We are grateful to the Canadian Institutes of Health Research (grant MT-5877), the National Institutes of Health (grants NS058668 and NS066664), and the US-Israeli Binational Foundation (grant 2003222) for funding these studies.

Sono stati effettuati i protocolli sperimentali su ratti femmine lungo Evans (250-350 g) in conformità alle linee guida per la cura degli animali e uso federale prescritti e sono stati approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale presso l&#39;Università della California a San Diego. 1. acclimatare il Ratto di Corpo Restraint NOTA: Posizionare il ratto su una dieta ristretta. Alimentare il topo una volta al giorno immediatamente dopo ogni sessione di trattamento al giorno per ambientarsi il ratto al sistema di ritenuta (descritto di seguito). Fornire abbastanza alimentazione per mantenere l&#39;animale al 80% del suo peso iniziale. Tale importo è di circa 6 grammi di mangime al giorno per 250 g femminile di lunga Evans ratto. <ol><li> Acclimatare il ratto di essere manipolati da esseri umani. Frenare delicatamente il ratto a mano per periodi di circa 5 sec ogni 30 sec. Fate questo per 15 minuti al giorno su 2 giorni consecutivi. Monitorare i ratti al giorno per i segni di stress durante il periodo di formazione. Segni includono lottando iRisposta n a moderazione, la vocalizzazione, e denti chattering. </li><li> Al 3 ° giorno, collocare il ratto in un panno calzino-limitante corpo (Figura 1) per 15 minuti al giorno per due giorni consecutivi. </li><li> Al 5 ° giorno, posizionare il ratto all&#39;interno della calza, e posizionare il calzino all&#39;interno di un tubo rigido sulla maschera sperimentale (Figura 4). Lasciare il ratto nel tubo per 15 min al giorno su 2 giorni consecutivi. </li><li> Concime subito il ratto dopo ogni sessione di allenamento. Al termine dell&#39;ultima sessione (6 ° giorno) darà accesso illimitato al cibo. Selezionare per l&#39;impianto solo i topi che non presentano segni di stress eccessivo l&#39;ultimo giorno di allenamento. NOTA: Sebbene selezione di ratti per l&#39;impianto è soggettiva, nelle nostre mani oltre il 90% dei ratti sono stati trovati per essere sensibili alle assuefazione e in grado di subire l&#39;impianto. </li></ol> 2. Impianto del meccanismo di camera di registrazione e poggiatesta <ol><li> Fare un reconferenza filo da saldatura filo di acciaio inossidabile nudo a un connettore pin. Tagliare il filo in modo che resti 3-5 mm scoperti dal perno. Sterilizzare il filo di riferimento, insieme a tutti gli strumenti chirurgici. </li><li> Somministrare ketamina / xylazina anestesia. Somministrare 95 mg / kg ketamina mescolato con 5 mg / kg per via intraperitoneale xilazina. La dose iniziale dura 1½ a 2 ore. Supplemento anestesia ogni 30-45 minuti, successivamente, se necessario. Lubrificare occhi dell&#39;animale con una pomata oftalmica. </li><li> Controllare il riflesso recesso punta per determinare il piano di anestesia, e mantenere l&#39;anestesia, se necessario. </li><li> Posizionare il topo in una cornice di partecipazione stereotassico con barre orecchio (Figura 3A). Radersi i capelli sulla testa e disinfettare la ferita con povidone-iodio (soluzione al 10%). Fare attenzione a inserire le barre di orecchio in modo appropriato in modo che non danneggino il timpano. Barre di orecchio con punte smussate sono preferibili. </li><li> Praticare un&#39;incisione con un approxi bisturinell&#39;intervallo lungo la linea mediana del cranio dal livello rostro-caudale degli occhi alla parte posteriore delle orecchie. Utilizzare forbici per tagliare e rimuovere una striscia di 2-3 mm di cute su entrambi i lati dell&#39;incisione. </li><li> Raschiare periostio per esporre la superficie del cranio verso le creste laterali. Coprire il cranio esposta con sottile strato di colla. </li><li> Praticare un piccolo foro con un diametro leggermente inferiore rispetto 0-80 viti, utilizzando un trapano bava ½ mm di diametro (vedi sezione Materiali). Praticare il foro posteriormente immediatamente a dove la sutura bregma incontra la cresta laterale, e con un angolo di 30-45 ° nel cranio, in modo che la vite può andare a cima più laterale rispetto al fondo. </li><li> Avvitare una vite 0-80 macchina a fondo piatto al foro (circa 3 giri), a 30-45 °. Fare attenzione a non avvitare troppo profondamente per evitare di danneggiare il tessuto cerebrale sottostante. </li><li> Ripetere questa procedura per 6 viti supplementari nella configurazione mostrata <strong&gt; (Figura 3B). Applicare colla alla base di tutte le viti. </li><li> Inserire un ago della siringa nel manipolatore stereotax. Misurare dalla sutura bregma, e fare un&#39;ammaccatura nel cranio con l&#39;ago vicino, ma al di fuori del luogo craniotomia desiderata, come un marchio di riferimento. NOTA: In questa dimostrazione, le coordinate stereotassica del marchio sono di 3 mm posteriori e 1 mm laterali alla sutura bregma. </li><li> Segna il dente con un pennarello indelebile. Nota le coordinate stereotassica del marchio, in quanto servirà come punto di riferimento stereotassico (Figura 3B). </li><li> Fare una craniotomia centrato sulle coordinate desiderate (da 3 mm