Name: application of chronic stimulation to study contractile activity-induced rat skeletal muscle phenotypic adaptations
Uploaded: 2018-01-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Application of Chronic Stimulation to Study Contractile Activity-induced Rat Skeletal Muscle Phenotypic Adaptations at JoVE.com

Siamo grati a Liam Tyron per la sua lettura esperta del manoscritto. Quest'opera è stata sostenuta da finanziamenti dalle scienze naturali e ingegneria ricerca Consiglio del Canada (NSERC) D. A. cappa. D. A. Hood è anche titolare di un Canada Research Chair in fisiologia cellulare.

Tutte le procedure relative agli animali erano esaminate e approvate dal comitato di cura di York University degli animali. All'arrivo presso la struttura animale all'Università di York, tutti i ratti sono stati dati un minimo di cinque giorni per acclimatarsi al loro ambiente prima della procedura chirurgica, con cibo fornito ad libitum. Anche se questo protocollo è stato applicato in precedenza per altre specie15,17,22, la carta corrente si basa sul lavoro pionieristico di Pette e colleghi23 e si concentra sul modello del ratto, in particolare.
1. preparazione dell'unità di attività contrattile cronica
<ol><li>Utilizzando un voltmetro, controllare il potenziale delle batterie al litio moneta. Nota: Il potenziale di ogni batteria deve essere 3.0 ± 0,10 V.</li>
	<li>Inserire due o tre batterie nello slot dell'unità in modo che il potenziale totale è 6-9 V. Nota: È a discrezione dei ricercatori a considerare quanto potenziale (6 o 9 V) per mantenere durante la procedura intera sperimentale. Secondo lo studio di progettazione e l'intensità desiderata dello stimolo, 2 o 3 batterie possono essere usate.</li>
	<li>Verificare che l'unità stia funzionando correttamente tramite l'indicatore di impulso, di esporre l'unità a 1 impulso emesso da una portatile luce stroboscopica ad infrarossi.</li>
</ol>2. intervento chirurgico di attività contrattile cronica
Nota: Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici prima della procedura chirurgica. Durante e immediatamente dopo l'intervento chirurgico, la temperatura corporea dei topi è mantenuta da un rilievo di riscaldamento. È preferibile eseguire l'intervento chirurgico su un telo chirurgico. Il chirurgo deve indossare guanti chirurgici sterili, nonché un camice da laboratorio pulito. Se necessario, si consiglia di indossare una maschera respiratore monouso.
<ol><li>Anestetizzare ratti sotto 1-3% isoflurane inalazione con l'ossigeno, che è gestito da un sistema di Vaporizzatore gas. Confermare l'animale è completamente sedata controllando hindlimb pizzico di punta e osservando la frequenza e profondità respiratoria. Applicare il lubrificante oculare sugli occhi per evitare la secchezza. Applicare un'iniezione sottocutanea di Meloxicam (0,5 mg/mL) a 2 mg/kg. Nota: Si consiglia inoltre di avere un'applicazione multi-modale di analgesia (ad es., Meloxicam più lidocaina) per ridurre al minimo qualsiasi dolore durante e dopo l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Delicatamente Radere l'arto posteriore sinistro, come pure una striscia intorno al tronco dalla parte posteriore del collo, intorno alle spalle degli arti anteriori e attraverso il torace anteriore. Strofinare delicatamente le zone rasate con iodio e alcol etilico per disinfettare.</li>
	<li>Con l'animale che pone sul suo stomaco, praticare una piccola incisione (~0.5 cm) sul retro del collo al centro della regione rasata (l'area palpabile tra scapole) usando un bisturi (lama n. 10).</li>
	<li>Individuare il nervo peroneo comune.<ol>
<li>Animale sul suo lato destro del rullo e fare un ~ 2-3 cm-lungo taglio nella pelle dell'arto posteriore sinistro. L'area di incisione intorno i gruppi muscolari di coscia superiore che è monumentale tra la fossetta dell'articolazione del ginocchio e la parte posteriore vicino all'origine della coda di destinazione. Nota: Fare attenzione a non contaminare la prima area di incisione quando si cambia la posizione del corpo.</li>
		<li>Utilizzando punte blunt curvo forbici chirurgiche, sezionare la zona sottocutanea ampiamente ~3.5 - 4 cm, che separa la pelle dal muscolo sottostante al fine di rendere una tasca tra la pelle aperta e muscolo sottostante. Aprire la pelle dal tessuto di fondo su tutta la circonferenza dell'incisione (~1.5 cm2).</li>
		<li>Praticare una piccola incisione (meno di 0,5 cm) sul muscolo bicipite femorale con forbici chirurgiche, assicurando che le punte delle forbici sono di taglio basso direttamente attraverso il muscolo.</li>
		<li>Aprire delicatamente la zona del taglio fino a quando i gruppi muscolari interna e il nervo peroneo comune sono visibili (la profondità dei tessuti muscolari esterne (cioè, bicipite femorale) è di circa ~0.5 cm). Utilizzando forcipe, delicatamente tocco/pizzico il nervo visibile e osservare le risposte dei gruppi muscolari di destinazione (ad es., TA muscolo) e dita dei piedi (visibile dorsiflexion) per confermare che il nervo peroneo comune è isolato. Nota: Questo passaggio deve essere effettuato con estrema cautela per evitare di tagliare o danneggiare il nervo.</li>
		<li>Fissare la finestra tirandola aperta con metallo divaricatori tale che la dimensione della finestra è ~1.5 cm2 con il nervo peroneo che si trova al centro della finestra. Utilizzare il piccolo gancio metallico collegato a cinghie e/o elastici che vengono fissate alla superficie del tavolo (o bordo di chirurgia) (Figura 2A).</li>
	</ol></li>
	<li>Fissare il cavo a entrambi i lati del nervo.<ol>
<li>Preparazione di ~ 50-60 cm di politetrafluoroetilene (PTFE)-rivestito di filo di acciaio sottile e piegarlo a metà. Nota: Potrebbe essere utile per esporre PTFA-rivestito filo sotto la luce UV prima dell'intervento.</li>
		<li>Agganciare la parte piegata del filo nella fessura di una canna di acciaio inox lungo cm 30. Passare l'asta, insieme con il filo, per via sottocutanea da tasca aperta del hindlimb verso l'area piccola incisione sul retro del collo, in un modello di L-forma fino alla gamba e lungo il centro della schiena.</li>
		<li>Trovare le due estremità del filo presso l'arto posteriore. Spelare i fili dal momento che tutti i fili sono isolati in PTFE. Con attenzione usando un bisturi, spelare le estremità del filo di ~1.5 cm. Se i fili diventano sfilacciati, ritagliale e ri-strip. Avvolgere le estremità dei conduttori spogliato intorno ad un ago 21G smussata (5 volte), rendendo una bobina. Una volta che le bobine siano state effettuate correttamente, rimuovere l'ago da loro.</li>
		<li>Utilizzando una dimensione di seta chirurgica 6-0, fissare ciascuna delle bobine su entrambi i lati del nervo peroneo comune (Figura 2A).<ol>
<li>Fare un nodo alla fine della bobina e si sutura sul lato sinistro del nervo. Assicurarsi che la bobina sia 1.5-2.5 mm dal nervo.</li>
			<li>Per fissare la bobina, applicare due o tre suture supplementari lungo la bobina.</li>
			<li>Ripetere questi passaggi sul lato destro del nervo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Applicare 2-3 gocce di soluzione antibiotica (ampicillina in soluzione salina; 132 mg/mL) e quindi con attenzione la finestra (cioè, tessuto del muscolo bicipite femorale) usando la seta di dimensioni 5-0 suturare.</li>
	</ol></li>
	<li>Senza bloccare vento slack rimanenti di filo (circa il diametro del dito indice) e spingere la tasca sottocutanea sopra l'incisione suturata del muscolo bicipite femorale (circa sopra l'anca).</li>
