著者は、カッペリーニの開発の支援のために博士はディアナアドキンス、博士マーティウッドリー、コールの夫、モニカA.マルドナド、ジャッキーケイン、と博士はティムSchallert春雨処理のテストを開発の支援のため、およびLuチョウに感謝しますテストの処理。 NIH - NINDS（NS05689）とNIH - NIA（1F31AG034032 - 01）からの補助金によって支え。

1。テストの開始の準備<ol><li>未調理のパスタの部分は、カミソリの刃を使用して長さに切断されています。ラットの場合は、スキナーブランドビーフンパスタ（1.5 mmの直径）は7cmの長さにカットされます。マウスの場合は、DeCeccoブランドカペッリーニパスタ（1.0 mmの直径が）2.6 cmの長さ（図1C）にカットされます。パスタのブランドは取り扱い方法に影響を与える可能性テクスチャと直径、それぞれに異なるため、それがパスタの単一のソースが繰り返しテストに使用することをお勧めします。 </li><li>新しいもの嫌いの応答を克服し、ハンドリングのスキルを確立するために、動物は、試験前に自分のホームケージでのパスタの部分に数週間で数回公開されています。 （通常は、露出の5〜10日、約4枚ずつ時間は、十分です。） </li><li>テストはホームケージ以外のチャンバー内に投与される場合、または自宅のケージがテストのために移動した場合、テスト環境で食べることに慣れが提供されています。 （動物はすぐにこの環境でパスタを食べれるまでには通常、3〜5セッションを取ります。） </li><li>動物が熱心にパスタを受け入れるした後でも、大きなカメラは、テストエリアの隣に移動されたとき、彼らは急に寡黙になることができます。馴化セッションのいずれかまたは複数のテスト環境の前にカメラを配置しておくと便利です。 </li><li>ほとんどの動物が行動するので、パスタが非常に嗜好性であるかのように、それは食品試験前にそれらを制限することは必須ではありません。しかし、食品の除去は、数時間前、または一晩実験者とカメラの前で食べやすく、それらがテストの時に補償されないことを保証することができる。 </li><li>食べる時にパスタの部分を分割すると裁判が無効になります。私達は動物を試験に用いたものよりも長いピースを与えれない場合は、この習慣が大幅に回避される発見した。 </li><li>テストセッションのため、パスタの部分は厚紙のテンプレート（春雨とカペッリーニ鎖で0.86センチメートル刻みで1.75センチメートルの刻み）を使用して特定の間隔で微細先端のマーカーでマークされています。これは、食べる時にパスタの鎖の動きの可視化を容易にします。 </li></ol> 2。設定したテスト<ol><li>動物は、ホームケージまたは無傷の、透明な壁を持つ別の装置のいずれかでテストされるべきである、と、テストセッション中にそれらのcagematesから分離する必要があります。 </li><li>ラットを実践実験（アラリら 、2008）によってリアルタイムにテストすることができるものの、定量データがスローモーションビデオの再生中に収集できるように、ビデオ録画によって促進される。我々は彼らの足と速い動きの小さいサイズのため、スローモーションのビデオを再生することなくマウスの前足の動きを確実に定量化することが可能見つかっていない。 </li><li>高フレームレートと十分なズーム付きビデオカメラが使用されます。我々は、通常の部屋の照明条件で少なくとも420 S - 1のシャッタースピードに設定されて16倍ズームレンズをキヤノンXL1Sのカメラを使用してください。パンチルト頭と車輪三脚の使用は、カメラの位置決めを容易にします。 </li><li>ラットは一般的にパスタを食べるために彼らのふんぞり返っていられるほど背筋を伸ばして座ると足が最も簡単に軽く上向きの角度（図1A）で約チャンバーの床のレベルに位置づけカメラで表示されています。削りくずとケージにテストする場合、いくつかの削りくずの除去は、ビューを最適化するために役に立つかもしれません。 </li><li>マウスはラットに比べ角度の多くで一部を保持し、パスタを食べる時に前方に曲げる傾向がある。このように、オープンフロアでテストチャンバーは、ミラーの上に配置されます。カメラが床面よりわずかに高いレベルに配置され、ミラーの足（図の1B）の反射に焦点を下向きに傾斜している。一面のミラーを使用することは、ビデオ再生のための足の明瞭度を改善。 </li><li>パスタピースのそれぞれの一口は、このように、オーディオの録音が食べることを検証するために便利です、音です。 </li></ol> 3。パスタ処理試験の管理<ol><li>テストセッションは、試験ごとに食べoneパスタ片と、シーケンシャル試験で構成されています。我々は通常、ラットとマウスの3〜4試験4〜5の試験からのデータを記録する。 </li><li>ビデオ撮影の前に、パスタの部分は食べることを開始し、適切なカメラビューに動物を移動するためにチャンバ内に配置されます。 </li><li>動物がカメラに直面すると集中し、前肢と、すべての数字の両方で離散的な調整結果を表示する（〜10 - 12X）十分にズームすることが必要です。