The authors have no acknowledgements.

Tutti gli studi sono stati eseguiti in conformità con le linee guida regolamentari e istituzionali. Gli aspetti animali di questo studio sono stati valutati dal Kent Scientific Corporation animali Use Program, approvato dalla cura e l&#39;uso Comitato Purdue animali (PACUC), ed eseguito in conformità con la guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio 22. Nota: Il sistema di anestesia digitale a basso flusso utilizzato in questo protocollo è dotato di un pulsossimetro integrato. 1. Impostare il sistema di anestesia a basso flusso con integrato Pulsossimetro <ol><li> Per consegna Isoflurane <ol><li> Selezionare una sorgente gas di trasporto. Per utilizzare la pompa dell&#39;aria interna, svitare ingresso Port sul retro, permettendo la pompa interna per aria ambiente di aspirazione. </li><li> Collegare carbone contenitore di esaurire la porta. </li><li> Collegare l&#39;adattatore Y a fronte del basso flusso, il sistema di anestesia digitale. Utilizzare i fermagli colorati per collegare i rami bianchi a tegli cono e rami blu alla camera di induzione. </li><li> Chiudere i morsetti di clip bianco e Open Clip blu morsetti per dirigere il flusso d&#39;aria alla camera. </li><li> Selezionate 2 ml siringa. </li></ol></li><li> Per il monitoraggio fisiologico, Usare il pulsossimetro integrato <ol><li> Collegare il sensore zampa pulsossimetro alla porta sul retro del sistema di anestesia a basso flusso, etichettato come &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Configurare le Impostazioni <ol><li> per l&#39;anestesia <ol><li> Accendere il sistema di anestesia, e accedere al menu di impostazione. Premere SET UP per accedere al menu principale&gt; Anestesia&gt; Impostazione in rosso. </li><li> Scegliere l&#39;agente anestetico. Premere SET UP per evidenziare Tipo Anest in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare isoflurano. </li><li> Impostare le dimensioni della siringa. Premere SET UP per evidenziare Syr dimensioni. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare una siringa da 2 ml. </li><li> Impostare la posizione vuota. Premere SET UP per highlight insieme vuoto in rosso. Fissare vuoto, siringa di vetro completamente premuto nella siringa conservazione Block posizionando la siringa in modo che la siringa holding pinza è seduto sul collare metallico della siringa. Premere le frecce su e giù per spostare il blocco Pusher in modo che il blocco Pusher rende leggero contatto con la parte superiore del pistone della siringa. Premere select per impostare posizione vuota. </li><li> Premere SET UP per evidenziare Elimina in rosso. Rimuovere la siringa e riempire la siringa con isoflurano utilizzando l&#39;adattatore bottiglia superiore. </li><li> Collegare la siringa al sistema di anestesia. </li><li> Primo il tubo di erogazione anestetico. Premere SET UP per evidenziare tubo Prime in rosso. Premere fino a anestetico viaggia attraverso la siringa e nel raccordo nero sul blocco vaporizzatore. </li><li> Attiva l&#39;anestesia. Premere SET UP per evidenziare Attiva in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare Sì. Premere RUN / Indietro per tornare al menu principale. </li><li> Selezionare l&#39;unafornitura ir e il volume minuto. Premere SET UP per evidenziare Air Supply in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare pompa interna. Premere SET UP per evidenziare Minute Vol in rosso. portata impostata a 250 ml / min. </li></ol></li><li> Per il monitoraggio fisiologico <ol><li> Impostare la velocità minima rilevata cuore Mouse (240). Premere SET UP per accedere al menu principale&gt; MouseStat. Usare frecce su e giù per impostare la frequenza cardiaca minima. </li></ol></li></ol> 3. Inizia per anestesia <ol><li> Indurre il mouse <ol><li> Premere RUN / Indietro due volte per entrare in modalità di esecuzione e iniziare il flusso d&#39;aria. </li><li> Posizionare il mouse nella camera di induzione, chiudendo il coperchio a tenuta. Regolare la manopola di concentramento di anestetico agente al 3%. </li><li> Monitorare fino a quando il mouse ha raggiunto il piano desiderato di anestesia, determinata dalla perdita del riflesso di raddrizzamento. Regolare la concentrazione anestetico agente, se necessario. </li><li> Una volta che l&#39;animale perde il suo riflesso di raddrizzamento aND è sufficientemente anestetizzati, ruotare la manopola di concentrazione anestesia a 0%. Gli autori hanno trovato in precedenza che consente il flusso d&#39;aria per svuotare la camera di induzione 30-60 sec è sufficiente per eliminare la camera senza invertire la profondità dell&#39;anestesia 1. </li><li> Aprire rapidamente le fascette bianche per dirigere l&#39;aria alla maschera facciale, e chiudere le pinze blu che portano alla camera di induzione. </li><li> Aprire la camera da ricercatore, togliere il mouse, e montare subito il cono di naso. </li><li> Centra l&#39;animale su un tampone di riscaldamento a raggi infrarossi, regolato per mantenere la temperatura corporea a 37 ° C tramite una sonda rettale su un anello di retroazione. </li><li> Quando il mouse è stabile sul cono, regolare la concentrazione di isoflurano al 1,5% o come necessario per la manutenzione ruotando la manopola Concentrazione anestetico Agent. </li><li> Ridurre il volume minuto per la manutenzione. La portata minima di sostenere l&#39;animale è pari a 1,5-2,2 volte il volume minuto dell&#39;animale (di 30 g mouse,un minimo di 52 ml / min). Fare riferimento alle istruzioni del produttore per una portata ottimale impostazione specifica per lo stile cono e regolare come necessario. Premere SET UP per accedere al menu principale, e quindi premere SET Fino Vol minuto è evidenziata in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per regolare il flusso di destinazione. Premere RUN / Indietro per tornare alla schermata principale. </li><li> Confermare la profondità dell&#39;anestesia, come determinato dalla mancanza di recesso riflesso nel corso di un pizzico interdigitale. Applicare una pomata oftalmica per gli occhi per prevenire la secchezza durante l&#39;anestesia. </li></ol></li></ol> 4. Iniziare monitoraggio fisiologico <ol><li> Posizionare il sensore sopra pad di zampa posteriore. Posizionare il sensore in modo che la luce rossa è sotto la zampa e illumina la zampa. Utilizzare le frecce su e giù sullo schermo per visualizzare la oxiwave. L&#39;animale è ora in modo sicuro anestetizzato con un basso flusso, siringa-driven, vaporizzatore digitale. </li></ol> 5. Rimuovere l&#39;animale <ol><li> Spegni ilPer anestesia. <ol><li> Per interrompere l&#39;erogazione di anestetico, girare anestetico agente Concentrazione manopola Min (o 0%) e togliere animali da maschera facciale. </li><li> Monitorare il mouse durante il recupero l&#39;anestesia. Una volta che il mouse è diventato completamente ambulatoriale, restituirlo alla gabbia. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 335 (2011).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+principles+and+maintenance.">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury.">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li></ol>

