1。サンプルの調製<ol><li>細胞濃度は、測定器の動作範囲（3,000〜500,000細胞/ mLタイプMカセットの、またはタイプSカセットの3,000〜250万細胞/ mL）の範囲内であるようにORFLO希釈剤または適当な希釈剤で細胞懸濁液を希釈する。 </li><li> 1:20〜1:5の希釈（タイプMカセット）、または1：05希釈（タイプSカセット）への希釈は、ほとんどの哺乳動物細胞株に推奨されませんが、適切な希釈は細胞の種類や播種密度に依存します。正確なカウントに必要な量は約75μLです。 </li></ol> 2。実行サンプル<ol><li>電源ボタンを押すとホーム画面が表示されることにMoxi Zをオンにします。 </li><li>トレイを押し下げて、Moxi Z. ピペット75μLサンプルにカセットを挿入します...画面が表示されます。 </li><li>ピペットカセットの充填ポートに75μLのサンプル（青い楕円形の測定器に挿入されたカセットの端に応じて1または2）、標識した。これらは2つのテストに使用することができます使い捨てカセットです。注：プレース先端がウェルのフロントリップの下にキャッチされるように〜45°の角度でも直接ローディングピペットチップ。調剤するときは、カセットを入力するように空気のポケットを引き起こす可能性として真空流体の調剤の &quot;出世&quot;しないことが重要である。これは、調剤中にも上の流体の形の小さなビーズ（エントリのサイズも）を持っていることをお勧めします。 </li><li>ほとんどの哺乳動物細胞を計数するため、開始するにはどこでも画面をタッチします。非常に小さい粒子（タイプMの4から8μmの平均粒径は、タイプS 3-8μmの平均粒径）をカウントするため、Moxi Zは小粒子のモードで実行することができます。注記：カセットの種類は、画面上部の黒いバーに表示されます。このモードでは、Moxi Zがデフォルトとしては2〜10μmの直径のスケールを設定し、カウントuを実行します。小さな細胞の検出のために最適化されたパラメータを歌います。 ここにタッチテストを開始し、このモードで実行する小さな粒子のモードボタン （黒い四角）を押します。 </li><li> Moxi Zテストを開始し、細胞数の結果は、約8秒（タイプMカセット）、または15秒（タイプSカセット）で完了します。 </li><li>カーブフィッティングとMVIの計算が自動的に開始し、わずか数秒で追加する必要があります。適切なフィットが見つかった場合、結果は、自動的に画面に表示されます。 </li><li> ゲートのデフォルトの取得モードを作るために、ゲート·モードに切り替えるには、 カーブフィットカウントボタンを押してください。 </li><li>この時点で、カセットユニットから削除することができます。 </li></ol> 3。データの管理<ol><li> 自動モードのスケーリングがオフになっている場合、結果は最初にカーブフィット2から34μmの直径スケール（タイプMカセット）のカウントまたは2月26日μに対して表示されますM（タイプSカセット）。 Automode（自動モード）スケーリングがオンになっている場合は、Moxi Zは、自動的にすべてのカーブフィットデータが表示されている確保しながら、カーブフィット人口の幅に近い範囲を横軸（x軸）にスケールします。 </li><li> 自動モードのスケーリング、手動でより高い解像度で結果を表示するには、オフになっている場合は、2-26μmのアイコン（タイプM）または2月18日μmのアイコン（タイプS）をタッチします。注記：カセットの種類は画面の左上に青色のボックスに示されています。カーブフィッティング機能などだけでなく、視覚的にデータのニュアンスを識別するユーザの能力の両方を向上させるために小さな細胞または粒子をカウントする場合、これは推奨されています。 </li><li>水平解像度を増加させる時には、スケーリングのボタンをクリックすると、動的に利用可能なx軸の範囲の間にサイクリングを可能にするために調整されます：2から34、2-26、2-18、およびType Mカセット2-10ミクロン、または2 -26、2-18、およびType Sカセット2-10μmである。この機能は、毎日ご利用いただけます細胞数の直後にBLE。 </li><li>カーブフィットまたはゲート領域のカウント情報は、（細胞/ ml）、ヒストグラムの左側の下に黒いボックスに表示されます。意味セルサイズ情報がヒストグラムの右側の下に黒いボックスに表示されます。 </li><li> MVIの値は、ヒストグラムの右上にある青色のボックスに表示されます。テストは、小粒子モードで実行されている場合は、MVIは適用されませんと &quot;MVI = SPM&quot;と表示されます。細胞の濃度は、MVIの動作範囲の外にある場合はさらに、 &quot;範囲のMVI = out&quot;のメッセージが表示されます。 </li><li>現在のヒストグラムを保存するには、 完了アイコンをタッチします。このXXXは対応するテストの番号です &quot;テストXXX&quot;という名前のデータを保存します。 </li><li>手動でゲートにヒストグラムは、 カーブフィットのカウント結果のボタンを切り替えるには触れないでください。これはゲートのデフォルトの取得モードになります。その後ゲートを​​設定したり、目をタップする各青ゲートマーカーをスライドさせマーカーの間に微細なゲートを調整用の電子左と右の矢印（これらは青ゲートマーカーに触れない時に表示されます）セルのみがカウントされます。