Questo lavoro è stato supportato in parte dal National Institutes of Health con i numeri di premio R01NS120882, RF1NS119165 e R01NS103785 e il numero di premio del Dipartimento della Difesa AZ190017. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta le opinioni ufficiali del National Institutes of Health o del Dipartimento della Difesa.

Gli esperimenti eseguiti sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Università del Kentucky, e durante lo studio sono state seguite sia le linee guida ARRIVE che la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.
1. Configurazione chirurgica
NOTA: I topi sono alloggiati in gruppi di 4-5 / gabbia, l'umidità nella stanza dell'alloggiamento è mantenuta al 43% -47% e la temperatura è mantenuta a 22-23 ° C. Ai topi viene dato accesso ad libitum a cibo e acqua ed esposti a un ciclo luce/buio di 12 ore / 12 ore (7:00/19:00).
<ol><li>Utilizzare un'area chirurgica designata, come un cappuccio o una sala operatoria dedicata, per eseguire la chirurgia animale.</li>
	<li>Assicurarsi che l'area chirurgica includa una piastra riscaldante, un telaio stereotassico dotato di un impattatore elettromagnetico e una maschera per anestesia progettata per somministrare gas isoflurano (vedere Figura 1A).</li>
	<li>Assicurarsi che il chirurgo o il personale coinvolto nell'intervento chirurgico indossino un camice pulito, una maschera facciale, guanti e un cappuccio chirurgico.</li>
	<li>Utilizzare strumenti chirurgici sterili, applicatori sterili con punta di cotone e tamponi di garza. Utilizzare uno sterilizzatore a perline calde per sterilizzare gli strumenti tra i topi durante il giorno dell'intervento.</li>
	<li>Utilizzare una camera di induzione per anestesia per preparare il topo per l'intervento chirurgico in un'area pre-operatoria.</li>
	<li>Utilizzare cuscinetti riscaldanti per mantenere la temperatura dell'animale, pulire le gabbie post-operatorie per il mouse e timer per registrare il riflesso di raddrizzamento del topo dopo l'intervento chirurgico.</li>
</ol>2. Procedura pre-operatoria
<ol><li>Preparare l'apparato di supporto della testa (vedi figura 1B).<ol><li>Rimuovere la cresta terminale arrotolata da una lampadina a pipetta in lattice da 1 mL (estremità gonfiabile) (vedere figura 1C).</li>
		<li>Fissare la lampadina al tubo usando il parafilm (vedere Figura 1C).</li>
		<li>Collegare il tubo a una siringa da 10 mL utilizzando un rubinetto. Riempia la siringa con acqua (vedere Figura 1C). NOTA: La lampadina in lattice da 1 mL verrà posizionata sotto la testa del mouse per spostare la forza d'impatto lontano dalle orecchie. Cerca di rimuovere quanta più aria possibile dalla lampadina prima dell'uso in modo che la lampadina sia riempita principalmente con acqua e non aria.</li>
	</ol></li>
	<li>Configurazione del dispositivo d'impatto.<ol><li>Selezionare la punta della sonda da 5 mm, avvitarla al pistone in basso al centro dell'attuatore (all'interno del cilindro più grande) e serrare delicatamente la sonda senza applicare una forza eccessiva. Stringere nuovamente la punta tra gli impatti (vedere Figura 1B).</li>
		<li>Prima di accendere il dispositivo di ricostruzione, assicurarsi che l'interruttore Estend/Retract sia posizionato in posizione Center Off. Quindi, collegare il cavo sull'attuatore al jack sul pannello anteriore della scatola di controllo del dispositivo d'urto e il cavo del sensore al jack sul pannello anteriore. Quindi, accendere l'interruttore di alimentazione sul pannello posteriore (vedere la Figura 1D). NOTA: l'interruttore a levetta Estend/Retract deve rimanere in posizione centrale Off quando non è in uso.</li>
		<li>Impostare la velocità d'impatto ruotando la manopola grande sul lato sinistro della scatola di controllo fino a quando sul display appare una velocità d'impatto di 5,0 ± 0,2 m/s (vedere la Figura 1D).</li>
		<li>Impostare il contatore di permanenza su 100 ms ruotando i quadranti fino a quando il dwell non legge 0,01 (vedere la Figura 1D). NOTA: la permanenza è il tempo di contatto prima che si verifichi la retrazione automatica.</li>
		<li>Posizionare l'attuatore del dispositivo d'urto su un impacco di ghiaccio per evitare che il cilindro di plastica si espanda, bloccando il cilindro in posizione, impedendo il movimento del cilindro e l'erogazione di impatti futuri (vedere Figura 1E).</li>
	</ol></li>
	<li>Preparare il mouse per la chirurgia.<ol><li>Ispezionare visivamente il topo prima dell'intervento chirurgico ed eliminare il topo dallo studio se si osserva una delle seguenti condizioni: cattive condizioni del mantello, letargia o scarso peso (<20 g) per un topo di 4 mesi.</li>
		<li>Anestetizzare il topo con isoflurano al 4% -5% in ossigeno al 100% utilizzando una camera di induzione posta su una piastra riscaldante per 1-2 minuti.</li>
		<li>Rasare la pelliccia dal sito operativo usando un tagliacapelli elettrico.</li>
		<li>Pulire la testa con tamponi sterili per la preparazione all'alcool e applicare un anestetico topico sul cuoio capelluto rasato almeno 15 minuti prima dell'inizio dell'intervento.</li>
		<li>Riportare il topo in una gabbia di contenimento pulita prima dell'intervento. Iniziare l'intervento chirurgico dopo almeno 15 minuti di applicazione topica dell'anestetico (tempo di induzione). NOTA: Il tempo per l'anestesia potrebbe variare a seconda dell'anestetico utilizzato nella procedura.</li>
	</ol></li>
	<li>Verificare ancora una volta che la cornice stereotassica, il dispositivo d'urto e il display stereotassico digitale (vedere la Figura 1F) siano pronti per l'uso.</li>