Questo progetto è stato sostenuto con attrezzature e il finanziamento di Kent Scientific Corporation, l&#39;American Heart Association a CJ Goergen (SDG18220010), e Purdue University. Gli autori Krista Bigiarelli e Irina Toore sono dipendenti di Kent Scientific Corporation, che produce attrezzature utilizzate in questo articolo. la pubblicazione ad accesso aperto di questo articolo è sponsorizzato da Kent Scientific Corporation.

Il sistema di anestesia a basso flusso digitale permette all&#39;utente di anestetizzare efficacemente topi a portate molto basse senza l&#39;uso di qualsiasi gas compresso. Ciò differisce notevolmente da vaporizzatori passivi standard, la maggior parte delle quali richiedono una sorgente di gas compresso a portate minime di circa 500 ml / min. vaporizzatori standard utilizzano quadranti che mancano di precisione tra le gradazioni, e devono essere sottoposti a manutenzione ogni anno per mantenere la precisione. Un sistema anestetico siringa guidato può fornire una specifica concentrazione di anestetico alla portata impostata per calcolare l&#39;esatta velocità necessaria della pompa a siringa. calibrazioni di routine sono inutili, con conseguente ulteriore risparmio di costi e di tempo. La portata minima consigliata per mantenere un animale su un circuito non-rirespirazione è 1,5-2,2 volte il volume minuto dell&#39;animale. La portata di 100 ml / min utilizzato in questo studio superato questo minimo per fornire anestesia sufficiente per gli animali. Il settin portatags sono fondamentali per questa tecnica consegna anestetico, come la portata è direttamente correlato alla quantità di isoflurano utilizzato per un determinato periodo di tempo. Se utilizzato alle basse portate, questa tecnica può ridurre notevolmente la quantità di isoflurano richiesto durante l&#39;uso, mentre l&#39;animale è anestetizzato ancora efficace 1,19-21. Nuovi costi delle attrezzature tra vaporizzatori tradizionali e vaporizzatori digitali a basso flusso sono paragonabili. Tuttavia, il sistema di anestesia a basso flusso digitale ha la capacità di fornire sia isoflurano o sevoflurano. Questo elimina la necessità di isoflurano designato e vaporizzatori precisione sevoflurano, riducendo i costi di apparecchiature iniziali per i gruppi che utilizzano entrambi gli agenti anestetici. Confronti pubblicati di recente tra le tecnologie vaporizzatore hanno suggerito risparmi sui costi nel tempo quando si utilizza un basso flusso vaporizzatore digitale 1,19,20. I risultati di questi confronti possono essere usati per approssimare potenziali risparmi nel corso di un anno. Comesuming impostazioni tipiche di utilizzo eseguite in incrementi di 2 hr, 5 giorni a settimana per 52 settimane, un tradizionale vaporizzatore isoflurano consumerà 3,8 L di isoflurano, o dodici bottiglie da 250 ml. Un vaporizzatore digitale basso flusso utilizzato alla stessa frequenza consumerebbe solo 0,32 L, o due 250 ml. il consumo di carbone di legna contenitore è anche ridotto. Assumendo che ogni contenitore contiene 50 g di gas di scarico scavenging, un vaporizzatore tradizionale riempirà circa 21 taniche carbone nel corso di un anno. In confronto, un vaporizzatore digitale a basso flusso richiederà 6 o meno. Un vaporizzatore tradizionale richiederebbe circa 5 bombole di gas di grandi dimensioni ogni anno, ciascuna con una capacità di 9.500 L. La pompa dell&#39;aria interna, disponibile in alcuni modelli di vaporizzatori a basso flusso digitali, elimina la necessità di gas compresso. Se