	<li>Applicare 2-3 gocce di soluzione antibiotica nuovamente (ampicillina in soluzione salina; 132 mg/mL). Chiudere la pelle aperta di pinzatura.</li>
	<li>Collegare i fili (che fuori dell'area di incisione del collo) per lo stimolatore CCA.<ol>
<li>Collegare prese pin con i fili.<ol>
<li>Tagliare l'anello del filo che esce l'incisione nella parte superiore del collo per creare 2 estremità del filo (questi conducono le bobine suturato ai lati del nervo peroneo).</li>
			<li>Usando un bisturi, spelare le estremità dei fili da ~0.5 cm. tagliare i fili sfilacciati, se presente.</li>
			<li>Lentamente spingere le parti spogliate dei cavi nel foro delle prese pin e utilizzando un saldatore, saldare i fili sulle prese pin.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Facoltativamente, selezionare la connessione dei cavi.<ol>
<li>Collegare i pin ad un'unità di stimolatore grande benchtop tramite morsetti a coccodrillo.</li>
			<li>Fornire un singolo impulso di 9 V (0,1 ms, 10 Hz) per confermare che TA muscoli contratti e sinistra piede dorsiflexes.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Passare le estremità dei conduttori collegati pin attraverso il tampone di garza sterile che è ~ 4 x 4 cm.</li>
		<li>Collegare i pin per l'unità di stimolatore CCA.<ol>
<li>Passare i cavi attraverso il foro nella base della casella di stimolatore. Nota: Questa casella è una camera fatta in casa per l'unità di stimolatore CCA ed è 3,5 cm × 3,5 cm × 2,5 cm13.</li>
			<li>Inserire le spine nelle prese di connessione dell'unità di CCA. Inserire delicatamente l'unità CCA nel vano. Utilizzare una virata appiccicosa per fissare l'unità CCA nella parte inferiore della camera.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Utilizzando un nastro atletico o il nastro chirurgico poroso, difficoltà della camera con nastro adesivo intorno il torso rasato. Chiudere il coperchio dell'alloggiamento con tre strati di nastratura e finire avvolgendo un nastro intorno ai lati della finestra di stimolatore per garantire la casella (Figura 2B).</li>
	</ol></li>
	<li>Verifica se il CCA sta lavorando di esporre l'unità a un singolo impulso di luce infrarossa (spettro di lunghezza d'onda > 770 nm) che viene emesso da una portatile luce stroboscopica ad infrarossi. Nota: Se il CCA è correttamente funzionante, i ricercatori sarà in grado di vedere che i muscoli del hindlimb (cioè, TA) sono contraenti in risposta alla luce a infrarossi.</li>
	<li>Il ratto di osservare e monitorare la temperatura fino a quando non ha pienamente riacquistato coscienza. Casa in una gabbia di singolo occupante per prevenire qualsiasi danno da altri animali e non lasciare alcun tunnel o oggetti di plastica nella gabbia per il resto dello studio per mitigare il rischio di danni all'apparecchio stimolatore o lesioni all'animale. Alimentazione con una bottiglia di acqua incluso Amoxicillin (0,5 mg/mL).</li>
	<li>Applicare la dose di 1 mg/kg di Meloxicam per via sottocutanea ogni 24 h dopo l'intervento chirurgico, che continua almeno per 72 h.</li>
</ol>3. cronica attività contrattile
<ol><li>Dopo l'intervento chirurgico, consentire almeno 5-7 giorni per un pieno recupero dell'incisione e zone di sutura in/intorno i muscoli scheletrici. Nota: Durante e dopo la procedura CCA, controllare accuratamente la condizione di ogni animale osservando i loro comportamenti (ad es., mangiare, bere, e/o in movimento). Inoltre, determinare qualsiasi stress grave o effetti negativi verificando un cambiamento di peso corporeo prima e dopo la procedura CCA.</li>
	<li>Il giorno di stimolazione di CCA, accendere CCA esponendo l'unità stimolatore ad un singolo impulso di luce infrarossa (lunghezza d'onda > 770 nm) da una portatile luce stroboscopica ad infrarossi.</li>
	<li>Applicare 3 o 6 h di stimolazione CCA 10 Hz. Nota: I tempi per la stimolazione è fino al ricercatore. La frequenza di stimolazione non è mai stata alterata in questi esperimenti, e solo molto modesti miglioramenti nell'adattamento mitocondriale sono state osservate estendendo la stimolazione da 3 a 6 ore al giorno, nella nostra esperienza. Se possibile, controllare la stimolazione e l'animale ogni 30-60 min.</li>
	<li>Successivamente al periodo CCA desiderato, spegnere l'unità CCA tramite esposizione alla luce a infrarossi (stessa procedura di accensione dell'unità).</li>
	<li>Se l'applicazione di più giorni, ripetere il passo 3.2. 3.4.</li>
	<li>Determinare i tempi di raccolta del tessuto. Ad esempio, raccogliere tessuti 24 h dopo l'inizio del combattimento finale di CCA (cioè, 18 h dopo l'ultima stimolazione di CCA di 6 h), che si svolge sotto l'anestesia, come fatto durante la procedura chirurgica di CCA. Immediatamente dopo aver raccolto tutti i tessuti, eutanasia animali asportando il cuore mentre l'animale è ancora sotto anestesia.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Holloszy, J. O., Coyle, E. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptations+of+skeletal+muscle+to+endurance+exercise+and+their+metabolic+consequences.">Adaptations of skeletal muscle to endurance exercise and their metabolic consequences.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 56 (4), 831-838 (1984).</li><li>Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invited+Review:+contractile+activity-induced+mitochondrial+biogenesis+in+skeletal+muscle.">Invited Review: contractile activity-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle.</a> J Appl Physiol. 90 (3), 1137-1157 (2001).</li><li>Fernandes, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise+training+restores+the+endothelial+progenitor+cells+number+and+function+in+hypertension:+implications+for+angiogenesis.">Exercise training restores the endothelial progenitor cells number and function in hypertension: implications for angiogenesis.</a> J Hypertens. 30 (11), 2133-2143 (2012).</li><li>Chabi, B., Adhihetty, P. J., O'Leary, M. F., Menzies, K. J., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+Sirt1+expression+and+mitochondrial+proteins+during+conditions+of+chronic+muscle+use+and+disuse.">Relationship between Sirt1 expression and mitochondrial proteins during conditions of chronic muscle use and disuse.</a> J Appl Physiol. 107 (6), 1730-1735 (2009).</li><li>Lessard, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+to+aerobic+exercise+training+causes+metabolic+dysfunction+and+reveals+novel+exercise-regulated+signaling+networks.">Resistance to aerobic exercise training causes metabolic dysfunction and reveals novel exercise-regulated signaling networks.</a> Diabetes. 62 (8), 2717-2727 (2013).</li><li>Irrcher, I., Adhihetty, P. J., Sheehan, T., Joseph, A. M., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PPARgamma+coactivator-1alpha+expression+during+thyroid+hormone-+and+contractile+activity-induced+mitochondrial+adaptations.">PPARgamma coactivator-1alpha expression during thyroid hormone- and contractile activity-induced mitochondrial adaptations.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 284 (6), C1669-C1677 (2003).</li><li>Tamura, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postexercise+whole+body+heat+stress+additively+enhances+endurance+training-induced+mitochondrial+adaptations+in+mouse+skeletal+muscle.">Postexercise whole body heat stress additively enhances endurance training-induced mitochondrial adaptations in mouse skeletal muscle.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 307 (7), R931-R943 (2014).</li><li>Mosole, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+high-level+exercise+promotes+muscle+reinnervation+with+age.">Long-term high-level exercise promotes muscle reinnervation with age.