Questo lavoro è stato finanziato attraverso l&#39;Istituto Nazionale di Malattie Neurologiche e Stroke R43 / R44 NS064661.

Seguire le linee guida istituzionali per la cura degli animali per strumento chirurgico di sterilizzazione, e modificare il protocollo se necessario per rispettare gli orientamenti e ottenere l&#39;approvazione da parte Istituzionale Animal Care and Use Committee dell&#39;istituto (IACUC). 1. Preparazione chirurgica <ol><li> Pulire e preparare il trasmettitore al fine di garantire un intervento chirurgico sicuro e sterile. Rimuovere il trasmettitore dal suo imballo antistatico e sia spruzzo o immergersi nel 70% di etanolo. Trasmettitore Sciacquare con soluzione salina sterile e posto tra le spugne di cotone sterili imbevute di soluzione salina sterile o tenere immersi in soluzione fisiologica sterile. </li><li> Raccogliere e sterilizzare gli strumenti necessari per un intervento chirurgico; autoclave a vapore per la sterilizzazione. Vedi tabella dei materiali e reagenti per l&#39;elenco degli strumenti chirurgici. </li></ol> 2. impianto chirurgico <ol><li> Anestetizzare animali e mantenere l&#39;anestesia secondo il protocollo IACUC approvato. Presso dell&#39;inizio e durante surcontrollare gery il riflesso punta pizzico ogni 15 min. La mancanza di risposta indica sufficiente livello di anestesia. <ol><li> Per cuccioli, utilizzare anestesia isoflurano (4%) con O 2 (100%). Per gli adulti, utilizzare ketamina (100 mg / kg) con xilazina (10 mg / kg). </li></ol></li><li> Fissare posizione nel telaio stereotassico. Posizionare i suggerimenti della barra orecchio nel meato uditivo. Non stringere eccessivamente bar orecchie come il cranio è molto morbido in giovani cuccioli di ratto. Fissare il cono anestesia naso. <ol><li> Tenere il caldo animale durante l&#39;intervento chirurgico ponendolo sulla rampa di riscaldamento impostato a 37 ° C. In animali adulti, applicare lubrificante unguento per gli occhi dell&#39;animale. </li></ol></li><li> Sterilizzare sito di incisione e mantenere campo chirurgico sterile. <ol><li> Tampone il cuoio capelluto con alternanza di applicazioni del 70% di etanolo e betadine. Avviare al centro del cuoio capelluto e rendere sempre più ampi cerchi concentrici. </li><li> Coprire l&#39;animale con drappeggio e condurre l&#39;intervento chirurgico su animali drappeggiato. Mantenere i steriLe campo operatorio allineando la chirurgica set-up con teli sterili, le apparecchiature a spruzzo con il 70% di etanolo. </li><li> Indossare guanti chirurgici sterili e di abito (o come richiesto dall&#39;istituzione). Per aiutare a mantenere campo sterile, utilizzare un assistente di chirurgia. </li></ol></li><li> Fare un&#39;incisione sul cuoio capelluto dell&#39;animale leggermente dietro gli occhi lungo la linea mediana, di circa 2 cm. Prestare attenzione quando si inserisce il bisturi come il cranio è ancora molto morbido in giovani cuccioli di ratto. Fare un unico taglio così l&#39;incisione sanguina meno, e guarisce più veloce. </li><li> Esporre il cranio. Preparare una superficie pulita e asciutta per massimizzare il legame tra il trasmettitore e le ossa del cranio. Utilizzare clip aneurisma di cogliere cuoio capelluto. <ol><li> Tirare delicatamente il cuoio capelluto lontano dalla linea mediana a quattro angoli. Cercare punti di riferimento anatomici come bregma e lambda nel cranio. Ricorda ossa del cranio non sono fuse in animali a questa età. Utilizzare l&#39;atlante Paxinos di coordinate stereotassica per trovare la posizione corretta per il foro cranico. </li></ol&gt; </li><li> Utilizzare uno strumento Dremel-tipo con un po &#39;radica di tipo trapano. Creare due fori radica in posizioni di registrazione desiderati con i fori di essere più grandi di 300 micron di diametro. Posizionare il foro cranico per l&#39;elettrodo di riferimento nel cervelletto dietro il lambda del cranio. </li><li> Assicurarsi che i fili del trasmettitore siano allineati con i fori bava. Se i fili degli elettrodi non sono allineati, la contaminazione colla degli elettrodi è probabile, e si tradurrà in segnale debole. Per allineare i fili, controllare la misura del trasmettitore e delicatamente piegare gli elettrodi per allineare sui siti previsti per i fori bava. </li><li> Tagliare i cavi degli elettrodi. Utilizzare forbici chirurgiche per tagliare gli elettrodi alla lunghezza desiderata. La profondità dell&#39;elettrodo è importante per il tipo di registrazione richiesto per l&#39;esperimento (cioè, gli elettrodi sopra dura per le registrazioni EEG, o utilizzare le coordinate stereotassica per strutture cerebrali definiti). </li><li> Applicare generosamente cianoacrilato sulla base del trasmettitore to coprire l&#39;area avendo cura di evitare rivestimento elettrodi. Colla cianoacrilato è un isolante elettrico, contaminando elettrodi con colla provocherà alcun segnale. <ol><li> Se si registra da strutture cerebrali profonde, montare il trasmettitore sul supporto della cannula e collocarlo nel braccio stereotassica per il controllo z. Abbassare il trasmettitore con il braccio stereotassico di appropriarsi di profondità e il luogo gel cianoacrilato intorno al trasmettitore. </li></ol></li><li> Cranio completamente asciutto prima di collocare il trasmettitore per assicurare una forte legame adesivo. Applicare trasmettitore rivestito con cianoacrilato al cranio. Fate attenzione ad allineare gli elettrodi con corrispondenti fori bava. <ol><li> Cercate di evitare le principali strutture vascolari dannosi. Mantenere il trasmettitore in posizione con una leggera pressione per un minuto. Utilizzare leggera pressione per formare un forte legame tra il trasmettitore e il cranio. </li></ol></li><li> Applicare cianoacrilato aggiuntivo, abbastanza per sigillare completamente interfaccia trasmettitore / cranio. Per garantire agood forma e forte legame, massimizzare la superficie della colla che contatta il cranio. Applicare l&#39;adesivo cianoacrilato in un cerchio intorno al trasmettitore, assicurandosi che sia il cranio e la parete del trasmettitore sono coperti. </li><li> Applicare accelerante chimico (0,1 ml) attraverso una siringa attorno al cianoacrilato alla base del trasmettitore impiantato. Utilizzare accelerante con parsimonia, facendo attenzione a non applicare ai tessuti adiacenti. Nota: accelerazione chimica della reticolazione cianoacrilato assicura che il forte legame tra il trasmettitore e il cranio si forma rapidamente. Cianoacrilato accelerante è utile per polimerizzazione velocità di adesivo, ma non è necessario. </li><li> Rimuovere l&#39;accelerante lavando accuratamente la zona con soluzione salina sterile. Cianoacrilato acceleratore può causare irritazione dei tessuti se non lavate dalla zona di incisione. Per lavare l&#39;area, riempire una siringa da 1,0 ml di soluzione fisiologica sterile e irrigare l&#39;area attraverso un ago di siringa. Generalmente 0,5 ml di soluzione salina è sufficiente per lavarel&#39;acceleratore. </li><li> Suturare la pelle intorno alla base del trasmettitore, ma non coprire il trasmettitore. Top of trasmettitore deve essere