gas compresso dovesse essere utilizzato, il sistema sarebbe utilizzare solo 1 cilindro all&#39;anno 1. La tecnica può essere modificata in base alle necessità. Low-flow vaporiz digitaleERS permettono all&#39;utente di regolare la profondità dell&#39;anestesia modo rapido e preciso. Se la profondità dell&#39;anestesia deve essere aumentato o diminuito, l&#39;utente può aumentare la concentrazione di anestetico in incrementi di 0,1% utilizzando la ghiera sulla parte superiore del sistema. La portata può essere regolata secondo necessità durante tutta la procedura. Questo protocollo utilizza una siringa 2 ml, anche se le dimensioni siringa grandi sono disponibili per procedure più lunghe. La pompa dell&#39;aria interna offre agli utenti la possibilità di anestetizzare gli animali senza la necessità di una fonte di gas compresso. Per le procedure richiedono gas compressi o ossigeno supplementare, l&#39;utente ha la possibilità di collegare una sorgente di gas al sistema basso flusso piuttosto che utilizzare l&#39;aria circostante. L&#39;utente può continuare a fornire il sorgente di aria selezionata durante tutta la procedura, oppure può passare dalla pompa interna e una fonte di gas compresso a seconda delle necessità. Ad esempio, l&#39;utente può impostare il sistema per fornire aria ambiente attraverso la pompa interna durante l&#39;induzione e manutenzione, ma fornire oxy supplementaregen durante il recupero. Anche se ci sono molti vantaggi di utilizzare un vaporizzatore digitale a basso flusso, ci sono delle limitazioni pure. Poiché una valvola di scarico non è incluso, rossore manualmente la camera di aria pulita prima apertura è l&#39;unico modo per eliminare camera di induzione. Questo sistema è progettato per funzionare a solo basse portate e non eroga anestesia sopra portate di 800 ml / min, dove vaporizzatori tradizionali possono essere utilizzati con portate fino a 10 L / min. Questo particolare sistema è quindi adatto solo per specie animali piccoli. Inoltre, il sistema contiene meno agente anestetico rispetto ad un vaporizzatore tradizionale. Ci possono essere situazioni in cui la siringa deve essere riempito durante una procedura. Tuttavia, ritardi durante il riempimento può essere ridotto di pre-riempimento di una seconda siringa vicino per sostituire la siringa vuota. dimensioni siringa a 10 ml sono disponibili per ridurre la necessità di riempire siringhe metà procedura. Infine, a differenza di un vaporizzatore tradizionale, il basso flOW vaporizzatore digitale richiede energia elettrica. Le batterie sono disponibili per l&#39;uso nei casi dove l&#39;energia elettrica non è disponibile o in caso di interruzione di corrente. Precedenti studi hanno dimostrato che i sistemi digitali a basso flusso consumano meno isoflurano, gas di trasporto e contenitori di carbone rispetto ad un sistema tradizionale di anestesia 1,19,20. La riduzione dei gas anestetico scavenging potrebbe anche individuare una riduzione dei gas anestetico rifiuti, anche se sono necessari ulteriori sforzi in questi settori. La spettroscopia infrarossa del gas può essere utilizzato per monitorare la produzione di rifiuti isoflurano, e badge dosimetro può essere utilizzato per quantificare l&#39;esposizione isoflurano al personale di laboratorio in confronti futuri. In sintesi, questa tecnica per la consegna anestetico sarà vantaggioso per i gruppi che svolgono roditore anestesia a causa di una maggiore sicurezza, l&#39;efficacia e precisione rispetto ai sistemi tradizionali.