	<li>Riportare il mouse nella camera di induzione dell'isoflurano con isoflurano al 4%-5% in ossigeno al 100% per circa 3 minuti.</li>
	<li>Fissare il mouse nella fase di testa.</li>
</ol>3. Procedura chirurgica
<ol><li>Fissare il mouse nella struttura stereotassica utilizzando barre auricolari coniche in resina acetalica leggera, una barra del morso e una maschera per anestesia del topo (vedere Figura 1G,H). Il gas isoflurano viene erogato al 2%-3% nell'aria ambiente a 100-200 ml/min. Monitorare attentamente la respirazione del mouse per garantire la profondità dell'anestesia e regolare il livello di gas secondo necessità.</li>
	<li>Applicare lubrificante per gli occhi sterile sugli occhi per prevenire l'essiccazione corneale.</li>
	<li>Sterilizzare il cuoio capelluto con tamponi di povidone-iodio e tamponi sterili di alcool tre volte.</li>
	<li>Assicurati che il mouse sia profondamente anestetizzato verificando la mancanza di una risposta al pizzico del piede.</li>
	<li>Praticare un'incisione del cuoio capelluto della linea mediana di circa 1 cm tra gli occhi e il collo usando un bisturi, esponendo il cranio (vedi Figura 1I).</li>
	<li>Lasciare asciugare il cranio per 1-2 minuti.</li>
	<li>Identificare il bregma (il punto di intersezione delle suture coronale e sagittale) e lambda (l'intersezione delle suture sagittali e lambdoidi) (vedi Figura 1J). NOTA: Un atlante del cervello del topo potrebbe essere utilizzato come riferimento.</li>
	<li>Posizionare l'apparato di supporto della testa sotto la testa e gonfiare il bulbo con acqua fino a quando non preme contro il fondo della testa del topo ma non solleva la testa lontano dalla barra del morso. NOTA: Questo passaggio è essenziale per ridurre possibili problemi all'orecchio dal CHI. Qualsiasi animale con danni all'orecchio dalle barre auricolari, con conseguente rotolamento o sanguinamento, deve essere eliminato dallo studio e sottoposto a eutanasia.</li>
	<li>Spostare il dispositivo d'urto in posizione sopra la testa dell'animale.</li>
	<li>Estendere il dispositivo di simulazione posizionando l'interruttore a levetta Estendi /Retrazione (sulla casella di controllo del dispositivo di ricostruzione) su Estendi. NOTA: assicurarsi di verificare che la punta sia completamente estesa tirando verso il basso la punta.</li>
	<li>Allineare il dispositivo d'urto fino a centrarlo sul bregma (vedi Figura 1K).</li>
	<li>Reimpostare le coordinate x e y stereotassiche digitali nel lettore stereotassico su 0 (sul controllo touch screen)</li>
	<li>Allineare la sonda sul luogo dell'impatto spostando la sonda dal bregma alle coordinate target: mediale-laterale = 0,0 mm, antero-posteriore = −1,6 mm.</li>
	<li>Aggancia il sensore di contatto all'orecchio dell'animale.<ol><li>Abbassare lentamente la punta della sonda con la sonda estesa fino al primo contatto con la superficie. Fermati al segnale acustico.</li>
		<li>Reimpostare le coordinate z stereotassiche digitali nel lettore stereotassico su 0.</li>
	</ol></li>
	<li>Ispezionare attentamente se la punta è a filo con il cranio (piani mediale-laterale e anteriore-posteriore). NOTA: Il posizionamento della punta della sonda è il passo più cruciale di questo processo per prevenire fratture del cranio e danni all'orecchio.</li>
	<li>Ritrarre il dispositivo di simulazione posizionando l'interruttore a levetta sulla casella di controllo in posizione Retract. La punta si ritira e non ha più contatto con la testa dell'animale fino al momento dell'impatto.</li>
	<li>Impostare la profondità d'impatto regolando la profondità dorsale-ventrale a -1,2 mm. NOTA: la profondità dell'impatto influisce sulla gravità della lesione. La profondità deve essere titolata per diverse età, pesi e ceppi di topi alla gravità della lesione desiderata. Potrebbe essere necessario regolare/rititolare la profondità nel tempo per mantenere una gravità costante della lesione. La gravità può essere valutata neuropatologicamente: microglia e astrociti (IHC), e comportamentale: il labirinto d'acqua del braccio radiale e il test di evitamento attivo.</li>
	<li>Monitorare attentamente la respirazione del mouse per garantire la profondità dell'anestesia e regolare il livello del gas secondo necessità. NOTA: Spesso, la percentuale di gas isoflurano deve essere abbassata o spenta per 10-20 s prima dell'impatto. Osserva attentamente che la respirazione acceleri leggermente. Se la respirazione è troppo lenta al momento dell'impatto, l'animale può morire entro i primi 60 secondi dopo l'impatto da apnea. Ciò può essere evitato regolando la profondità dell'anestesia nei secondi precedenti l'impatto.</li>
	<li>Indurre l'impatto premendo l'interruttore a levetta destro per l'impatto. La punta della sonda scende alla velocità visualizzata, quindi rimane giù per il tempo di permanenza impostato e si ritrae. NOTA: i topi fittizi ricevono una manipolazione identica ai topi CHI, ma l'impatto non viene fornito.</li>
	<li>Avviare il timer immediatamente dopo l'impatto CHI per registrare i tempi di raddrizzamento (tempo per tornare dalla posizione laterale alla posizione prona) o avviare il timer quando il mouse viene rimosso dal frame stereotassico per i topi fittizi. Il tempo medio del riflesso raddrizzante è di 5-15 min. NOTA: I tempi del riflesso di raddrizzamento possono variare in base allo sforzo e all'età del mouse.</li>
