Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
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Tutti gli studi sono stati eseguiti in conformità con le linee guida regolamentari e istituzionali. Gli aspetti animali di questo studio sono stati valutati dal Kent Scientific Corporation animali Use Program, approvato dalla cura e l&#39;uso Comitato Purdue animali (PACUC), ed eseguito in conformità con la guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio 22. Nota: Il sistema di anestesia digitale a basso flusso utilizzato in questo protocollo è dotato di un pulsossimetro integrato. 1. Impostare il sistema di anestesia a basso flusso con integrato Pulsossimetro <ol><li> Per consegna Isoflurane <ol><li> Selezionare una sorgente gas di trasporto. Per utilizzare la pompa dell&#39;aria interna, svitare ingresso Port sul retro, permettendo la pompa interna per aria ambiente di aspirazione. </li><li> Collegare carbone contenitore di esaurire la porta. </li><li> Collegare l&#39;adattatore Y a fronte del basso flusso, il sistema di anestesia digitale. Utilizzare i fermagli colorati per collegare i rami bianchi a tegli cono e rami blu alla camera di induzione. </li><li> Chiudere i morsetti di clip bianco e Open Clip blu morsetti per dirigere il flusso d&#39;aria alla camera. </li><li> Selezionate 2 ml siringa. </li></ol></li><li> Per il monitoraggio fisiologico, Usare il pulsossimetro integrato <ol><li> Collegare il sensore zampa pulsossimetro alla porta sul retro del sistema di anestesia a basso flusso, etichettato come &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Configurare le Impostazioni <ol><li> per l&#39;anestesia <ol><li> Accendere il sistema di anestesia, e accedere al menu di impostazione. Premere SET UP per accedere al menu principale&gt; Anestesia&gt; Impostazione in rosso. </li><li> Scegliere l&#39;agente anestetico. Premere SET UP per evidenziare Tipo Anest in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare isoflurano. </li><li> Impostare le dimensioni della siringa. Premere SET UP per evidenziare Syr dimensioni. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare una siringa da 2 ml. </li><li> Impostare la posizione vuota. Premere SET UP per highlight insieme vuoto in rosso. Fissare vuoto, siringa di vetro completamente premuto nella siringa conservazione Block posizionando la siringa in modo che la siringa holding pinza è seduto sul collare metallico della siringa. Premere le frecce su e giù per spostare il blocco Pusher in modo che il blocco Pusher rende leggero contatto con la parte superiore del pistone della siringa. Premere select per impostare posizione vuota. </li><li> Premere SET UP per evidenziare Elimina in rosso. Rimuovere la siringa e riempire la siringa con isoflurano utilizzando l&#39;adattatore bottiglia superiore. </li><li> Collegare la siringa al sistema di anestesia. </li><li> Primo il tubo di erogazione anestetico. Premere SET UP per evidenziare tubo Prime in rosso. Premere fino a anestetico viaggia attraverso la siringa e nel raccordo nero sul blocco vaporizzatore. </li><li> Attiva l&#39;anestesia. Premere SET UP per evidenziare Attiva in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare Sì. Premere RUN / Indietro per tornare al menu principale. </li><li> Selezionare l&#39;unafornitura ir e il volume minuto. Premere SET UP per evidenziare Air Supply in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare pompa interna. Premere SET UP per evidenziare Minute Vol in rosso. portata impostata a 250 ml / min. </li></ol></li><li> Per il monitoraggio fisiologico <ol><li> Impostare la velocità minima rilevata cuore Mouse (240). Premere SET UP per accedere al menu principale&gt; MouseStat. Usare frecce su e giù per impostare la frequenza cardiaca minima. </li></ol></li></ol> 3. Inizia per anestesia <ol><li> Indurre il mouse <ol><li> Premere RUN / Indietro due volte per entrare in modalità di esecuzione e iniziare il flusso d&#39;aria. </li><li> Posizionare il mouse nella camera di induzione, chiudendo il coperchio a tenuta. Regolare la manopola di concentramento di anestetico agente al 3%. </li><li> Monitorare fino a quando il mouse ha raggiunto il piano desiderato di anestesia, determinata dalla perdita del riflesso di raddrizzamento. Regolare la concentrazione anestetico agente, se necessario. </li><li> Una volta che l&#39;animale perde il suo riflesso di raddrizzamento aND è sufficientemente anestetizzati, ruotare la manopola di concentrazione anestesia a 0%. Gli autori hanno trovato in precedenza che consente il flusso d&#39;aria per svuotare la camera di induzione 30-60 sec è sufficiente per eliminare la camera senza invertire la profondità dell&#39;anestesia 1. </li><li> Aprire rapidamente le fascette bianche per dirigere l&#39;aria alla maschera facciale, e chiudere le pinze blu che portano alla camera di induzione. </li><li> Aprire la camera da ricercatore, togliere il mouse, e montare subito il cono di naso. </li><li> Centra l&#39;animale su un tampone di riscaldamento a raggi infrarossi, regolato per mantenere la temperatura corporea a 37 ° C tramite una sonda rettale su un anello di retroazione. </li><li> Quando il mouse è stabile sul cono, regolare la concentrazione di isoflurano al 1,5% o come necessario per la manutenzione ruotando la manopola Concentrazione anestetico Agent. </li><li> Ridurre il volume minuto per la manutenzione. La portata minima di sostenere l&#39;animale è pari a 1,5-2,2 volte il volume minuto dell&#39;animale (di 30 g mouse,un minimo di 52 ml / min). Fare riferimento alle istruzioni del produttore per una portata ottimale impostazione specifica per lo stile cono e regolare come necessario. Premere SET UP per accedere al menu principale, e quindi premere SET Fino Vol minuto è evidenziata in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per regolare il flusso di destinazione. Premere RUN / Indietro per tornare alla schermata principale. </li><li> Confermare la profondità dell&#39;anestesia, come determinato dalla mancanza di recesso riflesso nel corso di un pizzico interdigitale. Applicare una pomata oftalmica per gli occhi per prevenire la secchezza durante l&#39;anestesia. </li></ol></li></ol> 4. Iniziare monitoraggio fisiologico <ol><li> Posizionare il sensore sopra pad di zampa posteriore. Posizionare il sensore in modo che la luce rossa è sotto la zampa e illumina la zampa. Utilizzare le frecce su e giù sullo schermo per visualizzare la oxiwave. L&#39;animale è ora in modo sicuro anestetizzato con un basso flusso, siringa-driven, vaporizzatore digitale. </li></ol> 5. Rimuovere l&#39;animale <ol><li> Spegni ilPer anestesia. <ol><li> Per interrompere l&#39;erogazione di anestetico, girare anestetico agente Concentrazione manopola Min (o 0%) e togliere animali da maschera facciale. </li><li> Monitorare il mouse durante il recupero l&#39;anestesia. Una volta che il mouse è diventato completamente ambulatoriale, restituirlo alla gabbia. </li></ol></li></ol>