al di sopra della pelle per trasmettere in modo efficiente segnali neurali. Pelle deve essere ragionevolmente stretto intorno il trasmettitore e il collante intorno all&#39;unità. Utilizzare Vicryl o sutura di seta (filo molle); pelle negli animali immaturi è morbido ed è facilmente danneggiato se non si usano suture morbide. Per gli animali adulti, utilizzare qualsiasi materiale di sutura. </li><li> Rimuovere animale dal telaio stereotassico e posto sulla coperta riscaldata per il recupero. </li><li> Assicurarsi che gli animali sono calde (37 ° C) e ambulatoriale (ad esempio, completamente recuperata) prima di tornare alla diga. Assicurarsi che l&#39;animale è idratata pizzicando la pelle sul dorso dell&#39;animale (se l&#39;animale è disidratata, la pelle rimarrà deformata). Se animale è disidratato, somministrare l&#39;iniezione sottocutanea di tampone di Ringer lattato. Non lasciare l&#39;animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a manteneredecubito sternale. <ol><li> Somministrare buprenorfina (0,05 mg / kg) di animali per la gestione del dolore post-operatorio e una iniezione sottocutanea di 0,1 ml di bupivacaina attorno al sito di iniezione. Nota: Dall&#39;inizio alla fine l&#39;intera procedura dovrebbe essere completata in 5-10 minuti per animali di questa età (giorno di vita 6). Tempo chirurgica può richiedere più tempo per gli animali più anziani. </li></ol></li></ol> 3. Cura e dell&#39;edilizia abitativa Nota: alcuni dighe potrebbero non tollerare cuccioli impiantati con il dispositivo. Dighe possono avere bisogno di essere selezionati che sono tolleranti. È accettabile per la diga di muoversi intorno alla gabbia cuccioli prendendoli dal trasmettitore. <ol><li> Una volta che gli animali sono svezzati, singolarmente-ospitarli per evitare la rimozione dei dispositivi da loro compagno gabbia. </li><li> Eutanasia animali da dose letale di pentobarbital (25 mg / kg) o isoflurano (in una campana) quando sono presenti segni di sofferenza. </li><li> Nota, alcune gabbie di ricovero per animali con inserti di filo possono inFere con i trasmettitori impiantati. Assicuratevi di controllare l&#39;altezza dell&#39;inserto filo per assicurarsi che gli animali non possono ottenere il trasmettitore stretta tra le &quot;barre&quot; dell&#39;inserto filo. Consultare il proprio veterinario per aiuto. </li></ol> 4. Registrazione EEG <ol><li> Inserite l&#39;animale in una gabbia da solo o co-ospitato con fratellini e la diga. Tuttavia, posto solo uno impiantato animale in una gabbia singola. Non lasciare cuccioli soli nella camera di registrazione per più di 2 ore. Monitorare gli animali per i segni di sofferenza e di disidratazione. </li><li> Collegare l&#39;alimentatore fornito alla base del ricevitore e verificare che l&#39;indicatore di alimentazione è illuminato. Collegare la base ricevitore ad un sistema di acquisizione dati utilizzando cavi (Bayonet Neil-Concelman) BNC. </li><li> Posizionare la gabbia animale sulla parte superiore della base del ricevitore (Figura 2). La spia &quot;segnale&quot; si accenderà indicando un trasmettitore è stato rilevato. I dati possono ora essere registrati. </li><li> To registrare dati, connettere la base ricevente ad un convertitore analogico-digitale e collegare il convertitore a un computer (Figura 1). </li><li> Impostare la frequenza di campionamento della registrazione. Assicurarsi che i dati vengono campionati correttamente. Selezionare almeno 250 Hz frequenza di campionamento (500 Hz consigliata) per la registrazione (banda del trasmettitore è 0,1-100 Hz). </li><li> Salvare i dati digitalizzati e analizzare utilizzando pacchetti software-elaborazione del segnale come Matlab. </li></ol> 5. EEG Analysis - Generali <ol><li> Eseguire FFT (trasformata di Fourier veloce) per trasformare i dati EEG temporali nel dominio della frequenza da 0-100 Hz. </li><li> Effettuare una stima della densità spettrale di potenza (PSD) dal FFT con 256 segmenti Hann-finestre in base al metodo di Welch e normalizzato da 10 x 10 log (PSD). Gli spettri di potenza mostrano le frequenze specifiche che dominano il segnale EEG nel periodo di tempo desiderato. </li><li> Dati Group in tutta animali prendendo la media del PSD da ciascun animalerispetto alle terapie in tempo abbinato. Creare intervalli di confidenza al 95% da 1,96 x media (PSD) / radice quadrata (n), dove n è il numero di animali (tracce PSD). Tracciare i media e il 95% intervallo di confidenza dei dati per generare una relazione quantitativa di tutto il contenuto in frequenza del EEG attraverso coorti di animali come il confronto gruppi trattati contro gruppi di controllo. </li></ol> 6. perinatale ipossia-ischemia (HI) modello di protocollo <ol><li> Anestetizzare il P6 - 7 dei ratti usando isoflurano (4% al 100% O 2) ponendo l&#39;animale in una scatola anestesia (box con il contributo di anestesia vaporizzatore). In avvio e durante l&#39;intervento verificare la convergenza pizzico reflex ogni 15 min. La mancanza di risposta indica sufficiente livello di anestesia. </li><li> Posizionare il cucciolo sul dorso, esporre il collo e strofinare con alternanza applicazioni di etanolo al 70% e il 10% betadine. Ripetere la macchia di etanolo / Betadine 3 volte. </li><li> Fare da 1 cm incisione nella pelle del collo con scissors alla linea mediana del collo. Sollevare la pelle con una pinza ed effettuare il taglio con le forbici. Fare attenzione a non tagliare il tessuto muscolare quando si effettua l&#39;incisione. </li><li> Utilizzare tecnica smussa per esporre carotide. Per eseguire smussa, usare due coppie di pinze smussato-naso. Inserire le punte nel tessuto e lasciare che l&#39;azione della molla dello strumento chirurgico diffondere il tessuto. Ripetere l&#39;operazione fino a quando carotide è esposto. Identificare carotide da un colore rosso vivo e la presenza dell&#39;impulso visibile. </li><li> Separate carotide dal nervo vago con pinze smussato. Inserire le pinze smussato a punta tra l&#39;arteria e il nervo. Rilasciare le pinze e lasciare l&#39;azione primavera dello strumento separato carotide dal nervo vago. </li><li> Luogo aneurism morsetti 4-5 mm l&#39;uno dall&#39;altro sulla carotide. Fare attenzione a non danneggiare l&#39;arteria con le pinze, evitando movimenti rapidi. </li><li> Cauterizzare la carotide tra i morsetti aneurisma. Per cauterizzare l&#39;arteria, Toccare l&#39;arteria fra le ganasce con una punta cauterizer caldo. Dopo che l&#39;arteria è tagliata, garantire entrambe le estremità siano correttamente cauterizzato per evitare emorragie. </li><li> Rimuovere i morsetti, chiudere l&#39;incisione collo con 3 punti di sutura. Solo suturare la pelle, fare attenzione a non suturare il tessuto muscolare. </li><li> Permettere agli animali di recuperare per 1 ora. Monitorare respirazione dell&#39;animale e sanguinamento dal collo. Se il sanguinamento è presente, non sottoporre l&#39;animale a HI (passo 6.10). </li><li> Posto l&#39;animale in una camera a temperatura controllata a 37 ° C e continuamente introdurre O 2/92% miscela 8% N 2 nella camera per 2 ore. </li></ol>

