Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni della National Natural Science Foundation of China (31871170, 32170950 e 31970915), della Natural Science Foundation della provincia del Guangdong (2021A1515010804 e 2023A1515010899), della Guangdong Natural Science Foundation for Major Cultivation Project (2018B030336001) e della Guangdong Grant: Key Technologies for Treatment of Brain Disorders(2018B030332001).

Tutti i topi sono stati ottenuti commercialmente e mantenuti in un ciclo di 12 ore di luce/12 ore di buio (luce accesa alle 08:00 ora locale) a una temperatura ambiente di 22-25 °C e un'umidità relativa del 50%-60%. I topi avevano accesso a una fornitura continua di cibo e acqua. Tutti gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le Linee guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio della South China Normal University e approvati dal Comitato Etico Istituzionale per gli Animali. Per gli esperimenti sono stati utilizzati topi maschi C57BL/6J di età compresa tra 3 e 5 mesi.
1. Assemblaggio del sistema di microazionamento
<ol><li>Collegare due schede progettate al computer utilizzando due stull e una vite che fissa il micro-drive mobile e collegare il connettore a una scheda (Figura 1A, Bi-iii). Azionare il microazionamento ruotando una vite (0,5 mm/cerchio).</li>
	<li>Assicurarsi che il microazionamento sia in grado di trasportare due set di otto tubi guida (~3 cm di lunghezza, ~50 μm di diametro interno, ~125 μm di diametro esterno) per ciascun lato della regione MC, quindi tagliarlo alla stessa lunghezza (almeno 15 mm; Figura 1Biv, v).</li>
	<li>Tagliare 16 fili di Ni-cromo (~5 cm di lunghezza) con un diametro di 35 μm, quindi caricarli successivamente nei tubi guida, quindi applicare la colla per fissarli (Figura 1Bi, vi, vii).</li>
	<li>Spellare l'isolamento del filo, intrecciare successivamente ogni filo esposto a ciascun pin del connettore seguendo la mappa dei canali, nonché gli elettrodi di riferimento e di terra, quindi rivestire lentamente la vernice conduttrice su ciascun pin (Figura 1Bviii-x).</li>
	<li>Coprire i pin con resina epossidica (Figura 1Axi, xii), quindi eseguire la doratura tramite un tester di impedenza per ridurre l'impedenza delle punte degli elettrodi a ~350 kOhm (Figura 1Bxiii, xiv). Impostare i parametri del tester di impedenza come segue: −10,08 μA di corrente continua per 1 s con soluzione di doratura, inclusi 5 mM PtCl4.</li>
	<li>Infine, sposta il micro-drive verso l'alto ruotando una vite. Controllare le dimensioni complessive del sistema di microazionamento modificato come mostrato nella Figura 1A (circa 15 mm di lunghezza, 10 mm di larghezza, 20 mm di altezza, ~1 g di peso). Controllare le specifiche dettagliate della scheda progettata al computer e del componente mobile nella Figura 1Ai, ii.</li>
</ol>2. Impianto di array di elettrodi
<ol><li>Sterilizzare i kit chirurgici, indossare guanti sterili e indossare un camice bianco sterile da medico prima dell'inizio dell'operazione.</li>
	<li>Per gestire il dolore, utilizzare un'iniezione sottocutanea (s.c.) di meloxicam iniettabile (5 mg/kg) per il topo in una camera di induzione. Quindi anestetizzare il topo mediante un'iniezione intraperitoneale (i.p.) di pentobarbital (80 mg/kg) in una camera di induzione18,19. Applicare una dose supplementare di pentobarbital (20 mg/kg/h) se il riflesso di pizzicamento delle dita dei piedi è ancora presente.</li>
	<li>Fissare il topo in un apparecchio stereotassico e mantenere la temperatura rettale a 37 °C utilizzando un termoregolatore.</li>
	<li>Applicare un unguento per gli occhi alla tetraciclina su entrambi gli occhi del topo e cambiare nuovamente i guanti sterili prima dell'intervento chirurgico.</li>
	<li>Radere il pelo del topo e disinfettare il sito chirurgico con tre cicli alternati di scrub a base di betadine e alcol utilizzando un applicatore sterile con punta di cotone in cerchi concentrici partendo dal centro e spostandosi verso l'esterno (Figura 2i, ii). Praticare una piccola incisione sulla linea mediana (~15 mm) per esporre il cranio. Applicare immediatamente l'1% di lidocaina localmente sui muscoli del collo per alleviare il dolore. Quindi, rimuovere il tessuto residuo con le forbici e pulire il cranio con cotton fioc rivestiti di soluzione fisiologica (Figura 2iii).</li>
	<li>Utilizzando un microelettrodo di vetro riempito di inchiostro, segnare le posizioni desiderate del MC bilaterale per l'impianto (Figura 2iv, v). Sulla base di un precedente studio 20, le posizioni del MC bilaterale sono le seguenti: 0,74 mm anteriormente al bregma e1,25 mm lateralmente alla linea mediana.</li>