posteriormente e 3 mm laterali bregma in questo esempio). Lasciare la dura madre intatto. Coprire la craniotomia con liquido cerebro-spinale artificiale modificato (125 mM NaCl, il glucosio 10 mM, HEPES 10 mM, 3,1 mM CaCl 2, 1.3 mM MgCl 2, pH 7.4) 13 (Figura 3C). </li&gt; <li> Tagliare un tubo di 0,2 ml centrifuga a 4 - 5 mm di lunghezza, e tagliare il tappo. Posizionare il tubo sul cranio e centrare la craniotomia. </li><li> Applicare cemento dentale intorno alla parte inferiore del tubo per sigillare la base del tubo al cranio. Fare attenzione a non far trapelare il cemento in craniotomia esposta (Figura 3D). </li><li> Praticare un piccolo foro (circa ½ mm di diametro) nella piastra cranica controlaterale e inserire delicatamente il filo di riferimento. Costruire il filo di riferimento saldando un perno che si interfaccia con l&#39;amplificatore registrazione alla fine del filo (vedi sezione Equipment). Non spostare il cavo di riferimento una volta che è nel cervello in quanto ciò potrebbe causare danni. </li><li> Applicare colla al foro in cui è stato inserito il filo. Questo sigillare il perno e il filo in luogo temporaneamente. </li><li> Mescolare le due parti del kit gel di silicone (vedere la sezione Materiali) in porzioni di circa uguali. Attendere due minuti per la miscelazione e fill provetta di circa ⅓ completo con il gel. </li><li> Fissare un diritto pinza angolare posta (vedere la sezione Materiali) alla barra di poggiatesta. Fissare la piastra di testa (figura 2A) per la barra di tenuta (Figura 2B) con un angolo di passo di 45 ° in modo che la parte inferiore della piastra sia verso il naso dell&#39;animale. È utile utilizzare un inclinometro per impostare l&#39;angolo di inclinazione corrispondente a quello della dima sperimentale (Figura 4). </li><li> Fissare la barra di tenuta al braccio stereotax manipolatore in modo che la barra sia parallela alle barre orecchio. Abbassare la barra e la piastra in modo che la piastra è posteriore della sutura lambda e anteriore al caudale più a vite. </li><li> Afferrare la testa bullone anteriore (a 8-32 perno o vite, vedere la sezione Materiali) a circa 45 ° con una mano aiutando braccio e pinza, in modo che la testa della vite rivolto verso il basso e verso la coda dell&#39;animale. Abbassare la vite in modo che tocchi la formicaerior 0-80 viti (Figura 3F, G). </li><li> Fissare il bullone e la piastra in posizione con acrilico dentale. Applicare acrilico dentale attorno alle teste delle viti dell&#39;osso, perno di riferimento, e intorno ai lati del tubo da centrifuga. Attendere circa 10 minuti per l&#39;acrilico dentale asciugare (Figura 3H). </li><li> Applicare uno strato di cemento dentale attorno ai bordi del acrilico dentale, cementando la pelle per l&#39;impianto. Attendere che il cemento si asciughi. </li><li> Poke diversi fori nel tappo della provetta, e posizionare il tappo sul tubo. </li><li> Rimuovere la fascetta mani aiutare. Quindi rimuovere con attenzione la barra testa-holding dalla stereotax, e quindi rimuovere la piastra testa dalla barra (Figura 3I). </li><li> Rimuovere l&#39;animale dal stereotax e amministrare cure post-operatorie e il monitoraggio in conformità con tutte le norme, i regolamenti e le leggi (ad esempio, Buprenorfina 0,02 mg / kg, ogni 8-12 ore per un minimo di 24hr). Se l&#39;infiammazione si sviluppa intorno ai bordi della protesi, applicare uno strato sottile di unguento antibiotico al sito interessato giorni fino risolto. </li></ol> 3. Juxtacellular monitoraggio delle unità neuronali <ol><li> Tirare il tubo capillare di quarzo su un anidride carbonica micropipetta laser estrattore (vedi sezione Equipment) con diametro di punta di meno di 1 micron (Figura 5A). NOTA: i parametri di riscaldamento variano a seconda del particolare strumento, e che il diametro del collo richiesto varierà a seconda della struttura cerebrale di interesse. Per le registrazioni nel ratto talamo, micropipette sono colli che vanno da 5-7 mm. </li><li> Fissare la pipetta in luogo sotto un contrasto di interferenza differenziale (DIC) microscopio equipaggiato con obiettivi distanza di lavoro. Utilizzare plastilina per tenere la pipetta in posizione sul palco del microscopio. </li><li> Lentamente spostare un blocco di vetro (0,5 - 1 cm di spessore, un pezzo di vetro usato per making coltelli ultra-microtomo è conveniente) nel campo visivo, con la punta della pipetta. Utilizzando il micromanipolatore fase, toccare delicatamente la punta della pipetta di vetro, provocando la rottura. Ripetere se necessario fino a quando il diametro esterno punta della pipetta è tra 1-3 micron (Figura 5B, C). Assicurarsi che questi micropipette hanno impedenze tra circa 5-15 MW. </li><li> Preparare salina extracellulare (135 mM NaCl, 5.4 mM KCl, 1,8 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2, 5 mM HEPES, pH 7,2 con NaOH) 8 e aggiungere 2% (w / v) Chicago Sky blu. Usando una siringa con un ago 30 G o minore, riempire la estremità posteriore della pipetta con la soluzione. In alternativa, per singola cellula etichettatura juxtacellular aggiungere 2% (w / v) Neurobiotin o biotinilato ammina destrano (BDA-3000 o BDA-10000) alla soluzione