両方の足の指の関節は表示可能でなければなりません。このカメラで、少なくとも、我々は、関心領域上に狭めるために、唯一の前に裁判の開始にオートフォーカス機能を使用すると便利です。私たちは、その後、マニュアルフォーカスに切り替える。 </li><li>とすぐに動物とカメラが位置しているとして、一審が開始されます。作品は、直接動物とレコーディングの前にドロップまたはdangledれる前に食べて発症に開始されます。 </li><li>その後、試験は即座に連続して与えられます。動物が離れて移動しないようにそれは、試験間の遅延を最小限にすることをお勧め最適な視聴位置から。 </li><li>足がサイドに表示されているか、フォーカスが失われている試験は採点されていません。 </li><li>テストセッションは、事前と事後治療的パターン（。。アラリら 、2008など、中枢神経損傷後の回復）を文書化する、例えば、日間で繰り返すことができます。 </li><li>課題は、カメラに対して相対的な好みの位置に食べるために動物を得てすることができます。それは試験前に数分間、カメラの存在にカメラ嫌いの動物を慣らすことが必要な場合があります。動物は、しばしば理想的な地域でパスタを落としたり、ダングリングによって所定の位置になだめすることができます。与えられた要素の数が満腹感を避けるために最小化されるべきであるけれども、それは、この目的の位置を達成するためにいくつかの部分が必要になる場合があります。 </li><li>いくつかのラットのシーケンシャルテストのために、我々は真ん中の輪三脚のカメラで、円の中に一度に彼らのケージの数を設定すると便利な発見した。作品は、それぞれのケージの理想的な領域にドロップされ、カメラは、最初の適切な位置で食べ始まるラットに移動。これは、低速（位置に食べて）ラットのためのより多くの時間は、カメラと実験者の存在に慣れになることができますし、それらはまた、より高速なラットの痛烈な音で食べるために刺激されることがあります。 </li></ol> 4。前足の調整の定量的なビデオ分析と食べる時間<ol><li>食べる時に前足の調整の分析では、ラットの中枢神経系の損傷後の片側に障害の影響を受けやすいシンプルな定量的な指標です（。アラリら 、2008; Whishaw＆コールズ、1996; Whishaw ら、1997。）及び加齢関連の変更にマウスで（テナントら 、2009）。 </li><li>試験の定量化部分は、パスタの部分が最初に口の中に置かれるときに始まり、パスタの最後は足から放出され、口の中に消えているときに終了します。 </li><li>ビデオ再生は、（リアルタイムの〜50％）鈍化され、または必要に応じてコマ送りを調整を識別するために、使用されています。 </li><li>調整するたびに足リリースと再コンタクトパスタピース、改革が一部で足のホールドがある場合、または数字の拡張子、屈曲または外転、内転（図2）があるかを数えている。各調整は左右の足のために別々に記録されます。 </li><li>足は足のホールドの数字または再配置のない動きとパスタの部分全体にスライドするときの調整はカウントされません 。足の動きはそれがパスタの部分（すなわち、作品の横の動き）と接触していないときにもカウントされません。 </li><li>食べる時間も発症を食べるとパスタが口の中に消えると終わるで始まる、各試験のために記録されます。我々は、ビデオ再生の表示機能を使用して時間を記録するが、それはまた、通常速度の再生中にストップウォッチで記録することができます。 </li><li>動物が食べることで一時停止しますが、一部のホールドを保持している場合、一時停止時間は合計時間から減算されます。食べるのポーズは、可聴痛烈に口または中止の外部分のどちらかの動きによって明らかです。 </li><li>短い断片は、パターンを扱う変更するための試験は、射精の任意の部分の間に、足のビューが隠されている場合の分析から除外、または動物の一部を破るとされる。 </li><li>一部のラットとマウスは一貫して他の複数の足でより多くの調整を行います。怪我は、事前に傷害試験でより多くの調整を行った足（アラリら 、2008）に影響を与える場合一方的な中枢神経系の傷害モデルでは、片側に障害がより敏感に検出されます。 </li><li>マウスは時々食べるの途中でパスタの部分を削除し、そして、短い休憩の後、それを拾うと食べ続ける。これは、一日の最後の裁判で食べる上で部分的な満腹感とフォーカスの喪失が原因の可能性が最も一般的です。これはさらにそのままマウスで共通なので、我々はこれらの試験を省略しないでください。しかし、作品が削除されている時間は合計食べる時間から減算されます。 </li><li>無傷のラットでは、作品をドロップすると、しばしば非常に遅れたり、欠席さを食べるの非定型と再開です。そのような試験は、調整や食事時間の分析から除外されています。 </li><li>前に食べて発症への調整はカウントされません。プリ食い処理の動作は、CNSの損傷に影響されます（例えば、Whishaw ら 、1992;。Whishaw ら 、1986。）、しかし、我々はまだこの時期に前足の調整のための定量的な方法を拡張していない。 </li><li>これらのデータは、以下のようにまとめることができる：（a）個あたり足あたりの調整、個につき（b）の平均摂食時間との調整（調整/時間を食べる）の（c）の速度の平均数。 </li></ol> 5。非定型処理のパターンのビデオ分析<ol><li>非定型処理のパターンは異なる中枢神経系損傷ラットの種類（アラリら 、2008）とrecordiを区別することができますngのこれらの行動は、補足的な分析として有用である。 </li><li>彼らが頻繁に無傷の動物で認められた場合の処理​​パターンが非定型とみなされます。インタクトな動物は通常、1つの足で食べ始める、&quot;把握の足は&quot;、パスタに低く置かれ、&quot;ガイドの足は、&quot;次に口（図3A、C）の近くに配置されます。同じ足では通常、すべての試験で把握の足です。ラットは多くの場合、最初はパスタの長さに沿って遠く離れて足を置き、作品が短くとして、それらを一緒に移動する。マウスは、通常、両方の足を把握し、ガイドの手足さえ食べるの冒頭で、お互いに近い関係に開催されたと、口に近い位置。両方の種において、足はより対称的な位置、横に並べたり、ピースが非常に短い場合、介在する数字がある（図3B、D）に移動します。両方の足を食べる時に、指針となる保有またはパスタを推進するために継続的に使用されています。 </li><li>ラットとマウスの足の位置における非定型パターンは、次のとおりです。パスタの部分が長い場合（A.）は、対称ホールドで、一緒に足を置くこと（半分以上元の長さ）、（B.）に足を移動する失敗作品は完全に消費し、（c）とする前に、対称の位置は、食べるの真っ只中にガイドと把握の手足の位置を切り替える。 </li><li>ラットとマウスの二つの追加の非定型的な動作は以下のとおりです（A.）食べる（&quot;通信に失敗した&quot;）と（B.）を介してパスタを引っ張って口を使用中に長時間用の足とパスタの部分を連絡する失敗前足（&quot;口が引っ張って&quot;）、それらを再配置する。 </li><li>二つの動作は、ラットに対する非定型と考えられるが、マウスのための典型的なものされています：（A.）猫背の姿勢と（B.）始まるを食べた後にパスタの部分を落とす。しかし、マウスのドロップの頻度は、中枢神経系の損傷後に増加する可能性があります。従って、我々は両方の種でドロップ周波数を記録。 </li><li>他の非定型行動はラット片側線条体ドーパミンの枯渇のモデルで確認されています：把握の肢が食べる時に動かない、堅い位置に保持されている（A.）&quot;鉄のグリップ&quot;、、（B.）は、ガイドの足の動きを繰り返す堅い把握の足、および（℃）とパスタが口の中に傾いていると頭の極端な傾斜の周りに（。アラリら 、2008; Whishaw らも参照してください1997年）。 </li><li>我々は、老齢マウスで頻繁に口の中にパスタを移動するための非効果的な調整を行うことを観察した。このように、口の中にパスタピースの目に見える動きでは発生しないの調整が別々に記録されます。 </li><li>他のすべての非定型行動は試験ごとに一度記録されている間、スイッチングガイドと把握手足、お問い合わせに失敗、ドロップ、および引っ張り口は、発生ごとに記録されます。 </li></ol> 6。代表的な結果ビデオ分析の結果は、試験ごとに各足の調整の数とそれぞれのパスタの部分を食べるために時間を含める必要があります。感覚運動皮質病変や脳虚血によるラットの結果から、動物が障害（コントラへの病変）肢、傷害後の1か月間だけ耐える効果がより少ない調整を​​行うことを示している。対側肢との調整の減少と同側の肢（アラリら 、2008）との調整の増加の両方の一方的なドーパミンの枯渇の結果。マウスからの結果は、高齢の動物は、若い成体マウス（テナントら 、2009）と比較して、パスタの部分を食べるのに時間がかかる、と口の中にパスタの発展につながるしないより多くの調整を行うことを示している。これらのテストの分析はまた、非定型処理の動作の観察を含めることができます。線条体損傷と中大脳動脈の閉塞はさらに、異常な食行動（アラリら 、2008）の頻度の増加をもたらした。 <img src="/files/ftp_upload/2076/2076fig1.jpg" alt="図1" /> 図1（A）ラット及び（B）マウスのパスタの取り扱い姿勢。ラットは、足の動きを表示するためにマウスの下の鏡の配置を必要と、パスタの上のマウスの予感しながら、ふんぞり返っていられるほど後ろに座ることに注意してください。 （C）パスタの部分の例としては、テストのために準備。 <img src="/files/ftp_upload/2076/2076fig2.jpg" alt="図2" /> 図2（AC）ラット及び（DF）マウスの例の前足の調整。最初のパネルは調整前の動物を示し、中央のパネルには、調整足（s）を示すアスタリスク（*）で、前足の調整を示して、そして最後のパネルは、パスタピースの交換を示しています。 <img src="/files/ftp_upload/2076/2076fig3.jpg" alt="図3" /> 図3。ガイドとパスタが（、C）の長と（B、D）短い場合、ラットとマウスの四肢の位置を把握する。