ヒストグラムの垂直スケールは自動的にカーブフィット人口の振幅に基づいてスケーリングされます。この垂直スケールを調整するには、ヒストグラム領域でスワイプは、画面を上下に動かします。 </li><li>カーブフィットモードの表示に戻り、カーブフィットモードのデフォルトの取得モードを作るためにゲートのカウント結果のボタンをタッチします。 </li><li>その結果を保存し、 ホーム画面に戻るには、 完了アイコンを押してください。結果を削除するには、恒久的にテストの結果を削除するには、いつでも削除]アイコンを押します。 </li></ol> 4。以前に取得したデータの分析<ol><li>保存されたテストを開くには、 ホーム画面のヒストグラムアイコンを押してください。 </li><li>最大9つの保存されたヒストグラムのアイコンが画面に表示されます。興味のあるテストのために適切なアイコンを押すか、または複数のテスト結果を表示するにはアイコンがダウンPage Upキーまたは Page を押してください 。 </li><li>各ヒストグラムは、それが保存された方法に応じて、 カーブフィット·カウント·モードまたはゲートカウントモードのいずれかで開かれます。 ゲートカウントモードでは、ゲートマーカーは、それぞれ独立して青ゲートマーカーをスライドさせ、必要に応じて配置することができます。 オートゲートは、所望のピークに触れることによって。 ゲートカウントとカーブフィット·カウント·モードを切り替えるに触れないでください。 </li><li>ヒストグラムの垂直スケールを調整するズームとUnzoomアイコンを押します。縦軸のスケールは、垂直に下に表示アップ（増加する）または（減少する）上で指をスワイプすることで変更できます。 </li><li>恒久的にテストの結果を削除するには、[削除]アイコンを押します。 </li><li> に Doneアイコンを押してくださいテスト結果を閉じてホーム画面に戻ります。 （注：ズームビューが保存されません。） </li></ol> 5。 PCへのデータ転送<ol><li>データは、PCまたはMacにMoxi Z USBケーブルを差し込むことによってOrfloのMoxichartアプリケーションを使用してPCまたはUSB転送経由で転送することができます。 Bluetoothの転送のために（MoxiChart）、最初のMoxi Zユニットのホーム画面のBluetoothアイコンを押すことにより、ユニットのBluetoothのIDを決定します。 </li><li>コンピュータ上で、MoxiChartアプリケーションを開き、右上隅にあるBluetoothアイコンをクリックします。その後、Moxi ZのBluetooth IDに対応するデバイスを選択し、アップロードしたファイルの保存先フォルダを選択します。 </li><li> Moxichartは、自動的にBluetooth接続を介して、指定したディレクトリにすべてのファイルを転送します。 </li><li>ブルートゥース（MoxiChart）またはUSBで転送されたファイルが開かれ、analyすることができますそれらがフォーマットされているため、MoxiChartアプリケーションと直接アルファベットのゼットまたは。csvファイルは、直接それらをさらにカスタム/分析のために、Microsoft Excelや他のデータ解析プログラムで開くことができます。 </li></ol> 6。代表的な結果 Moxi Zの精度と正確さを評価するために、0-500,000細胞からの範囲の濃度とHEK-293細胞、HeLa細胞、CHO-K1、酵母、ジャーE6-1細胞、PC12細胞、および高精度キャリブレーションビーズ懸濁液のカウント/ mLの（タイプMカセット）と0-2-2.5E 6細胞/ ml（タイプSカセット）をカウントし、すべての哺乳動物細胞はアメリカンタイプカルチャーコレクション（ATCC）から入手したコールターZ2とMoxi Zを用いて比較したと前述した7月11日として培養した。簡潔に、細胞をRPMI 1640（ジャーE6-1、PC12）、MEM（HEK-293、HeLa細胞）細胞、またはF12K（CHO-K1）細胞の核となるメディアと75ミリメートル2組織培養フラスコ中で懸濁液中で培養した。すべてのメディアは、を添加した10％ウシ胎児血清、100 U penicillin/100μgのストレプトマイシン。フラスコは、5％CO 2で37℃インキュベーターで維持した。細胞は3日毎に継代した。酵母細胞（X5、C.アルビカンスは、Vin 13）は提供された直後に寄贈され、使用されました。タイプMのカセットのデータおよびタイプSカセットのために〜2-2.5E 6細胞/ mlの〜500,000個の細胞/ mlの初期サンプル濃度はコールターZ2を使用して確立されました。その後の理論的な濃度レベルは生理的なバッファ（ISOTON IIまたはハンクス平衡塩類溶液）で段階希釈により調製された。各濃度では、同一のサンプルは、両方のシステムで測定した、お互いに対してプロットした。 図2に示すように、すべてのサンプルのカウントの間に強い線形相関（タイプM R 2&gt; 0.9886、SタイプR 2&gt; 0.9781）がありました。濃度はまたMoxi ZとZ2の両方を持つ理論上の期待される/細胞濃度と比較した（ <strオング&gt;図3）と再び強い線形相関（タイプM R 2&gt; 0.9758、SタイプR 2&gt; 0.9774）を示した。 精度を評価するために、HEK-293およびHeLa細胞数をコールターZ2、Moxi Z、および血球を用いて行った。 