salina al posto di Chicago Sky blu. </li><li> Posizionare il topo all&#39;interno della calza panno all&#39;interno del tubo rigido in adeguato maschera sperimentale ( <strong&gt; Figura 4) .Wait un minimo di 72 ore dopo l&#39;intervento chirurgico prima di mettere l&#39;animale in maschera poggiatesta. Stringere la coulisse intorno sterno superiore, piuttosto che il collo, per evitare l&#39;ostruzione delle vie aeree. Se la respirazione sembra essere lavorato o ostacolato, allentare la coulisse o spostarlo posteriormente. Effettuare questa procedura, mentre il topo è vigile. </li><li> Fissare la piastra di testa di ritenuta sul ratto al pezzo corrispondente sulla maschera. Per fare questo, prima pin la piastra poggiatesta in luogo, e poi fissarlo con una vite 4-40. Ricordarsi di aspettare fino a quando l&#39;animale è calma per evitare di applicare una coppia eccessiva alla testa. Successivamente, posizionare un 8-32 dado sul bullone testa frenare che viene impiantato nel topo. Quindi avvitare in un tondino di acciaio inossidabile filettato per la testa del bullone. Fissare l&#39;asta alla maschera sperimentale in modo tale che possa essere serrato in posizione (figura 4). NOTA: Protezione animale con testa del bullone e la piastra poggiatesta minimizes piegatura dell&#39;apparato e migliora la stabilità di registrazione. Nella maggior parte dei casi la registrazione può iniziare il primo giorno l&#39;animale è capo-trattenuto. Tuttavia, se l&#39;animale si agita eccessivamente o vocalizza, fornire una giornata di formazione assuefazione poggiatesta prima di iniziare le registrazioni. In questo caso, l&#39;animale lasciato sulla maschera per 15 min e poi riposizionarlo nella sua gabbia. Ripetere questo passaggio il giorno successivo e continuare con il protocollo. </li><li> Aprire la camera di registrazione e rimuovere il gel di silicone. Pulire la craniotomia utilizzando una pinza sottile se il tessuto è nuovamente cresciuta in craniotomia. </li><li> Fissare la pipetta al micromanipolatore motorizzato, e collegare il headstage pre-amplificatore. NOTA: Nel presente dimostrazione, un piccolo circuito relè sul headstage viene utilizzato per passare i cavi amplificatore e una sorgente di corrente esterna con alta compliance (Figura 6A-C). Si noti che alcuni amplificatori hanno un adeguato incasso sorgente ad alta compliance(Vedi la discussione e Materiali sezioni). </li><li> Utilizzare il micromanipolatore motorizzato per spostare la punta della pipetta a volume stereotaxically identificato nella camera di registrazione. Nota le coordinate di questa posizione. Fare attenzione a non rompere la punta della pipetta sul cranio. </li><li> Spostare la pipetta nella posizione di registrazione desiderata negli assi antero-posteriore e medio-laterale. Poi avanzare la pipetta ventrale attraverso la dura fino a quando non è di circa 500 micron dorsale nella posizione di registrazione prevista. </li><li> Lentamente avanzare la pipetta durante l&#39;ascolto di chiodare eventi su un monitor audio della tensione amplificata registrata tra la punta della pipetta e il filo di riferimento. Una volta che gli eventi spiking sono identificati, continuano a spostare la pipetta 0-100 micron fino positive deviazioni di tensione in corso superiori si osservano circa 500 mV. NOTA: La resistenza dell&#39;elettrodo aumenterà di un fattore di circa 1,5-10 when ciò si verifica. </li><li> Iniziare a registrare una volta una unità è stato isolato come secondo punto 3.11, insieme a tutte le altre misure comportamentali e fisiologici di interesse. Nel presente manifestazione, i movimenti delle vibrisse auto-generati sono monitorati con videografia ad alta velocità (vedere la sezione Materiali). </li><li> Per etichettare il sito di registrazione, passare l&#39;elettrodo porta per la connessione al generatore di corrente. Ci sono diversi modi per farlo, utilizzando un circuito di relè (Figura 6A - C), dotato di un generatore di corrente dell&#39;amplificatore, o manualmente (Figura 6D, vedere il punto 3.8 e discussione). Passare -4 μA con 2 impulsi sec al 50% duty cycle per 4 minuti di iniettare iontophoretically Chicago Blue Sky attraverso la pipetta. </li><li> Uccidere e profumato l&#39;animale dopo diverse procedure di etichettatura secondo la prassi consueta. Sezione del cervello e di contrasto se necessario per identificare la posizione anatomica della registrazione sederee. Controcolorare il tessuto per la citocromo ossidasi reattività secondo 14. In alternativa, individuare i depositi di Chicago Sky Blu usando la microscopia a fluorescenza. NOTA: Per distinguere con precisione tra le diverse unità etichettati, è importante che tutte le etichette sono realizzati con la stessa pipetta lo stesso giorno, senza che lo sbloccaggio la pipetta tra le etichette. In questo caso i siti di registrazione possono essere differenziati dai loro posizioni relative in istologia post-hoc insieme alle coordinate manipolatore noti di ogni sito (vedere il punto 3.9). Per l&#39;identificazione univoca, contrassegnare le etichette di almeno 200 micron l&#39;uno dall&#39;altro, e non più di 3-5 etichette per regione del cervello. </li></ol>