<ol>
	<li>Boylan, G. B., Stevenson, N. J., Vanhatalo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+neonatal+seizures.">Monitoring neonatal seizures.</a> Semin. Fetal Neonatal Med. 18 (4), 208-208 (2013).</li><li>Panzica, F., Varotto, G., Rotondi, F., Spreafico, R., Franceschetti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+Epileptogenic+Zone+from+Stereo-EEG+Signals:+A+Connectivity-Graph+Theory+Approach.">Identification of the Epileptogenic Zone from Stereo-EEG Signals: A Connectivity-Graph Theory Approach.</a> Front Neurol. 6 (4), 175 (2013).</li><li>Arciniegas, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+electrophysiologic+assessments+and+mild+traumatic+brain+injury:+state-of-the-science+and+implications+for+clinical+practice.">Clinical electrophysiologic assessments and mild traumatic brain injury: state-of-the-science and implications for clinical practice.</a> Int J Psychophysiol. 82 (1), 41-52 (2011).</li><li>Mizrahi, E. M., Kellaway, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+concussion+in+children:+assessment+of+injury+by+electroencephalography.">Cerebral concussion in children: assessment of injury by electroencephalography.</a> Pediatrics. 73 (4), 419-425 (1984).</li><li>Pisarenco, I., Caporro, M., Prosperetti, C., Manconi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-density+electroencephalography+as+an+innovative+tool+to+explore+sleep+physiology+and+sleep+related+disorders.">High-density electroencephalography as an innovative tool to explore sleep physiology and sleep related disorders.</a> Int J Psychophysiol. S0167-8760 (14), 3-8 (2014).</li><li>Konadhode, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulation+of+MCH+neurons+increases+sleep.">Stimulation of MCH neurons increases sleep.</a> J. Neurosci. 33 (25), 10257-10263 (2013).</li><li>Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+construction+of+a+long-term+continuous+video-EEG+monitoring+unit+for+simultaneous+recording+of+multiple+small+animals.">Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals.</a> Brain Res. Protoc. 1-2 (1), 85-97 (1997).</li><li>Stables, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapy+discovery+for+pharmacoresistant+epilepsy+and+for+disease-modifying+therapeutics:+Summary+of+the+NIH/NINDS/AES+Models+II+Workshop.">Therapy discovery for pharmacoresistant epilepsy and for disease-modifying therapeutics: Summary of the NIH/NINDS/AES Models II Workshop.</a> Epilepsia. 44 (12), 1472-1478 (2003).</li><li>White, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+unsupervised+algorithms+for+the+detection+of+seizures+in+continuous+EEG+recordings+from+rats+after+brain+injury.">Efficient unsupervised algorithms for the detection of seizures in continuous EEG recordings from rats after brain injury.</a> J. Neurosci. Methods. 152 (1-2), 255-266 (2006).</li><li>Bertram, E. H., Cornett, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ontogeny+of+seizures+in+a+rat+model+of+limbic+epilepsy:+evidence+for+a+kindling+process+in+the+development+of+chronic+spontaneous+seizures.">The ontogeny of seizures in a rat model of limbic epilepsy: evidence for a kindling process in the development of chronic spontaneous seizures.</a> Brain Res. 625 (2), 295-300 (1993).</li><li>Bertram, E. H., Cornett, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+a+rat+model+of+chronic+spontaneous+limbic+seizures.">The evolution of a rat model of chronic spontaneous limbic seizures.</a> Brain Res. 661 (1-2), 157-162 (1994).</li><li>Williams, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+spontaneous+recurrent+seizures+after+kainate-induced+status+epilepticus.">Development of spontaneous recurrent seizures after kainate-induced status epilepticus.</a> J. Neurosci. 29 (7), 2103-2112 (2009).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+electroencephalographic+monitoring+with+radio-telemetry+in+a+rat+model+of+perinatal+hypoxia-ischemia+reveals+progressive+post-stroke+epilepsy.">Continuous electroencephalographic monitoring with radio-telemetry in a rat model of perinatal hypoxia-ischemia reveals progressive post-stroke epilepsy.</a> J. Neurosci. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Galanopoulou, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+mechanisms+of+catastrophic+epilepsy+--+overview+from+animal+models.">Basic mechanisms of catastrophic epilepsy -- overview from animal models.</a> Brain Dev. 35 (8), 748-756 (2013).</li><li>Lerche, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ion+channels+in+genetic+and+acquired+forms+of+epilepsy.">Ion channels in genetic and acquired forms of epilepsy.</a> J Physiol. 591 (Pt 4), 753-764 (2013).</li><li>Rossignol, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=WONOEP+appraisal:+new+genetic+approaches+to+study+epilepsy).">WONOEP appraisal: new genetic approaches to study epilepsy).</a> Epilepsia. 55 (8), 1170-1186 (2014).</li><li>Westmark, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+fragile+X+phenotypes+by+manipulation+of+A&#946;PP/A&#946;+levels+in+Fmr1KO+mice.">Reversal of fragile X phenotypes by manipulation of A&#946;PP/A&#946; levels in Fmr1KO mice.</a> PLoS One. 6 (10), e26549 (2011).</li><li>Sukhotinsky, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+delay+of+status+epilepticus+onset+in+an+in+vivo+rodent+epilepsy+model.">Optogenetic delay of status epilepticus onset in an in vivo rodent epilepsy model.</a> PLoS One. 8 (4), e62013 (2013).</li><li>Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On-demand+optogenetic+control+of+spontaneous+seizures+in+temporal+lobe+epilepsy.">On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy.</a> Nat Commun. 4, 1376 (2013).</li><li>Paz, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Closed-loop+optogenetic+control+of+thalamus+as+a+tool+for+interrupting+seizures+after+cortical+injury.">Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury.</a> Nat Neurosci. 16 (1), 64-70 (2013).</li><li>Monod, N., Pajot, N., Guidasci, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neonatal+EEG:+statistical+studies+and+prognostic+value+in+full-term+and+pre-term+babies.">The neonatal EEG: statistical studies and prognostic value in full-term and pre-term babies.</a> Electroecephalogr Clin Neurophysiol. 32 (5), 529-544 (1972).</li><li>Deshpande, L. S., Carter, D. S., Blair, R. E., DeLorenzo, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Prolonged+Calcium+Plateau+in+Hippocampal+Neurons+in+Rats+surviving+Status+Epilepticus+Induced+by+the+Organophosphate+Diisopropylfluorophosphate.">Development of a Prolonged Calcium Plateau in Hippocampal Neurons in Rats surviving Status Epilepticus Induced by the Organophosphate Diisopropylfluorophosphate.</a> Toxicol Sci. 116 (2), 623-631 (2010).</li><li>Todorovic, M. S., Cowan, M. L., Balint, C. A., Sun, C., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+status+epilepticus+induced+by+two+organophosphates+in+rats.">Characterization of status epilepticus induced by two organophosphates in rats.</a> Epilpsy Res. 101 (3), 268-276 (2012).</li><li>Lehmkuhle, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+quantitative+method+for+analyzing+electrographic+status+epilepticus+in+rats.">A simple quantitative method for analyzing electrographic status epilepticus in rats.</a> J. Neurophysiol. 101 (3), 1660-1670 (2009).</li><li>Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Fisher, J. H., Ekstrand, J. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+EEG+in+immature+rats+with+a+novel+miniature+telemetry+system.">Recording EEG in immature rats with a novel miniature telemetry system.</a> J. Neurophysiol. 109 (3), 900-911 (2013).</li><li>Pouliot, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+electrographic+analysis+of+the+effect+of+sec-butyl-propylacetamide+on+pharmacoresistant+status+epilepticus.">A comparative electrographic analysis of the effect of sec-butyl-propylacetamide on pharmacoresistant status epilepticus.</a> Neuroscience. 12 (231), 145-156 (2012).</li><li>Levine, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anoxic-ischemic+encephalopathy+in+rats.">Anoxic-ischemic encephalopathy in rats.</a> Am J Pathol. 36, 1-17 (1960).</li><li>Vannucci, R. C., Vaccucci, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+perinatal+hypoxic-ischemic+brain+damage.">A model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage.</a> Ann N Y Acad Sci. 835, 234-249 (1997).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2013).</li><li>Bolkvadze, T., Pitkanen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+post-traumatic+epilepsy+after+controlled+cortical+impact+and+lateral+fluid-percussion-induced+brain+injury+in+the+mouse.">Development of post-traumatic epilepsy after controlled cortical impact and lateral fluid-percussion-induced brain injury in the mouse.</a> J. Neurotrauma. 29 (5), 789-812 (2012).</li></ol>

