Gli autori non hanno riconoscimenti.

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Installazione del vaporizzatore a basso flusso
<ol><li>Consegna isoflurana o sevoflurane<ol>
<li>Selezionare una fonte di gas portante. Per utilizzare la pompa dell'aria interna, rimuovere il tappo rosso dalla porta di ingresso sul retro del sistema, consentendo al sistema di aspirazione dell'aria della stanza. Per utilizzare gas compresso, utilizzare un regolatore di pressione o un riduttore di pressione impostato su 15 PSI e connettersi alla porta gas compresso sul retro del sistema.</li>
		<li>Collegare il contenitore a carbone alla porta di scarico.</li>
		<li>Collegare il connettore accessorio alle porte inspiratorie ed espiratorie nella parte anteriore del sistema. Collegare la camera di induzione ai rami con clip blu e il cono del naso ai rami con clip bianche (Figura 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per la ventilazione meccanica<ol>
<li>Collegare il tubo del connettore di intubazione alle clip codificate gialle (Figura 2).</li>
		<li>Calibrare il ventilatore eseguendo una calibrazione dello spazio morto. Dallo schermo di esecuzione dello sfiato toccareSetup , quindi Calib & Tests. Selezionate Calibrazione spazi morti (Deadspace Calibration) e premete Il quadrante B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per l'ossimametria a impulsi<ol>
<li>Collegare il sensore alla porta sul retro del sistema, etichettata MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per il riscaldamento<ol>
<li>Collegare il pad di riscaldamento alla porta "Pad Power" nella parte anteriore del sistema.</li>
		<li>Collegare un sensore alla porta "Body Sensor" e l'altro alla porta "Pad Sensor". Fissare il sensore pad al pad di riscaldamento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configurare le impostazioni
<ol><li>Per anestesia<ol>
<li>Accensione del sistema di anestesia. Dalla schermata di esecuzione dell'aest, toccare Configura.</li>
		<li>Scegli l'agente anestetico. Toccare Tipo di aest, quindi attivare Il quadrante B per selezionare Isoflurane o Sevoflurane.</li>
		<li>Impostare le dimensioni della siringa. Toccare Dimensione siringa, quindi attivare Il quadrante B per selezionare una dimensione.</li>
		<li>Toccare Indietro per tornare alla schermata di esecuzione di Anest.</li>
		<li>Utilizzando l'adattatore superiore della bottiglia, riempire la siringa con anestetico.</li>
		<li>Collegare la siringa al sistema di anestesia. Toccare Rimuovi per spostare il blocco pusher all'indietro, se necessario.</li>
		<li>Innescare la siringa. Toccare e tenere Prime per spostare il blocco pusher in avanti fino a quando il blocco pusher tocca la parte superiore dello stantuffo della siringa. La rotazione B tenendo premuto il pulsante Prime regola la velocità del blocco del pulsante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per la ventilazione meccanica<ol>
<li>Toccare la scheda Esegui schermo di sfiato, quindi impostare.</li>
		<li>Tocca il peso corporeo ed entra nel peso dell'animale.</li>
		<li>Touch Priority per scegliere il volume o la ventilazione controllata dalla pressione. L'impostazione Peso corporeo imposta automaticamente la frequenza respiratoria appropriata e i volumi di marea.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per l'ossimametria a impulsi<ol>
<li>Toccare la scheda Esegui schermo di Oxi, quindiimpostare .</li>
		<li>Toccare HR e attivare Il quadrante B per impostare la lettura minima consentita della frequenza cardiaca. Sono disponibili preimpostazioni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per il riscaldamento<ol>
<li>Dalla schermata Warm Run , toccare Setup. Scegli un metodo di riscaldamento e l'impostazione della temperatura target.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inizia la consegna dell'anestesia
<ol><li>Anestetizzare il mouse<ol>
<li>Dallo schermo di esecuzione anest , toccareAvvia induzione per iniziare il flusso d'aria. La portata di induzione predefinita è di 500 mL/min.</li>
		<li>Posizionare il mouse nella camera di induzione, chiudendo saldamente il coperchio. Regolare il quadrante di concentrazione dell'agente anestetico al 3% per l'isoflurane.</li>
		<li>Monitorare fino a quando il mouse non ha raggiunto il piano anestetico desiderato, determinato da una diminuzione della velocità di respirazione e da una perdita del riflesso di destro quando la camera è ribaltata. Regolare il quadrante di concentrazione dell'agente anestetico in base alle esigenze.</li>
		<li>Una volta che l'animale ha perso il riflesso di destra ed è sufficientemente anestetizzato, toccare Stop Induction.</li>
		<li>Se lo si desidera, toccare Camera di scarico per svuotare la camera di gas anestetico residuo.</li>
		<li>Aprire i morsetti che conducono al cono del naso e chiudere i morsetti che portano alla camera.</li>
		<li>Touch Start Nose Cone. L'impostazione Peso corporeo determina la portata del cono del naso, anche se può essere regolata manualmente ruotando il quadrante A.</li>
		<li>Montare immediatamente il cono del naso e centrare l'animale sul tampone riscaldante a infrarossi.</li>
		<li>Inserire il sensore animale come sonda rettale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Iniziare la ventilazione meccanica
<ol><li>Intubare l'animale.<ol>
<li>Trasferire l'animale nella fase di intubazione mantenendo l'animale anestetizzato.</li>
		<li>Sospendere l'animale dagli incisivi superiori utilizzando un filo fissato nella fase di intubazione verticale (Figura 3).</li>
		<li>Spostare delicatamente la lingua dell'animale di lato e visualizzare la trachea utilizzando le luci fornite nel kit di intubazione.</li>
		<li>Inserire con cura il tubo tracheale e verificare il corretto posizionamento collegando la vescica dell'aria piccola al tubo e controllando se i polmoni si gonfiano.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Collegare il tubo endotracheale ai tubi di ventilazione.</li>
	<li>Toccare Stop Nose Cone,quindi toccare Avvia ventilatore. NOTA: l'impostazione Peso corporeo determina automaticamente la corretta velocità di respirazione e i volumi delle maree. Per eseguire la ventilazione controllata dalla pressione, impostare la pressione inspiratoria target tra 15-18 cm H2O. Apportare modifiche alle impostazioni del ventilatore in base alle esigenze per protocolli chirurgici.</li>
</ol>5. Inizia il monitoraggio fisiologico
<ol><li>Posizionare il sensore sopra la zampa posteriore dell'animale (Figura 4). Pulse Oximeter inizierà a leggere automaticamente HR e SpO2. Toccare la scheda Esegui schermo Oxi per visualizzare i dati di prossimità a impulsi.</li>
</ol>