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Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Costruzione della maschera sperimentale La descrizione delle parti meccaniche utilizzate per costruire la maschera sperimentale (Figura 4) viene omesso dal protocollo, in quanto può essere realizzato in una varietà di modi. In questo standard manifestazione sono utilizzati opto-meccaniche parti e morsetti di supporto per il montaggio del bar poggiatesta e il tubo di ritenuta corpo (vedere la sezione Materiali). Parti simili o...

Monitoraggio attività neuronale in un animale avviso attivamente impegnato in un compito comportamentale è fondamentale per comprendere la funzione e l&#39;organizzazione del sistema nervoso. Registrazione extracellulare dell&#39;attività elettrica dalle unità neuronali singole è stato a lungo uno strumento fiocco di sistemi neuroscienze ed è ancora ampiamente in uso al momento. Una varietà di tipi di elettrodi e configurazioni sono disponibili a seconda delle esigenze scientifiche e tecniche di un particolare esperimento. Cronicamente impiantati microdrive o schiere di elettrodi vengono spesso utilizzati in animali liberi di muoversi, compresi gli uccelli, roditori e primati non umani 1-4. In alternativa, penetrazioni acuti di metallo o di vetro microelettrodi tramite un micromanipolatore esterna sono spesso utilizzati per registrare da animali anestetizzati o testa-trattenuto. Elettrodi micropipetta di vetro hanno il vantaggio che possono essere utilizzati nel juxtacellular o &quot;cellule attaccate&quot; configurazione per isolare l&#39;ambiguitàattività dei neuroni singoli senza le complicazioni di picco post-hoc di ordinamento 5. Questi elettrodi consentono ulteriori registrazioni da cellule o posizioni anatomicamente identificati, in quanto possono essere utilizzati per iniettare piccoli depositi di tintura o neuroanatomici traccianti, o anche per riempire l&#39;individuo registrato cella. Questa configurazione è stata applicata con successo in ratti, topi e uccelli 6-10. La tecnica attualmente descritta si concentra sul monitoraggio juxtacellular e depositi tintura extracellulari in allerta, ratti testa-trattenuto. Si noti che a differenza di singola cellula juxtacellular riempie, questi depositi di colorante non forniscono informazioni sulla morfologia cellulare o proiezioni assonale 11, ma consentire la localizzazione anatomica esatta a circa 50 micron e, criticamente, hanno un rendimento significativamente più alto in allarme animali. Informazioni riguardanti unicellulare juxtacellular riempie viene comunque fornito come una strategia alternativa per l&#39;etichettatura anatomica. In breve, laprotocollo consiste di tre fasi principali. Nella prima fase, il ratto è acclimatati per contenzione corpo in un calzino stoffa (Figura 1) in un periodo di 6 giorni. Nella seconda fase, un apparato poggiatesta (Figura 2) e la camera di registrazione vengono impiantati chirurgicamente tale che il topo può essere mantenuta nel piano stereotassico durante più sessioni di registrazione successivi (Figura 3); questa procedura consente lo sperimentatore di mirare determinati regioni sub-corticali del cervello per lo studio elettrofisiologico in base a coordinate di riferimento standard 12. La terza fase prevede il posizionamento del ratto in una maschera appropriato per effettuare gli esperimenti comportamentali ed elettrofisiologici (Figura 4), ​​costruendo l&#39;elettrodo da un tubo di quarzo capillare (figura 5), effettuare registrazioni neuronali juxtacellular che inequivocabilmente isolano singole unità 6-9, e segnando i locati anatomicisul sito di registrazione con Chicago Sky colorante blu (figure 6 e 7). Le registrazioni sono eseguite con monitoraggio comportamentale simultanea; tuttavia, i dettagli tecnici del comportamento dipenderanno gli obiettivi scientifici di ogni esperimento e sono quindi oltre la portata di un unico protocollo. Dopo il completamento della procedura sperimentale, che può essere ripetuta più giorni, l&#39;animale è eutanasia. Il cervello viene estratto e lavorato secondo le tecniche neuroanatomiche standard utilizzando sia in campo chiaro e microscopia a fluorescenza.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="860">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Name of the Reagent</td>
			<td style="width:179px;">Company</td>
			<td style="width:175px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:315px;">Comments&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Ketaset (Ketamine HCl)</td>
			<td style="width:179px;">Fort Dodge&#160;</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Anased (Xylazine solution)</td>
			<td style="width:179px;">Lloyd Laboratories</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Betadyne (Povidone-Iodine)</td>
			<td style="width:179px;">CVS Pharmacy</td>
			<td align="right" style="width:175px;">269281</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Loctite 495</td>
			<td style="width:179px;">Grainger Industrial Supply</td>
			<td style="width:175px;">4KL86</td>
			<td style="width:315px;">20-40 cp cyanoacrylate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Vetbond</td>
			<td style="width:179px;">3M</td>
			<td style="width:175px;">1469SB</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Grip cement powder</td>
			<td style="width:179px;">Dentsply Intl</td>
			<td align="right" style="width:175px;">675571</td>
			<td style="width:315px;">For the base of the recording chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Grip cement liquid</td>
			<td style="width:179px;">Dentsply Intl</td>
			<td align="right" style="width:175px;">675572</td>
			<td style="width:315px;">For the base of the recording chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Silicone Gel</td>
			<td style="width:179px;">Dow Corning</td>
			<td align="right" style="width:175px;">Mar-80</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:191px;">Jet denture repair acrylic powder</td>
			<td style="width:179px;">Lang Dental Manufacturing Co.</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">For securing the head restraint apparatus to the cranium</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:191px;">Ortho-Jet Fast curing orthodontic acrylic resin liquid</td>
			<td style="width:179px;">Lang Dental Manufacturing Co.</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">For securing the head restraint apparatus to the cranium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Chicago sky blue</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">C8679</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td align="right" style="width:175px;">158127</td>
			<td style="width:315px;">For perfusion and tissue fixation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Phosphate-buffered saline</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">P3813</td>