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 73 (4), 284-294 (2014).</li><li>Irrcher, I., Walkinshaw, D. R., Sheehan, T. E., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thyroid+hormone+(T3)+rapidly+activates+p38+and+AMPK+in+skeletal+muscle+in+vivo.">Thyroid hormone (T3) rapidly activates p38 and AMPK in skeletal muscle in vivo.</a> J Appl Physiol. 104 (1), 178-185 (2008).</li><li>Lesmana, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+change+in+thyroid+hormone+signaling+by+altered+training+intensity+in+male+rat+skeletal+muscle.">The change in thyroid hormone signaling by altered training intensity in male rat skeletal muscle.</a> Endocr J. 63 (8), 727-738 (2016).</li><li>Hokama, J. Y., Streeper, R. S., Henriksen, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voluntary+exercise+training+enhances+glucose+transport+in+muscle+stimulated+by+insulin-like+growth+factor+I.">Voluntary exercise training enhances glucose transport in muscle stimulated by insulin-like growth factor I.</a> J Appl Physiol. 82 (2), 508-512 (1997).</li><li>Tyler, K. R., Wright, A. J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+weight+portable+stimulators+for+stimulation+of+skeletal+muscles+at+different+frequencies+and+for+cardiac+pacing.">Light weight portable stimulators for stimulation of skeletal muscles at different frequencies and for cardiac pacing.</a> J Physiol Lond. 307, 6-7 (1980).</li><li>Takahashi, M., Rana, A., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Portable+electrical+stimulator+for+use+in+small+animals.">Portable electrical stimulator for use in small animals.</a> J Appl Physiol. 74 (2), 942-945 (1993).</li><li>Ljubicic, V., Adhihetty, P. J., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+animal+models:+chronic+electrical+stimulation-induced+contractile+activity.">Application of animal models: chronic electrical stimulation-induced contractile activity.</a> Can J Appl Physiol. 30 (5), 625-643 (2005).</li><li>Pette, D., Vrbova, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+does+chronic+electrical+stimulation+teach+us+about+muscle+plasticity?.">What does chronic electrical stimulation teach us about muscle plasticity?.</a> Muscle Nerve. 22 (6), 666-677 (1999).</li><li>Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Historical+Perspectives:+plasticity+of+mammalian+skeletal+muscle.">Historical Perspectives: plasticity of mammalian skeletal muscle.</a> J Appl Physiol. 90 (3), 1119-1124 (2001).</li><li>Pette, D., Vrbova, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Contribution+of+Neuromuscular+Stimulation+in+Elucidating+Muscle+Plasticity+Revisited.">The Contribution of Neuromuscular Stimulation in Elucidating Muscle Plasticity Revisited.</a> Eur J Transl Myol. 27 (1), 6368 (2017).</li><li>Skorjanc, D., Jaschinski, F., Heine, G., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+increases+in+capillarization+and+mitochondrial+enzymes+in+low-frequency-stimulated+rabbit+muscle.">Sequential increases in capillarization and mitochondrial enzymes in low-frequency-stimulated rabbit muscle.</a> Am J Physiol. 274 (3 Pt 1), C810-C818 (1998).</li><li>Kim, Y., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+the+autophagy+system+during+chronic+contractile+activity-induced+muscle+adaptations.">Regulation of the autophagy system during chronic contractile activity-induced muscle adaptations.</a> Physiol Rep. 5 (14), (2017).</li><li>Memme, J. M., Oliveira, A. N., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronology+of+UPR+activation+in+skeletal+muscle+adaptations+to+chronic+contractile+activity.">Chronology of UPR activation in skeletal muscle adaptations to chronic contractile activity.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C1024-C1036 (2016).</li><li>Ljubicic, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+basis+for+an+attenuated+mitochondrial+adaptive+plasticity+in+aged+skeletal+muscle.">Molecular basis for an attenuated mitochondrial adaptive plasticity in aged skeletal muscle.</a> Aging (Albany NY). 1 (9), 818-830 (2009).</li><li>Schwarz, G., Leisner, E., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+telestimulation+systems+for+chronic+indirect+muscle+stimulation+in+caged+rabbits+and+mice.">Two telestimulation systems for chronic indirect muscle stimulation in caged rabbits and mice.</a> Pflugers Arch. 398 (2), 130-133 (1983).</li><li>Simoneau, J. A., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Species-specific+effects+of+chronic+nerve+stimulation+upon+tibialis+anterior+muscle+in+mouse,+rat,+guinea+pig,+and+rabbit.">Species-specific effects of chronic nerve stimulation upon tibialis anterior muscle in mouse, rat, guinea pig, and rabbit.</a> Pflugers Arch. 412 (1-2), 86-92 (1988).</li><li>Ohlendieck, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+chronic+low-frequency+stimulation+on+Ca2+-regulatory+membrane+proteins+in+rabbit+fast+muscle.">Effects of chronic low-frequency stimulation on Ca2+-regulatory membrane proteins in rabbit fast muscle.</a> Pflugers Arch. 438 (5), 700-708 (1999).</li><li>Brown, M. D., Cotter, M. A., Hudlicka, O., Vrbova, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+different+patterns+of+muscle+activity+on+capillary+density,+mechanical+properties+and+structure+of+slow+and+fast+rabbit+muscles.">The effects of different patterns of muscle activity on capillary density, mechanical properties and structure of slow and fast rabbit muscles.</a> Pflugers Arch. 361 (3), 241-250 (1976).</li><li>Skorjanc, D., Traub, I., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identical+responses+of+fast+muscle+to+sustained+activity+by+low-frequency+stimulation+in+young+and+aging+rats.">Identical responses of fast muscle to sustained activity by low-frequency stimulation in young and aging rats.</a> J Appl Physiol. 85 (2), 437-441 (1998).</li><li>Kim, Y., Triolo, M., Hood, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+Aging+and+Exercise+on+Mitochondrial+Quality+Control+in+Skeletal+Muscle.">Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle.</a> Oxid Med Cell Longev. 2017, 3165396 (2017).</li><li>Callewaert, L., Puers, B., Sansen, W., Jarvis, J. C., Salmons, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+implantable+device+for+investigating+the+adaptive+response+of+skeletal+muscle+to+chronic+electrical+stimulation.">Programmable implantable device for investigating the adaptive response of skeletal muscle to chronic electrical stimulation.</a> Med Biol Eng Comput. 29 (5), 548-553 (1991).</li><li>Kern, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+counteracts+muscle+decline+in+seniors.">Electrical stimulation counteracts muscle decline in seniors.</a> Front Aging Neurosci. 6, 189 (2014).</li><li>Zampieri, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+exercise+in+aging+human+skeletal+muscle+increases+mitochondrial+calcium+uniporter+expression+levels+and+affects+mitochondria+dynamics.">Physical exercise in aging human skeletal muscle increases mitochondrial calcium uniporter expression levels and affects mitochondria dynamics.</a> Physiol Rep. 4 (24), (2016).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Il modello di attività contrattile cronica (CCA) di esercizio, attraverso il muscolo bassa frequenza stimolazione in vivo, è un eccellente modello per studiare gli adattamenti fenotipica del muscolo per esercitare13,24,25 , 26. come dimostrato in precedenti studi20,27, CCA è un efficace strumento mediante il quale i ricercat...