<ol>
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Questo progetto è stato sostenuto con attrezzature e finanziamenti dalla Kent Scientific Corporation. Gli autori Krista Bigiarelli e Dave FitzMiller sono dipendenti della Kent Scientific Corporation che produce attrezzature utilizzate in questo articolo. La pubblicazione ad accesso aperto di questo articolo è sponsorizzata da Kent Scientific Corporation.

Questo sistema digitale di anestesia a basso flusso integra sistemi di anestesia, ventilazione, riscaldamento e monitoraggio fisiologico in un'unica apparecchiatura. Inoltre, il sistema contiene una pompa interna, che gli consente di attingere aria ambiente per l'uso come gas vettore, eliminando la necessità di una fonte di gas compresso.
In questa procedura, il sistema viene utilizzato come unica apparecchiatura per sostituire un vaporizzatore anestetico, un ventilatore meccanico, un pulsossimetro e un pad riscaldante. In precedenza abbiamo dimostrato la consegna anestetica ad una portata di 100mL / min2. Le impostazioni della portata sono fondamentali per questa tecnica di erogazione anestetica, poiché la portata controlla direttamente il volume dell'anestetico liquido utilizzato. In precedenza abbiamo anche dimostrato come l'utilizzo di basse portate consente di risparmiare liquido anestetico1,2. Quando un vaporizzatore tradizionale è collegato a un ventilatore meccanico, il vaporizzatore deve funzionare continuamente mentre il ventilatore ineleva campioni dal flusso di gas. Nel caso del vaporizzatore digitale con ventilatore integrato, solo il gas necessario per la ventilazione viene prodotto dal ventilatore. Ciò riduce i costi associati al liquido anestetico, ai gas portanti e ai filtri a carbone.
Sebbene ci siano molti vantaggi nell'utilizzo di un vaporizzatore digitale a basso flusso, ci sono anche limitazioni. Questo sistema è progettato per funzionare a basse portate ideali per roditori e altri piccoli mammiferi, ma non fornisce anestesia al di sopra delle portate di 1000 mL / min. Questo particolare sistema è quindi adatto solo per piccole specie animali. L'ossimetro a impulsi integrato include un sensore solo per l'uso della zampa. Il sensore non è raccomandato per l'uso sulla coda, il che potrebbe essere un limite per alcune procedure chirurgiche. Inoltre, mentre il tasso di respirazione può essere monitorato attraverso questo sistema tramite il sensore della zampa, può essere difficile ottenere registrazioni respiratorie coerenti per un lungo periodo di tempo. Infine, a differenza di un vaporizzatore tradizionale, questo sistema digitale richiede elettricità. Le batterie sono disponibili per l'uso nei casi in cui l'energia elettrica non è disponibile o in caso di interruzione dell'alimentazione e possono alimentare il sistema attraverso diverse ore di utilizzo.
Questa configurazione e protocollo dimostrano l'uso sicuro ed efficace di un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico. Questa configurazione sarà utile per tutti i laboratori con spazi di banco limitati, o dove non è possibile ospitare più pezzi di attrezzature e tubi vicino a un campo chirurgico. Ci sono numerosi vantaggi per un sistema all-in-one, tra cui l'eliminazione dei serbatoi di gas compresso e apparecchiature di monitoraggio fisiologico separate. Nel complesso, questo sistema integrato potrebbe essere considerato da gruppi in cui l'uso di un vaporizzatore tradizionale non è l'ideale.

La ricerca che coinvolge modelli animali richiede spesso attrezzature specializzate per la raccolta dei dati. Esistono due tipi comuni di vaporizzatore anestetico comunemente usato per la chirurgia di piccoli animali. I vaporizzatori anestetici tradizionali si basano sulla vaporizzazione passiva di anestetici volatili basati sulla pressione atmosferica e sul flusso di gas1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Sono progettati per funzionare a portate da 0,5 L / min a 10 L / min, rendendoli ideali per grandi modelli di animali11.