Moxi Z（タイプMカセット）、コールターZ2と血球を用いて細胞数の変動（CVは、n = 19）の平均係数はCVの20〜30万細胞/ mlの範囲内の5つの個別のカウントから測定して算出した。 Moxi Zの小さい平均CV（ 図4）は Z2のそれに匹敵するとコールターベースの計数技術を持つ唯一の達成精度の高いレベルの代表です。 Moxi Z機器のサイジング精度が購入した、高精度キャリブレーションポリスチレンビーズの測定により、次の評価を行った。 Moxi Zから平均粒径の測定（N = 5）は、メーカーに報告のサイズに対してプロットした。 iを見ることができるようにnは、図5に示すように 、Moxi Zの測定値は一貫して高い線形相関（r 2 = 0.9989）とメーカーの値と一致していた。 サイズと数の情報だけでなく、Moxi Zが報告されたMoxi生存率指数（MVI）の値を持つ哺乳動物細胞培養の健康の試薬フリー、一般的なアセスメントを提供しています。このインデックスは、総微粒子数に関して興味のある集団の細胞数の比から生成されます。 MVI測定機能を実証するために、MVIの測定値（タイプMカセット）は、標準マニュアルおよびフローサイトメトリーLIVE / DEADの測定技術と比較した。死んだ（&lt;10％生存）HEK-293、HeLa細胞の集団は、37℃希釈剤（ISOTON II、ベックマン·コールター）を含む栄養フリー、フッ化ナトリウム℃で生きている細胞の一晩インキュベーションを介して作成された制御理論的な可能性のレベルは、レシオメトリック生細胞と死細胞の既知濃度を混合することにより調製した。解像度ultingソリューションは、血球数、フローサイトメーター測定の両方で重複しての生存率のレベルを分析した。血球の測定は、0.1％トリパンブルー溶液と細胞の伝統的な50/50混合物を用いて行った。フローサイトメトリーの測定はViacount試薬とメーカーが指定したプロトコル（メルク）を使用して、グアバPCAメーター（メルク）を用いて行った。 図6に示すように、HEK細胞とHeLa細胞&quot;の類似した血球の生存率にMVIデータの線形フィットの&quot; Pearsonの相関係数の値は（R 2）R 2はそれぞれ= 0.9937とR 2 = 0.9728であった。これらの結果は、このアプローチは、フローサイトメトリーまたは血球計算板を用いて得られたLIVE / DEAD測定に好意的に比較し、細胞生存率の広い範囲にわたって文化の健康情報を提供することを示している。 テーブルとフィギュア（Dittami ら 、2011年から。）15： 図1。薄膜コールター計数：電気電流が薄膜カセットのセルセンシングゾーンを介して渡されます。細胞がCSZを介して単一のファイルをフローとして、電圧の瞬間的な増加はMoxi Z.によって測定される<img alt="図2" src="/files/ftp_upload/3842/3842fig2.jpg" /> 図2。 Moxi Zカウントは Moxi Zカウントのカウント値（N = 3-4）に対してプロットした平均化コールターZ2カウントに匹敵しています。細胞とビーズ懸濁液の同一カウントコールターZ2とMoxi Z.の両方を使用してカウントしたコールター対応Z2数と線形近似のR 2値が決定した。 A）タイプMカセット - 0の濃度範囲 - 500,000細胞/ ml。 B）タイプSカセット- 0の濃度範囲- 2 2.5E 6 / ml.Errorバーが示す±1標準偏差を。 図3。 Moxi Z濃度の測定対理論上の細胞濃度。 A）タイプMカセット-理論濃度値を初期500,000個の細胞/ mlのサンプルの連続希釈液から調製したB）タイプSカセット- 2.5E 6細胞/ mlのサンプル-理論濃度の値は、2つの初期の段階希釈から調製した。エラーバーは±1標準偏差を示しています。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/3842/3842fig4.jpg" /> 図4。コールターZ2、Moxi Z（タイプMカセット）と、血球の変動係数。HEK-293と、各アプローチのHeLa細胞数の変動の平均係数（CV、N = 19）が、別の5から測定したCVSを使って計算した20万でHEK-293、HeLa細胞のカウント - 300,000細胞/ mlの範囲。エラーバーは±1標準偏差を示しています。 図5。 Moxi Z-Moxi Zを使用した粒径測定の精度は、ビーズの大きさを測定した（タイプMカセット）対メーカーは、ビーズの大きさを報告した。エラーバーは±1標準偏差を示しています。 <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/3842/3842fig6.jpg" /> 図6。 MVIを用いて培養健康評価-血球計算板を用いた視覚、トリパンブルーのステンド生存カウント対MVI測定（タイプMカセット）とグアバPCA Viacount生存率の比較。