Muscolo scheletrico può adattarsi per esercitare attività di formazione attraverso i cambiamenti nella sua bioenergetica e struttura fisica1. Una delle principali alterazioni provocate da allenamento di resistenza è la biogenesi mitocondriale, che può essere valutata da un aumento nell'espressione di componenti mitocondriali (ad es., le unità secondarie del citocromo c ossidasi [COX]), così come l'espressione di il coactivator transcriptional, PGC-1 α2. Un crescente numero di studi hanno indicato che numerosi altri fattori, tra cui fatturato mitocondriale e mitophagy, sono anche importanti per l'adattamento del muscolo. Tuttavia, i meccanismi attraverso i quali esercizio acuto o cronico regolano questi processi in muscolo scheletrico sono ancora poco chiari.
Per delineare le vie che regolano gli adattamenti indotti dall'esercizio muscolare, vari modelli di esercizio sono stati utilizzati comunemente negli studi nei roditori, tra cui tapis roulant, corsa ruota e il nuoto esercizio. Tuttavia, questi protocolli hanno alcune limitazioni, in quanto sono necessarie ~ 4-12 settimane per osservare questi cambiamenti fenotipici3,4,5. Come metodo alternativo sperimentale, bassa frequenza indotta da stimolazione cronica attività contrattile (CCA) è stato effettivamente utilizzato, come può portare ad adattamenti muscolari in un periodo sostanzialmente più corto (cioè, fino a 7 giorni) e suoi effetti sembrano essere paragonabile o addirittura superiore di altri protocolli di esercizio. Inoltre, la presenza di ormonale6, temperatura7ed effetti neurologici8 può rendere difficile capire muscolo-specifiche risposte all'esercizio cronico. Ad esempio, dell'ormone tiroideo9,10 e fattore di crescita insulino-simile (IGF) -111 sono stati identificati per mediare adattamenti indotto dall'allenamento del muscolo, che possono regolare anche altre vie di segnalazione in scheletrico muscolo. In particolare, gli effetti indotti da CCA minimamente sono regolati da fattori sistemici, che permette di concentrare attenzione sulla risposta diretta del muscolo scheletrico all'attività contrattile.
L'unità esterna per CCA fu introdotto da Tyler e Wright12ed è stato sviluppato con modifiche12. In breve, l'unità si compone di tre parti principali: un rivelatore ad infrarossi che può essere attivato e disattivata tramite l'esposizione a luce infrarossa, un generatore di impulsi e un indicatore del polso (Figura 1). Il disegno di circuito dettagliate dell'unità stimolatore è stato descritto in precedenza13. Le caratteristiche dettagliate e specifiche di CCA possono essere trovate maggiore profondità in un numero di revisione articoli14,15,16,17. In breve, il protocollo di stimolazione è progettato per attivare il nervo peroneo comune a bassa frequenza (cioè, 10 Hz), e i muscoli innervati (tibiale anteriore [TA] e muscolo estensore digitorum longus [EDL]) sono costretti a contratto per un lunghezza predeterminata di tempo (ad esempio, 3-6 h). Nel corso del tempo, questo sposta i muscoli di cui sopra ad un fenotipo più aerobico, dimostrato da un aumento della densità capillare18 sia contenuto mitocondriale19,20,21. Pertanto, questo metodo è un modello collaudato di imitare alcuni degli adattamenti formazione resistenza principali all'interno del muscolo scheletrico di ratti.
Questa carta presenta una procedura dettagliata della chirurgia l'impianto dell'elettrodo per indurre CCA in modo che i ricercatori possono applicare questo modello nei loro studi di esercizio. CCA è un eccellente modello per studiare il corso di tempo degli adattamenti muscolari, fornendo così un efficace strumento per l'indagine sui vari eventi molecolari e segnalazione ad entrambi i punti tempo presto e tardi segue l'inizio dell'allenamento fisico.