	<li>Impiantare quattro viti in acciaio inossidabile (0,8 mm di diametro) per proteggere il sistema di microazionamento, quindi collegare tutte le viti insieme agli elettrodi di riferimento e di terra, quindi coprire con cemento dentale misto per formare le pareti (Figura 2vi-xi).</li>
	<li>Praticare con cautela due piccoli fori (~1,5 mm2) con un trapano cranico su entrambi i lati sinistro e destro del cranio coordinato nelle regioni MC (Figura 2xii). Utilizzare le coordinate stereotassiche del MC bilaterale: 0,74 mm anteriormente al bregma, 1,25 mm lateralmente alla linea mediana e 0,5 mm ventrale alla dura.</li>
	<li>Rimuovere con cautela la dura madre dai fori con una pinza fine (Figura 2xiii).</li>
	<li>Inserire il sistema di microazionamento al centro dei fori utilizzando un micromanipolatore a 10 μm/s (Figura 2xiv-xvii).</li>
	<li>Riempire la vaselina nelle pareti di cemento dentale dopo aver terminato l'inserimento del sistema di microazionamento (Figura 2xviii).</li>
	<li>Unire la piastra inferiore del sistema di microazionamento e le pareti del cemento dentale con il cemento dentale misto (Figura 2xix)</li>
	<li>Lavare l'incisione con soluzione fisiologica seguita da un trattamento locale con un gel contenente lincomicina cloridrato e lidocaina cloridrato per alleviare il dolore post-operatorio.</li>
	<li>Avvolgere il nastro conduttivo in lamina di rame attorno al sistema di microazionamento impiantato (Figura 2xx).</li>
	<li>Spostare il topo in una gabbia mantenuta a 31-33 °C e monitorare il topo per il recupero dall'anestesia.</li>
	<li>Lasciare che i topi si riprendano per 1 settimana con un'alimentazione separata. Controllare e trattare l'incisione con 3 giorni di applicazione continua di un gel contenente lincomicina cloridrato e lidocaina cloridrato.</li>
</ol>3. Registrazione multicanale nel MC bilaterale in topi che si muovono liberamente
<ol><li>Tieni la testa di un topo sveglio con leggerezza e attenzione. Spostare verso il basso gli array di elettrodi (~0,1 mm di profondità) ruotando la vite sulla parte mobile del sistema di microazionamento (Figura 1Aii) con almeno 1 giorno di anticipo.</li>
	<li>Tieni la testa del topo sveglio con leggerezza e attenzione. Collegare il centro dell'headstage e un palloncino di elio (riempito con circa 0,02 L di elio) con una filettatura per compensare il peso dell'headstage e del sistema di microazionamento (Figura 3A, B).</li>
	<li>Acquisisci i segnali grezzi utilizzando gli elettrodi di registrazione e i sistemi multicanale campionando a 30 kHz nel software di registrazione, quindi digitalizza utilizzando un convertitore digitale-analogico (DA) dai sistemi multicanale.</li>
	<li>Estrarre i segnali LFP dai dati grezzi ricampionando a 10 kHz nel software di registrazione, quindi utilizzare un filtro notch dal software di registrazione per rimuovere il rumore di linea a 50 Hz.</li>
	<li>Registra i dati grezzi in uno stato stabile da un mouse libero per almeno 60 secondi. Dopo aver terminato la registrazione, rimuovere lentamente il collegamento tra l'headstage e il sistema di microazionamento e riportare il mouse nella sua gabbia principale.</li>
	<li>Memorizzare i dati registrati nel computer e analizzarli offline (Figura 4 e Figura 5).</li>
	<li>Dopo aver terminato l'esperimento, eseguire l'eutanasia secondo le linee guida dell'istituto e quindi confermare le posizioni degli elettrodi utilizzando l'alimentatore a 3 V per eseguire una lesione elettrolitica di 1 minuto, seguita dall'esecuzione dell'analisi istologica. Tagliare il cervello del topo in fette da 30 μm utilizzando un microtomo congelante, raccogliere le sezioni MC e quindi acquisire le immagini con un microscopio (Figura 3C, D).</li>
</ol>4. Selezione e analisi delle punte
<ol><li>Fare clic su File > Apri file > Nev nel software di ordinamento dei picchi per aprire i dati dei picchi campionati a 30 kHz (Figura 4Ai).</li>
	<li>Fare clic su Info per selezionare il canale non ordinato, quindi selezionare Ordina > Cambia metodo di ordinamento > Usa K-Means. Premere il pulsante Valley-Seeking Sort > K-Means Sorting per ottenere le unità ordinate (Figura 4Aii, iii).</li>
	<li>Fare clic su File > Salva con nome, salvare i dati dei picchi ordinati con estensione .nev e selezionare File > Esporta dati per forma d'onda per esportare i risultati PCA con un'estensione .txt nome file (Figura 4Aiv).</li>