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Questo progetto è stato sostenuto con attrezzature e il finanziamento di Kent Scientific Corporation, l&#39;American Heart Association a CJ Goergen (SDG18220010), e Purdue University. Gli autori Krista Bigiarelli e Irina Toore sono dipendenti di Kent Scientific Corporation, che produce attrezzature utilizzate in questo articolo. la pubblicazione ad accesso aperto di questo articolo è sponsorizzato da Kent Scientific Corporation.

Il sistema di anestesia a basso flusso digitale permette all&#39;utente di anestetizzare efficacemente topi a portate molto basse senza l&#39;uso di qualsiasi gas compresso. Ciò differisce notevolmente da vaporizzatori passivi standard, la maggior parte delle quali richiedono una sorgente di gas compresso a portate minime di circa 500 ml / min. vaporizzatori standard utilizzano quadranti che mancano di precisione tra le gradazioni, e devono essere sottoposti a manutenzione ogni anno per mantenere la precisione. Un sistema anestetico siringa guidato può fornire una specifica concentrazione di anestetico alla portata impostata per calcolare l&#39;esatta velocità necessaria della pompa a siringa. calibrazioni di routine sono inutili, con conseguente ulteriore risparmio di costi e di tempo. La portata minima consigliata per mantenere un animale su un circuito non-rirespirazione è 1,5-2,2 volte il volume minuto dell&#39;animale. La portata di 100 ml / min utilizzato in questo studio superato questo minimo per fornire anestesia sufficiente per gli animali. Il settin portatags sono fondamentali per questa tecnica consegna anestetico, come la portata è direttamente correlato alla quantità di isoflurano utilizzato per un determinato periodo di tempo. Se utilizzato alle basse portate, questa tecnica può ridurre notevolmente la quantità di isoflurano richiesto durante l&#39;uso, mentre l&#39;animale è anestetizzato ancora efficace 1,19-21. Nuovi costi delle attrezzature tra vaporizzatori tradizionali e vaporizzatori digitali a basso flusso sono paragonabili. Tuttavia, il sistema di anestesia a basso flusso digitale ha la capacità di fornire sia isoflurano o sevoflurano. Questo elimina la necessità di isoflurano designato e vaporizzatori precisione sevoflurano, riducendo i costi di apparecchiature iniziali per i gruppi che utilizzano entrambi gli agenti anestetici. Confronti pubblicati di recente tra le tecnologie vaporizzatore hanno suggerito risparmi sui costi nel tempo quando si utilizza un basso flusso vaporizzatore digitale 1,19,20. I risultati di questi confronti possono essere usati per approssimare potenziali risparmi nel corso di un anno. Comesuming impostazioni tipiche di utilizzo eseguite in incrementi di 2 hr, 5 giorni a settimana per 52 settimane, un tradizionale vaporizzatore isoflurano consumerà 3,8 L di isoflurano, o dodici bottiglie da 250 ml. Un vaporizzatore digitale basso flusso utilizzato alla stessa frequenza consumerebbe solo 0,32 L, o due 250 ml. il consumo di carbone di legna contenitore è anche ridotto. Assumendo che ogni contenitore contiene 50 g di gas di scarico scavenging, un vaporizzatore tradizionale riempirà circa 21 taniche carbone nel corso di un anno. In confronto, un vaporizzatore digitale a basso flusso richiederà 6 o meno. Un vaporizzatore tradizionale richiederebbe circa 5 bombole di gas di grandi dimensioni ogni anno, ciascuna con una capacità di 9.500 L. La pompa dell&#39;aria interna, disponibile in alcuni modelli di vaporizzatori a basso flusso digitali, elimina la