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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+contributions+of+motor+cortex,+nigrostriatal+dopamine+and+caudate-putamen+to+skilled+forelimb+use+in+the+rat.">The contributions of motor cortex, nigrostriatal dopamine and caudate-putamen to skilled forelimb use in the rat.</a> Brain. 109, 805-843 (1986).</li></ol>

利害の衝突は宣言されません。

このビデオでは、我々はそれぞれ、春雨とカッペリーニ処理試験がラットとマウスで行われている方法を示します。これらのテストは、脳の運動系の損傷後、またはエージング中、通常の動物で足と桁の機能を研究するために、単純な、定量的な方法です。足と研究者がそれぞれの足で行った調整だけでなく、実験的に誘発中枢神経系の損傷後の見られる異常な行動を観察し定量化するための調理パスタの小さな断片を処理するために使用される数字の動きのスローモーションビデオ分析。テストセッションは、異なる日に繰り返し行われ、ほとんどの動物は、数分以内にセッションのすべての試験を完了することができます。したがって、テストは、大規模なテストのバッテリーや実験計画への組み込みに適しています。テストはまた（Xu ら 、2009）運動技能の学習の研究に使用されるが、ここでは、時間をかけて確立されたスキルのアッセイの変化へのプロトコルを提示することができます。 現在、熟練した広範囲のテストは、ラットの器用な前肢の機能の最も一般的に使用されるテストです（例えば、Whishaw ら 、1986;。Ballermann ら 、2001;。。モントーヤら 、1991）およびマウス（ファー＆Whishaw、2002;テナント＆ジョーンズ、2009;ベアードら 、2001）。。パスタの処理は両手作業であるのに対し、到達テストは、各肢の隔離されたテストを許可する。それにもかかわらず、テストでは、両方のテストのために熟練した前足の機能とスキルの獲得の障害に対する感受性に類似している運動野（Xu ら 、2009）の前肢表現の可塑性を伴います。我々の経験では、到達テストはより複雑で実行するために骨の折れるであり、いくつかの実験的な質問については、本試験では、より効率的な代替手段を提供することがあります。しかし、ここで説明したテストとは異なり、熟練到達テストは数十年の使用（ピーターソン、1934）にされていると、彼らは今非常に敏感な対策とテストパラメータ（Ballermann ら 、2001の多目的なセットを含んでいる;。ファー＆Whishaw、2002;モントーヤら、1991;。Whishawら、1992）。。対照的に、春雨とカッペリーニ処理試験は、ラットの巧みな食品の処理動作（Whishawとコールズ、1996）の比較的最近の特徴付けから延びる。管理と分析の両方で、これらのテストは間違いなく、より正確に細かい数字と両手の動きのパターンを定量化し、舌、口や顎の協調運動を定量化する、など、さらに洗練された、拡張可能性があります。