<table><tbody><tr><td>Sprague Dawley Rat</td><td>Charles River</td><td>Strain 400</td><td></td></tr><tr><td>Chronic contractile activity unit</td><td>Home-made</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>CCA unit protective box (3.5 x 3.5 x 2.5 cm)</td><td>Home-made</td><td>n/a</td><td>Box should be made of opaque material or covered in an opague tape</td></tr><tr><td>Coin lithium ion batteries (3V)</td><td>Panasonic</td><td>CR2016</td><td></td></tr><tr><td>Medwire</td><td>Leico Industries</td><td>316SS7/44T</td><td></td></tr><tr><td>Solder pin (socket)</td><td>Digi-Key</td><td>ED6218-ND</td><td></td></tr><tr><td>Zonas porous tape</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson</td><td>5104</td><td></td></tr><tr><td>Suture silk (Size 5)</td><td>Ethicon</td><td>640G</td><td></td></tr><tr><td>Suture silk (Size 6)</td><td>Ethicon</td><td>706G</td><td></td></tr><tr><td>Curved blunt scissor (11.5 cm Length)</td><td>F.S.T.</td><td>14075-11</td><td></td></tr><tr><td>Curved blunt scissor (15 cm Length)</td><td>F.S.T.</td><td>14111-15</td><td></td></tr><tr><td>Delicate haemostatic forceps (16 cm Length)</td><td>Lawton</td><td>06-0230</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Feather</td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>Curved forceps</td><td>F.S.T.</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Stainless-steel rod (30 cm; 7mm diameter)</td><td>Home-made</td><td>n/a</td><td>Rod should have 5 mm slit in one end to hold the wire for tunneling under the skin</td></tr><tr><td>Clip applying forceps</td><td>KLS Martin</td><td>20-916-12</td><td></td></tr><tr><td>Staples (clips)</td><td>Bbraun</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>Metal hooks/retractor</td><td>Home-made</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-iodine (500 mL)</td><td>Rougier</td><td>#NPN00172944</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin sodium</td><td>Novopharm</td><td>#DIN00872644</td><td></td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer</td><td>#DIN02240463</td><td></td></tr><tr><td>Digital multimeter (voltmeter)</td><td>Soar Corporation</td><td>ME-501</td><td></td></tr><tr><td>LED digital stroboscope</td><td>Lutron Electronic Enterprise</td><td>DT-2269</td><td></td></tr></tbody></table>

