing and elucidate various synaptic mechanisms and neural network functions, as well as disease mechanisms. 
Light responses in retinal neurons have been recorded for decades. Early studies used sharp electrodes to make intracellular recordings from mudpuppy retinal neurons1. In the 1980s, the patch clamp technique was invented2, and soon became a popular method among vision researchers3,4. Single cell recordings from lower vertebrates, including mudpuppy and fish retinal neurons, were popular methods that contributed to the elucidation of visual signal processing mechanisms5,6. 
After genetic mutation techniques were developed, the mouse retina became a more popular model for vision researchers7-9. The mammalian retina is more attractive than that of lower vertebrates because it is evolutionarily closer to the human retina, and there is an opportunity to use disease models. However, mouse retinal cells are small and fragile10, and making retinal preparations and conducting patch clamp recordings in a dark room is challenging. As technology has improved, diverse approaches have become available to study visual signaling mechanisms such as imaging studies11 and the electroretinogram (ERG)12. Nevertheless, single cell recording with the patch clamp method is still important because it is highly temporally and spatially sensitive compared to other methods. Therefore, we have continuously conducted patch clamp recordings and improved our methods to investigate visual signal processing in mouse retinal slice preparations13-15.
In this video tutorial, the protocols are presented with important tips. Good recordings can only be achieved with good preparation. Practicing animal dissection and building a sturdy patch clamp rig will enable most researchers to achieve successful recordings.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="886">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:145px;">Company</td>
			<td style="width:203px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:323px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">mice (28-60 days old, male)</td>
			<td style="width:145px;">Jackson laboratory</td>
			<td style="width:203px;">C57BL/6J strain</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ames&#39; medium powder</td>
			<td style="width:145px;">Sigma</td>
			<td style="width:203px;">A1420</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereo microscope</td>
			<td style="width:145px;">Nikon</td>
			<td style="width:203px;">SMZ745</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">dissecting tool_forceps</td>
			<td style="width:145px;">Dumont</td>
			<td style="width:203px;">#4, #5, #55</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">dissecting tool_scissors</td>
			<td style="width:145px;">Roboz</td>
			<td style="width:203px;">RS-5605</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">dissecting tool_surgery knife</td>
			<td style="width:145px;">Surgistar</td>
			<td style="width:203px;">7514</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">razor blade (for chopper)</td>
			<td style="width:145px;">EMS</td>
			<td style="width:203px;">71970</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">chopper</td>
			<td style="width:145px;">handmade</td>
			<td style="width:203px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">infrared viewer</td>
			<td style="width:145px;">Night Owl Optics</td>
			<td style="width:203px;">NOBG1</td>
			<td>It shows bright view.&#160; Focusing small objects is an issue.</td>
		</tr>
		<tr height="27">
			<td height="27" style="height:27px;width:216px;">infrared pocket scopes</td>
			<td style="width:145px;">B.E. Meyers</td>
			<td style="width:203px;">OWL Gen 3 NV pocketscope</td>
			<td>excellent view</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">puller</td>
			<td style="width:145px;">Sutter</td>
			<td style="width:203px;">P-1000</td>
			<td>excellent.&#160; Make consistent size pipettes.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">dark box</td>
			<td style="width:145px;">Pelican</td>
			<td style="width:203px;">dark box</td>
			<td>excellent</td>
		</tr>
		<tr height="67">
			<td height="67" style="height:67px;width:216px;">patch clamp system</td>
			<td style="width:145px;">Scientifica</td>
			<td style="width:203px;">slice scope 2000</td>
			<td style="width:323px;">Excellent setup.&#160; Most key components are included in one package.&#160; Micromanipulators are excellent.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">amplifier</td>
			<td style="width:145px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:203px;">multiclamp 700B</td>
			<td>Excellent and easy control.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">acquiring software</td>
			<td style="width:145px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:203px;">pClamp software</td>
			<td>Excellent and easy control.</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:216px;">light source (LED)</td>
			<td style="width:145px;">Cool LED</td>
			<td style="width:203px;">pE-2 4 channel system</td>
			<td>Excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">CCD camera</td>
			<td style="width:145px;">Q-imaging</td>
			<td style="width:203px;">Retiga 2000</td>
			<td>Excellent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Faraday cage</td>
			<td style="width:145px;">handmade</td>
			<td style="width:203px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

recording light-evoked postsynaptic responses in neurons in dark-adapted, mouse retinal slice preparations using patch clamp techniques

La retina è la porta verso il sistema visivo. Per comprendere i meccanismi di elaborazione dei segnali visivi, indaghiamo funzioni di rete neurale della retina. I neuroni della retina nella rete comprendono numerosi sottotipi. Più di 10 sottotipi di cellule bipolari, cellule gangliari, e le cellule amacrine sono stati identificati da studi morfologici. Più sottotipi di neuroni della retina sono pensati per codificare le caratteristiche distinte di segnalazione visiva, come il movimento e il colore, e la forma più percorsi neurali. Tuttavia, i ruoli funzionali di ciascun neurone nel trattamento del segnale visivo non sono pienamente compresi. Il metodo di patch clamp è utile per affrontare questa questione fondamentale. Qui, un protocollo per registrare risposte sinaptiche luce evocati nel topo neuroni della retina con delle patch clamp registrazioni in condizioni di oscurità adattato è fornito. Gli occhi del mouse sono dark-adattato O / N e preparazioni fetta della retina vengono sezionati in una stanza buia con illuminazione ad infrarossi e gli spettatori. Luce infrarossa non lo faattivare fotorecettori mouse e conserva quindi la loro capacità di risposta luce. Patch clamp viene utilizzato per registrare le risposte luce evocata nei neuroni della retina. Un colorante fluorescente viene iniettato durante le registrazioni per caratterizzare sottotipi morfologiche neuronali. Questa procedura permette di determinare le funzioni fisiologiche di ogni neurone nella retina mouse.

Una preparazione fetta rappresentativo è mostrato in Figura 1. La preparazione fetta è in posizione diritta, mostrando fotorecettori alle cellule gangliari in una superficie piana, e nessun distacco dalla carta da filtro. Se la porzione è inclinato, solo una parte della preparazione è a fuoco, il che rende difficile identificare una cella appropriata di patch serraggio. Per le registrazioni, è importante scegliere un buon soma, che di solito ha una superficie lucida, una forma rotonda ancora, e non...

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Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

Registrazione Light-evocato Risposte postsinaptica nei neuroni in Dark-adattati, i preparativi della retina del mouse Slice Utilizzando tecniche di patch clamp

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K Views.  Wayne State University School of Medicine. We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.