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	<li>Fernyhough, M. E., Helterline, D. L., Vierck, J. L., Hill, R. A., Dodson, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coulter+counter+use+in+the+enumeration+of+muscle+and+fat+stem+cells.">Coulter counter use in the enumeration of muscle and fat stem cells.</a> Methods. Cell. Sci. 25, 221-225 (2003).</li><li>Blades, A. N., Flavell, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+the+use+of+the+Coulter+model+D+electronic+cell+counter+in+clinical+haematology.">Observations on the use of the Coulter model D electronic cell counter in clinical haematology.</a> J. Clin. Pathol. 16, 158-163 (1963).</li><li>Morris, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Particle+Size+Analysis+of+Beer+Solids+using+a+Coulter+Counter.">Particle Size Analysis of Beer Solids using a Coulter Counter.</a> J. Inst. Brew. 90, 162-166 (1984).</li><li>Marth, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electronic+Somatic+Cell+Counting+Procedure.">Electronic Somatic Cell Counting Procedure.</a> Standard Methods for the Examination of Dairy Products. , 134-140 (1978).</li><li>Parks, L. R., Jurbergs, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Number+and+size+distribution+of+particles+in+cellulosic+solutions.">Number and size distribution of particles in cellulosic solutions.</a> J. Appl. Polym. Sci. 11, 193-199 (1960).</li><li>Davis, R. E., Green, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automatic+platelet+counting+with+the+Couler+particle+counter.">Automatic platelet counting with the Couler particle counter.</a> J. Clin. Pathol. 20, 777-779 (1967).</li><li>Dittami, G. D., Rabbitt, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrically+evoking+and+electrochemically+resolving+quantal+release+on+a+microchip.">Electrically evoking and electrochemically resolving quantal release on a microchip.</a> Lab on a Chip. 10, 30-35 (2010).</li><li>Nahreini, P., Hanson, A., Prasad, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-yield+production+of+recombinant+antibody+fragments+in+HEK-293+cells+using+sodium+butyrate.">High-yield production of recombinant antibody fragments in HEK-293 cells using sodium butyrate.</a> BioTechiques. 34, 968-972 (2003).</li><li>Escuyer, V., Collier, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anthrax+Protective+Antigen+Interacts+with+a+Specific+Receptor+on+the+surface+of+CHO-K1+Cells.">Anthrax Protective Antigen Interacts with a Specific Receptor on the surface of CHO-K1 Cells.</a> Infection and Immunity. 59, 3381-3386 (1991).</li><li>Isaacs, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Borrelia+bugdorferi+bind+to+epithelial+cell+proteoglycans.">Borrelia bugdorferi bind to epithelial cell proteoglycans.</a> J. Clin. Invest. 