the vermicelli and capellini handling tests: simple quantitative measures of dexterous forepaw function in rats and mice

行動を食べる齧歯類の前の特徴付けは、食品のピースを操作するための協調前足の動きを使用することを明らかにした。我々は、片側に障害と年齢依存性の変化に敏感な前足の器用さの単純な定量的尺度を開発するには、この作業によって拡張されています。げっ歯類は、熟練した前足と彼らは熱心に消費する細いパスタの部分を、管理するための数字の動きを学びます。我々は以前、ラットでは春雨の取り扱いを定量化するための方法を記載し、措置は一方的な虚血性病変、中大脳動脈の閉塞および片側線条体ドーパミンの枯渇[アルレッド、RP、アドキンス、DL、ウッドリー、MTから生じる前肢障害に対して非常に敏感であることが示されている夫、LC、マルドナドMA、ケイン、JR、Schallert、T.＆ジョーンズ、TA春雨処理試験：ラットの器用な前足の機能の簡単な定量的尺度。<em&gt; J. Neurosci。の方法</em&gt; 170、229〜244（2008）]。ここでは、ラットでのこのテストのためのより詳細なプロトコールを提示し、マウス、カッペリーニ処理テストのための新開発のバージョンと比較します。ラットとマウスは、足の動きのビューを最適化するために置かカメラで、それぞれ、未調理麺やカッペリーニパスタの短い長さを処理しながら録画しています。スローモーションビデオの再生が開始さを食べた後のパスタの部分で、足の、または任意の桁数の任意の明確な取り外しおよび交換のように定義されている前足の調整の識別、することができます。個あたり前足の調整は、各テストセッションあたりの試行の平均値です。繰り返されたテストは、時間をかけて前足の器用さの変化に敏感な定量分析を可能にします。事前テスト慣れとハンドリングの練習のためのプロトコルだけでなく、非定型処理のパターンを特徴づけるための手順は、記載されています。ラットとマウスが若干異なるパスタ処理テストを実行するので、これらのテストの管理および採点の種特異的な違いが強調表示されます。すべての動物の使用は、オースティンの動物実験委員会のテキサス州立大学によって承認されたプロトコールに従った。

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The Vermicelli and Capellini Handling Tests: Simple quantitative measures of dexterous forepaw function in rats and mice

春雨と前足の器用さのカッペリーニ処理テストは、巧みな前足と数字の動きを使って食料品を操作するための齧歯類の自然な傾斜を利用しています。未調理の乾燥パスタの短い鎖を処理している動物はビデオ撮影されています。スローモーションビデオの再生には、前足の調整の定量化が可能になります。

春雨とカッペリーニの処理試験：ラットとマウスの器用な前足の機能の簡単な定量的指標

Previous characterizations of rodent eating behavior have revealed that they use coordinated forepaw movements to manipulate food pieces. We have extended ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

20.8K ビュー.  University of Texas at Austin. 春雨と前足の器用さのカッペリーニ処理テストは、巧みな前足と数字の動きを使って食料品を操作するための齧歯類の自然な傾斜を利用しています。未調理の乾燥パスタの短い鎖を処理している動物はビデオ撮影されています。スローモーションビデオの再生には、前足の調整の定量化が可能になります。

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A Simple and Inexpensive Method for Determining Cold Sensitivity and Adaptation in Mice