Drs. Lehmkuhle e Dudek hanno un interesse finanziario in Epitel, Inc., i progettisti del sistema di registrazione biopotenziale wireless Epoca.

Può essere molto costoso per effettuare registrazioni elettrografiche a lungo termine in modelli piccoli animali della malattia. Facendo affidamento su semplici circuiti elettrici ed enfatizzando consumo a bassa potenza, siamo stati in grado di creare un sistema di trasmettitore (figure 1 e 2) che riduce il costo di esperimenti di monitoraggio a lungo termine. Il costo totale di un esperimento di controllo sei mesi potrebbe essere a partire da $ 470, più il costo di un animale (~ 1,5 dollari animale diaria, 200 dollari trasmettitore). Le piccole dimensioni del trasmettitore consente registrazioni continue elettrografiche ininterrotte in piccoli animali, modelli pre-clinici di malattie umane, che sono molto difficili da ottenere con i sistemi di registrazione wireless basati radiofrequenza tethered o (Figura 4). Infine, la natura montato cranio del trasmettitore riduce il tempo di intervento chirurgico e stress sul animale che può altrimenti compromettere un esperimento. Qui vi mostriamo proof-of-principle esperimenti da tre differenti modelli sperimentali di epilessia: perinatale ipossia-ischemia 13, 27, 28 in un cucciolo di ratto (figura 4), ​​epilettico DFP-indotta stato (Figura 5) e convulsioni in un modello geneticamente indotta malformazioni vascolari cavernosi (Figura 6). Forse l&#39;aspetto più critico per l&#39;ottenimento di registrazioni elettrografiche privo di artefatti, a lungo termine è quello di verificare l&#39;accesso elettrodo disinibito alla regione corticale di interesse (Figura 4-6). Ciò include l&#39;elettrodo comune di riferimento / terra. Particolarmente critico è collegare il trasmettitore al cranio per le applicazioni EEG epidurale. Durante questo processo, è possibile inavvertitamente rivestire la punta degli elettrodi con cianoacrilato data la lunghezza molto breve degli elettrodi. Rivestimento gli elettrodi in cianoacrilato può attenuare le segnali EEG o completamente isolarli nel peggiore dei casi. Allo stesso modo, la mancanza di una buona connessione elettrica bra comune di riferimento / terra e cervello dell&#39;animale impedisce il corretto funzionamento dell&#39;amplificatore differenziale nel trasmettitore, con conseguente elettricamente &quot;noisy&quot; uscita del segnale. Spesso, dopo l&#39;intervento chirurgico, i segnali di buona qualità può essere compromessa per un massimo di 48 ore a causa di un edema che circondano i buchi bave nel cranio. Come l&#39;edema si abbassa, i segnali generalmente migliorano. Ciò può essere evitato inserendo gli elettrodi sulla superficie del cranio senza foratura bave. Le conseguenze di questo processo sono aumentati potenziale per rivestire gli elettrodi con cianoacrilato, una ridotta attività ad alta frequenza a causa dei passa-basso caratteristiche elettriche delle ossa del cranio, e la possibilità di isolare elettricamente il comune di riferimento / terra rumore rendendo nei segnali. Praticando il corretto posizionamento degli elettrodi può essere fatto con un pezzo sottile di legno o impiallacciatura che imita lo spessore del mouse o ratto cranio. I risultati presentati in questo manoscritto illustrano la qualità di registrazioni che si possono ottenere con la tecnologia telemetria wireless. Impianto chirurgico utilizzando il metodo qui descritto può richiedere un minimo di 10 minuti, a seconda della complessità della chirurgia. Per accesso chirurgico strutture cerebrali profonde, come la regione CA1 dell&#39;ippocampo, è preferibile fissare il trasmettitore ad un micromanipolatore montato su un telaio stereotassico. Il micromanipolatore fornirà il chirurgo con la precisione di impiantare il trasmettitore secondo coordinate stereotassica pubblicati nell&#39;atlante dei topo e ratto 29 30 cervello. Questo può essere fatto semplicemente imbastitura un pezzo di tubo ipodermico al trasmettitore con cianoacrilato e quindi montare il ago ipodermico in micromanipolatore. Controllo micromanipolatore di x, y, e Z fornirà stabilità durante il montaggio del trasmettitore al cranio prima sutura della pelle chiuso. L&#39;aggiunta di viti ossee intorno al perimeter del trasmettitore può contribuire ad ancorare il trasmettitore al cranio, anche se non sono necessarie. Viti ossee potrebbero essere efficaci, tuttavia, in alcuni modelli animali di epilessia ed epilessia, come ratto adulto litio-pilocarpina trattati. Questi animali tendono ad avere convulsioni spontanee con l&#39;attività motoria intensa che potrebbero danneggiare il trasmettitore durante il sequestro. Complessità aggiuntiva potrebbe essere aggiunto a questi esperimenti. Per esempio, il trasmettitore è compatibile con molti modelli differenti di lesioni cerebrali traumatiche, come l&#39;impatto corticale controllato 31. La durata del dispositivo trasmettitore è stato testato da impianto di animali con trasmettitori a P7, e poi li ospita nella struttura animali. Dopo 12 mesi, la maggior parte degli impianti è rimasta intatta sul cranio. Quando gli animali sono stati sottoposti ad eutanasia, i teschi sembrava essere normale e il trasmettitore è stato incorporato nelle ossa del cranio, che richiede una forza notevole per estrarlo. Fare attenzione quando strutture cerebrali profondesono studiati; come il cervello cresce, e gli elettrodi rimane ferma, la posizione finale degli elettrodi si penserebbe che cambiare. Per le tecniche qui descritte, gli elettrodi sono stati generalmente posizionati sopra la dura madre, che ha permesso sia il cervello e il cranio di crescere e per gli elettrodi di rimanere nelle loro posizioni originali. Il fattore limitante in quanto tempo il trasmettitore può essere utilizzato è la dimensione della batteria (vale a dire fino a quando la batteria si esaurisce). Un design monolitico autonomo (cioè il trasmettitore è incorporato in hard epossidica) di abitazioni del trasmettitore si presta per l&#39;uso con i cuccioli immaturi sono alloggiati con la diga e loro fratellini. Spesso, co-housing impiantato animali con Tethers cablati risultati nella distruzione dell&#39;hardware impiantato o cannibalizzazione dei cuccioli dalla diga. La forma liscia parete del trasmettitore permette per l&#39;impianto praticamente senza guasti hardware o una perdita di cuccioli a causa di cannibalizzazione. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Lo schema di trasmissione capacitivo accoppiato a bassa potenza in questo sistema si presta bene per l&#39;impiego in diversi scenari sperimentali, come il posizionamento in un incubatore a temperatura controllata o anche per l&#39;utilizzo con apparati sperimentali, come le camere pletismografia. Analogamente, la forma dell&#39;antenna ricevente può essere manipolata per adattarsi in molti ambienti comportamentali diversi, come l&#39;elevata gamma T-maze.The del trasmettitore a pochi pollici come il trasmettitore deve essere in grado di &quot;guidare&quot; (coppia capacitivamente a) l&#39;antenna ricevente e si basa su l&#39;animale a essere alloggiati in gabbie roditori standard o adatto gabbia coperta dalla superficie antenna ricevente. Il trasmettitore agisce come un polo di un campo elettrico mentre il corpo dell&#39;animale agisce come un altro polo. Il campo è tale che alcuni indirizzi, ad esempio 90 ° fuori fase con l&#39;antenna del ricevitore, non riuscirà a guidare l&#39;antenna ricevente conseguente &quot;drop out&quot;. Questo è un evento piuttosto raro. I lavori futuri con questa tecnologia permetterà la registrazione da più animali nella stessa gabbia che ridurrà i costi di imbarco e consentire l&#39;interazione sociale. Ulteriori sviluppi comporteranno l&#39;aumento del numero di canali tra cui la temperatura, e elettromiogramma. Il design attuale del dispositivo fornisce una larghezza di banda che è ottimizzato per la ricodifica di bande EEG classici, che non è adatto per la registrazione di ondulazioni veloci o oscillazioni ad alta frequenza. In futuro, il dispositivo può essere modificato per registrare i componenti ad alta frequenza del segnale, ma a costo di vita della batteria. Diversi tipi di trasduttori comprenderanno pressione sanguigna e pressione-volume, e anche la costruzione di una disposizione degli elettrodi trasmettitore dimensioni specificate dall&#39;utente secondo coordinate stereotassiche delle strutture cerebrali desiderati.