	<li>Fare clic su File > Importa dati > Blackrock File nel software per l'analisi dei dati neurofisiologici per aprire il file di picco ordinato (Figura 4Bi).</li>
	<li>Fare clic su Analisi > Autocorrelazioni per ottenere l'autocorrelogramma per l'unità selezionata, quindi impostare i parametri come segue: il valore minimo X a −0,05 s, il valore massimo X a 0,05 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 4Bii, iii).</li>
	<li>Caricare i dati dei picchi ordinati, fare clic su Analisi > istogrammi dell'intervallo interspike per ottenere l'istogramma dell'intervallo inter-spike , quindi impostare i parametri come segue: il valore dell'intervallo minimo a 0 s, il valore dell'intervallo massimo a 0,1 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 4Biv, v).</li>
	<li>Fare clic su Analisi > Correlogrammi incrociati per ottenere il corcorrelogramma incrociato tra due eventi unitari ordinati, quindi impostare gli eventi e i parametri di riferimento come segue: il valore minimo X a −0,1 s, il valore massimo X a 0,1 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 4Bvi, vii).</li>
	<li>Fare clic su Risultati > Risultati numerici per salvare i risultati dell'autocorrelogram, dell'istogramma dell'intervallo inter-spike e del corlegologramma incrociato con .xls estensioni di file (Figura 4Bviii, ix). Analizza i dati e disegna il grafico.</li>
</ol>5. Analisi LFP
<ol><li>Fare clic su File Import Data > Blackrock File nel software per l'analisi dei dati neurofisiologici per aprire i dati del segnale continuo campionati a 10 kHz (Figura 5Ai).</li>
	<li>Fare clic su Analisi > spettro per continuo per analizzare lo spettro di potenza per l'LFP dal canale selezionato. Impostare i parametri come segue: il numero di valori di frequenza a 8.192, il valore di conicità multipla a 3-5, la normalizzazione della percentuale della densità spettrale di potenza totale (PSD) e l'intervallo di frequenza da 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Aii, iii).</li>
	<li>Fare clic su Analisi > Coerenza per Continuo per analizzare la coerenza di due LFP dai lati sinistro e destro dell'MC. Impostare il canale di riferimento e i parametri come segue: Calcolare a Valori di coerenza, il numero di valori di frequenza a 8.192, il valore di Conicità multipla a 3-5 e l'intervallo di frequenza da 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Aiv, v).</li>
	<li>Fare clic su Analisi > Corr. con Variabili continue per analizzare la correlazione tra due LFP dai lati sinistro e destro dell'MC. Impostare il canale di riferimento (dati LFP) e i parametri come segue: il valore minimo X a −0,1 s, il valore massimo X a 0,1 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 5Avi, vii).</li>
	<li>Fare clic su Risultati > Risultati numerici per salvare i risultati del PSD, la coerenza e la correlazione con un'estensione .xls del nome file (Figura 5Aviii, ix).</li>
	<li>Selezionare il canale per il quale è necessario estrarre le tracce rappresentative per ciascuna banda di frequenza, fare clic su Modifica > Filtraggio digitale delle variabili continue per ottenere ciascuna banda di frequenza, quindi impostare i parametri come segue: la risposta di frequenza del filtro come passa-banda, l'implementazione del filtro alla risposta all'impulso infinita (IIR) di Butterworth e il valore dell'ordine del filtro a 2. Infine, impostare l'intervallo di frequenza di interesse (Figura 5Bi-iv). NOTA: Le gamme di frequenza utilizzate qui erano le seguenti: delta (δ, 1-4 Hz), theta (θ, 5-12 Hz), beta (β, 13-30 Hz), gamma bassa (γ bassa, 30-70 Hz) e gamma alta (γ alta, 70-100 Hz).</li>
	<li>Analizza i dati e disegna il grafico.</li>
</ol>6. Correlazioni tra il picco e LFP
<ol><li>Fare clic su File > Importa dati > file Blackrock nel software per l'analisi dei dati neurofisiologiciper aprire i dati del segnale continuo e i dati dei picchi.</li>
	<li>Fare clic su Analisi > Analisi di coerenza per analizzare la coerenza tra i picchi e LFP dal canale selezionato. Impostare la variabile di riferimento (temporizzazione del picco) e i parametri come segue: Calcolare i valori di coerenza, il numero di valori di frequenza a 512, il valore di conicità multipla a 3-5 e l'intervallo di frequenza da 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Ci, ii).</li>
	<li>Fare clic su Risultati > Risultati numerici per salvare il risultato della coerenza del campo spike con un'estensione .xls del nome file (Figura 5Ciii, iv).</li>
	<li>Analizza i dati e disegna il grafico.</li>
</ol>