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life. The cold plantar assay allows the objective and inexpensive assessment of cold sensitivity in mice, and can quantify both analgesia and hypersensitivity. Mice are acclimated on a glass plate, and a compressed dry ice pellet is held against the glass surface underneath the hindpaw. The latency to withdrawal from the cooling glass is used as a measure of cold sensitivity.
Cold sensation is also important for survival in regions with seasonal temperature shifts, and in order to maintain sensitivity animals must be able to adjust their thermal response thresholds to match the ambient temperature. The Cold Plantar Assay (CPA) also allows the study of adaptation to changes in ambient temperature by testing the cold sensitivity of mice at temperatures ranging from 30 &#176;C to 5 &#176;C. Mice are acclimated as described above, but the glass plate is cooled to the desired starting temperature using aluminum boxes (or aluminum foil packets) filled with hot water, wet ice, or dry ice. The temperature of the plate is measured at the center using a filament T-type thermocouple probe. Once the plate has reached the desired starting temperature, the animals are tested as described above.
This assay allows testing of mice at temperatures ranging from innocuous to noxious. The CPA yields unambiguous and consistent behavioral responses in uninjured mice and can be used to quantify both hypersensitivity and analgesia. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

The Cold Plantar Assay (CPA) measures cold responsiveness between 30 &#176;C and 5 &#176;C, and can also measure cold adaptation. This protocol describes how to use the CPA to measure cold hypersensitivity, analgesia, and adaptation in mice.

マウスにおける低温感受性と適応を決定するためのシンプルで安価な方法

Cold hypersensitivity is a serious clinical problem, affecting a broad subset of patients and causing significant decreases in quality of life.  The cold ...

神経科学

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal cord of the majority of these fiber systems have not been thoroughly investigated in any species. Serotonergic fibers, which project to the spinal cord, have been studied in rats and opossums on histological sections and their functional significance has been deduced based on their fiber termination pattern in the spinal cord. With the development of CLARITY and CUBIC techniques, it is possible to investigate this fiber system and its distribution in the spinal cord, which is likely to reveal previously unknown features of serotonergic supraspinal pathways. Here, we provide a detailed protocol for imaging the serotonergic fibers in the mouse spinal cord using the combined CLARITY and CUBIC techniques. The method involves perfusion of a mouse with a hydrogel solution and clarification of the tissue with a combination of clearing reagents. Spinal cord tissue was cleared in just under two weeks, and the subsequent immunofluorescent staining against serotonin was completed in less than ten days. With a multi-photon fluorescent microscope, the tissue was scanned and a 3D image was reconstructed using Osirix software.

Supraspinal projections are important for pain perception and other behaviors, and serotonergic fibers are one of these fiber systems. The present study focused on the application of the combined CLARITY/CUBIC protocol to the mouse spinal cord in order to investigate the termination of these serotonergic fibers.

CLARITY / CUBIC技術を用いたマウスの脊髄にセロトニン繊維のイメージング

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous system. SC-selective genetic manipulation in living animals is a powerful technique for studying the molecular and cellular mechanisms of SC myelination and demyelination in vivo. While knockout/knockin and transgenic mice are powerful tools for studying SC biology, these methods are costly and time consuming. Viral vector-mediated transgene introduction into the sciatic nerve is a simpler and less laborious method. However, viral methods have limitations, such as toxicity, transgene size constraints, and infectivity restricted to certain developmental stages. Here, we describe a new method that allows selective transfection of myelinating SCs in the rodent sciatic nerve using electroporation. By applying electric pulses to the sciatic nerve at the site of plasmid DNA injection, genes of interest can be easily silenced or overexpressed in SCs in both neonatal and more mature animals. Furthermore, this in vivo electroporation method allows for highly efficient simultaneous expression of multiple transgenes. Our novel technique should enable researchers to efficiently manipulate SC gene expression, and facilitate studies on SC development and function.

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

Here, we present an in vivo technique for gene transfer to Schwann cells (SCs) in the rodent sciatic nerve. This simple technique is useful for investigating signaling mechanisms involved in the development and maintenance of myelinating SCs.