	<li>Valutare i topi per fratture del cranio visibili, emorragie e apnea. Escludere i topi con una frattura del cranio depressa o emorragia visibile dallo studio. NOTA: Ci sono livelli graduati di fratture del cranio. Gli animali con fratture craniche decompresse, in cui l'osso preme in modo osservabile nel tessuto cerebrale, vengono eutanizzati (CO2 prima e decapitazione usata come metodo secondario). Se la punta del dispositivo d'urto è impostata correttamente, questi tipi di fratture del cranio sono estremamente rari. Se si verifica una frattura del cranio, la presentazione più comune è una piccola goccia di sangue sul cranio e una leggera sgrossatura tattile del cranio, spesso lungo la sutura che collega la punta posteriore dell'osso nasale. Questi topi sono noti come possibile frattura del cranio nei registri, ma non sono normalmente esclusi dallo studio.</li>
	<li>Rimuovere l'animale dalla cornice stereotassica.</li>
	<li>Chiudere il cuoio capelluto pinzando la pelle insieme. NOTA: Suture riassorbibili o non assorbibili potrebbero essere utilizzate per chiudere il cuoio capelluto in alternativa alle graffette.</li>
	<li>Applicare un triplo unguento antibiotico con un applicatore sterile con punta di cotone all'incisione chiusa.</li>
	<li>Riportare il mouse in una gabbia di contenimento pulita per il recupero. Metà della gabbia di recupero si trova su una piastra riscaldante (impostazione bassa), fornendo la possibilità di allontanarsi dal calore quando è sveglio e mantenendo la temperatura dell'animale mentre è incosciente (vedi Figura 1L). NOTA: il mouse è posizionato su un lato nella gabbia di recupero. Per evitare il soffocamento, mettere l'animale in una gabbia di recupero senza lettiera o su un fazzoletto se la lettiera è nella gabbia.</li>
	<li>Riportare l'interruttore a levetta Estend/Retract in posizione Center/Off . NOTA: la corrente continuerà a funzionare se l'interruttore viene lasciato in posizione di estensione o di ritrazione, causando il rigonfiamento del pistone. Il dispositivo di simulazione non sarà quindi funzionante fino a quando il pistone non si raffredda.</li>
	<li>Rimuovere il dispositivo di simulazione dal supporto e posizionarlo delicatamente sull'impacco di ghiaccio. NOTA: Mantenere il dispositivo d'urto su un impacco di ghiaccio aiuta a ridurre il potenziale gonfiore del dispositivo d'urto.</li>
	<li>Monitorare l'animale fino a quando non si verifica il riflesso di raddrizzamento e documentare il tempo fino al raddrizzamento (vedere Figura 1M). NOTA: il riflesso di raddrizzamento è definito come il momento in cui il mouse ritorna in posizione prona. La gabbia deve essere lasciata indisturbata; Il mouse potrebbe correggere se la gabbia viene toccata, spostata o esposta a alcuni rumori.</li>
	<li>Riportare i topi nella loro gabbia di casa quando sono svegli e vigili. Di solito, entro 1 ora dopo l'infortunio, gli animali sono pienamente coscienti e deambulanti. Inoltre, aggiungi del cibo umido sul fondo della gabbia.</li>
</ol>4. Assistenza post-operatoria
<ol><li>Monitorare gli animali per 5 giorni dopo l'intervento.</li>
	<li>Registra il loro peso e qualsiasi cambiamento fisico / comportamentale come la frequenza respiratoria (funzione respiratoria qualitativa), l'andatura, le condizioni del corpo e del pelo, mangiare, bere, defecare e minzione.</li>
	<li>Osservare il mouse per qualsiasi segno di disagio e la ferita chirurgica per gonfiore, essudati o bordi rossi, ordeiscenza. Contattare un veterinario se l'animale mostra segni di dolore e disagio (vocalizzazioni, non si muove, ipotermia, non beve o mangia).</li>
	<li>Rimuovere le graffette 7-10 giorni dopo l'intervento chirurgico in anestesia e su una piastra elettrica. NOTA: Se vengono utilizzati punti di sutura non assorbibili, devono essere rimossi 7-10 giorni dopo l'intervento chirurgico in anestesia.</li>
</ol>5. Pulizia
<ol><li>Pulire e sterilizzare l'area chirurgica e gli strumenti.</li>
	<li>Pulire la punta della sonda dopo ogni utilizzo e alla fine della giornata con tamponi per la preparazione dell'alcool. NOTA: Il dispositivo d'urto è calibrato in fabbrica e risulta stabile nel tempo e nell'uso. Non è necessaria alcuna calibrazione di routine. Tuttavia, il dispositivo d'urto e il telaio stereotassico devono essere ispezionati regolarmente. Inoltre, i perimetri degli endpoint del modello, come il raddrizzamento del tempo riflesso, la mortalità e la neuropatologia, dovrebbero essere monitorati per valutare la possibile deriva sperimentale.</li>
</ol>6. Criteri di esclusione
<ol><li>Escludere gli animali prima dell'intervento chirurgico con cattive condizioni di salute, come scarso peso <20 g per un topo di 4 mesi, letargia e cattive condizioni del mantello.</li>
	<li>Escludere gli animali con complicazioni durante l'intervento chirurgico come una frattura del cranio depressa, un'emorragia visibile correlata alla chirurgia o sanguinamento dell'orecchio.</li>
	<li>Escludere dallo studio gli animali con i seguenti sintomi post-chirurgici: incapacità di mangiare e / o di muoversi normalmente, vocalizzazioni insolite, perdita di peso o incapacità della ferita di guarire normalmente dopo l'intervento chirurgico. NOTA: questo modello potrebbe essere utilizzato come modello ripetitivo di trauma cranico lieve. Se i topi ricevono il secondo intervento chirurgico a 24 ore di distanza dal primo, le graffette o la sutura potrebbero essere rimosse e la stessa incisione potrebbe essere utilizzata per esporre il cranio. Una nuova incisione deve essere fatta se trascorre un tempo più lungo tra gli interventi chirurgici.</li>
</ol>