Registrazione elettrofisiologica extracellulare nella corteccia motoria dei topi

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Singer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchronization+of+cortical+activity+and+its+putative+role+in+information+processing+and+learning.">Synchronization of cortical activity and its putative role in information processing and learning.</a> Annual Review of Physiology. 55, 349-374 (1993).</li><li>Arroyo-Garc&#237;a, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+spike-gamma+coupling+of+area+CA3+fast-spiking+interneurons+as+the+earliest+functional+impairment+in+the+App(NL-G-F)+mouse+model+of+Alzheimer's+disease.">Impaired spike-gamma coupling of area CA3 fast-spiking interneurons as the earliest functional impairment in the App(NL-G-F) mouse model of Alzheimer's disease.</a> Molecular Psychiatry. 26 (10), 5557-5567 (2021).</li><li>Ozawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experience-dependent+resonance+in+amygdalo-cortical+circuits+supports+fear+memory+retrieval+following+extinction.">Experience-dependent resonance in amygdalo-cortical circuits supports fear memory retrieval following extinction.</a> Nature Communications. 11 (1), 4358 (2020).</li><li>Vinck, M., Batista-Brito, R., Knoblich, U., Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arousal+and+locomotion+make+distinct+contributions+to+cortical+activity+patterns+and+visual+encoding.">Arousal and locomotion make distinct contributions to cortical activity patterns and visual encoding.</a> Neuron. 86 (3), 740-754 (2015).</li><li>Beck, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=long-term+dopamine+depletion+causes+enhanced+beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+of+parkinsonian+rats.">long-term dopamine depletion causes enhanced beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop of parkinsonian rats.</a> Experimental Neurology. 286, 124-136 (2016).</li><li>Magill, P. J., Bolam, J. P., Bevan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+of+activity+in+the+subthalamic+nucleus-globus+pallidus+network+to+cortical+electroencephalogram.">Relationship of activity in the subthalamic nucleus-globus pallidus network to cortical electroencephalogram.</a> Journal of Neuroscience. 20 (2), 820-833 (2000).</li><li>Magill, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+functional+connectivity+within+the+rat+striatopallidal+axis+during+global+brain+activation+in+vivo.">Changes in functional connectivity within the rat striatopallidal axis during global brain activation in vivo.</a> Journal of Neuroscience. 26 (23), 6318-6329 (2006).</li><li>Rapeaux, A. B., Constandinou, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantable+brain+machine+interfaces:+First-in-human+studies,+technology+challenges+and+trends.">Implantable brain machine interfaces: First-in-human studies, technology challenges and trends.</a> Current Opinion in Biotechnology. 72, 102-111 (2021).</li><li>Tort, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+cross-frequency+couplings+of+local+field+potential+oscillations+in+rat+striatum+and+hippocampus+during+performance+of+a+T-maze+task.">Dynamic cross-frequency couplings of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (51), 20517-20522 (2008).</li><li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals.">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li><li>Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+microdrive+arrays+for+chronic+neural+recordings+in+awake+behaving+mice.">Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (61), e3568 (2012).</li><li>Lansink, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+split+microdrive+for+simultaneous+multi-electrode+recordings+from+two+brain+areas+in+awake+small+animals.">A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).</li><li>Sato, T., Suzuki, T., Mabuchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+multi-electrode+array+design+for+chronic+neural+recording,+with+independent+and+automatic+hydraulic+positioning.">A new multi-electrode array design for chronic neural recording, with independent and automatic hydraulic positioning.</a> Journal of Neuroscience Methods. 160 (1), 45-51 (2007).</li><li>van Daal, R. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+Neuropixels+probes+for+chronic+recording+of+neuronal+activity+in+freely+behaving+mice+and+rats.">Implantation of Neuropixels probes for chronic recording of neuronal activity in freely behaving mice and rats.</a> Nature Protocols. 16 (7), 3322-3347 (2021).</li><li>Unakafova, V. A., Gail, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparing+open-source+toolboxes+for+processing+and+analysis+of+spike+and+local+field+potentials+data.">Comparing open-source toolboxes for processing and analysis of spike and local field potentials data.</a> Frontiers in Neuroinformatics. 13, 57 (2019).</li><li>Mao, L., Wang, H., Qiao, L., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+Nrf2+enhances+the+upregulation+of+nuclear+factor-kappaB+activity,+tumor+necrosis+factor-alpha,+and+matrix+metalloproteinase-9+after+spinal+cord+injury+in+mice.">Disruption of Nrf2 enhances the upregulation of nuclear factor-kappaB activity, tumor necrosis factor-alpha, and matrix metalloproteinase-9 after spinal cord injury in mice.</a> Mediators of Inflammation. 2010, 238321 (2010).</li><li>Jin, Z., Zhang, Z., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise-linked+irisin+prevents+mortality+and+enhances+cognition+in+a+mice+model+of+cerebral+ischemia+by+regulating+Klotho+expression.">Exercise-linked irisin prevents mortality and enhances cognition in a mice model of cerebral ischemia by regulating Klotho expression.</a> Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 1697070 (2021).</li><li>Ding, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spreading+of+TDP-43+pathology+via+pyramidal+tract+induces+ALS-like+phenotypes+in+TDP-43+transgenic+mice.">Spreading of TDP-43 pathology via pyramidal tract induces ALS-like phenotypes in TDP-43 transgenic mice.</a> Acta Neuropathologica Communications. 9 (1), 15 (2021).</li><li>Cao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gamma+oscillation+dysfunction+in+mPFC+leads+to+social+deficits+in+neuroligin+3+R451C+knockin+mice.">Gamma oscillation dysfunction in mPFC leads to social deficits in neuroligin 3 R451C knockin mice.</a> Neuron. 97 (6), 1253-1260 (2018).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La registrazione multicanale nei topi che si muovono liberamente è stata considerata una tecnologia utile negli studi di neuroscienze, ma è ancora piuttosto difficile per i principianti registrare e analizzare i segnali. Nel presente studio, forniamo linee guida semplificate per la realizzazione di sistemi di micro-azionamento e l'esecuzione dell'impianto di elettrodi, nonché procedure semplificate per l'acquisizione e l'analisi dei segnali elettrici tramite software di smistamento dei picchi e software per l...