necessità di gas compresso. Se gas compresso dovesse essere utilizzato, il sistema sarebbe utilizzare solo 1 cilindro all&#39;anno 1. La tecnica può essere modificata in base alle necessità. Low-flow vaporiz digitaleERS permettono all&#39;utente di regolare la profondità dell&#39;anestesia modo rapido e preciso. Se la profondità dell&#39;anestesia deve essere aumentato o diminuito, l&#39;utente può aumentare la concentrazione di anestetico in incrementi di 0,1% utilizzando la ghiera sulla parte superiore del sistema. La portata può essere regolata secondo necessità durante tutta la procedura. Questo protocollo utilizza una siringa 2 ml, anche se le dimensioni siringa grandi sono disponibili per procedure più lunghe. La pompa dell&#39;aria interna offre agli utenti la possibilità di anestetizzare gli animali senza la necessità di una fonte di gas compresso. Per le procedure richiedono gas compressi o ossigeno supplementare, l&#39;utente ha la possibilità di collegare una sorgente di gas al sistema basso flusso piuttosto che utilizzare l&#39;aria circostante. L&#39;utente può continuare a fornire il sorgente di aria selezionata durante tutta la procedura, oppure può passare dalla pompa interna e una fonte di gas compresso a seconda delle necessità. Ad esempio, l&#39;utente può impostare il sistema per fornire aria ambiente attraverso la pompa interna durante l&#39;induzione e manutenzione, ma fornire oxy supplementaregen durante il recupero. Anche se ci sono molti vantaggi di utilizzare un vaporizzatore digitale a basso flusso, ci sono delle limitazioni pure. Poiché una valvola di scarico non è incluso, rossore manualmente la camera di aria pulita prima apertura è l&#39;unico modo per eliminare camera di induzione. Questo sistema è progettato per funzionare a solo basse portate e non eroga anestesia sopra portate di 800 ml / min, dove vaporizzatori tradizionali possono essere utilizzati con portate fino a 10 L / min. Questo particolare sistema è quindi adatto solo per specie animali piccoli. Inoltre, il sistema contiene meno agente anestetico rispetto ad un vaporizzatore tradizionale. Ci possono essere situazioni in cui la siringa deve essere riempito durante una procedura. Tuttavia, ritardi durante il riempimento può essere ridotto di pre-riempimento di una seconda siringa vicino per sostituire la siringa vuota. dimensioni siringa a 10 ml sono disponibili per ridurre la necessità di riempire siringhe metà procedura. Infine, a differenza di un vaporizzatore tradizionale, il basso flOW vaporizzatore digitale richiede energia elettrica. Le batterie sono disponibili per l&#39;uso nei casi dove l&#39;energia elettrica non è disponibile o in caso di interruzione di corrente. Precedenti studi hanno dimostrato che i sistemi digitali a basso flusso consumano meno isoflurano, gas di trasporto e contenitori di carbone rispetto ad un sistema tradizionale di anestesia 1,19,20. La riduzione dei gas anestetico scavenging potrebbe anche individuare una riduzione dei gas anestetico rifiuti, anche se sono necessari ulteriori sforzi in questi settori. La spettroscopia infrarossa del gas può essere utilizzato per monitorare la produzione di rifiuti isoflurano, e badge dosimetro può essere utilizzato per quantificare l&#39;esposizione isoflurano al personale di laboratorio in confronti futuri. In sintesi, questa tecnica per la consegna anestetico sarà vantaggioso per i gruppi che svolgono roditore anestesia a causa di una maggiore sicurezza, l&#39;efficacia e precisione rispetto ai sistemi tradizionali.