エレクトロポレーションによる齧歯類坐骨神経内のシュワン細胞へのインビボ遺伝子導入で

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

キャピラリーフィーダーアッセイにおいて食物摂取を測定します<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

大人のホールマウントの準備のためのシンプルなワンステップ解剖プロトコル<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;ブレインズ

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

A Simple Approach to Induce Experimental Autoimmune Neuritis in C57BL/6 Mice for Functional and Neuropathological Assessments

Experimental autoimmune neuritis (EAN) is a well-appreciated experimental model of autoimmune peripheral demyelinating diseases. EAN disease is induced by immunizing mice with neurogenic peptides to direct an inflammatory attack toward components of the peripheral nervous system (PNS). Recent advances have enabled the induction of EAN in the relatively resistant C57BL/6 mouse line using myelin protein zero (P0)106-125 or P0180-199 peptides delivered in adjuvant combined with the injection of pertussis toxin. The ability to induce EAN in the C57BL/6 strain allows for the use of the numerous genetic tools that exist on this mouse background, and thus allows the sophisticated study of disease pathogenesis and interrogation of the mechanistic action of novel therapeutics in combination with transgenic approaches. In this study, we demonstrate a simple approach to successfully induce EAN using the P0180-199 peptide in C57BL/6 mice. We also outline a protocol for the assessment of functional deficits that occur in this model, accompanied by an array of neuropathological features. Thus, this model is a powerful experimental model to study the pathogenesis of human peripheral demyelinating neuropathies, and to determine the efficacy of potential therapies that aim to promote myelin repair and protect against nerve damage in autoimmune neuritis.

This report outlines a simple approach to successfully induce experimental autoimmune neuritis (EAN) using the myelin protein zero (P0)180-199 peptide in combination with Freund&#39;s complete adjuvant and pertussis toxin. We present a sophisticated paradigm capable of accurately assessing the extent of functional deficits and neuropathology that occur in this EAN.

機能と神経病理学的評価の c57bl/6 マウスの実験的自己免疫性視神経炎を誘導するための単純なアプローチ

Experimental autoimmune neuritis (EAN) is a well-appreciated experimental model of autoimmune peripheral demyelinating diseases. EAN disease is induced by ...

Intracerebroventricular Treatment with Resiniferatoxin and Pain Tests in Mice

The transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), a thermosensitive cation channel, is known to trigger pain in the peripheral nerves. In addition to its peripheral function, its involvement in brain functions has also been suggested. Resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent TRPV1 agonist, has been known to induce long-term desensitization of TRPV1, and this desensitization has been an alternative approach for investigating the physiological relevance of TRPV1-expressing cells. Here we describe a protocol for intracerebroventricular (i.c.v.) treatment with RTX in mice. Procedures are described for testing nociception to peripheral TRPV1 stimulation (RTX test) and mechanical stimulation (tail pressure test) then follow. Although the nociceptive responses of mice that had been administered RTX i.c.v. were comparable to those of the control groups, RTX-i.c.v.-administered mice were insensitive to the analgesic effect of acetaminophen, suggesting that i.c.v. RTX treatment can induce supraspinal-selective TRPV1 desensitization. This mouse model can be used as a convenient experimental system for studying the role of TRPV1 in brain/supraspinal function. These techniques can also be applied to studies of the central actions of other drugs.

The transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1) in the supraspinal region has been suggested to play some roles in the brain function. Described here is a protocol for intracerebroventricular injection of resiniferatoxin for supraspinal TRPV1 desensitization in mice. Procedures for some pain tests are also presented.

マウスにおけるリントレブレブロナートキシンと疼痛検査によるイントレーブレブロナーチキュラー治療

The transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), a thermosensitive cation channel, is known to trigger pain in the peripheral nerves. In ...

Electrophysiological Investigations of Retinogeniculate and Corticogeniculate Synapse Function