<ol>
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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+closed+head+injury+model+induced+by+a+weight-drop+device.">Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device.</a> Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).</li><li>Yang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+MRI+characterization,+neurobiochemical+and+neurobehavioral+changes+in+a+mouse+repetitive+concussive+head+injury+model.">Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model.</a> Scientific Reports. 5, 11178 (2015).</li><li>Petraglia, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spectrum+of+neurobehavioral+sequelae+after+repetitive+mild+traumatic+brain+injury:+a+novel+mouse+model+of+chronic+traumatic+encephalopathy.">The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy.</a> Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).</li><li>Laskowitz, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COG1410,+a+novel+apolipoprotein+E-based+peptide,+improves+functional+recovery+in+a+murine+model+of+traumatic+brain+injury.">COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).</li><li>Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+acute+proinflammatory+cytokine+and+chemokine+upregulation+by+post-injury+administration+of+a+novel+small+molecule+improves+long-term+neurologic+outcome+in+a+mouse+model+of+traumatic+brain+injury.">Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroinflammation. 5, 28 (2008).</li><li>Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+skull+cortical+thickness+changes+with+age+and+sex+from+computed+tomography+scans.">Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).</li><li>Kawakami, M., Yamamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains.">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> BMC Evolutionary Biology. 8, 73 (2008).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Diversi passaggi sono coinvolti nella ricreazione di un modello di lesione coerente utilizzando il modello descritto. In primo luogo, è fondamentale fissare correttamente l'animale nella cornice stereotassica. La testa dell'animale non dovrebbe essere in grado di muoversi lateralmente e il cranio dovrebbe essere completamente piatto con bregma e lambda che leggono le stesse coordinate. Posizionare correttamente le barre auricolari è l'aspetto più difficile di questo intervento chirurgico, e questo può essere appreso ...