			<td style="width:315px;">For perfusion and tissue fixation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:191px;">Cytochrome C</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">C2506</td>
			<td style="width:315px;">For cytochrome-oxidase staining (Figure 7)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Diaminobenzidine</td>
			<td style="width:179px;">Sigma</td>
			<td style="width:175px;">D5905</td>
			<td style="width:315px;">For cytochrome-oxidase staining (Figure 7)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Material Name</td>
			<td style="width:179px;">Company</td>
			<td style="width:175px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:315px;">Comments&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Rat sock</td>
			<td style="width:179px;">Sew Elegant (San Diego, CA)</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">Custom made, Figures 1, 4</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">PVC tube 2 &#189;&#8221;</td>
			<td style="width:179px;">U.S. Plastic Co.</td>
			<td align="right" style="width:175px;">34108</td>
			<td style="width:315px;">Figure 4</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Subminiature D pins &#38; sockets</td>
			<td style="width:179px;">TE Connectivity</td>
			<td style="width:175px;">205089-1</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Stainless steel music wire 0.010&#8221; diameter</td>
			<td style="width:179px;">Precision Brand Products, Inc.</td>
			<td align="right" style="width:175px;">21010</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Stereotaxic holding frame</td>
			<td style="width:179px;">Kopf Instruments</td>
			<td style="width:175px;">Model 900</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Stereotaxic ear bars</td>
			<td style="width:179px;">Kopf Instruments</td>
			<td style="width:175px;">Model 957</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Stereotaxic manipulator</td>
			<td style="width:179px;">Kopf Instruments</td>
			<td style="width:175px;">Model 960</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">&#189; mm drill burr</td>
			<td style="width:179px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:175px;">100-3995</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Quiet-Air dental drill&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Midwest Dental</td>
			<td style="width:175px;">393-1600</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Stainless steel 0-80 1/8&#8221; screw</td>
			<td style="width:179px;">Fastener superstore</td>
			<td align="right" style="width:175px;">247438</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">0.2mL centrifuge tube</td>
			<td style="width:179px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:175px;">05-407-8A</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Custom head-holding bar</td>
			<td style="width:179px;">UCSD SIO Machine Shop</td>
			<td style="width:175px;">N/A</td>
			<td style="width:315px;">Custom made, Figures 2, 3, 4</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:191px;">Custom head-holding plate</td>
			<td rowspan="2" style="width:179px;">UCSD SIO Machine Shop</td>
			<td rowspan="2" style="width:175px;">N/A</td>
			<td rowspan="2" style="width:315px;">Custom made, Figure 2, 3, 4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:191px;">Right angle post-clamp</td>
			<td style="width:179px;">Newport</td>
			<td style="width:175px;">MCA-1</td>
			<td style="width:315px;">Figure 3,4; standard opto-mechanical parts for the experimental jig (Figure 4) are also from Newport Corp.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">8-32 3/4&#8221; screw</td>
			<td style="width:179px;">Fastener Superstore</td>
			<td align="right" style="width:175px;">240181</td>
			<td style="width:315px;">For head-restraint, Figure 3</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">4-40 &#188;&#8221; screw</td>
			<td style="width:179px;">Fastener Superstore</td>
			<td align="right" style="width:175px;">239958</td>
			<td style="width:315px;">For head restraint, Figures 3, 4</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Quartz capillary tubing</td>
			<td style="width:179px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:175px;">QF-100-60-10</td>
			<td style="width:315px;">Figure 5</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Carbon dioxide laser puller</td>
			<td style="width:179px;">Sutter instruments</td>
			<td style="width:175px;">P-2000</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Motorized micromanipulator</td>
			<td style="width:179px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:175px;">MP-285</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Microelectrode amplifier</td>
			<td style="width:179px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:175px;">Multiclamp 700B</td>
			<td style="width:315px;">Alternate part: Molecular Devices Axoclamp 900A</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Microelectrode amplifier head stage</td>
			<td style="width:179px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:175px;">CV-7B</td>
			<td style="width:315px;">Alternate part: HS-9Ax10 with Molecular Devices Axoclamp 900A&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:191px;">Isolated pulse stimulator</td>
			<td style="width:179px;">A-M Systems</td>
			<td style="width:175px;">Model 2100</td>
			<td style="width:315px;">Alternate part: HS-9Ax10 with Molecular Devices Axoclamp 900A</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Audio monitor</td>
			<td style="width:179px;">Radio Shack</td>
			<td style="width:175px;">32-2040</td>
			<td style="width:315px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;width:191px;">Pipette holder</td>
			<td rowspan="2" style="width:179px;">Warner Instruments</td>
			<td rowspan="2" style="width:175px;">#MEW-F10T</td>
			<td style="width:315px;">Alternate parts: see Discussion</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:315px;">Figure 6A</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Electrode lead wire</td>
			<td style="width:179px;">Cooner wire</td>
			<td style="width:175px;">NEF34-1646</td>
			<td style="width:315px;">(optional), Figure 6D</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:191px;">Relay for amplifier head-stage</td>
			<td style="width:179px;">COTO Technology</td>
			<td style="width:175px;">#2342-05-000</td>
			<td style="width:315px;">(optional) Used with a custom-made printed circuit board (UCSD Physics Electronics Shop), Figure 6A-C</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:191px;">Digital video camera</td>
			<td style="width:179px;">Basler</td>
			<td style="width:175px;">A602fm</td>
			<td style="width:315px;">(optional) For behavioral monitoring, Figure 7</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