Recentemente abbiamo dimostrato gli effetti di un vaporizzatore digitale a basso flusso rispetto a un vaporizzatoretradizionale 12,13. Il sistema di anestesia digitale a basso flusso può essere utilizzato per mantenere un animale su un cono del naso a portate molto basse di 1,5-2,2 volte il volume minuto dell'animale14,15,16.
Ci sono numerosi vantaggi nell'utilizzo di un sistema di anestesia digitale. Incorpora una pompa integrata, che attinge aria ambiente da utilizzare come gas vettore. Ciò consente all'utente di somministrare l'anestesia senza l'uso di gas compresso. Recenti studi17,18 hanno suggerito che l'uso dell'aria al posto dell'ossigeno come gas vettore può essere utile per molte procedure.
Le capacità fisiologiche di monitoraggio e riscaldamento possono anche essere installate nel sistema digitale di anestesia a basso flusso. Nella maggior parte delle istituzioni, il riscaldamento degli animali e il monitoraggio fisiologico sono richiesti dai comitati istituzionali per la cura el'uso degli animali 19,20,21,22. Studi che confrontano gli effetti fisiologici degli agenti anestetici hanno mostrato una drastica depressione della temperatura corporea, della funzione cardiaca e della funzionerespiratoria 23,24,25. È spesso necessario posizionare l'animale su un tampone riscaldante per monitorare e mantenere una temperatura corporea normale. Ci sono molti metodi di riscaldamento degli animali disponibili, come scaldabagni caldi, pastiglie elettriche e lampade termiche, ma ognuno di questi ha svantaggi significativi. Negli studi che confrontano diversi metodi di riscaldamento animale, il riscaldamento infrarosso lontano è risultato essere il26 più vantaggioso. Il vaporizzatore digitale include il riscaldamento omeotermico lontano dall'infrarosso per mantenere una temperatura corporea animale specifica. Ciò elimina la necessità di eventuali controller di riscaldamento aggiuntivi.
Oltre a monitorare la temperatura corporea, l'ossimametria dell'impulso è un metodo popolare per monitorare la frequenza cardiaca e la saturazione dell'ossigeno dell'animale. Questo metodo non invasivo è semplice, accurato e fornisce una valutazione complessiva della capacità dell'animale di regolare i livelli di ossigenazione del sangue. Un sensore di zampa per l'ossimametria dell'impulso può essere collegato al sistema di anestesia, come abbiamo precedentementedimostrato 2.
La ventilazione meccanica è spesso necessaria quando l'animale si trova in periodi più lunghi di anestesia o ogni volta che il modello di respirazione dell'animale deve essere controllato. Il vaporizzatore digitale a basso flusso ha la capacità di fornire respiri controllati sotto il controllo della pressione o del volume. Un ventilatore integrato elimina la necessità di un ventilatore esterno e di requisiti di configurazione dei tubi in eccesso.
Poiché tutti questi monitor e funzionalità comuni sono combinati in un'unica apparecchiatura, la configurazione dei tubi è sostanzialmente semplificata. Lo scopo di questo protocollo è dimostrare la configurazione e l'uso di un sistema di anestesia digitale all-in-one.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Intubation Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>ETM-MSE</td>
			<td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td>
			<td>Henry Schein, Inc.</td>
			<td>1182097</td>
			<td>Glass bottle 250mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-03</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank</td>
			<td>Indiana Oxygen Company</td>
			<td>23-160246</td>
			<td>Medical Grade O2 99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RoVent Automatic Ventilator</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-04</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SOMNO-MSEKIT</td>
			<td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