93, 809-819 (1994).</li><li>Saito, Y., Takahashi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+selenoprotein+P+as+a+selenium+supply+protein.">Characterization of selenoprotein P as a selenium supply protein.</a> Eur. J. Biochem. 269, 5746-5751 (2002).</li><li>Kataoka, S., Tsuruo, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physician+Education:+Apoptosis.">Physician Education: Apoptosis.</a> Oncologist. 1, 399-401 (1996).</li><li>Liegler, T. J., Hyun, W., Yen, T. S., Stites, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+and+quantification+of+live,+apoptotic,+and+necrotic+human+peripheral+lymphocytes+by+single-laser+flow+cytometry.">Detection and quantification of live, apoptotic, and necrotic human peripheral lymphocytes by single-laser flow cytometry.</a> Clin. Diagn. Lab Immunol. 2, 369-376 (1995).</li><li>Sheridan, J. W., Bishop, C. J., Simmons, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biophysical+and+morphological+correlates+of+kinetic+change+and+death+in+a+starved+human+melanoma+cell+line.">Biophysical and morphological correlates of kinetic change and death in a starved human melanoma cell line.</a> J. Cell. Sci. 49, 119-137 (1981).</li><li>Dittami, G. M., Rabbitt, R. D., Ayliffe, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ORFLO+Moxi+Z:+Revolutionizing+electronic+cell+count+accuracy+and+cell+viability+estimates+through+curve+fitting.">ORFLO Moxi Z: Revolutionizing electronic cell count accuracy and cell viability estimates through curve fitting.</a> Life Science Magazine, VWR International. , (2011).</li></ol>

グレゴリーM. DittamiとHE AyliffeはOrflo技術、設計、製造、販売してMoxi Z.リチャード·D·ラビットがOrflo技術に支払われたコンサルティングの専門知識、パートタイムを提供している会社の従業員です。 この記事への生産とフリーアクセスがOrfloテクノロジーズが主催しています。

基礎となる実装は、コールターのアプローチは、測定の全体的な精度の高い決定論的なことができます。重要な領域は、2つ以上のセルが同時に開口部を通過し、単一の電気のイベントとして測定される &quot;偶然のイベント&quot;の生細胞数の補正である。 &quot;偶然のイベントは&quot;セルサイズとクラスタリングの程度（Davisら1967）6を含む多くの要因によって異なりますエラーに貢献しています。結果として、任意のサンプルに必要な一致補正は広く細胞/粒子型の間でも同一の細胞型の異なる文化の間で変化させ、予測することはできません。コー​​ルター社の初期の出版物に根ざした理論を確立し、観測された出来事と経験的に決められ、粒子固有の補正係数、zの数に基づいて、生のカウントの対数調整を適用することを意味する。正確なカウントが正しくトンを達成することができますが、自分の補正アルゴリズムは、それは細胞の種類と正確にその値を予測する上で対応する難しさとの間のz値の大きな変動に起因する、その実用性が制限されています。ここで、偶然の補正アルゴリズムと組み合わせてMoxi Zカーブフィッティングによって識別された &quot;真の&quot;セルの数を使用して、Moxi Zは、動的に真の濃度を達成するために偶然を補正します。 500,000個の細胞/ mlの（タイプMカセット）、3000 - 2 - -2.5E 6細胞/ ml（タイプSカセット）ハイエンドコールターZ2を使用して得られた結果と比較すると、Moxi Zが0の濃度範囲にわたって同等のカウントを生成する。