juxtacellular monitoring and localization of single neurons within sub-cortical brain structures of alert, head-restrained rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

<html> Unità neuronali in ventrale posteriore mediale (VPM) talamo codificare la fase di movimento vibrissa durante autogenerata sbattere 15,16. Figura 7A mostra attività spiking del campione di un&#39;unità talamica VPM come un topo è attivamente sbattere. Figura 7B mostra un istogramma di picco tempi allineati alla fase istantanea di vibrissa movimento 17. Ci sono più picchi durante la fase di retrazione di sbattere. Dopo la registrazione, la posizione dell&#...

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Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Monitoraggio Juxtacellular e localizzazione dei singoli neuroni nelle strutture cerebrali Sub-corticali di Alert, Rats Testa-trattenuto

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

juxtacellular-monitoring-localization-single-neurons-within-sub

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.3K Views.  University of California, San Diego. This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

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Single-cell Profiling of Developing and Mature Retinal Neurons

Highly specialized, but exceedingly small populations of cells play important roles in many tissues. The identification of cell-type specific markers and gene expression programs for extremely rare cell subsets has been a challenge using standard whole-tissue approaches. Gene expression profiling of individual cells allows for unprecedented access to cell types that comprise only a small percentage of the total tissue1-7. In addition, this technique can be used to examine the gene expression programs that are transiently expressed in small numbers of cells during dynamic developmental transitions8.
This issue of cellular diversity arises repeatedly in the central nervous system (CNS) where neuronal connections can occur between quite diverse cells9. The exact number of distinct cell types is not precisely known, but it has been estimated that there may be as many as 1000 different types in the cortex itself10. The function(s) of complex neural circuits may rely on some of the rare neuronal types and the genes they express. By identifying new markers and helping to molecularly classify different neurons, the single-cell approach is particularly useful in the analysis of cell types in the nervous system. It may also help to elucidate mechanisms of neural development by identifying differentially expressed genes and gene pathways during early stages of neuronal progenitor development.
As a simple, easily accessed tissue with considerable neuronal diversity, the vertebrate retina is an excellent model system for studying the processes of cellular development, neuronal differentiation and neuronal diversification. However, as in other parts of the CNS, this cellular diversity can present a problem for determining the genetic pathways that drive retinal progenitors to adopt a specific cell fate, especially given that rod photoreceptors make up the majority of the total retinal cell population11. Here we report a method for the identification of the transcripts expressed in single retinal cells (Figure 1). The single-cell profiling technique allows for the assessment of the amount of heterogeneity present within different cellular populations of the retina2,4,5,12. In addition, this method has revealed a host of new candidate genes that may play role(s) in the cell fate decision-making processes that occur in subsets of retinal progenitor cells8. With some simple adjustments to the protocol, this technique can be utilized for many different tissues and cell types.

A method for the isolation of single retinal cells and subsequent amplification of their cDNAs is described. Single-cell transcriptomics reveals the degree of cellular heterogeneity present in a tissue and uncovers new marker genes for rare cell populations. The accompanying protocol can be adjusted to suit many different cell types.

Single-cell Profiling dei neuroni retinici maturi e in sviluppo

Highly specialized, but exceedingly small populations of cells play important roles in many tissues. The identification of cell-type specific markers and ...

Ricerca

Neuroscienze

Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that is critical for learning, memory and executive function.1,2 Hence our studies focus on gene expression analysis of specific neuronal populations in distinct subregions of the hippocampus. The technique of laser capture microdissection (LCM), introduced in 1996 by Emmert-Buck, et al.,3 has allowed for significant advances in gene expression analysis of single cells and enriched populations of cells from heterogeneous tissues such as the mammalian brain that contains thousands of functional cell types.4 We use LCM and a well established rat model of traumatic brain injury (TBI) to investigate the molecular mechanisms that underlie the pathogenesis of TBI. Following fluid-percussion TBI, brains are removed at pre-determined times post-injury, immediately frozen on dry ice, and prepared for sectioning in a cryostat. The rat brains can be embedded in OCT and sectioned immediately, or stored several months at -80 &deg;C before sectioning for laser capture microdissection. Additionally, we use LCM to study the effects of TBI on circadian rhythms. For this, we capture neurons from the suprachiasmatic nuclei that contain the master clock of the mammalian brain. Here, we demonstrate the use of LCM to obtain single identified neurons (injured and degenerating, Fluoro-Jade-positive, or uninjured, Fluoro-Jade-negative) and enriched populations of hippocampal neurons for subsequent gene expression analysis by real time PCR and/or whole-genome microarrays. These LCM-enabled studies have revealed that the selective vulnerability of anatomically distinct regions of the rat hippocampus are reflected in the different gene expression profiles of different populations of neurons obtained by LCM from these distinct regions. The results from our single-cell studies, where we compare the transcriptional profiles of dying and adjacent surviving hippocampal neurons, suggest the existence of a cell survival rheostat that regulates cell death and survival after TBI.

We describe how to use laser capture microdissection (LCM) to obtain enriched populations of hippocampal neurons or single neurons from frozen sections of the injured rat brain for subsequent gene expression analysis using quantitative real time PCR and/or whole-genome microarrays.