I vaporizzatori digitali a basso flusso utilizzano comunemente una pompa per siringhe per somministrare direttamente anestetici volatili in un flusso di gas vettore. Secondo le raccomandazioni sul benessere degli animali, gli animali vengono riscaldati e monitorati durante le procedure che richiedono l'anestesia. Le attrezzature comuni per l'anestesia e il monitoraggio fisiologico includono serbatoi di gas, vaporizzatori e supporti anestetici, regolatori e pastiglie di riscaldamento, ventilatori meccanici e ossimetri a impulsi. Un computer è anche necessario per la raccolta dei dati e per l'esecuzione di software per apparecchiature. In spazi più piccoli o quando si esegue il lavoro sul campo, può essere difficile configurare tutte queste apparecchiature in uno spazio limitato.
L'obiettivo di questo protocollo è dimostrare le migliori pratiche per l'uso di un vaporizzatore digitale a basso flusso utilizzando sia ossigeno compresso che aria ambiente, insieme a un ventilatore meccanico integrato, un pulsossimetro e un lontano riscaldamento infrarosso come anestesia all-inclusive e suite di monitoraggio fisiologico ideale per i roditori.

Per questo studio sono stati utilizzati topi C57Bl6j di dieci settimane, maschi, di tipo selvaggio del peso di 25,41 ± 0,8 g. I topi sono stati anestetizzati e mantenuti su un cono nasale o intubati e mantenuti su un ventilatore meccanico integrato con isoflurane dell'1,5-2,5% mentre la frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno sono state monitorate. Gli animali erano alloggiati in gruppo in una gabbia di microisolazione e fornivano libero accesso al chow standard dei roditori e all'acqua per bottiglia.
La frequenza cardiaca e spo2 sono state monitorate durante la manutenzione tramite ossimametria a impulsi(Figura 5, Figura 6e Figura 7,). La temperatura corporea è stata mantenuta a 36,5-37,5 °C tramite un riscaldatore a infrarossi e una lampada termica. Gli animali ventilati hanno ricevuto la consegna continua di isoflurane durante la procedura di intubazione tramite supporto di intubazione con cono naso integrato. Ogni topo è stato ventilato o mantenuto con successo su un cono nasale a basse portate non superiori a 141 mL/min di aria ambiente (RA) o ossigeno (O2)per 15 minuti. La frequenza cardiaca e la saturazione dell'ossigeno nel sangue degli animali sono rimaste stabili, con pochi cambiamenti significativi in entrambe le misurazioni per tutti i gruppi. SpO2 rimase tra l'82 e il 99% per tutti i gruppi, mentre la temperatura corporea fu mantenuta tra 36,5-37,5 °C. Abbiamo osservato che sia la posizione dell'impulso-ossimetro che la temperatura corporea hanno influenzato le misurazioni di SpO2. Se abbiamo osservato una lettura non valida dall'pulsossimetro, abbiamo regolato il posizionamento del sensore e il livello di riscaldamento per mantenere stabile la temperatura corporea del nucleo.
È stata eseguita un'ANOVA bi senso con correzione Bonferroni per determinare il significato dei dati nella figura 5, nella figura 6 e nella figura 7. Un valore pinferiore a 0,05 è stato considerato significativo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figura 1: Diagramma della configurazione dei tubi per l'induzione anestetica e la manutenzione del cono del naso. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figura 2: Diagramma della configurazione dei tubi per l'induzione anestetica, l'intubazione e la ventilazione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figura 3: I topi hanno ricevuto la consegna continua di isoflurane durante la procedura di intubazione tramite un supporto di intubazione con un cono nasale integrato. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figura 4: Posizionamento integrato del sensore dell'ossimetro a impulsi sopra la zampa posteriore. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figura 5: Frequenza cardiaca media superiore a 15 minuti ± SD con aria ambiente (RA) o ossigeno al 100% (O2)erogata attraverso il cono del naso o ventilata attraverso tubo tracheale (n=5/gruppo). Non è stata osservata alcuna differenza significativa tra i gruppi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figura 6: Valori di frequenza cardiaca (bpm) registrati dopo l'induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso. Valori medi di frequenza cardiaca calcolati da intervalli di tempo di 30 secondi in un periodo di 15 minuti. Ogni punto dati rappresenta la ± SD di tutti gli animali in ciascun gruppo (n=5). Non sono stati osservati cambiamenti significativi nella frequenza cardiaca nel periodo di 15 minuti in nessun gruppo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figura 7: Livelli di saturazione di ossigeno nei tessuti (%) dopo l'iniziale induzione anestetica con il sistema di anestesia a basso flusso. Valori medi di SpO2 calcolati da intervalli di tempo di 30 secondi in un periodo di 15 minuti. Ogni punto dati rappresenta la ± SD di tutti gli animali in ciascun gruppo (n=5). Non sono state osservatevariazioni significative in SpO 2 nel periodo di 15 minuti in nessun gruppo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Qui presentiamo un protocollo per somministrare in modo sicuro ed efficace gas anestetico ai topi utilizzando un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico.

Utilizzo di un vaporizzatore anestetico integrato a basso flusso, ventilatore e sistema di monitoraggio fisiologico per roditori

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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5.7K Views.  Kent Scientific Corporation. Qui presentiamo un protocollo per somministrare in modo sicuro ed efficace gas anestetico ai topi utilizzando un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico.

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The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

L&#39;uso di cistometria in piccoli roditori: A Study of Chemosensation vescica

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

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Medicina

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Uso di un modello animale di sepsi per valutare nuove terapie a base di erbe

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

L&#39;utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Uso di un modello di maiale per lo studio della neurotossicità dello sviluppo sviluppato da anestetici (AIDN): un approccio di neuroscienza transazionale

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Sucrose Preference and Novelty-Induced Hypophagia Tests in Rats using an Automated Food Intake Monitoring System

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral studies in animal models. In this protocol, to study depression-like and anhedonic behavior in rats, the established sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests are combined with an automated food and liquid intake monitoring system. Prior to testing, in the sucrose preference paradigm, male rats are trained for at least 2 days to consume a sucrose solution in addition to tap water. During the test, rats are again exposed to water and sucrose solution. Consumption is registered every second by the automated system. The ratio of sucrose to total water intake (sucrose preference ratio) is a surrogate parameter for anhedonia. In the novelty-induced hypophagia test, male rats undergo a training period in which they are exposed to a palatable snack. During training, rodents show a stable baseline snack intake. On test day, the animals are transferred from home cages into a fresh, empty cage representing a novel unknown environment with access to the known palatable snack. The automated system records the total intake and its underlying microstructure (e.g., latency to approaching the snack), providing insight into anhedonic and anxious behaviors. The combination of these paradigms with an automated measuring system provides more detailed information, along with higher accuracy by reducing measuring errors. However, the tests use surrogate parameters and only depict depression and anhedonia in an indirect manner.