La lesione cerebrale traumatica (TBI) è causata da una forza esterna sul cervello, spesso associata a cadute, lesioni sportive, violenza fisica o incidenti stradali. Nel 2014, i Centers for Disease Control and Prevention hanno stabilito che 2,53 milioni di americani hanno visitato il pronto soccorso per cercare assistenza medica per incidenti correlati al TBI1. Poiché il TBI lieve (mTBI) rappresenta la maggior parte dei casi di TBI, negli ultimi decenni sono stati adottati più modelli di mTBI, che includono caduta di peso, trauma cranico chiuso guidato da pistone e impatto corticale controllato, lesione rotazionale, lieve lesione da percussione fluida e modelli di lesioni da esplosione 2,3. L'eterogeneità dei modelli mTBI è utile per affrontare le diverse caratteristiche associate all'mTBI osservate nelle persone e per aiutare a valutare i meccanismi cellulari e molecolari associati alla lesione cerebrale.
Tra i modelli comunemente usati di trauma cranico chiuso, uno dei primi e più utilizzati è il metodo della caduta di peso, in cui un oggetto viene lasciato cadere da un'altezza specifica sulla testa dell'animale (anestetizzato o sveglio)2,4. Nel metodo di caduta del peso, la gravità della lesione dipende da diversi parametri, tra cui craniotomia eseguita o meno, testa fissa o libera, e la distanza e il peso dell'oggetto che cade 2,4. Uno svantaggio di questo modello è l'elevata variabilità nella gravità della lesione e l'alto tasso di mortalità associato alla depressione respiratoria 5,6. Un'alternativa comune è quella di fornire l'impatto utilizzando un dispositivo pneumatico o elettromagnetico, che può essere fatto direttamente sulla dura esposta (impatto corticale controllato: CCI) o sul cranio chiuso (trauma cranico chiuso: CHI). Uno dei punti di forza della lesione guidata dal pistone è la sua elevata riproducibilità e bassa mortalità. Tuttavia, la CCI richiede craniotomia 7,8 e una craniotomia stessa induce infiammazione9. Invece, nel modello CHI, non c'è bisogno di craniotomia. Come già affermato, ogni modello ha delle limitazioni. Uno dei limiti del modello CHI descritto in questo documento è che l'intervento chirurgico viene eseguito utilizzando un telaio stereotassico e la testa dell'animale è immobilizzata. Mentre l'immobilizzazione completa della testa assicura la riproducibilità, non tiene conto del movimento dopo l'impatto che potrebbe contribuire alla lesione associata a un mTBI.
Questo protocollo descrive un metodo di base per eseguire un impatto CHI con un dispositivo di impatto elettromagnetico disponibilein commercio 10 in un mouse. Questo protocollo dettaglia i parametri esatti coinvolti per ottenere una lesione altamente riproducibile. In particolare, lo sperimentatore ha un controllo preciso sui parametri (profondità della lesione, tempo di permanenza e velocità di impatto) per definire con precisione la gravità della lesione. Come descritto, questo modello CHI produce una lesione che si traduce in patologia bilaterale, sia diffusa che microscopica (cioè attivazione cronica della glia, danno assonale e vascolare) e fenotipi comportamentali 11,12,13,14,15. Inoltre, il modello descritto è considerato lieve in quanto non induce lesioni cerebrali strutturali basate sulla risonanza magnetica o lesioni macroscopiche sulla patologia anche 1 anno dopo la lesione16,17.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