Ci sono molti vaporizzatori precisione disponibili per uso veterinario che operano tra portate di 0,5-10 L / min 2. Questi flussi non sono l&#39;ideale per i roditori, come la gamma è elevato rispetto al loro piccolo volume respiratorio minuto. Alti tassi di flusso non sono raccomandati nella pratica veterinaria per la loro promozione di ipotermia e asciugatura del 3,4 vie respiratorie. Inoltre, molti manuali quelle vaporizzatore veterinari comuni avvertono che portate elevate possono causare un aumento della frequenza delle fluttuazioni di contropressione. È stato anche dimostrato che molti vaporizzatori standard diventano una imprecisa sotto portate di 500 ml / min, e questo tasso viene considerato come una portata minima nel settore veterinario 5-7. Un animale può essere mantenuto su un circuito a T o modificato circuito bain utilizzando una portata partire da volume minuto 1,5-2,2 volte dell&#39;animale 8-10. Questi tassi di flusso sono considerati sufficient per evitare rirespirazione di gas scaduti e prevenire un aumento di carbonio nel sangue concentrazioni di biossido di 8. Usando questa raccomandazione portata, a 30 g del mouse potrebbe essere mantenuto ad una velocità di flusso a partire da 52 ml / min, quasi dieci volte meno del accettata 500 ml / min minimo di un vaporizzatore tradizionale. Mentre un vaporizzatore tradizionale dipende dal flusso di gas e pressione atmosferica per vaporizzazione anestetico passiva, un vaporizzatore iniezione diretta misura il flusso totale di gas fresco e inietta il vapore direttamente nel flusso di gas 2. Alcuni vaporizzatori iniezione diretta utilizzano una pompa a siringa per somministrare anestetico nel flusso di gas. controlli computerizzati consentono questi sistemi per regolare automaticamente la velocità della pompa siringa per iniettare il volume di agente liquido necessaria per raggiungere la concentrazione desiderata di anestetico. Siringa guidato vaporizzatori sono disponibili e approvati per uso clinico e pediatrico, e molte configurazioni simili sono considerati unestetica conservando dispositivi nella pratica clinica 11-16. Poco dopo la loro approvazione, i dispositivi che Conserva anestetici con vaporizzatori pompa a siringa sono stati adattati per l&#39;utilizzo in studi sugli animali 8,17,18. A differenza di un vaporizzatore tradizionale, un sistema di iniezione diretta utilizzando una pompa a siringa non è limitato da una portata minima al fine di mantenere la precisione. Per questo motivo, questa tecnologia è ideale per l&#39;uso in roditori anestesia e altri casi in cui basse portate sono necessari. I benefici ei potenziali risparmi sui costi associati a questo disegno vaporizzatore ispirato lo sviluppo di nuovi sistemi di anestesia progettati specificamente per i roditori 1,19,20. Questo nuovo sistema incorpora anche un built-in pompa di aria, permettendo all&#39;utente di amministrare anestesia senza richiedere una sorgente di gas compresso. Come ulteriore vantaggio, il sistema è pre-tarata per uso sia con isoflurano e sevoflurano. Con l&#39;introduzione di questa tecnologia vaporizzatore nel campo animali da laboratorio, it è ora possibile per anestetizzare piccoli animali di laboratorio a portate più vicini ai livelli raccomandati senza bisogno di gas compresso.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Animali 3 adulti C57 / BL6NTac topi femmina (Taconic, età 6-7 settimane; peso 15 +/- 1 g) sono stati anestetizzati e mantenuti con 1,3-1,5% isoflurano mentre la frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, e la frequenza respiratoria sono stati monitorati. Tutti i topi sono stati murino patogeni libero come determinato dal test di fornitore di routine prima dell&#39;arrivo alla struttura. Gli animali sono stati alloggiati in gruppo in microisolation ingabbiamento e ha fornito libero accesso a Chow roditori standard ed acqua da bottiglia. Uso isoflurane Il sistema di anestesia a basso flusso misura la quantità di agente anestetico rimanga nella siringa durante l&#39;uso. Il volume nella siringa, come misurato dal sistema di anestesia, è stato notato come l&#39;animale è stato trasferito al cono, e di nuovo alla fine del periodo di mantenimento. Il volume finale wcome sottratto