Ci sono molti vaporizzatori precisione disponibili per uso veterinario che operano tra portate di 0,5-10 L / min 2. Questi flussi non sono l&#39;ideale per i roditori, come la gamma è elevato rispetto al loro piccolo volume respiratorio minuto. Alti tassi di flusso non sono raccomandati nella pratica veterinaria per la loro promozione di ipotermia e asciugatura del 3,4 vie respiratorie. Inoltre, molti manuali quelle vaporizzatore veterinari comuni avvertono che portate elevate possono causare un aumento della frequenza delle fluttuazioni di contropressione. È stato anche dimostrato che molti vaporizzatori standard diventano una imprecisa sotto portate di 500 ml / min, e questo tasso viene considerato come una portata minima nel settore veterinario 5-7. Un animale può essere mantenuto su un circuito a T o modificato circuito bain utilizzando una portata partire da volume minuto 1,5-2,2 volte dell&#39;animale 8-10. Questi tassi di flusso sono considerati sufficient per evitare rirespirazione di gas scaduti e prevenire un aumento di carbonio nel sangue concentrazioni di biossido di 8. Usando questa raccomandazione portata, a 30 g del mouse potrebbe essere mantenuto ad una velocità di flusso a partire da 52 ml / min, quasi dieci volte meno del accettata 500 ml / min minimo di un vaporizzatore tradizionale. Mentre un vaporizzatore tradizionale dipende dal flusso di gas e pressione atmosferica per vaporizzazione anestetico passiva, un vaporizzatore iniezione diretta misura il flusso totale di gas fresco e inietta il vapore direttamente nel flusso di gas 2. Alcuni vaporizzatori iniezione diretta utilizzano una pompa a siringa per somministrare anestetico nel flusso di gas. controlli computerizzati consentono questi sistemi per regolare automaticamente la velocità della pompa siringa per iniettare il volume di agente liquido necessaria per raggiungere la concentrazione desiderata di anestetico. Siringa guidato vaporizzatori sono disponibili e approvati per uso clinico e pediatrico, e molte configurazioni simili sono considerati unestetica conservando dispositivi nella pratica clinica 11-16. Poco dopo la loro approvazione, i dispositivi che Conserva anestetici con vaporizzatori pompa a siringa sono stati adattati per l&#39;utilizzo in studi sugli animali 8,17,18. A differenza di un vaporizzatore tradizionale, un sistema di iniezione diretta utilizzando una pompa a siringa non è limitato da una portata minima al fine di mantenere la precisione. Per questo motivo, questa tecnologia è ideale per l&#39;uso in roditori anestesia e altri casi in cui basse portate sono necessari. I benefici ei potenziali risparmi sui costi associati a questo disegno vaporizzatore ispirato lo sviluppo di nuovi sistemi di anestesia progettati specificamente per i roditori 1,19,20. Questo nuovo sistema incorpora anche un built-in pompa di aria, permettendo all&#39;utente di amministrare anestesia senza richiedere una sorgente di gas compresso. Come ulteriore vantaggio, il sistema è pre-tarata per uso sia con isoflurano e sevoflurano. Con l&#39;introduzione di questa tecnologia vaporizzatore nel campo animali da laboratorio, it è ora possibile per anestetizzare piccoli animali di laboratorio a portate più vicini ai livelli raccomandati senza bisogno di gas compresso.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="873">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Anesthetic Equipment</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO</td>
			<td style="width:340px;">Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Pulse Oximeter &#38; Heart Rate Monitor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SS-MSTAT-Module</td>
			<td style="width:340px;">Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">MSTAT-MSE</td>