Il potenziale di campo locale (LFP), una componente importante dei segnali extracellulari, riflette l'attività sinaptica di grandi popolazioni di neuroni, che formano il codice neurale per comportamenti multipli1. Si ritiene che i picchi generati dall'attività neuronale contribuiscano alla LFP e siano importanti per la codifica neurale2. È stato dimostrato che le alterazioni dei picchi e delle LFP mediano diverse malattie cerebrali, come il morbo di Alzheimer, così come le emozioni come la paura, ecc.3,4. Vale la pena notare che molti studi hanno evidenziato che l'attività dei picchi differisce significativamente tra gli stati di veglia e quelli anestetizzati negli animali5. Sebbene le registrazioni in animali anestetizzati offrano l'opportunità di valutare LFP con artefatti minimi in stati di sincronizzazione corticale altamente definiti, i risultati differiscono in una certa misura da quelli che possono essere trovati nei soggetti svegli 6,7,8. Pertanto, è più significativo rilevare l'attività neurale su lunghe scale temporali e grandi scale spaziali in varie malattie in uno stato cerebrale sveglio utilizzando elettrodi impiantati nel cervello. Questo manoscritto fornisce informazioni per i principianti su come realizzare il sistema di micro-drive e impostare i parametri utilizzando un software comune per calcolare i segnali spike e LFP in modo rapido e semplice al fine di avviare la registrazione e l'analisi.
Sebbene la registrazione non invasiva delle funzioni cerebrali, ad esempio utilizzando elettroencefalogrammi (EEG) e potenziali correlati agli eventi (ERP) registrati dal cuoio capelluto, sia stata ampiamente utilizzata negli studi sull'uomo e sui roditori, i dati EEG e ERP hanno basse proprietà spaziali e temporali e, quindi, non possono rilevare i segnali precisi prodotti dall'attività sinaptica dendritica vicina all'interno di una specifica area cerebrale1. Attualmente, sfruttando la registrazione multicanale negli animali coscienti, l'attività neurale negli strati più profondi del cervello può essere registrata cronicamente e progressivamente impiantando un sistema di micro-drive nel cervello di primati o roditori durante test comportamentali multipli 1,2,3,4,5,6,7,8,9 . In breve, i ricercatori possono costruire un sistema di micro-drive che può essere utilizzato per il posizionamento indipendente degli elettrodi o dei tetrodi per colpire diverse parti del cervello10,11. Ad esempio, Chang et al. hanno descritto le tecniche per registrare picchi e LFP nei topi assemblando un micro-drive leggero e compatto12. Inoltre, sono disponibili in commercio sonde al silicio microlavorate con componenti accessori realizzati su misura per la registrazione di più singoli neuroni e LFP nei roditori durante compiti comportamentali13. Sebbene siano stati utilizzati vari design per l'assemblaggio di sistemi di microazionamento, questi hanno ancora un successo limitato in termini di complessità e peso dell'intero sistema di microazionamento. Ad esempio, Lansink et al. hanno mostrato un sistema di micro-drive multicanale con una struttura complessa per la registrazione da una singola regione del cervello14. Sato et al. hanno riportato un sistema di microazionamento multicanale che visualizza una funzione di posizionamento idraulico automatico15. I principali svantaggi di questi sistemi di microazionamento sono che sono troppo pesanti per consentire ai topi di muoversi liberamente e sono difficili da montare per i principianti. Sebbene la registrazione extracellulare multicanale abbia dimostrato di essere una tecnologia adatta ed efficiente per misurare l'attività neurale durante i test comportamentali, non è facile per i principianti registrare e analizzare i segnali acquisiti dal complesso sistema di micro-drive. Dato che è difficile avviare l'intero processo operativo della registrazione extracellulare multicanale e dell'analisi dei dati in topi che si muovono liberamente16,17, questo articolo presenta linee guida semplificate per introdurre il processo dettagliato di realizzazione del sistema di micro-drive utilizzando componenti e impostazioni comunemente disponibili; vengono inoltre forniti i parametri presenti nei comuni software per il calcolo dei segnali spike e LFP in modo rapido e diretto. Inoltre, in questo protocollo, il mouse può muoversi liberamente grazie all'uso di un palloncino ad elio, che contribuisce a compensare il peso dell'headstage e del sistema di micro-drive. In generale, nel presente studio, descriviamo come costruire facilmente un sistema di micro-azionamento e ottimizzare i processi di registrazione e analisi dei dati.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2.54 mm pin header</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>1 x 5</td>
			<td>Applying for the movable micro-drive which can slide on its stulls.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Illustrator CC 2017</td>
			<td>Adobe</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To optimize images from GraphPad.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BlackRock Microsystems</td>
			<td>Blackrock Neurotech</td>
			<td>Cerebus</td>
			<td>This systems includes headsatge, DA convert, amplifier and computer.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass nut</td>
			<td>Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 brass nut</td>
			<td>The nut fixes the position of screw.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass screw</td>
			<td>Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 x 11 mm brass screw</td>
			<td>A screw that hold the movable micro-drive.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J</td>
			<td>Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>12 weeks of age.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>15 mL; BS-150-M</td>
			<td>To store mice brain with sucrose sulutions.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conducting paint</td>
			<td>Structure Probe, Inc.</td>
			<td>7440-22-4</td>
			<td>To improve the lead-connecting quality between connector pins and Ni-wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductive copper foil tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1181</td>
			<td>To reduce interferenc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connector</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>2 x 10P</td>
			<td>To connect the headtage to micro-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power supply</td>
			<td>Maisheng</td>
			<td>MS-305D</td>
			<td>A power device for&#160; electrolytic lesion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement</td>