Laser Microdissezione Cattura di popolazioni Arricchito di neuroni singoli neuroni o per analisi di espressione genica dopo trauma cranico

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

Imaging Neurons within Thick Brain Sections Using the Golgi-Cox Method

The Golgi-Cox method of neuron staining has been employed for more than two hundred years to advance our understanding of neuron morphology within histological brain samples. While it is preferable from a practical perspective to prepare brain sections at the greatest thickness possible, in order to increase the probability of identifying stained neurons that are fully contained within single sections, this approach is limited from a technical perspective by the working distance of high-magnification microscope objectives. We report here a protocol to stain neurons using the Golgi-Cox method in mouse brain sections that are cut at 500 &#956;m thickness, and to visualize neurons throughout the depth of these sections using an upright microscope fitted with a high-resolution 30X 1.05 N.A. silicone oil-immersion objective that has an 800 &#956;m working distance. We also report two useful variants of this protocol that may be employed to counterstain the surface of mounted brain sections with the cresyl violet Nissl stain, or to freeze whole brains for long-term storage prior to sectioning and final processing. The main protocol and its two variants produce stained thick brain sections, throughout which full neuron dendritic&#160;trees and dendrite spines may be reliably visualized and quantified.

We present a protocol for using the Golgi-Cox staining method in thick brain sections, in order to visualize neurons with long dendritic&#160;trees contained within single tissue samples. Two variants of this protocol are also presented that involve cresyl violet counterstaining, and the freezing of unprocessed brains for long-term storage.

I neuroni di imaging all&#39;interno di sezioni di cervello spesse Uso del metodo di Golgi-Cox

The Golgi-Cox method of neuron staining has been employed for more than two hundred years to advance our understanding of neuron morphology within ...

Modeling Amyloid-&#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to synaptic degeneration, inflammation, neuronal death, and learning deficits. Humans cannot regenerate lost neurons in the case of AD in part due to impaired proliferative capacity of the neural stem/progenitor cells (NSPCs) and reduced neurogenesis. Therefore, efficient regenerative therapies should also enhance the proliferation and neurogenic capacity of NSPCs. Zebrafish (Danio rerio) is a regenerative organism, and we can learn the basic molecular programs with which we could design therapeutic approaches to tackle AD. For this reason, the generation of an AD-like model in zebrafish was necessary. Using our methodology, we can introduce synthetic derivatives of A&#946;42 peptide with tissue penetrating capability into the adult zebrafish brain, and analyze the disease pathology and the regenerative response. The advantage over the existing methods or animal models is that zebrafish can teach us how a vertebrate brain can naturally regenerate, and thus help us to treat human neurodegenerative diseases better by targeting endogenous NSPCs. Therefore, the amyloid-toxicity model established in the adult zebrafish brain may open new avenues for research in the field of neuroscience and clinical medicine. Additionally, the simple execution of this method allows for cost-effective and efficient experimental assessment. This manuscript describes the synthesis and injection of A&#946;42 peptides into zebrafish brain.

Modeling Amyloid-&amp;#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

This protocol describes the synthesis, characterization, and injection of monomeric amyloid-&#946;42 peptides for generating amyloid toxicity in adult zebrafish to establish an Alzheimer&#39;s disease model, followed by histological analyses and detection of aggregations.

Modellazione dell'amiloide-β42 tossicità e neurodegenerazione nel cervello adulto di Zebrafish

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to ...

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in humans is transcranial direct current stimulation (tDCS). Less frequently, transcranial alternating current stimulation (tACS) or transcranial random noise stimulation (tRNS), a specific form of tACS using an electrical current applied randomly within a pre-defined frequency range, is used. The increase of noninvasive electrical brain stimulation research in humans, both for experimental and clinical purposes, has yielded an increased need for basic, mechanistic, safety studies in animals. This article describes a model for transcranial electrical brain stimulation (tES) through the intact skull targeting the motor system in alert rodents. The protocol provides step-by-step instructions for the surgical set-up of a permanent epicranial electrode socket combined with an implanted counter electrode on the chest. By placing a stimulation electrode into the epicranial socket, different electrical stimulation types, comparable to tDCS, tACS, and tRNS in humans, can be delivered. Moreover, the practical steps for tES in alert rodents are introduced. The applied current density, stimulation duration, and stimulation type may be chosen depending on the experimental needs. The caveats, advantages, and disadvantages of this set-up are discussed, as well as safety and tolerability aspects.

This protocol describes a surgical set-up for a permanent epicranial electrode socket and an implanted chest electrode in rodents. By placing a second electrode into the socket, different types of transcranial electrical brain stimulation can be delivered to the motor system in alert animals through the intact skull.

Stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

Isolation and RNA Extraction of Neurons, Macrophages and Microglia from Larval Zebrafish Brains

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is important to isolate these cells without changing their gene expression profile. The zebrafish model provides a large number of transgenic fish lines in which specific cell types are labelled; for example neurons in the NBT:DsRed line or macrophages/microglia in the mpeg1:eGFP line. Furthermore, antibodies have been developed to stain specific cells, such as microglia with the 4C4 antibody.
Here, we describe the isolation of neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains. Central to this protocol is the avoidance of an enzymatic tissue digestion at 37 &#176;C, which could modify cellular profiles. Instead a mechanical system of tissue homogenization at 4 &#176;C is used. This protocol entails homogenization of brains into cell suspension, their immuno-staining and the isolation of neurons, macrophages and microglia by FACS. Afterwards, we extracted RNA from those cells and evaluated their quality/quantity. We managed to obtain RNA of high quality (RNA Integrity Number (RIN) &#62; 7) to perform qPCR on macrophages/microglia and neurons, and transcriptomic analysis on microglia. This approach enables a better characterization of these cells, as well as a clearer understanding about their role in development and pathologies.

We present a protocol to isolate neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains under physiological and pathological conditions. Upon isolation, RNA is extracted from these cells to analyze their gene expression profile. This protocol allows for the collection of high-quality RNA for performing downstream analysis like qPCR and transcriptomics.