Il più vecchio - e tuttora il più utilizzato - tecnica per la registrazione biopotenziali nel cervello è l&#39;elettroencefalogramma (EEG). È usato clinicamente per alterazioni neurologiche, tra cui il rilevamento sequestro 1, localizzazione del sequestro focolai 2, e la diagnosi di trauma cranico 3,4. Questa tecnica è anche ampiamente usato per fornire informazioni fondamentali sui meccanismi di sonno e per diagnosticare disturbi del sonno 5,6. Come nella diagnosi clinica delle epilessie, l&#39;EEG è diventato indispensabile per la ricerca traslazionale in modelli animali di epilessia sia genetici e acquisiti. Nelle applicazioni di ricerca in corso, &quot;wired&quot; o registrazioni &quot;legato&quot; sono standard, e vengono regolarmente eseguite in roditori adulti per settimane alla volta 7. Tuttavia, il rumore elettrico, artefatti da movimento, e il rischio che legava animali si ferirà tirando il cavo hanno lunghi compromised questi esperimenti. Così, per migliorare le condizioni e tassi di successo sperimentale, abbiamo bisogno di sviluppare nuove tecnologie che consentano di eliminazione dell&#39;interfaccia cablata tra l&#39;animale e la strumentazione. La zona più evidente di sviluppo è la progettazione e l&#39;implementazione di sistemi di telemetria che consente registrazioni di alta qualità, pur mantenendo una vita utile lunga e riducendo al minimo il disagio per i soggetti animali. La riduzione delle dimensioni fisiche di questi dispositivi permetterà ricerca traslazionale in modelli di roditori neonatali e giovanili di disturbi neurologici. Basso numero di canali EEG nei ratti sono impiegati ampiamente per lo sviluppo di nuove terapie per sopprimere gli attacchi epilettici in grado di traduzioni per gli esseri umani. Le registrazioni da uno o più siti per un periodo prolungato aprono molte possibilità per l&#39;utilizzo di modelli di roditori di epilessia nella ricerca traslazionale. Gran parte della ricerca contemporanea in questo campo mira a bloccare il verificarsi di Seiz cronicaUres o lo sviluppo di epilessia (ad esempio, epilettogenesi), e tali sforzi di ricerca richiedono ampie se il monitoraggio EEG non continuo per saggiare l&#39;efficacia della terapia proposta 8; un piccolo sistema di telemetria, semplice, con uno, due o quattro canali operativi tra 0.1-100 Hz per canale promuoverà fortemente questo tipo di ricerca traslazionale. Sequestri elettrografici si verificano spesso a comportamenti minimi (certamente senza convulsioni), che limita l&#39;utilità del test basati sui sequestri comportamentali. La strategia di combinare la registrazione EEG e video controllo simultaneo permette la possibilità di catturare ogni sequestro; e, inoltre, questi approcci analitici possono consentire la valutazione quantitativa delle punte interictali che si verificano nel cervello epilettico tra eventi 9 &quot;ictale&quot; (o sequestro). Inoltre, la capacità di ottenere continuo ad alta qualità a basso artefatto EEG registrazioni, per cui la tecnologia wireless è generalmentesuperiore, permetterà lo sviluppo di uso di algoritmi basati su computer per studiare specifiche forme d&#39;onda EEG (ad esempio, theta, gamma), così come il rilevamento automatico di convulsioni, riducendo notevolmente il carico di lavoro dello sperimentatore. Il modello pre-clinico primario per studiare epilessia cronica dopo una lesione cerebrale è il ratto adulto o il mouse, tramite una chemio-convulsivante (cioè acido kainico o pilocarpina) o stato indotto elettricamente epilettico (SE), che è seguita da epilessia cronica. In queste condizioni, le convulsioni gravi associati SE o successivi convulsioni negli animali epilettiche possono causare lesioni da strappo animale o tirando il tether e allentando le viti che mantengono il fissaggio del headcap. In definitiva, è questo problema che termina di solito questi esperimenti, e tuttavia la necessità di ottenere ad alta risoluzione record EEG a lungo termine per gli esperimenti volti a sviluppare nuove terapie per la cronicaepilessia è fondamentale. Inoltre, l&#39;alloggio, il monitoraggio e l&#39;analisi dei dati provenienti da animali a lungo termine impiantati è un notevole investimento sia dei costi diretti e tempo sperimentatore; Pertanto, risoluzione anticipata del esperimento può comportare costi significativi per i ricercatori. Poiché questi modelli di progresso epilessia, le convulsioni di solito diventano più frequenti e più gravi 10-12, aumentando la probabilità che gli animali sono feriti, così come la loro utilità per lo sviluppo di nuove terapie diventa più grande. Questi animali possono sviluppare sistematicamente decine di attacchi convulsivi al giorno, spesso si verificano in grappoli 13. Probabilmente uno degli sviluppi più importanti della scienza biomedica è stato l&#39;uso di gene targeting in modelli murini. Questo approccio ha permesso, e continuerà a permettere lo sviluppo di modelli animali di epilessia genetica che riproducono effettivi sindromi umane 14-16. Manipolazioni genetiche possono essere intraprese comeproof-of-principle terapie per sopprimere crisi epilettiche o addirittura bloccare lo sviluppo di epilessia dopo danno cerebrale 17-20. Questo tipo di ricerca beneficerebbe notevolmente da la capacità di eseguire high-throughput registrazione continua della EEG. Attualmente, è possibile registrare da topi sia con sistemi frenati o di telemetria; tuttavia, le sfide di ottenere alta qualità, registrazioni prive di artefatti sono sostanzialmente più difficile che i ratti, e spesso questo richiede varie forme di zaini che i topi continuamente tentano di rimuovere. Lo stress potrebbe aumentare gravità delle crisi, la frequenza e / o durata, e quindi in ultima analisi modificare l&#39;epilessia degli animali da esperimento, confondendo così lo studio. Un piccolo, leggero, low-profile sistema di telemetria in miniatura faciliteranno la registrazione di lungo termine EEG da modelli genetici murini di malattie umane. In aggiunta ai problemi sopra descritti, la registrazione EEG nel modello di roditore immatures di malattia ha una propria serie di sfide. Animali immaturi possono pesare il meno 6 g (P8 mouse) per 17 g (P6 ratto). E &#39;praticamente impossibile fare di serie più giorni frenati registrazioni di EEG a causa di un aumento dello stress da cavezza e l&#39;incapacità di permettere all&#39;animale di impennarsi del cucciolo dalla diga. Fino a quando gli animali vengono svezzati, devono rimanere nella cura della diga. La diga è incline a distruggere qualsiasi complesso connettore esteriorizzato sul cucciolo, interrompere il cucciolo, e in alcuni casi terminare l&#39;intera cucciolata. Inoltre, il roditore teschio immaturo rende difficile montare qualsiasi piedistallo elettrodo al cranio con integrità meccanica. Queste sfide, uniche per roditori immaturi, richiedono una nuova soluzione per effettuare registrazioni elettrografiche robusto, lungo termine. Qui ci concentriamo sulla dimostrazione l&#39;impianto e la registrazione di EEG usando un nuovo trasmettitore wireless in miniatura e presenti tre esperimenti proof-of-principio come esempi per l&#39;uso del sistema di telemetria wireless in miniatura: 1) l&#39;immaturo modello di ratto pup di ipossia-ischemia, 2) topi adulti trattati con DFP per indurre lo stato di male epilettico e successive crisi spontanee, e 3) il modello genetico di malformazioni cavernose vascolari che si traducono in convulsioni e morte nei topi adulti. Il sistema di telemetria wireless in miniatura è stato progettato per soddisfare quattro esigenze principali: (1) impianto chirurgico minimamente invasivo; (2) la compatibilità per l&#39;alloggiamento dei cuccioli roditori con la diga e fratellini; (3) un basso consumo di potenza dell&#39;unità, permettendo così mesi di monitoraggio continuo senza chirurgica reimpianto; e (4) possibilità di registrare forme d&#39;onda EEG di alta qualità con il minimo artefatti da movimento. Il trasmettitore wireless pesa &lt;0.6, 2.3 e 4 g ed è &lt;0,3, 0,8, e 1,4 cm 3 in funzione della batteria con un ingombro di 5 x 7, 7 x 9, o 7 x 12 mm che monta facilmente al cranio dell&#39;animale con gel di cianoacrilato. Senza tasselli osseo sono necessari per apporre saldamente il dispositivocranio, riducendo il numero di fori che devono essere perforati nel cranio e il tempo chirurgico. Il dispositivo è in grado di amplificare due canali di EEG o potenziali di campo locale di strutture cerebrali profonde, come l&#39;ippocampo, per oltre 2 settimane, 2 mesi o 6 mesi in questa configurazione. Le piccole dimensioni del trasmettitore wireless riduce il rischio di infezione, aumenta la mobilità degli animali, e, infine, riduce la morbilità e la mortalità che aumenta in caso contrario il tempo, denaro, e il numero di animali necessari per un esperimento. Tutta l&#39;elettronica e la batteria sono in vaso in resina epossidica medico-grado che rende il dispositivo impermeabile e resistente, impedendo la diga da masticare sul trasmettitore che altrimenti potrebbero rendere il dispositivo inutilizzabile. Diversamente trasmettitori radio-frequenza, il sistema di telemetria utilizza accoppiamento capacitivo tra il trasmettitore ed un&#39;antenna ricevente che si trova sotto la gabbia per animali, permettendo all&#39;utente di mantenere gli animali in abitazioni roditore standard. Più canali di recording consentire la registrazione di biopotenziali multimodali, come elettrocardiogramma e l&#39;elettroencefalogramma. Modelli animali di comorbidità beneficeranno dalla possibilità di registrare biopotenziali durante il comportamento 21-23. La combinazione di comportamento con monitoraggio EEG sarà fornire ai ricercatori uno strumento migliore per la ricerca e gli studi pre-clinici.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Gloves</td>
			<td>Protective Industrial Products</td>
			<td>100-3201 PF</td>
			<td>Power Free Sterile Latex Surgical Glove</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle</td>
			<td>FST</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade #15</td>
			<td>FST</td>
			<td>10015-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>14090-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Burr tool</td>
			<td>Ram Products, Inc.</td>
			<td>Microtorque II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine burr</td>
			<td>FST</td>
			<td>19007-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aneurism clip</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5422</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11022-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-Tipped applicators</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>24-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Driver</td>
			<td>WPI</td>
			<td align="right">521725</td>
			<td>Olsen-Hegar Needle Holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate gel</td>
			<td>Henkel</td>
			<td>Loctite 4541</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate accelerant</td>
			<td>Henkel</td>
			<td>Loctite 7452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td colspan="2">Vicryl RB-1 J304</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elecrocautery disposable</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>AA01</td>
			<td>Fine Tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Tray</td>
			<td>FST</td>
			<td>20311-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epitel Receiver Base</td>
			<td>Epitel Inc</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epitel wireless transmitter</td>
			<td>Epitel Inc</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biopac digitizer</td>
			<td>Biopac</td>
			<td>MP-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC-compatible computer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