Presented here is a protocol to study depression-like and anhedonic behavior in rats. It combines two well-established behavioral methods, the sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests, with an automated food and liquid intake monitoring system, to indirectly investigate rodent behavior using surrogate parameters.

Preferenza per il saccarosio e test di ipofagia indotti dalla novità nei ratti utilizzando un sistema automatizzato di monitoraggio dell'assunzione di cibo

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral ...

Ricostruzione 3D per la diagnosi e il trattamento dei noduli polmonari

A 3D Digital Model for the Diagnosis and Treatment of Pulmonary Nodules

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating pulmonary nodules, and these approaches are progressively being acknowledged and adopted by physicians and patients. Nonetheless, constructing a relatively universal 3D digital model of pulmonary nodules for diagnosis and treatment is challenging due to device differences, shooting times, and nodule types. The objective of this study is to propose a new 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation. Many AI-driven pulmonary nodule detection and recognition methods employ deep learning techniques to capture the radiological features of pulmonary nodules, and these methods can achieve a good area under-the-curve (AUC) performance. However, false positives and false negatives remain a challenge for radiologists and clinicians. The interpretation and expression of features from the perspective of pulmonary nodule classification and examination are still unsatisfactory. In this study, a method of continuous 3D reconstruction of the whole lung in horizontal and coronal positions is proposed by combining existing medical image processing technologies. Compared with other applicable methods, this method allows users to rapidly locate pulmonary nodules and identify their fundamental properties while also observing pulmonary nodules from multiple perspectives, thereby providing a more effective clinical tool for diagnosing and treating pulmonary nodules.

Autore in primo piano: un modello digitale 3D per la diagnosi e il trattamento dei noduli polmonari  

The objective of this study is to develop a novel 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a communication bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation.

Un modello digitale 3D per la diagnosi e il trattamento dei noduli polmonari

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating ...

Analisi quantitativa della distribuzione della rigidità epatica

A Three-Dimensional Digital Model for Early Diagnosis of Hepatic Fibrosis Based on Magnetic Resonance Elastography

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the disease. Despite the good progress made with the liver stiffness map (LSM) based on magnetic resonance elastography (MRE), there are still some limitations that need to be overcome, including manual focus determination, manual selection of regions of interest (ROIs), and discontinuous LSM data without structural information, which makes it impossible to evaluate the liver as a whole. In this study, we propose a novel three-dimensional (3D) digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis based on MRE.
MRE is a non-invasive imaging technique that employs magnetic resonance imaging (MRI) to measure the liver stiffness at the scanning site through human-computer interaction. Studies have indicated a significant positive correlation between the LSM obtained through MRE and the degree of hepatic fibrosis. However, for clinical purposes, a comprehensive and precise quantification of the degree of hepatic fibrosis is necessary. To address this, the concept of Liver Stiffness Distribution (LSD) was proposed in this study, which refers to the 3D stiffness volume of each liver voxel obtained by the alignment of 3D liver tissue images and MRE indicators. This provides a more effective clinical tool for the diagnosis and treatment of hepatic fibrosis.

Autore in primo piano: Avanzamento della diagnosi della fibrosi epatica mediante elastografia a risonanza magnetica e intelligenza artificiale 

The objective of this study was to develop a novel three-dimensional digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis, which includes the stiffness of each voxel in the patient's liver and can thus, be used to calculate the distribution ratio of the patient's liver at different fibrosis stages.

Un modello digitale tridimensionale per la diagnosi precoce della fibrosi epatica basato sull'elastografia a risonanza magnetica

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the ...