Modelli animali altamente riproducibili di lesioni cerebrali traumatiche (TBI), con patologie ben definite, sono necessari per testare gli interventi terapeutici e comprendere i meccanismi di come un TBI altera la funzione cerebrale. La disponibilità di più modelli animali di TBI è necessaria per modellare i diversi aspetti e gravità del TBI osservati nelle persone. Questo manoscritto descrive l'uso di un trauma cranico chiuso della linea mediana (CHI) per sviluppare un modello murino di trauma cranico lieve. Il modello è considerato lieve perché non produce lesioni cerebrali strutturali basate sul neuroimaging o sulla perdita neuronale grossolana. Tuttavia, un singolo impatto crea abbastanza patologia che il deterioramento cognitivo è misurabile almeno 1 mese dopo l'infortunio. Un protocollo passo-passo per indurre un CHI nei topi utilizzando un impattatore elettromagnetico guidato stereotassicamente è definito nel documento. I vantaggi del modello CHI della linea mediana lieve includono la riproducibilità dei cambiamenti indotti da lesioni con bassa mortalità. Il modello è stato caratterizzato temporalmente fino a 1 anno dopo la lesione per cambiamenti neuroimaging, neurochimici, neuropatologici e comportamentali. Il modello è complementare ai modelli a cranio aperto di impatto corticale controllato utilizzando lo stesso dispositivo di impatto. Pertanto, i laboratori possono modellare sia TBI diffusi lievi che TBI focali da moderati a gravi con lo stesso impattatore.