さらに、Moxi Zはカウントの変化と同様の係数が低いと、金本位制、細胞計数にコールター·技術の特徴である粒子サイジングの精度で、このカウント精度を実現しています。 また、ここで提示されたデータはMoxi Zは貴重な情報を提供することができることを示し細胞培養の全体的な健康に関する。 Moxi Zは、この培養健康診断を決定するために独自のソフトウェアアルゴリズムを使用してカーブフィッティングアプローチを活用しています。このような離れて壊す、ブレブ形成などの細胞死に関連付けられている形態学的変化、および体積歪（片岡鶴、1996年Lieglerら、1995、シェリダンら1981）12月14日は 、それが可能Moxi-Zの間impedimetricの違いを区別するために作る集団と死細胞/残骸集団住んでいます。 MVIは、粒子の破片、縮んだ壊死細胞、および利息のカーブフィット細胞集団の相対的な寄与を識別するために、文化/粒子サイズ分布を解析することによって生成されます。 MVIの値は、それによって全体の粒子集団のプロファイルに関して単人口数の人口インデックスまたはレシオメトリック測定を反映しています。次に、この値は、アルゴリズム、調整ベースの人口統計と経験的な観察である。 Becaus電子MVIは、伝統的な染色のアプローチ以外のパラメータを見て、それはこれらのテクニックをミラーリングすることが期待ではなく、細胞培養の健康に貴重な代替ビューを提供し、特に破片や微生物の汚染に関してされていません。 要約すると、Moxi-Zセルカウンターは、コールター原理と特許取得済みの薄膜センサー技術と組み合わせてカーブフィッティングソフトウェア·アルゴリズムを使用して、セル数、セルサイズ、セルの健康の正確な、再現可能なアッセイを提供する超小型のベンチトップ測定器です。 8秒で、 - 直径25ミクロン（34ミクロン2のダイナミックレンジ - ）タイプMカセットでは4に至るまでの粒子を計数することが可能です。 15秒で、 - 直径20ミクロン（26ミクロン2のダイナミックレンジ - ）タイプSカセットでそれは3つに至るまでの粒子を計数することが可能です。さらに、Moxi-Zは、試薬を使用せずに健康診断を行います。それははるかに少ない労働積分ですnsiveとマニュアルカウントよりも主観的。標準コールター計数と比較して、Moxiは、大幅に小さく高速で、より多くの情報を提供するかなり少ないメンテナンスを必要とし、使用する方が簡単で、コストのほんの一部です。

<table border="1" ><tbody><tr><td> 試薬の名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> コメント </td></tr><tr><td> ORFLO希釈</td><td> ORFLO </td><td> MXA006 </td><td></td></tr><tr><td>カセットディスペンサー</td><td> ORFLO </td><td></td><td>便利な調剤のための25カセットまでの店舗</td></tr><tr><td> USBケーブル</td><td> ORFLO </td><td></td><td> PC / Macまたは電源アダプタに機器を接続する</td></tr><tr><td>電源アダプタ（米国およびEUのモデルのみ） </td><td> ORFLO </td><td></td><td> USBケーブルは、ACコンセントに接続します</td></tr><tr><td> USBフラッシュドライブ</td><td> ORFLO </td><td></td><td>店舗モックス私はZのソフトウェアおよびユーザーマニュアル</td></tr><tr><td>キャリブレーションチェックビーズ</td><td> ORFLO </td><td></td><td></td></tr><tr><td>電子校正カセット</td><td> ORFLO </td><td></td><td>適切なシステム動作とキャリブレーションを検証するための電子カセット</td></tr></tbody></table>

determination of mammalian cell counts, cell size and cell health using the moxi z mini automated cell counter

Particle and cell counting is used for a variety of applications including routine cell culture, hematological analysis, and industrial controls1-5. A critical breakthrough in cell/particle counting technologies was the development of the Coulter technique by Wallace Coulter over 50 years ago. The technique involves the application of an electric field across a micron-sized aperture and hydrodynamically focusing single particles through the aperture. The resulting occlusion of the aperture by the particles yields a measurable change in electric impedance that can be directly