			<td style="width:340px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">2mL Glass Syringe</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-2ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low-Cost Induction Chamber, 0.5L</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Low Profile Facemask, x-small</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">SOMNO-0304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Animal Warming</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:283px;">PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:131px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:119px;">PS-RT</td>
			<td style="width:340px;">Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Anesthetic Agents 
			and Medications</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:283px;">Isoflurane (250mL bottle)</td>
			<td style="width:131px;">Piramal Healthcare</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:283px;">Puralube Opthalmic Ointment</td>
			<td style="width:131px;">Perrigo</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Animali 3 adulti C57 / BL6NTac topi femmina (Taconic, età 6-7 settimane; peso 15 +/- 1 g) sono stati anestetizzati e mantenuti con 1,3-1,5% isoflurano mentre la frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, e la frequenza respiratoria sono stati monitorati. Tutti i topi sono stati murino patogeni libero come determinato dal test di fornitore di routine prima dell&#39;arrivo alla struttura. Gli animali sono stati alloggiati in gruppo in microisolation ingabbiamento e ha fornito libero accesso a Chow roditori standard ed acqua da bottiglia. Uso isoflurane Il sistema di anestesia a basso flusso misura la quantità di agente anestetico rimanga nella siringa durante l&#39;uso. Il volume nella siringa, come misurato dal sistema di anestesia, è stato notato come l&#39;animale è stato trasferito al cono, e di nuovo alla fine del periodo di mantenimento. Il volume finale wcome sottratto dal volume iniziale di quantificare la quantità di anestetico consumata durante il periodo di mantenimento (Figura 1). parametri fisiologici La frequenza cardiaca, SpO2, frequenza respiratoria e sono stati monitorati durante la manutenzione tramite pulsossimetria (figure 2 - 4). La temperatura corporea è stata mantenuta a 37,5 ° C tramite un tampone di riscaldamento a infrarossi. Ogni mouse è stato mantenuto correttamente a basse portate di 100 ml / min di aria ambiente sotto un piano chirurgica di anestesia per 60 minuti, come determinato da una mancanza di recesso riflessa da un pinch interdigitale. Il mouse non ha sveglio o risponde a pizzichi interdigitali applicate in modo intermittente durante il periodo di mantenimento. Frequenze cardiache degli animali (Figura 2), di ossigeno nel sangue (figura 3), e la frequenza respiratoria (Figura 4) sono rimasti relatvamente stabile nel corso dello studio. Grazie al posizionamento degli animali e il sensore, il segnale di frequenza respiratoria da mouse 1 e mouse 3 era intermittente e la misurazione è stata interrotta. Quando il posizionamento dell&#39;animale è stato rettificato, il segnale migliorata e la frequenza respiratoria misurata era paragonabile ad altri in momenti simili. Il sistema per anestesia digitale a basso flusso utilizzata una media di 0,63 ml di isoflurano durante il 60 min di periodo di mantenimento (Figura 1). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Figura 1:.. Uso Isoflurano La quantità di isoflurano usato in ml per tre diversi topi più di 1 ora di anestesia di mantenimento utilizzando il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Figura 2:.. Frequenza cardiaca La frequenza cardiaca di tre topi in battiti al minuto (bpm) 5-60 minuti dopo l&#39;induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Figura 3:.. Saturazione di ossigeno I livelli di saturazione di ossigeno nel sangue (%) di tre topi 5-60 minuti dopo l&#39;induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Figura 4:.. Frequenza respiratoria Il tasso di respirazione di tre topi in respiri al minuto (bpm) 5-60 minuti dopo l&#39;induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