application of chronic stimulation to study contractile activity-induced rat skeletal muscle phenotypic adaptations

Il muscolo scheletrico è un tessuto altamente adattabile, poichè le proprietà biochimiche e fisiologiche sono notevolmente alterate in risposta all'esercizio cronico. Per studiare i meccanismi di fondo che portano a vari adattamenti muscolari, un numero di protocolli di esercizio come tapis roulant, ruota running e nuoto esercizio è stato utilizzato negli studi sugli animali. Tuttavia, questi modelli di esercitazione richiede un lungo periodo di tempo per raggiungere adattamenti muscolari, che possono anche essere regolamentati da fattori umorali o neurologici, limitando le loro applicazioni nello studiare gli adattamenti indotti da contrazione muscolo-specifico. La stimolazione indiretta bassa frequenza (10 Hz) per indurre l'attività contrattile cronica (CCA) è stata utilizzata come modello alternativo per l'allenamento, come correttamente può portare ad adattamenti mitocondriale muscolare entro 7 giorni, indipendente da fattori sistemici. Questa carta descrive in dettaglio le tecniche chirurgiche necessari per applicare il trattamento di CCA a muscolo scheletrico di ratti, per studi di applicazione diffusa in futuro.

Abbiamo dimostrato che l'attività contrattile cronica (CCA) è uno strumento efficace per indurre adattamenti favorevoli mitocondriali nel muscolo scheletrico. I ratti sottoposti a 7 giorni di CCA (6 h al giorno) visualizzare rafforzata la biogenesi mitocondriale nel muscolo stimolato rispetto l'arto posteriore non stimolate controlaterale (controllo). Questo aumento della biogenesi mitocondriale è indicato dall'espressione aumentata della proteina di PGC-1 α (Figu...

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Application of Chronic Stimulation to Study Contractile Activity-induced Rat Skeletal Muscle Phenotypic Adaptations

Questo protocollo descrive l'uso del modello di attività contrattile cronica di esercizio per osservare gli adattamenti indotti da stimolazione del muscolo scheletrico nell'arto posteriore del ratto.

Applicazione di stimolazione cronica per lo studio del ratto indotta da attività contrattile del muscolo scheletrico fenotipica adattamenti

Skeletal muscle is a highly adaptable tissue, as its biochemical and physiological properties are greatly altered in response to chronic exercise. To ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.7K Views.  York University. Questo protocollo descrive l'uso del modello di attività contrattile cronica di esercizio per osservare gli adattamenti indotti da stimolazione del muscolo scheletrico nell'arto posteriore del ratto.

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Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

Myo-meccanico Analisi dei isolata del muscolo scheletrico

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Ricerca

Medicina

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

Muscle strains are one of the most common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and physical exam alone, however the clinical presentation can vary greatly depending on the extent of injury, the patient's pain tolerance, etc. In patients with muscle injury or muscle disease, assessment of muscle damage is typically limited to clinical signs, such as tenderness, strength, range of motion, and more recently, imaging studies. Biological markers, such as serum creatine kinase levels, are typically elevated with muscle injury, but their levels do not always correlate with the loss of force production. This is even true of histological findings from animals, which provide a "direct measure" of damage, but do not account for all the loss of function. Some have argued that the most comprehensive measure of the overall health of the muscle in contractile force. Because muscle injury is a random event that occurs under a variety of biomechanical conditions, it is difficult to study. Here, we describe an in vivo animal model to measure torque and to produce a reliable muscle injury. We also describe our model for measurement of force from an isolated muscle in situ. Furthermore, we describe our small animal MRI procedure.

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

An in vivo animal model of injury is described. The method takes advantage of the subcutaneous position of the fibular nerve. Velocity, timing of muscle activation, and arc of motion are all pre-determined and synchronized using commercial software. Post injury changes are monitored in vivo using MR imaging/spectroscopy.

Un In vivo Modello di roditore della contrazione indotta Lesioni e monitoraggio non invasivo di recupero

Muscle strains are one of the most  common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and  physical ...