dal volume iniziale di quantificare la quantità di anestetico consumata durante il periodo di mantenimento (Figura 1). parametri fisiologici La frequenza cardiaca, SpO2, frequenza respiratoria e sono stati monitorati durante la manutenzione tramite pulsossimetria (figure 2 - 4). La temperatura corporea è stata mantenuta a 37,5 ° C tramite un tampone di riscaldamento a infrarossi. Ogni mouse è stato mantenuto correttamente a basse portate di 100 ml / min di aria ambiente sotto un piano chirurgica di anestesia per 60 minuti, come determinato da una mancanza di recesso riflessa da un pinch interdigitale. Il mouse non ha sveglio o risponde a pizzichi interdigitali applicate in modo intermittente durante il periodo di mantenimento. Frequenze cardiache degli animali (Figura 2), di ossigeno nel sangue (figura 3), e la frequenza respiratoria (Figura 4) sono rimasti relatvamente stabile nel corso dello studio. Grazie al posizionamento degli animali e il sensore, il segnale di frequenza respiratoria da mouse 1 e mouse 3 era intermittente e la misurazione è stata interrotta. Quando il posizionamento dell&#39;animale è stato rettificato, il segnale migliorata e la frequenza respiratoria misurata era paragonabile ad altri in momenti simili. Il sistema per anestesia digitale a basso flusso utilizzata una media di 0,63 ml di isoflurano durante il 60 min di periodo di mantenimento (Figura 1). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Figura 1:.. Uso Isoflurano La quantità di isoflurano usato in ml per tre diversi topi più di 1 ora di anestesia di mantenimento utilizzando il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Figura 2:.. Frequenza cardiaca La frequenza cardiaca di tre topi in battiti al minuto (bpm) 5-60 minuti dopo l&#39;induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Figura 3:.. Saturazione di ossigeno I livelli di saturazione di ossigeno nel sangue (%) di tre topi 5-60 minuti dopo l&#39;induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Figura 4:.. Frequenza respiratoria Il tasso di respirazione di tre topi in respiri al minuto (bpm) 5-60 minuti dopo l&#39;induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

L&#39;utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Views.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Video: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Consegna diretta intraventricolare di farmaci per il sistema nervoso centrale, Roditore

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Ricerca

Neuroscienze

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

Corretto posizionamento e trattenuta di un ratto dell'arto per l'Imaging mirato ad alta risoluzione dell'osso utilizzando Micro-architettura In Vivo Micro-tomografia computerizzata

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Bioingegneria

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Non restrittivo EEG Radiotelemetry: epidurale e Deep intracerebrale Stereotassica EEG Posizionamento degli elettrodi

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

Stimolazione del nervo cavernoso e registrazione della pressione intracavernosa in un ratto

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Medicina

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminectomia e impianto della finestra del cavo spinale nel mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Amministrazione intrabronchiale diretta per migliorare la deposizione selettiva dell'agente all'interno del polmone del mouse

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Imaging del calcio nell'oliva inferiore del topo

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Utilizzo di un vaporizzatore anestetico integrato a basso flusso, ventilatore e sistema di monitoraggio fisiologico per roditori

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

Somministrazione intracerebroventricolare di metaboliti microbici derivati dall'intestino in topi che si muovono liberamente

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Misurazione Loops Volume Pressione nel mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

L'utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

Riepilogo

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