L&#39;utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Views.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Video: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A Novel Rescue Technique for Difficult Intubation and Difficult Ventilation

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which works especially well with poor mask fit.
Can not intubate, can not ventilate" (CICV) is a potentially life threatening situation. In this video we present a simulation of the technique we used in a case of CICV where oxygenation and ventilation were maintained by inserting an endotracheal tube (ETT) nasally down to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.
A 13 year old patient was taken to the operating room for incision and drainage of a neck abcess and direct laryngobronchoscopy. After preoxygenation, anesthesia was induced intravenously. Mask ventilation was found to be extremely difficult because of the swelling of the soft tissue. The face mask could not fit properly on the face due to significant facial swelling as well. A direct laryngoscopy was attempted with no visualization of the larynx. Oxygen saturation was difficult to maintain, with saturations falling to 80%. In order to oxygenate and ventilate the patient, an endotracheal tube was then inserted nasally after nasal spray with nasal decongestant and lubricant. The tube was pushed gently and blindly into the hypopharynx. The mouth and nose of the patient were sealed by hand and positive pressure ventilation was possible with 100% O2 with good oxygen saturation during that period of time. Once the patient was stable and well sedated, a rigid bronchoscope was introduced by the otolaryngologist showing extensive subglottic and epiglottic edema, and a mass effect from the abscess, contributing to the airway compromise. The airway was secured with an ETT tube by the otolaryngologist.This video will show a simulation of the technique on a patient undergoing general anesthesia for dental restorations.

We describe a technique to maintain oxygenation and ventilation using an endotracheal tube inserted nasally to the level of the naso-pharynx while sealing the mouth and nares for successful positive pressure ventilation.

Una nuova tecnica di soccorso per l&#39;intubazione e ventilazione Difficile Difficile

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which ...

Ricerca

Medicina

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small babies will desaturate very quickly if ventilation is interrupted mainly to high metabolic rate. We describe guidelines to perform a safe fiberoptic intubation while maintaining spontaneous breathing throughout the procedure. Steps requiring the use of propofol pump, fentanyl, glycopyrrolate, red rubber catheter, metal insuflation hook, afrin, lubricant and lidocaine spray are shown.

We describe guidelines to perform a safe and efficient elective fiberoptic intubation in pediatric patients while maintaining spontaneous ventilation.