			<td>Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To fix the electrode arrays on mouse&#39;s skull after finishing the implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital analog converter</td>
			<td>Blackrock</td>
			<td>128-Channel</td>
			<td>A device that converts digital data into analog signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy resin</td>
			<td>Alteco</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To cover pins.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To summarize data after analysis.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye scissors</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery or cutting the Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For surgery or assembling the mirco-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezing microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM3050 S</td>
			<td>&#160;Cut the mouse&#8217;s brain into slices</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fused silica capillary tubing</td>
			<td>Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd.</td>
			<td>TSP050125</td>
			<td>To&#160; serve as the guide tubes for Ni-chrome wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microelectrode</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>BF100-50-10</td>
			<td>To mark the desired locations for implantation using the filled ink.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism 7</td>
			<td>GraphPad Software</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To analyze and visualize the results.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guide-tube</td>
			<td>Polymicro technologies</td>
			<td>1068150020</td>
			<td>To load Ni-chrome wires.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Headstage</td>
			<td>Blackrock</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A tool of transmitting signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Helium balloon</td>
			<td>Yili Festive products Co., Ltd.</td>
			<td>24 inch</td>
			<td>To offset the weight of headstage and micro-drive system.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ink</td>
			<td>Sailor Pen Co.,LTD.</td>
			<td>13-2001</td>
			<td>To mark the desired locations for implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine tincture</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To disinfect mouse&#39;s scalp.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lincomycin in Hydrochloride and Lidocaine&#160; hydrochloride gel</td>
			<td>Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd.</td>
			<td>10g</td>
			<td>A drug used to reduce inflammation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Vicki Biotechnology Co., Ltd.</td>
			<td>71125-38-7</td>
			<td>To reduce postoperative pain in mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulators</td>
			<td>Scientifica</td>
			<td>Scientifica IVM Triple</td>
			<td>For electrode arrays implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>ECLIPSE Ni-E</td>
			<td>&#160;Capture the images of brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nanoZ impedance tester</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>nanoZ</td>
			<td>To measure impedance or performing electrode impedance spectroscopy (EIS) for multichannel microelectrode arrays.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuroExplorer</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>NeuroExplorer</td>
			<td>A tool for analyzing the electrophysiological data.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuroExplorer&#160;</td>
			<td>Plexon, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A software.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni-chrome wire</td>
			<td>California Fine Wire Co.</td>
			<td>M472490</td>
			<td>35 &#956;m Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Offline Sorter</td>
			<td>Plexon</td>
			<td>Offline Sorter</td>
			<td>A tool for sorting the recorded multi-units.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCB board</td>
			<td>Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Computer designed board.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3761</td>
			<td>To anesthetize mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital sodium</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>57-33-0</td>
			<td>To anesthetize the mouse.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Longer</td>
			<td>BT100-1F</td>
			<td>A device used for perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyformaldehyde&#160;</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>A500684-0500</td>
			<td>The main component of fixative solution for fixation of mouse brains&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PtCl4</td>
			<td>Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd.</td>
			<td>13454-96-1</td>
			<td>Preparation for gold plating liquid.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To clean the mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver wire</td>
			<td>Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd.</td>
			<td>2 mm diameter</td>
			<td>Applying for ground and reference electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skull drill</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>78001</td>
			<td>To drill carefully two small holes on mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel screws</td>
			<td>YOUXIN Electronic Co., Ltd.</td>
			<td>M0.8 x 2</td>
			<td>To protect the micro-drive system and link the ground and reference electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>68513</td>
			<td>To perform the stereotaxic coordinates of bilateral motor cortex.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Damao</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>To dehydrate the mouse brains&#160; after perfusion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td>Henkel AG &#38; Co.</td>
			<td>PSK5C</td>
			<td>To fix the guide tube and Ni-chrome wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>TCAT-2</td>
			<td>To maintain mouse&#39;s rectal temperature at 37&#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetracycline eye ointment</td>
			<td>Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To protect the mouse&#39;s eyes during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td>Rapala</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To link ballon and headstage.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td>Unilever plc</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To cover the gap between electrode arrays and mouse&#39;s skull.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multichannel extracellular recording in freely moving mice