Utilization of Microscale Silicon Cantilevers to Assess Cellular Contractile Function In Vitro

The development of more predictive and biologically relevant in vitro assays is predicated on the advancement of versatile cell culture systems which facilitate the functional assessment of the seeded cells. To that end, microscale cantilever technology offers a platform with which to measure the contractile functionality of a range of cell types, including skeletal, cardiac, and smooth muscle cells, through assessment of contraction induced substrate bending. Application of multiplexed cantilever arrays provides the means to develop moderate to high-throughput protocols for assessing drug efficacy and toxicity, disease phenotype and progression, as well as neuromuscular and other cell-cell interactions. This manuscript provides the details for fabricating reliable cantilever arrays for this purpose, and the methods required to successfully culture cells on these surfaces. Further description is provided on the steps necessary to perform functional analysis of contractile cell types maintained on such arrays using a novel laser and photo-detector system. The representative data provided highlights the precision and reproducible nature of the analysis of contractile function possible using this system, as well as the wide range of studies to which such technology can be applied. Successful widespread adoption of this system could provide investigators with the means to perform rapid, low cost functional studies in vitro, leading to more accurate predictions of tissue performance, disease development and response to novel therapeutic treatment.

Utilization of Microscale Silicon Cantilevers to Assess Cellular Contractile Function In Vitro

This protocol describes the use of microscale silicon cantilevers as pliable culture surfaces for measuring the contractility of muscle cells in vitro. Cellular contraction causes cantilever bending, which can be measured, recorded, and converted into readouts of force, providing a non-invasive and scalable system for measuring contractile function in vitro.

L&#39;utilizzo di microscala Silicon cantilever per valutare Cellular contrattile Funzione<em&gt; In Vitro</em

The development of more predictive and biologically relevant in vitro assays is predicated on the advancement of versatile cell culture systems which ...

Bioingegneria

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

applicazioni di<em&gt; In Vivo</em&gt; Test funzionale del Topo tibiale anteriore per la valutazione di ingegneria tessutale muscolo scheletrico di riparazione

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Real Time and Repeated Measurement of Skeletal Muscle Growth in Individual Live Zebrafish Subjected to Altered Electrical Activity

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish with fluorescently-marked plasma membranes can be scanned in a confocal laser scanning microscope in order to determine the volume of muscle tissue and the number of muscle fibers present. Efficient approaches for the measurement of cell number and size in live animals over time are described and validated against more arduous segmentation methods. Methods are described that permit the control of muscle electrical, and thus contractile, activity. Loss of skeletal muscle contractile activity greatly reduced muscle growth. In larvae, a protocol is described that allows reintroduction of patterned electrical-evoked contractile activity. The described methods minimize the effect of inter-individual variability and will permit analysis of the effect of electrical, genetic, drug, or environmental stimuli on a variety of cellular and physiological growth parameters in the context of the living organism. Long-term follow-up of the measured effects of a defined early-life intervention on individuals can subsequently be performed.

Optical clarity is a major advantage for cell biological and physiological work in zebrafish. Robust methods for measurement of cell growth in individual animals are described that permit novel insights into how growth of skeletal muscle and neighboring tissues are integrated with whole body growth.

Misurazione in tempo reale e ripetuta della crescita muscolare scheletrica in singoli pesci zebra vivi sottoposti ad alterata attività elettrica

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish ...

Biologia dello sviluppo

Procedures for Rat in situ Skeletal Muscle Contractile Properties

There are many circumstances where it is desirable to obtain the contractile response of skeletal muscle under physiological circumstances: normal circulation, intact whole muscle, at body temperature. This includes the study of contractile responses like posttetanic potentiation, staircase and fatigue. Furthermore, the consequences of disease, disuse, injury, training and drug treatment can be of interest. This video demonstrates appropriate procedures to set up and use this valuable muscle preparation.
To set up this preparation, the animal must be anesthetized, and the medial gastrocnemius muscle is surgically isolated, with the origin intact. Care must be taken to maintain the blood and nerve supplies. A long section of the sciatic nerve is cleared of connective tissue, and severed proximally. All branches of the distal stump that do not innervate the medial gastrocnemius muscle are severed. The distal nerve stump is inserted into a cuff lined with stainless steel stimulating wires. The calcaneus is severed, leaving a small piece of bone still attached to the Achilles tendon. Sonometric crystals and/or electrodes for electromyography can be inserted. Immobilization by metal probes in the femur and tibia prevents movement of the muscle origin. The Achilles tendon is attached to the force transducer and the loosened skin is pulled up at the sides to form a container that is filled with warmed paraffin oil. The oil distributes heat evenly and minimizes evaporative heat loss. A heat lamp is directed on the muscle, and the muscle and rat are allowed to warm up to 37&deg;C. While it is warming, maximal voltage and optimal length can be determined. These are important initial conditions for any experiment on intact whole muscle. The experiment may include determination of standard contractile properties, like the force-frequency relationship, force-length relationship, and force-velocity relationship.
With care in surgical isolation, immobilization of the origin of the muscle and alignment of the muscle-tendon unit with the force transducer, and proper data analysis, high quality measurements can be obtained with this muscle preparation.

Procedures for Rat in situ Skeletal Muscle Contractile Properties

This video demonstrates the surgical preparation and procedures needed to study the contractile responses of the rat medial gastrocnemius muscle preparation in situ. This preparation allows measurement of skeletal muscle contractile properties under physiological conditions. The animal is anesthetized and the muscle is separated from surrounding tissue at its distal end. The Achilles tendon is attached to a force transducer, allowing measurement of the muscle&#x2019;s contractile response at 37 degrees C with an intact circulation.