Linee guida per elettive intubazione pediatrica a fibre ottiche

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. Cardioprotection by ischemic preconditioning (IP) remains an area of intense investigation. To further elucidate its molecular basis, the use of knockout mouse studies is particularly important 7, 14, 30, 39. Despite the fact that previous studies have already successfully performed cardiac ischemia and reperfusion in mice, this model is technically very challenging. Particularly, visual identification of the coronary artery, placement of the suture around the vessel and coronary occlusion by tying off the vessel with a supported knot is technically difficult. In addition, re-opening the knot for intermittent reperfusion of the coronary artery during IP without causing surgical trauma adds additional challenge. Moreover, if the knot is not tied down strong enough, inadvertent reperfusion due to imperfect occlusion of the coronary may affect the results. In fact, this can easily occur due to the movement of the beating heart.
Based on potential problems associated with using a knotted coronary occlusion system, we adopted a previously published model of chronic cardiomyopathy based on a hanging weight system for intermittent coronary artery occlusion during IP 39. In fact, coronary artery occlusion can thus be achieved without having to occlude the coronary by a knot. Moreover, reperfusion of the vessel can be easily achieved by supporting the hanging weights which are in a remote localization from cardiac tissues.
We tested this system systematically, including variation of ischemia and reperfusion times, preconditioning regiments, body temperature and genetic backgrounds39. In addition to infarct staining, we tested cardiac troponin I (cTnI)
as a marker of myocardial infarction in this model. In fact, plasma levels of cTnI correlated with infarct sizes (R2=0.8). Finally, we could show in several studies that this technique yields highly reproducible infarct sizes during murine IP and myocardial infarction6, 8, 30, 40, 41. Therefore, this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in cardioprotection by IP using a genetic approach in mice with targeted gene deletion. Further studies on cardiac IP using transgenic mice may consider this technique.

A murine model for myocardial ischemia and ischemic preconditioning is an important tool study cardioprotective mechanisms in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for cardiac IP using a hanging-weight system for coronary artery occlusion.

L&#39;uso di un sistema di peso per appendere l&#39;occlusione dell&#39;arteria coronarica nei topi

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. ...

Use of a Hanging-weight System for Isolated Renal Artery Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients revealed that only a mild increase in serum creatinine levels (0.3 to 0.4 mg/dl) is associated with a 70% greater risk of death than in persons without any increase 1. Along these lines, surgical procedures requiring cross-clamping of the aorta and renal vessels are associated with a renal failure rates of up to 30% 4. Similarly, AKI after cardiac surgery occurs in over 10% of patients under normal circumstances and is associated with dramatic increases in mortality. AKI are also common complications after liver transplantation. At least 8-17% of patients end up requiring renal replacement therapy 5. Moreover, delayed graft function due to tubule cell injury during kidney transplantation is frequently related to ischemia-associated AKI 6. Moreover, AKI occurs in approximately 20% of patients suffering from sepsis 6.The occurrence of AKI is associated with dramatic increases of morbidity and mortality 1. Therapeutic approaches are very limited and the majority of interventional trials in AKI have failed in humans. Therefore, additional therapeutic modalities to prevent renal injury from ischemia are urgently needed 3, 7-9. 
To elucidate mechanisms of renal injury due to ischemia and possible therapeutic strategies murine models are intensively required 7-13. Mouse models provide the possibility of utilizing different genetic models including gene-targeted mice and tissue specific gene-targeted mice (cre-flox system). However, murine renal ischemia is technically challenging and experimental details significantly influence results. We performed a systematic evaluation of a novel model for isolated renal artery occlusion in mice, which specifically avoids the use of clamping or suturing the renal pedicle 14. This model requires a nephrectomy of the right kidney since ischemia can be only performed in one kidney due to the experimental setting. In fact, by using a hanging-weight system, the renal artery is only instrumented once throughout the surgical procedure. In addition, no venous or urethral obstruction occurs with this technique. We could demonstrate time-dose-dependent and highly reproducible renal injury with ischemia by measuring serum creatinine. Moreover, when comparing this new model with conventional clamping of the whole pedicle, renal protection by ischemic preconditioning is more profound and more reliable. Therefore his new technique might be useful for other researchers who are working in the field of acute kidney injury.