Isolamento e l'estrazione di RNA dei neuroni, macrofagi e Microglia da cervelli di Zebrafish larvale

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is ...

Localization of the Locus Coeruleus in the Mouse Brain

The locus coeruleus (LC) is a major hub of norepinephrine producing neurons that modulate a number of physiological functions. Structural or functional abnormalities of LC impact several brain regions including cortex, hippocampus, and cerebellum and may contribute to depression, bipolar disorder, anxiety, as well as Parkinson disease and Alzheimer disease. These disorders are often associated with metal misbalance, but the role of metals in LC is only partially understood. Morphologic and functional studies of LC are needed to better understand the human pathologies and contribution of metals. Mice are a widely used experimental model, but the mouse LC is small (~0.3 mm diameter) and hard to identify for a non-expert. Here, we describe a step-by-step immunohistochemistry-based protocol to localize the LC in the mouse brain. Dopamine-&#946;-hydroxylase (DBH), and alternatively, tyrosine hydroxylase (TH), both enzymes highly expressed in the LC, are used as immunohistochemical markers in brain slices. Sections adjacent to LC-containing sections can be used for further analysis, including histology for morphological studies, metabolic testing, as well as metal imaging by X-ray fluorescence microscopy (XFM).

The locus coeruleus is a small cluster of neurons involved in a variety of physiological processes. Here, we describe a protocol to prepare mouse brain sections for studies of proteins and metals in this nucleus.

Localizzazione del Locus Coeruleus nel cervello del topo

The locus coeruleus (LC) is a major hub of norepinephrine producing neurons that modulate a number of physiological functions. Structural or functional ...

A Bedside, Single Burr Hole Approach to Multimodality Monitoring in Severe Brain Injury

Intracranial pressure (ICP) monitoring is a cornerstone of the intensive care management of patients with severe acute brain injuries, including traumatic brain injury. While elevations in ICP are common, data regarding the measurement and treatment of these ICP elevations are conflicting. There is increasing recognition that changes in the balance between supply and demand of brain tissue are critically important and therefore the measurement of multiple modalities is required. Approaches are not standard, and therefore this article provides a description of a bedside, single burr hole approach to multimodality monitoring that allows the passage of probes designed to measure not only ICP but brain tissue oxygen, blood flow, and intracranial electroencephalography. Patient selection criteria, operative procedures, and practical considerations for securing probes during critical care are described. This method is readily performed, safe, secure, and flexible for the adoption of a variety of multimodality monitoring approaches aimed at detecting or preventing secondary brain injuries.

A method of recording multimodality monitoring signals in patients with severe brain injuries using a bedside, single burr hole technique is described.

Un approccio di foro singolo, comodino Burr al Multimodality monitoraggio nel trauma cranico severo

Intracranial pressure (ICP) monitoring is a cornerstone of the intensive care management of patients with severe acute brain injuries, including traumatic ...

Three-Dimensional Shape Modeling and Analysis of Brain Structures

Statistical shape analysis of brain structures has been used to investigate the association between their structural changes and pathological processes. We have developed a software package for accurate and robust shape modeling and group-wise analysis. Here, we introduce an pipeline for the shape analysis, from individual 3D shape modeling to quantitative group shape analysis. We also describe the pre-processing and segmentation steps using open software packages. This practical guide would help researchers save time and effort in 3D shape analysis on brain structures.

We introduce a semi-automatic protocol for shape analysis on brain structures, including image segmentation using open software, and further group-wise shape analysis using an automated modeling package. Here, we demonstrate each step of the 3D shape analysis protocol with hippocampal segmentation from brain MR images.

Modellazione tridimensionale delle forme e analisi delle strutture cerebrali

Statistical shape analysis of brain structures has been used to investigate the association between their structural changes and pathological processes. ...

Focused Ultrasound Induced Blood-Brain Barrier Opening for Targeting Brain Structures and Evaluating Chemogenetic Neuromodulation

Acoustically Targeted Chemogenetics (ATAC) allows for the noninvasive control of specific neural circuits. ATAC achieves such control through a combination of focused ultrasound (FUS) induced blood-brain barrier opening (FUS-BBBO), gene delivery with adeno-associated viral (AAV) vectors, and activation of cellular signaling with engineered, chemogenetic, protein receptors and their cognate ligands. With ATAC, it is possible to transduce both large and small brain regions with millimeter precision using a single noninvasive ultrasound application. This transduction can later allow for a long-term, noninvasive, device-free neuromodulation in freely moving animals using a drug. Since FUS-BBBO, AAVs, and chemogenetics have been used in multiple animals, ATAC should also be scalable for the use in other animal species. This paper expands upon a previously published protocol and outlines how to optimize the gene delivery with FUS-BBBO to small brain regions with MRI-guidance but without a need for a complicated MRI-compatible FUS device. The protocol, also, describes the design of mouse targeting and restraint components that can be 3D-printed by any lab and can be easily modified for different species or custom equipment. To aid reproducibility, the protocol describes in detail how the microbubbles, AAVs, and venipuncture were used in ATAC development. Finally, an example data is shown to guide the preliminary investigations of studies utilizing ATAC.

This protocol delineates steps necessary for the gene delivery through focused ultrasound blood brain barrier (BBB) opening, evaluation of the resulting gene expression, and measurement of neuromodulation activity of chemogenetic receptors through histological tests.

Apertura della barriera emato-encefalica indotta da ultrasuoni focalizzati per il targeting delle strutture cerebrali e la valutazione della neuromodulazione chemiogenetica