long-term continuous eeg monitoring in small rodent models of human disease using the epoch wireless transmitter system

Molte malattie neurologiche progressive negli esseri umani, come l&#39;epilessia, richiedono modelli animali pre-clinici che lentamente si sviluppano la malattia, al fine di verificare gli interventi nelle varie fasi del processo di malattia. Questi modelli animali sono particolarmente difficili da implementare nei roditori immaturi, un organismo modello classico per studio di laboratorio di questi disturbi. La registrazione EEG continuo in giovani modelli animali di epilessia e altri disturbi neurologici rappresenta una sfida tecnica a causa delle ridotte dimensioni fisiche dei giovani roditori e la loro dipendenza sulla diga prima dello svezzamento. Pertanto, non c&#39;è solo una chiara necessità di migliorare la ricerca pre-clinica in grado di meglio individuare le terapie idonee alla traduzione alla clinica, ma anche la necessità di nuovi dispositivi in ​​grado di registrare in continuo EEG nei roditori immaturi. Qui, descriviamo la tecnologia alla base e dimostrare l&#39;uso di un sistema di telemetria in miniatura romanzo, specificamente progettati per l&#39;utilizzo in ratti immaturi otopi r, che è anche efficace per l&#39;uso in animali adulti.

Abbiamo sviluppato e attuato il concetto di registrazione EEG da un singolo roditore adulto, schematizzato nella figura 1 per il processo di approvazione IACUC, il disegno deve integrare bene nel stabulari istituzionali esistenti.; Pertanto, il sistema è stato progettato per essere facilmente installato in un impianto animale standard senza uso di spazio aggiuntivo: l&#39;animale è alloggiato in un &quot;animale impianto edizione&quot; gabbia rettangolare alloggiamento che viene inserito all&#39;interno di un ricevitore con una gabbia di Faraday integrato per ridurre rumore elettrico. Il segnale da ciascuna base ricevente è condotta con funi ad un digitalizzatore che è collegato a un computer (Figura 1). È necessario un singolo computer per raccogliere dati da fino a 32 animali registrati contemporaneamente, a seconda della capacità del sistema di acquisizione dati dell&#39;utente. Questo tipo di impostazione consuma poca energia e produce poco calore, una caratteristica compatibile con strutture di animali clima controllato. I dati possono esserevisualizzati in tempo reale sul monitor, consentendo il monitoraggio sperimentale, e conservato a lungo termine su dischi rigidi esterni (unità di memoria 10 TB). Al fine di minimizzare i danni da lettiera compagni e pup cannibalizzazione dalla diga, abbiamo testato vari fattori di forma del trasmettitore. Il progetto definitivo è stato di un cilindro a cupola; una forma difficile per i ratti a mordere e danni. Un singolo trasmettitore sul cranio di un ratto adulto è mostrato in Figura 2A e una prima versione di alta densità (32 animali) basi ricevitore e impianti di registrazione in cui le case roditori standard viene collocato è mostrato in Figura 2B. L&#39;efficienza energetica è un fattore estremamente importante; abbiamo scelto accoppiamento capacitivo come un protocollo di trasmissione dati. Il seguente disegno permette di registrare in continuo EEG per oltre 6 mesi, a seconda della capacità della batteria (Figura 2A). I topi giovani come giorno di vita 12 (P12, figura 3A) e nei ratti giovani come P6 (Figure 3B) tollerare il trasmettitore abbastanza bene. Aderendo il trasmettitore al cranio con cianoacrilato permette animali di crescere con il trasmettitore nell&#39;età adulta (Figura 3C), mantenendo continua acquisizione di dati EEG. L&#39;unico fattore forma miniaturizzata dell&#39;interfaccia trasmettitore wireless e si presta per il lavoro con modelli animali di condizioni neo e perinatali. I dati della figura 4 mostra due canali di registrazione EEG di sub-acuta attività convulsiva che segue ipossico-ischemica (HI) (legatura dell&#39;arteria carotide seguito da 2 ore di ipossia con 8% O 2 miscela) infarto in un P7 Sprague-Dawley dei ratti 13. Il trattamento HI provoca una grande lesione ipsilaterale emisfero carotide legatura. Qui, le registrazioni mostrano un gruppo di due crisi generalizzate su entrambi gli emisferi del cervello danneggiato. La traccia nera raffigura attività EEG nel controlaterale emisfero alla lesione, lablue traccia mostra EEG negli emisferi ipsilaterale (cioè nella zona della lesione). Mentre l&#39;attività di sequestro è presente in entrambi gli emisferi del cervello, l&#39;emisfero omolaterale mostra soppressione di sfondo EEG, che è indicativo di un danno cerebrale permanente 21. Stato di male epilettico può essere indotta in ratti adulti iniettando gli animali con il organofosfati, DFP 22,23. I dati della figura 5 mostra ripetitive scariche EEG, indicativi dello stato epilettico (vedi espansioni temporali Figura 5A, B). Sotto le tracce di esempio, la durata dello stato epilettico oltre 12 ore è stato analizzato con un modello a effetti misti non lineari che quantifica l&#39;intensità delle convulsioni nel tempo. La gravità dello stato epilettico è definito dal potere EEG nella banda gamma (20-60 Hz). Qui, il potere sopra descritta è stata in media in 12 animali e tracciati oltre 12 ore con intervalli di confidenza al 95%. Th<html> e dati mostrano un marcato aumento della potenza gamma entro la prima ora di trattamento DFP, che persiste oltre 12 ore durante il quale gli animali sono stati continuamente monitorati. Il seguente metodo di analisi consente una misura quantitativa della gravità dello stato epilettico acuta, un fenomeno precedentemente analizzato principalmente con misure comportamentali. Includiamo questa tecnica di analisi come esempio, perché utilizza computazione potenza nelle bande EEG classici ed è stato ampiamente utilizzato in studi preclinici per testare l&#39;efficacia dei farmaci anticonvulsivanti nel nostro laboratorio 24-26. Forse l&#39;aspetto più prezioso di fare continui, registrazioni wireless senza interruzioni con la telemetria wireless è la possibilità di registrare gli eventi spontanei anomali che si verificano con bassa incidenza. Questi tipi di dati dimostrano l&#39;ampia utilità del sistema trasmettitore wireless. 554fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1:. Schematica del sistema di registrazione Epoch Il sistema di registrazione wireless consiste di due componenti: 1) un trasmettitore da cranio wireless che amplifica il Biosignal, e 2) una piastra ricevente posto sotto custodia roditore standard. L&#39;uscita della base ricevente è un segnale analogico costituito dal demodulato Biosignal amplificato ad un massimo di 4 V picco-picco. Questo segnale può quindi essere alimentato in un sistema di acquisizione dati per la registrazione. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig2.jpg" /> Figura 2:. Il trasmettitore e il ricevitore Questo particolare trasmettitore senza fili (A) pesa 4 ge spiazza &lt;1,4 centimetri 3 di volume e con un ingombro di 7 x 12 mm è facilmente montato al cranio di ratti e topi. Il trasmettitore può amplificare 2 canali biopotenziali per un massimo di 6 mesi dopo che la batteria è scaricoed. Batterie più grandi possono essere utilizzate per tempi di registrazione più lunghi. Gli animali vengono posti in gabbie roditori standard superiore del ricevitore Epoch (B). Mostrato a destra è un primo esempio di due impianti di registrazione distinte ciascuna in grado di registrare da 16 animali contemporaneamente dimostrare la relativamente piccola impronta (2 &#39;x 4&#39;, circa 60 cm x 120 cm) di ciascuna delle piattaforme di registrazione. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig3.jpg" /> Figura 3:. Impianto del trasmettitore wireless in ratti e topi Il trasmettitore consente registrazioni di EEG in continuo per un massimo di sei mesi nei topi giovani come giorno di vita 12 (P12, in alto). La fotografia centrale è di un cucciolo P7 ratto impiantato con il trasmettitore in miniatura. Il trasmettitore rimane saldamente attaccato al cranio come l&#39;animale matura. L&#39;animale, in fondo, è P280 ed è stato impiantato con un trasmettitore farsa all&#39;età P7. Il sistema consente contemregistrazioni EEG tanei e continui da più animali di età P7 attraverso svezzamento, riducendo il numero di cucciolate necessari per la pre-clinica, a lungo termine, studi di monitoraggio EEG. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig4.jpg" /> Figura 4: la registrazione di ipossia-ischemia crisi indotte con il sistema di telemetria a doppio canale registrazioni a due canali di anormale EEG con la telemetria wireless in un cucciolo P7 topo dopo carotidea legatura (ischemia) durante l&#39;8% O 2 trattamento (ipossia).. (A) e (B), espansi vista delle forme d&#39;onda. Attività sequestro è presente in entrambi gli emisferi (nero, blu) con sostanziale soppressione EEG presenti nell&#39;emisfero con infarto ischemico (blu). <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig5.jpg" /> Figura 5: Stato di registrazione Epilepticus in ratti adulti. registrazioni di EEG di superficie (cioè durale) con il sistema di telemetria wireless in miniatura, in risposta a diisopropylfluorophosphate (DFP) trattamento in un ratto adulto. I periodi d&#39;ombra nella traccia superiore (A e B) vengono espanse vista delle forme d&#39;onda in tracce sottostanti. I dati registrati con il trasmettitore wireless possono poi essere analizzati nel dominio della frequenza che consente confronti statistici in una coorte di animali. (C) I dati sono gli intervalli medi e il 95% di fiducia di potere banda gamma (20-60 Hz) seguenti epilettico DFP-indotta stato (N = 12) oltre 12 ore dopo la somministrazione di DFP. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig6.jpg" /> Figura 6:. Registrazione dei sequestri e cambiamenti di EEG in un modello di topo transgenico di malformazioni cavernose vascolari Qui, registriamo da un topo transgenico (A) tha è in fase di attività di sequestro. Dapprima, normale pattern EEG è presente (1); immediatamente prima del sequestro vi è un periodo di depressione pre-ictal (2), che è seguita da un gruppo di cinque convulsioni (3). Seguendo le convulsioni, scarichi ictali anormali sono presenti nel segnale (4). Controllo degli animali non ha crisi epilettiche e senza caratteristiche EEG anormali (B).

Watch this Scientific Journal Video about Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System at JoVE.com

Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System

Here we demonstrate the use of a wireless enabling technology for electroencephalogram (EEG) in neonatal rodent models of human disease. With telemetry, there are no encumbering connections, thus allowing natural behaviors.

A lungo termine EEG monitoraggio continuo in piccolo roditore modelli di malattie umane Utilizzo del Sistema Epoch Trasmettitore Wireless

Many progressive neurologic diseases in humans, such as epilepsy, require pre-clinical animal models that slowly develop the disease in order to test ...

long-term-continuous-eeg-monitoring-small-rodent-models-human-disease

Research

JoVE Journal

Neuroscience

25.4K Views.  Yale University School of Medicine. Here we demonstrate the use of a wireless enabling technology for electroencephalogram (EEG) in neonatal rodent models of human disease. With telemetry, there are no encumbering connections, thus allowing natural behaviors.

Video: Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

Drug Delivery sistemica e locale per la cura delle malattie del Sistema Nervoso Centrale in modelli di roditori

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

Ricerca

Neuroscienze

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system (CNS) structure and circuitry in today's healthcare industry. Cell-based therapies hold great promise to restore the lost nerve tissue and function for CNS disorders. However, cell therapies based on CNS-derived neural stem cells have encountered supply restriction and difficulty to use in the clinical setting due to their limited expansion ability in culture and failing plasticity after extensive passaging1-3. Despite some beneficial outcomes, the CNS-derived human neural stem cells (hNSCs) appear to exert their therapeutic effects primarily by their non-neuronal progenies through producing trophic and neuroprotective molecules to rescue the endogenous cells1-3. Alternatively, pluripotent human embryonic stem cells (hESCs) proffer cures for a wide range of neurological disorders by supplying the diversity of human neuronal cell types in the developing CNS for regeneration1,4-7. However, how to channel the wide differentiation potential of pluripotent hESCs efficiently and predictably to a desired phenotype has been a major challenge for both developmental study and clinical translation. Conventional approaches rely on multi-lineage inclination of pluripotent cells through spontaneous germ layer differentiation, resulting in inefficient and uncontrollable lineage-commitment that is often followed by phenotypic heterogeneity and instability, hence, a high risk of tumorigenicity7-10. In addition, undefined foreign/animal biological supplements and/or feeders that have typically been used for the isolation, expansion, and differentiation of hESCs may make direct use of such cell-specialized grafts in patients problematic11-13. To overcome these obstacles, we have resolved the elements of a defined culture system necessary and sufficient for sustaining the epiblast pluripotence of hESCs, serving as a platform for de novo derivation of clinically-suitable hESCs and effectively directing such hESCs uniformly towards clinically-relevant lineages by small molecules14 (please see a schematic in Fig. 1). Retinoic acid (RA) does not induce neuronal differentiation of undifferentiated hESCs maintained on feeders1, 14. And unlike mouse ESCs, treating hESC-differentiated embryoid bodies (EBs) only slightly increases the low yield of neurons1, 14, 15. However, after screening a variety of small molecules and growth factors, we found that such defined conditions rendered retinoic acid (RA) sufficient to induce the specification of neuroectoderm direct from pluripotent hESCs that further progressed to neuroblasts that generated human neuronal progenitors and neurons in the developing CNS with high efficiency (Fig. 2). We defined conditions for induction of neuroblasts direct from pluripotent hESCs without an intervening multi-lineage embryoid body stage, enabling well-controlled efficient derivation of a large supply of human neuronal cells across the spectrum of developmental stages for cell-based therapeutics.