Il protocollo ha lo scopo di scoprire le proprietà del firing neuronale e dei potenziali di campo locale (LFP) di rete in topi che si comportano svolgendo compiti specifici, correlando i segnali elettrofisiologici con il comportamento spontaneo e/o specifico. Questa tecnica rappresenta un valido strumento per studiare l'attività della rete neuronale alla base di questi comportamenti. L'articolo fornisce una procedura dettagliata e completa per l'impianto di elettrodi e la conseguente registrazione extracellulare in topi coscienti che si muovono liberamente. Lo studio include un metodo dettagliato per l'impianto degli array di microelettrodi, l'acquisizione dei segnali LFP e spiking neuronali nella corteccia motoria (MC) utilizzando un sistema multicanale e la successiva analisi dei dati offline. Il vantaggio della registrazione multicanale negli animali coscienti è che è possibile ottenere e confrontare un numero maggiore di neuroni spiking e sottotipi neuronali, il che consente di valutare la relazione tra un comportamento specifico e i segnali elettrofisiologici associati. In particolare, la tecnica di registrazione extracellulare multicanale e la procedura di analisi dei dati descritta nel presente studio possono essere applicate ad altre aree cerebrali quando si conducono esperimenti su topi comportamentali.

The local field potential (LFP), an important component of extracellular signals, reflects the synaptic activity of large populations of neurons, which form the neural code for multiple behaviors1. Spikes generated by neuronal activity are considered to contribute to the LFP and are important for neural coding2. Alterations in spikes and LFPs have been proven to mediate several brain diseases, such as Alzheimer&#39;s disease, as well as emotions such as fear, etc.3,4. It is worth noting that many studies have highlighted that spike activity significantly differs between awake and anesthetized states in animals5. Although recordings in anesthetized animals offer an opportunity to assess LFPs with minimal artifacts in highly defined cortical synchronization states, the results differ to some extent from what can be found in awake subjects6,7,8. Thus, it is more meaningful to detect neural activity over long time scales and large spatial scales in various diseases in an awake brain state using electrodes implanted in the brain. This manuscript provides information for beginners on how to make the micro-drive system and set the parameters using common software for computing the spike and LFP signals in a fast and straightforward way in order to get the recording and analysis started.
Although the non-invasive recording of brain functions, such as by using electroencephalograms (EEGs) and event-related potentials (ERPs) recorded from the scalp, has been used extensively in human and rodent studies, EEG and ERP data have low spatial and temporal properties and, thus, cannot detect the precise signals produced by nearby dendritic synaptic activity within a specific brain area1. Currently, by taking advantage of multichannel recording in conscious animals, neural activity in the deeper layers of the brain can be recorded chronically and progressively by implanting a micro-drive system into the brains of primates or rodents during multiple behavioral tests1,2,3,4,5,6,7,8,9. Briefly, researchers can construct a micro-drive system that can be used for the independent positioning of the electrodes or tetrodes to target different parts of the brain10,11. For example, Chang et al. described techniques to record spikes and LFPs in mice by assembling a light and compact micro-drive12. In addition, micro-machined silicon probes with custom-made accessory components are commercially available for recording multiple single neurons and LFPs in rodents during behavioral tasks13. Although various designs have been used for assembling micro-drive systems, these still have limited success in terms of the complexity and weight of the whole micro-drive system. For example, Lansink et al. showed a multichannel micro-drive system with a complex structure for recording from a single brain region14. Sato et al. reported a multichannel micro-drive system displaying an automatic hydraulic positioning function15. The main disadvantages of these micro-drive systems are that they are too heavy for mice to move freely and are difficult to assemble for beginners. Although multichannel extracellular recording has been shown to be a suitable and efficient technology for measuring neural activity during behavioral tests, it is not easy for beginners to record and analyze the signals acquired by the complex micro-drive system. Given that it is difficult to get the entire operation process of the multichannel extracellular recording and data analysis started in freely moving mice16,17, this present article presents simplified guidelines to introduce the detailed process of making the micro-drive system using commonly available components and settings; the parameters in the common software for computing the spike and LFP signals in a fast and straightforward way are also provided. Additionally, in this protocol, the mouse can move freely due to the use of a helium balloon, which contributes to offsetting the weight of headstage and micro-drive system. Generally, in the present study, we describe how to easily build a micro-drive system and optimize the processes of recording and data analysis.

Autore in primo piano: Progressi nella registrazione extracellulare multicanale per lo studio dell'attività neuronale nei topi che si muovono liberamente 

Registrazione extracellulare multicanale in topi che si muovono liberamente

We aim to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials in behaving mice carrying out specific tasks by correlating the electrophysiological signal with behaviors. Multichannel extracellular recording by the micro-drive system has been shown to be a suitable and a efficient technology for neural activity during behavioral tests. Multichannel recording in free-moving mice has been deemed to be a useful technology in neuroscience studies, but it's still quite challenging for beginners to acquire and analyze the signals.We introduced how to perform the multichannel extracellular recording in freely-moving mice with a more steady and lightweight micro-drive system, and optimize the processes of recording and data analysis for the beginners. We are going to increase the number of channels and reduce the volume of micro-driver system in a new version.

È stato applicato un filtro passa-alto (250 Hz) per estrarre i picchi multi-unità dai segnali grezzi (Figura 6A). Inoltre, sono state verificate le unità registrate dal MC di un topo normale ordinate per PCA (Figura 7A-D) e sono state registrate la larghezza della valle e la durata della forma d'onda delle unità nel MC del topo. I risultati hanno mostrato che sia l'ampiezza della valle che la durata della forma d'onda dei ne...

Watch this Scientific Journal Video about Advancements in Multichannel Extracellular Recording for Studying Neuronal Activity in Freely Moving Mice at JoVE.com

Il protocollo descrive la metodologia di registrazione extracellulare nella corteccia motoria (MC) per rivelare le proprietà elettrofisiologiche extracellulari in topi coscienti che si muovono liberamente, nonché l'analisi dei dati dei potenziali di campo locale (LFP) e dei picchi, utile per valutare l'attività neurale della rete alla base dei comportamenti di interesse.

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by ...

Il nostro obiettivo è quello di scoprire le proprietà del firing neuronale e dei potenziali di campo locale in topi che si comportano svolgendo compiti specifici, correlando il segnale elettrofisiologico con i comportamenti. La registrazione extracellulare multicanale da parte del sistema di micro-drive ha dimostrato di essere una tecnologia adatta ed efficiente per l'attività neurale durante i test comportamentali. La registrazione multicanale nei topi che si muovono liberamente è stata considerata una tecnologia utile negli studi di neuroscienze, ma è ancora piuttosto difficile per i principianti acquisire e analizzare i segnali.Abbiamo introdotto come eseguire la registrazione extracellulare multicanale in topi che si muovono liberamente con un sistema di micro-drive più stabile e leggero e ottimizzare i processi di registrazione e analisi dei dati per i principianti. Aumenteremo il numero di canali e ridurremo il volume del sistema di micro-driver in una nuova versione.

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Neuroscience

Multichannel Extracellular Recording in Freely Moving Mice

1.9K Views.  South China Normal University. Il nostro obiettivo è quello di scoprire le proprietà del firing neuronale e dei potenziali di campo locale in topi che si comportano svolgendo compiti specifici, correlando il segnale elettrofisiologico con i comportamenti. La registrazione extracellulare multicanale da parte del sistema di micro-drive ha dimostrato di essere una tecnologia adatta ed efficiente per l'attività neurale durante i test comportamentali. La registrazione multicanale nei topi che si muovono liberamente è stata ...