A precise murine model for acute kidney injury (AKI) due to ischemia is an important tool to investigate acute kidney injury and possibly find therapeutic tools to treat renal injury. The hanging weight system offers a tool for immediate and reliable renal artery occlusion and reperfusion without causing renal congestion.

L&#39;uso di un Hanging-peso di sistema per isolati di occlusione dell&#39;arteria renale

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients ...

Use of a Hanging-weight System for Liver Ischemia in Mice

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and can result in liver failure which has a high mortality rate1-2. Therefore murine studies of hepatic ischemia have become an important field of research by providing the opportunity to utilize pharmacological and genetic studies3-9. Specifically, conditional mice with tissue specific deletion of a gene (cre, flox system) provide insights into the role of proteins in particular tissues10-13 . Because of the technical difficulty associated with manually clamping the portal triad in mice, we performed a systematic evaluation using a hanging-weight system for portal triad occlusion which has been previously described3. By using a hanging-weight system we place a suture around the left branch of the portal triad without causing any damage to the hepatic lobes, since also the finest clamps available can cause hepatic tissue damage because of the close location of liver tissue to the vessels. Furthermore, the right branch of the hepatic triad is still perfused thus no intestinal congestion occurs with this technique as blood flow to the right hepatic lobes is preserved. Furthermore, the portal triad is only manipulated once throughout the entire surgical procedure. As a result, procedures like pre-conditioning, with short times of ischemia and reperfusion, can be easily performed. Systematic evaluation of this model by performing different ischemia and reperfusion times revealed a close correlation of hepatic ischemia time with liver damage as measured by alanine (ALT) and aspartate (AST) aminotransferase serum levels3,9. Taken together, these studies confirm highly reproducible liver injury when using the hanging-weight system for hepatic ischemia and intermittent reperfusion. Thus, this technique might be useful for other investigators interested in liver ischemia studies in mice. Therefore the video clip provides a detailed step-by-step description of this technique.

We established a novel murine model of a hanging weight system for portal triad occlusion. This technique may be useful for future investigations of ischemia in murine hepatic models.

L&#39;uso di una Volante peso Sistema di Ischemia fegato nei topi

Acute liver injury due to ischemia can occur during several clinical procedures e.g. liver transplantation, hepatic tumor resection or trauma repair and ...

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Uso di un modello animale di sepsi per valutare nuove terapie a base di erbe

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

Rilevazione intraoperatoria di endometriosi sottile: un nuovo paradigma per la rilevazione e il trattamento del dolore pelvico associato con la perdita di integrità peritoneale

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Un modello del Glaucoma indotto da sutura Circumlimbal nei ratti e nei topi

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Un modello pre-clinico di trapianto di cuore ortotopico

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Utilizzo di un vaporizzatore anestetico integrato a basso flusso, ventilatore e sistema di monitoraggio fisiologico per roditori

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

L'utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video

Una nuova tecnica di soccorso per l'intubazione e ventilazione Difficile Difficile

Linee guida per elettive intubazione pediatrica a fibre ottiche

L'uso di un sistema di peso per appendere l'occlusione dell'arteria coronarica nei topi

L'uso di un Hanging-peso di sistema per isolati di occlusione dell'arteria renale

L'uso di una Volante peso Sistema di Ischemia fegato nei topi

Uso di un modello animale di sepsi per valutare nuove terapie a base di erbe

Rilevazione intraoperatoria di endometriosi sottile: un nuovo paradigma per la rilevazione e il trattamento del dolore pelvico associato con la perdita di integrità peritoneale

Un modello del Glaucoma indotto da sutura Circumlimbal nei ratti e nei topi

Un modello pre-clinico di trapianto di cuore ortotopico

Utilizzo di un vaporizzatore anestetico integrato a basso flusso, ventilatore e sistema di monitoraggio fisiologico per roditori