Questo dispositivo di impatto elettromagnetico stereotassico è versatile. Viene utilizzato sia per un impatto corticale controllato a cranio aperto (CCI) o per un intervento chirurgico di trauma cranico chiuso (CHI). Inoltre, la gravità della lesione può essere modulata modificando i parametri della lesione come la velocità dell'impatto, il tempo di permanenza, la profondità dell'impatto, la punta del dispositivo d'urto e l'obiettivo della lesione. Qui è descritto un intervento chirurgico CHI utilizzando un impatta...

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Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Il protocollo descrive una lieve lesione cerebrale traumatica in un modello murino. In particolare, viene spiegato un protocollo passo-passo per indurre un lieve trauma cranico chiuso della linea mediana e la caratterizzazione del modello animale.

Modello elettromagnetico controllato a testa chiusa di lieve lesione cerebrale traumatica nei topi

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K Views.  University of Kentucky. Il protocollo descrive una lieve lesione cerebrale traumatica in un modello murino. In particolare, viene spiegato un protocollo passo-passo per indurre un lieve trauma cranico chiuso della linea mediana e la caratterizzazione del modello animale.

Video: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

Fluido laterale Percussioni: Modello delle lesioni cerebrali traumatiche nei topi

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Ricerca

Neuroscienze

Investigations on Alterations of Hippocampal Circuit Function Following Mild Traumatic Brain Injury

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological impairments 1. Two pervasive and disabling symptoms experienced by TBI survivors, memory deficits and a reduction in seizure threshold, are thought to be mediated by TBI-induced hippocampal dysfunction 2,3. In order to demonstrate how altered hippocampal circuit function adversely affects behavior after TBI in mice, we employ lateral fluid percussion injury, a commonly used animal model of TBI that recreates many features of human TBI including neuronal cell loss, gliosis, and ionic perturbation 4-6.
	Here we demonstrate a combinatorial method for investigating TBI-induced hippocampal dysfunction. Our approach incorporates multiple ex vivo physiological techniques together with animal behavior and biochemical analysis, in order to analyze post-TBI changes in the hippocampus. We begin with the experimental injury paradigm along with behavioral analysis to assess cognitive disability following TBI. Next, we feature three distinct ex vivo recording techniques: extracellular field potential recording, visualized whole-cell patch-clamping, and voltage sensitive dye recording. Finally, we demonstrate a method for regionally dissecting subregions of the hippocampus that can be useful for detailed analysis of neurochemical and metabolic alterations post-TBI.
	These methods have been used to examine the alterations in hippocampal circuitry following TBI and to probe the opposing changes in network circuit function that occur in the dentate gyrus and CA1 subregions of the hippocampus (see Figure 1). The ability to analyze the post-TBI changes in each subregion is essential to understanding the underlying mechanisms contributing to TBI-induced behavioral and cognitive deficits. 
	The multi-faceted system outlined here allows investigators to push past characterization of phenomenology induced by a disease state (in this case TBI) and determine the mechanisms responsible for the observed pathology associated with TBI.

A multi-faceted approach to investigating functional changes to hippocampal circuitry is explained. Electrophysiological techniques are described along with the injury protocol, behavioral testing and regional dissection method. The combination of these techniques can be applied in similar fashion for other brain regions and scientific questions.

Indagini su Alterazioni della funzione del circuito ippocampale seguito lieve trauma cranico

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Un metodo per infliggere Chiuso Testa trauma cranico in<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Imaging di attività neurale nella corteccia somatosensoriale primaria utilizzando Thy1-topi transgenici GCaMP6s

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the detonation of explosive devices, however, the mechanisms that underlie the brain damage resulting from blast overpressure exposure are not entirely understood and are believed to be unique to this type of brain injury. Preclinical models are crucial tools that contribute to better understand blast-induced brain injury. A novel in vitro blast TBI model was developed using an open-ended shock tube to simulate real-life open-field blast waves modelled by the Friedlander waveform. C57BL/6N mouse organotypic hippocampal slice cultures were exposed to single shock waves and the development of injury was characterized up to 72 h using propidium iodide, a well-established fluorescent marker of cell damage that only penetrates cells with compromised cellular membranes. Propidium iodide fluorescence was significantly higher in the slices exposed to a blast wave when compared with sham slices throughout the duration of the protocol. The brain tissue injury is very reproducible and proportional to the peak overpressure of the shock wave applied.