Procedure di Rat<em&gt; In situ</em&gt; Proprietà muscolatura scheletrica contrattili

There are many circumstances where it is desirable to obtain the contractile response of skeletal muscle under physiological circumstances: normal ...

Biologia

Assessing Functional Metrics of Skeletal Muscle Health in Human Skeletal Muscle Microtissues

Three-dimensional (3D) in vitro models of skeletal muscle are a valuable advancement in biomedical research as they afford the opportunity to study skeletal muscle reformation and function in a scalable format that is amenable to experimental manipulations. 3D muscle culture systems are desirable as they enable scientists to study skeletal muscle ex vivo in the context of human cells. 3D in vitro&#160;models closely mimic aspects of the native tissue structure of adult skeletal muscle. However, their universal application is limited by the availability of platforms that are simple to fabricate, cost and user-friendly, and yield relatively high quantities of human skeletal muscle tissues. Additionally, since skeletal muscle plays an important functional role that is impaired over time in many disease states, an experimental platform for microtissue studies is most practical when minimally invasive calcium transient and contractile force measurements can be conducted directly within the platform itself. In this protocol, the fabrication of a 96-well platform known as &#39;MyoTACTIC&#39;, and en masse production of 3D human skeletal muscle microtissues (hMMTs) is described. In addition, the methods for a minimally invasive application of electrical stimulation that enables repeated measurements of skeletal muscle force and calcium handling of each microtissue over time are reported.

This manuscript describes a detailed protocol to produce arrays of 3D human skeletal muscle microtissues and minimally invasive downstream in situ assays of function, including contractile force and calcium handling analyses.

Valutazione delle metriche funzionali della salute del muscolo scheletrico nei microtessuti muscolari scheletrici umani

Three-dimensional (3D) in vitro models of skeletal muscle are a valuable advancement in biomedical research as they afford the opportunity to study ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

Vivo Valutazione Ex della contrattilità, affaticabilità e alternanza in isolati muscoli scheletrici

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Engineering and Characterization of an Optogenetic Model of the Human Neuromuscular Junction

Many neuromuscular diseases, such as myasthenia gravis (MG), are associated with dysfunction of the neuromuscular junction (NMJ), which is difficult to characterize in animal models due to physiological differences between animals and humans. Tissue engineering offers opportunities to provide in vitro models of functional human NMJs that can be used to diagnose and investigate NMJ pathologies and test potential therapeutics. By incorporating optogenetic proteins into induced pluripotent stem cells (iPSCs), we generated neurons that can be stimulated with specific wavelengths of light. If the NMJ is healthy and functional, a neurochemical signal from the motoneuron results in muscle contraction. Through the integration of optogenetics and microfabrication with tissue engineering, we established an unbiased and automated methodology for characterizing NMJ function using video analysis. A standardized protocol was developed for NMJ formation, optical stimulation with simultaneous video recording, and video analysis of tissue contractility. Stimulation of optogenetic motoneurons by light to induce skeletal muscle contractions recapitulates human NMJ physiology and allows for repeated functional measurements of NMJ over time and in response to various inputs. We demonstrate this platform&#39;s ability to show functional improvements in neuromuscular connectivity over time and characterize the damaging effects of patient MG antibodies or neurotoxins on NMJ function.

We describe a reproducible, automated, and unbiased imaging system for characterizing neuromuscular junction function using human engineered skeletal muscle tissue and optogenetic motoneurons. This system allows for the functional quantification of neuromuscular connectivity over time and detects diminished neuromuscular function caused by neurotoxins and myasthenia gravis patient serum.

Ingegnerizzazione e caratterizzazione di un modello optogenetico della giunzione neuromuscolare umana

Many neuromuscular diseases, such as myasthenia gravis (MG), are associated with dysfunction of the neuromuscular junction (NMJ), which is difficult to ...

Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The contractile characteristics can be evaluated independently of external influences such as vascular tonus or neurohumoral status. It depicts a scientific approach between single cell measurements with isolated cardiac myocytes and in vivo studies like echocardiography. Thus, papillary muscle preparations serve as an excellent model to study cardiac physiology/pathophysiology and can be used for investigations like the modulation by pharmacological agents or the exploration of transgenic animal models. Here, we describe a method of isolating the murine left anterior papillary muscle to investigate cardiac contractility in an organ bath setup. In contrast to a muscle strip preparation isolated from the ventricular wall, the papillary muscle can be prepared in toto without damaging the muscle tissue severely. The organ bath setup consists of several temperature-controlled, gassed and electrode-equipped organ bath chambers. The isolated papillary muscle is fixed in the organ bath chamber and electrically stimulated. The evoked twitch force is recorded using a pressure transducer and parameters such as twitch force amplitude and twitch kinetics are analyzed. Different experimental protocols can be performed to investigate the calcium- and frequency-dependent contractility as well as dose-response curves of contractile agents such as catecholamines or other pharmaceuticals. Additionally, pathologic conditions like acute ischemia can be simulated.

Murine left ventricular papillary muscle can be used to investigate cardiac contractility in vitro. This article describes in detail the isolation and experimental protocols to study cardiac contractile characteristics.

Misure contrattilità isolati su muscoli papillari per le inchieste sui Cardiac inotropo nei topi

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The ...

Applicazione di stimolazione cronica per lo studio del ratto indotta da attività contrattile del muscolo scheletrico fenotipica adattamenti

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