We have established a protocol for induction of neuroblasts direct from pluripotent human embryonic stem cells maintained under defined conditions with small molecules, which enables derivation of a large supply of human neuronal progenitors and neuronal cell types in the developing CNS for neural repair.

Derivazione efficiente di progenitori neuronali umane e Neuroni pluripotenti da cellule staminali embrionali umane con induzione piccole molecole

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps shape attention and also protects cells from over-stimulation. Adaptation within the olfactory circuit of C. elegans was first described by Colbert and Bargmann1,2. Here, the authors defined parameters of the olfactory adaptation paradigm, which they used to design a genetic screen to isolate mutants defective in their ability to adapt to volatile odors sensed by the Amphid Wing cells type C (AWC) sensory neurons. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor3 for 30 min they will adapt their responsiveness to the odor and will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~1 hr. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor for ~1 hr they will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~3 hr. These two phases of olfactory adaptation in C. elegans were described as short-term olfactory adaptation (induced after 30 min odor exposure), and long-term olfactory adaptation (induced after 60 min odor exposure). Later work from L'Etoile et al.,4 uncovered a Protein Kinase G (PKG) called EGL-4 that is required for both the short-term and long-term olfactory adaptation in AWC neurons. The EGL-4 protein contains a nuclear localization sequence that is necessary for long-term olfactory adaptation responses but dispensable for short-term olfactory adaptation responses in the AWC4. By tagging EGL-4 with a green fluorescent protein, it was possible to visualize the localization of EGL-4 in the AWC during prolonged odor exposure. Using this fully functional GFP-tagged EGL-4 (GFP::EGL-4) molecule we have been able to develop a molecular readout of long-term olfactory adaptation in the AWC5. Using this molecular readout of olfactory adaptation we have been able to perform both forward and reverse genetic screens to identify mutant animals that exhibit defective subcellular localization patterns of GFP::EGL-4 in the AWC6,7. Here we describe: 1) the construction of GFP::EGL-4 expressing animals; 2) the protocol for cultivation of animals for long-term odor-induced nuclear translocation assays; and 3) the scoring of the long-term odor-induced nuclear translocation event and recovery (re-sensitization) from the nuclear GFP::EGL-4 state.

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

Here we describe a molecular readout of long-term olfactory adaptation in Caenorhabditis elegans. The Protein Kinase G, EGL-4, is necessary for stable adaptation responses in the primary sensory neuron pair called AWC. During prolonged odor exposure EGL-4 translocates from the cytosol to nucleus of the AWC.

Una lettura molecolare di lungo termine adattamento olfattivo nel<em&gt; C. elegans</em

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Consegna diretta intraventricolare di farmaci per il sistema nervoso centrale, Roditore

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetic stimolazione del sistema nervoso centrale Roditore

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

Isolamento, cultura e lungo termine Manutenzione di primaria mesencefalico neuroni dopaminergici Da Brains embrionali dei roditori

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

A Simplified Method for Ultra-Low Density, Long-Term Primary Hippocampal Neuron Culture

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic hippocampal neurons can often grow successfully on glass coverslips at high density under serum-free conditions, but low density cultures typically require a supply of trophic factors by co-culturing them with a glia feeder layer, preparation of which can be time-consuming and laborious. In addition, the presence of glia may confound interpretation of results and preclude studies on neuron-specific mechanisms. Here, a simplified method is presented for ultra-low density (~2,000 neurons/cm2), long-term (&#62;3 months) primary hippocampal neuron culture that is under serum free conditions and without glia cell support. Low density neurons are grown on poly-D-lysine coated coverslips, and flipped on high density neurons grown in a 24-well plate. Instead of using paraffin dots to create a space between the two neuronal layers, the experimenters can simply etch the plastic bottom of the well, on which the high density neurons reside, to create a microspace conducive to low density neuron growth. The co-culture can be easily maintained for &#62;3 months without significant loss of low density neurons, thus facilitating the morphological and physiological study of these neurons. To illustrate this successful culture condition, data are provided to show profuse synapse formation in low density cells after prolonged culture. This co-culture system also facilitates the survival of sparse individual neurons grown in islands of poly-D-lysine substrates and thus the formation of autaptic connections.

Low density cultures of primary hippocampal neurons usually require glia feeder layer to supply neurotrophic factors and sustain longevity. We describe here a simplified method to culture ultra-low density neurons on glass coverslips in the presence of a high density neuronal feeder layer, which facilitates investigation of specific neuronal-autonomous mechanisms.

Un metodo semplificato per Ultra-Low Density, Long-Term primaria ippocampale Neuron Cultura

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic ...

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The interstitial cells can be eliminated through two consecutive treatments with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, thus erasing the potential for renewal of the differentiated cells that are derived from the interstitial stem cells. This allows for the generation of Hydra that lack nerve cells. A nerve-free polyp cannot open its mouth to feed, egest, or regulate osmotic pressure. Such animals, however, can survive and be cultured indefinitely in the laboratory if regularly force-fed and burped. The lack of nerve cells allows for studies of the role of the nervous system in regulating animal behavior and regeneration. Previously published protocols for nerve-free Hydra maintenance involve outdated techniques such as mouth-pipetting with hand-pulled micropipette tips to feed and clean the Hydra. Here, an improved protocol for maintenance of nerve-free Hydra is introduced. Fine-tipped forceps are used to force open the mouth and insert freshly killed Artemia. Following force-feeding, the body cavity of the animal is flushed with fresh medium using a syringe and hypodermic needle to remove undigested material, referred to here as "burping". This new method of force-feeding and burping nerve-free Hydra through the use of forceps and syringes eliminates the need for mouth-pipetting using hand-pulled micropipette tips. It thus makes the process safer and significantly more time efficient. To ensure that the nerve cells in the hypostome have been eliminated, immunohistochemistry using anti-tyrosine-tubulin is conducted.

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

Through a double treatment with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, nerve-free Hydra vulgaris can be generated. These Hydra cannot feed or egest on their own. This paper describes an improved method for long-term maintenance of nerve free Hydra vulgaris in the laboratory.

Generazione e manutenzione a lungo termine di nervi liberi<em&gt; Hydra</em

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The ...

Analyzing Neural Activity and Connectivity Using Intracranial EEG Data with SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive neuroscience. Intracranial electroencephalography (EEG) can directly record electrical neural activity and has the unique potential to accomplish this goal. Traditionally, averaging analysis has been applied to analyze intracranial EEG data; however, several new techniques are available for depicting neural activity and intra- and inter-regional connectivity. Here, we introduce two analytical protocols we recently applied to analyze intracranial EEG data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency SPM analysis for neural activity and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity. We report our analysis of intracranial EEG data during the observation of faces as representative results. The results revealed that the inferior occipital gyrus (IOG) showed gamma-band activity at very early stages (110 ms) in response to faces, and both the IOG and amygdala showed rapid intra- and inter-regional connectivity using various types of oscillations. These analytical protocols have the potential to identify the neural mechanisms underlying cognitive functions with high spatial and temporal profiles.

We present two analytical protocols that can be used to analyze intracranial electroencephalography data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency statistical parametric mapping analysis for neural activity, and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity.

Analizzando l'attività neurale e connettività utilizzando dati EEG intracranico con SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

A lungo termine conflitto sensoriale a comportarsi liberamente topi

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...