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

This paper describes a novel model of primary blast traumatic brain injury. A compressed-air driven shock tube is used to expose in vitro mouse hippocampal slice cultures to a single shock wave. This is a simple and rapid protocol generating a reproducible brain tissue injury with a high throughput.

Un modello di romanzo In Vitro di ferita di cervello traumatica di scoppio

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the ...

Effects of Blast-induced Neurotrauma on Pressurized Rodent Middle Cerebral Arteries

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral vascular effects. Impact (i.e., non-blast) traumatic brain injury (TBI) is known to decrease pressure autoregulation in the cerebral vasculature in both humans and experimental animals. The hypothesis that blast-induced traumatic brain injury (bTBI), like impact TBI, results in impaired cerebral vascular reactivity was tested by measuring myogenic dilatory responses to reduced intravascular pressure in rodent middle cerebral arterial (MCA) segments from rats subjected to mild bTBI using an Advanced Blast Simulator (ABS) shock tube. Adult, male Sprague-Dawley rats were anesthetized, intubated, ventilated and prepared for Sham bTBI (identical manipulation and anesthesia except for blast injury) or mild bTBI. Rats were randomly assigned to receive Sham bTBI or mild bTBI followed by sacrifice 30 or 60 min post-injury. Immediately after bTBI, righting reflex (RR) suppression times were assessed, euthanasia at the time points post-injury was completed, the brain was harvested and the individual MCA segments were collected, mounted and pressurized. As the intraluminal pressure perfused through the arterial segments was reduced in 20 mmHg increments from 100 to 20 mmHg, MCA diameters were measured and recorded. With decreasing intraluminal pressure, MCA diameters steadily increased significantly above baseline in the Sham bTBI groups while MCA dilator responses were significantly reduced (p &#60; 0.05) in both bTBI groups as evidenced by the impaired, smaller MCA diameters recorded for the bTBI groups. In addition, RR suppression in the bTBI groups was significantly (p &#60; 0.05) higher than in the Sham bTBI groups. MCA&#39;s collected from the Sham bTBI groups exhibited typical vasodilatory properties to decreases in intraluminal pressure while MCA&#39;s collected following bTBI exhibited significantly impaired myogenic vasodilatory responses to reduced pressure that persisted for at least 60 min after bTBI.

Here, we present a protocol to describe methods for ex vivo vascular reactivity determination following a primary blast traumatic brain injury (bTBI) using isolated, pressurized, rodent middle cerebral arterial (MCA) segments. bTBI induction is accomplished using a shock tube, also known as an Advanced Blast Simulator (ABS) device.

Effetti del Neurotrauma indotta da Blast il roditore pressurizzato Middle arterie cerebrali

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral ...

Investigating Alterations in Caecum Microbiota After Traumatic Brain Injury in Mice

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also demonstrate that traumatic brain injuries cause changes to the gut microbiota. However, mechanisms underlying the bidirectional regulation of the brain-gut axis remain unknown. Currently, few models exist for studying the changes in gut microbiota after traumatic brain injury. Therefore, the presented study combines protocols for inducing traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device and analysis of caecum samples following injury for investigating alterations in the gut microbiome. Alterations of the gut microbiota composition after traumatic brain injury are determined using 16S-rDNA sequencing. This protocol provides an effective method for studying the relationships between enteric microorganisms and traumatic brain injury.

Presented here is a protocol to induce diffuse traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device followed by the collection of the caecum content for gut microbiome analysis.

Indagare sulle alterazioni nel caecum Microbiota dopo una lesione cerebrale traumatica nei topi

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

Advanced Diffusion Imaging nell'ippocampo di ratti con lievi lesioni cerebrali traumatiche

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Modello Murine di impatto corticale controllato per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

Modello di onda d'esplosione a bassa intensità per la valutazione preclinica della lesione cerebrale traumatica lieve a testa chiusa nei roditori

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...