Video: Autore in primo piano: Progressi nella registrazione extracellulare multicanale per lo studio dell'attività neuronale nei topi che si muovono liberamente 

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by correlating the electrophysiological signals with spontaneous and/or specific behavior. This technique represents a valuable tool in studying the neuronal network activity underlying these behaviors. The article provides a detailed and complete procedure for electrode implantation and consequent extracellular recording in free-moving conscious mice. The study includes a detailed method for implanting the microelectrode arrays, capturing the LFP and neuronal spiking signals in the motor cortex (MC) using a multichannel system, and the subsequent offline data analysis. The advantage of multichannel recording in conscious animals is that a greater number of spiking neurons and neuronal subtypes can be obtained and compared, which allows the evaluation of the relationship between a specific behavior and the associated electrophysiological signals. Notably, the multichannel extracellular recording technique and the data analysis procedure described in the present study can be applied to other brain areas when conducting experiments in behaving mice.

The protocol describes the methodology of extracellular recording in the motor cortex (MC) to reveal extracellular electrophysiological properties in freely moving conscious mice, as well as the data analysis of local field potentials (LFPs) and spikes, which is useful for evaluating the network neural activity underlying behaviors of interest.

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Neuroscienze

Micro-Drive System Assembly and Electrode Array Implantation for Multichannel Recording in Mice

Begin by assembling the Microdrive system. Connect two computer-designed boards using two stulls and a screw that holds the movable Microdrive, and attach the connector to one board. Ensure the Microdrive can carry two sets of eight guide tubes for each side of the motor cortex or MC region.Cut the guide tubes to the same length. Cut 16 nichrome wires, each measuring approximately five centimeters long and 35 micrometers in diameter. Load the wires into the guide tubes and apply glue to fix them.Strip the wire insulation and twine each exposed wire to each pin from the connector following the channel map and the reference and ground electrodes, then slowly coat conducting paint onto each pin. Cover the pins using epoxy resin, then perform gold plating via an impedance tester to reduce the impedance of the electrode tips to approximately 350 kiloohms. For electrode array implantation, fix the anesthetized mouse in a stereotaxic apparatus and use a temperature controller to maintain its rectal temperature at 37 degrees Celsius.Then make a small midline incision to expose the skull. Remove the residual tissue using scissors and clean the skull with sterile saline-soaked cotton buds. Using a glass microelectrode filled with ink, mark the desired locations of the bilateral MC for implantation.Next, using a skull drill, carefully drill two small holes on both the left and right sides of the coordinated skull in the MC regions. Gently remove the dura mater from the holes with fine forceps. Then insert the Microdrive system into the center of the holes, using a micromanipulator at 10 micrometers per second.After finishing the insertion, fill the petroleum jelly into the dental cement walls and join the bottom plate of the Microdrive system and the dental cement walls with the mixed dental cement.

Assemblaggio del sistema Micro-Drive e impianto di array di elettrodi per la registrazione multicanale nei topi

Multichannel Recording in the Bilateral MC in Free-Moving Mice and Neurophysiological Data Analysis

For the multi-channel recording, move down the electrode arrays by twisting the screw on the movable part of the micro-drive system one day in advance. Hold the head of an awake mouse lightly and carefully. Then, link the center of the head stage and a helium balloon with a thread to offset the weight of the head stage and the micro-drive system.Capture raw signals using the recording electrodes and multi-channel systems by sampling at 30 kilohertz in the recording software. Then digitize using a digital analog converter from the multi-channel systems. Extract the local field potential, or LFP signals, from the raw data by re-sampling at 10 kilohertz.Then, using a notch filter, remove the 50-hertz line noise. For spike sorting and analysis, in the spike sorting software, click on File, then Open, and nev files to open the spike data sampled at 30 kilohertz. Click on Info to select the unsorted channel.Then choose Sort, Change Sort Method, and Use K-Means. Press the button Valley Seeking Sort, then K-Means Sorting to obtain the sorted units. Next, in the neurophysiological data analysis software, open the sorted spike file by clicking on File, Import Data, and BlackRock File.To obtain the autocorrelogram for the selected unit, click on Analysis, then Autocorrelograms, and set the parameters. Load the sorted spike data. Then, click on Analysis, and Interspike Interval Histograms to obtain the interspike interval histogram, and then set the desired parameters.Click on Analysis, then Crosscorrelograms to obtain the crosscorrelogram between two sorted unit events. And then set the reference events and parameters. For LFP analysis, click on File, Import Data, and BlackRock File, to open the continuous signal data sampled at 10 kilohertz.Then, by clicking Analysis and Spectrum for Continuous, analyze the power spectrum for the LFP from the selected channel. Next, click on Analysis, then Coherence for Continuous to analyze the coherence for two LFPs from the left and right sides of the MC.Then, click on Analysis, followed by Correlation with Continuous Variables to analyze the correlation between two LFPs from the left and right sides of the MC.Once done, click on Results, then Numerical Results to save the Power Spectrum Density, Coherence, and Correlation with a xls file name extension. To analyze correlations between the spike and LFP, click on File, then Import Data and BlackRock File to open the continuous signal data and spike data.Then, click on Analysis and Coherence Analysis to analyze the coherence between the spikes and LFP from the selected channel. Finally, click on Results, then Numerical Results to save the results of the spike field coherence with a xls file name extension. The valley width and waveform duration of the units in the MC of the mouse showed that both the valley width and waveform duration of the MC putative pyramidal neurons in mice are higher than those of the putative interneurons.The crosscorrelogram between putative pyramidal neurons and interneurons indicated that the putative pyramidal neurons spiking occurs before the putative interneurons with a window of 18 milliseconds. In the LFP analysis, the LFPs of the left and right MC in normal mice were similar in the power spectrum, suggesting synchronized activities between the left and right MC.Further, the coherence and correlation between the left and right MC were calculated. The curve of spike field coherence in the MC of a normal mouse showed a stronger low gamma coherence for the putative interneurons compared to the pyramidal neurons.