The lateral geniculate nucleus is the first relay station for the visual information. Relay neurons of this thalamic nucleus integrate input from retinal ganglion cells and project it to the visual cortex. In addition, relay neurons receive top-down excitation from the cortex. The two main excitatory inputs to the relay neurons differ in several aspects. Each relay neuron receives input from only a few retinogeniculate synapses, which are large terminals with many release sites. This is reflected by the comparably strong excitation, the relay neurons receive, from retinal ganglion cells. Corticogeniculate synapses, in contrast, are simpler with few release sites and weaker synaptic strength. The two synapses also differ in their synaptic short-term plasticity. Retinogeniculate synapses have a high release probability and consequently display a short-term depression. In contrast, corticogeniculate synapses have a low release probability. Corticogeniculate fibers traverse the reticular thalamic nuclei before entering the lateral geniculate nucleus. The different locations of the reticular thalamic nucleus (rostrally from the lateral geniculate nucleus) and optic tract (ventro-laterally from the lateral geniculate nucleus) allow stimulating corticogeniculate or retinogeniculate synapses separately with extracellular stimulation electrodes. This makes the lateral geniculate nucleus an ideal brain area where two excitatory synapses with very different properties impinging onto the same cell type, can be studied simultaneously. Here, we describe a method to investigate the recording from relay neurons and to perform detailed analysis of the retinogeniculate and corticogeniculate synapse function in acute brain slices. The article contains a step-by-step protocol for the generation of acute brain slices of the lateral geniculate nucleus and steps for recording activity from relay neurons by stimulating the optic tract and corticogeniculate fibers separately.

Here, we present protocols for the preparation of acute brain slices containing the lateral geniculate nucleus and the electrophysiological investigation of retinogeniculate and corticogeniculate synapses function. This protocol provides an efficient way to study synapses with the high-release and low-release probability in the same acute brain slices.

網膜原生殖器およびコルチコゲン化シナプス機能の電気生理学的調査

The lateral geniculate nucleus is the first relay station for the visual information. Relay neurons of this thalamic nucleus integrate input from retinal ...

3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of sciatic nerve injury rodent models. In this protocol, we describe a novel kinematic analysis method that uses a three-dimensional (3D) motion capture apparatus for functional evaluations using a rat sciatic nerve crush injury model. First, the rat is familiarized with treadmill walking. Markers are then attached to the designated bone landmarks and the rat is made to walk on the treadmill at the desired speed. Meanwhile, the posterior limb movements of the rat are recorded using four cameras. Depending on the software used, marker tracings are created using both automatic and manual modes and the desired data are produced after subtle adjustments. This method of kinematic analysis, which uses a 3D motion capture apparatus, offers numerous advantages, including superior precision and accuracy. Many more parameters can be investigated during the comprehensive functional evaluations. This method has several shortcomings that require consideration: The system is expensive, can be complicated to operate, and may produce data deviations due to skin shifting. Nevertheless, kinematic analysis using a 3D motion capture apparatus is useful for performing functional anterior and posterior limb evaluations. In the future, this method may become increasingly useful for generating accurate assessments of various traumas and diseases.

We introduce a kinematic analysis method that uses a three-dimensional motion capture apparatus containing four cameras and data processing software for performing functional evaluations during fundamental research involving rodent models.

坐骨神経クラッシュ損傷のラットモデルにおける機能的評価のための3D運動学的解析

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of ...

Quantitative Measurement of Intrathecally Synthesized Proteins in Mice

Cerebrospinal fluid (CSF), a fluid found in the brain and the spinal cord, is of great importance to both basic and clinical science. The analysis of the CSF protein composition delivers crucial information in basic neuroscience research as well as neurological diseases. One caveat is that proteins measured in CSF may derive from both intrathecal synthesis and transudation from serum, and protein analysis of CSF can only determine the sum of these two components. To discriminate between protein transudation from the blood and intrathecally produced proteins in animal models as well as in humans, CSF protein profiling measurements using conventional protein analysis tools must include the calculation of the albumin CSF/serum quotient (Qalbumin), a marker of the integrity of the blood-brain interface (BBI), and the protein index (Qprotein/Qalbumin), an estimate of intrathecal protein synthesis. This protocol illustrates the entire procedure, from CSF and blood collection to quotients and indices calculations, for the quantitative measurement of intrathecal protein synthesis and BBI impairment in mouse models of neurological disorders.

Elevated spinal fluid protein levels can either be the result of diffusion of plasma protein across an altered blood-brain barrier or intrathecal synthesis. An optimized testing protocol is presented in this article that helps to discriminate both cases and provides quantitative measurements of intrathecally synthesized proteins.

マウスにおけるインテコール内合成タンパク質の定量測定

Cerebrospinal fluid (CSF), a fluid found in the brain and the spinal cord, is of great importance to both basic and clinical science. The analysis of the ...