and precisely correlated to cell size/volume. The recognition of the approach as the benchmark in cell/particle counting stems from the extraordinary precision and accuracy of its particle sizing and counts, particularly as compared to manual and imaging based technologies (accuracies on the order of 98% for Coulter counters versus 75-80% for manual and vision-based systems). This can be attributed to the fact that, unlike imaging-based approaches to cell counting, the Coulter Technique makes a true three-dimensional (3-D) measurement of cells/particles which dramatically reduces count interference from debris and clustering by calculating precise volumetric information about the cells/particles. Overall this provides a means for enumerating and sizing cells in a more accurate, less tedious, less time-consuming, and less subjective means than other counting techniques6.
Despite the prominence of the Coulter technique in cell counting, its widespread use in routine biological studies has been prohibitive due to the cost and size of traditional instruments. Although a less expensive Coulter-based instrument has been produced, it has limitations as compared to its more expensive counterparts in the correction for "coincidence events" in which two or more cells pass through the aperture and are measured simultaneously. Another limitation with existing Coulter technologies is the lack of metrics on the overall health of cell samples. Consequently, additional techniques must often be used in conjunction with Coulter counting to assess cell viability. This extends experimental setup time and cost since the traditional methods of viability assessment require cell staining and/or use of expensive and cumbersome equipment such as a flow cytometer.
The Moxi Z mini automated cell counter, described here, is an ultra-small benchtop instrument that combines the accuracy of the Coulter Principle with a thin-film sensor technology to enable precise sizing and counting of particles ranging from 3-25 microns, depending on the cell counting cassette used. The M type cassette can be used to count particles from with average diameters of 4 - 25 microns (dynamic range 2 - 34 microns), and the Type S cassette can be used to count particles with and average diameter of 3 - 20 microns (dynamic range 2 - 26 microns). Since the system uses a volumetric measurement method, the 4-25 microns corresponds to a cell volume range of 34 - 8,180 fL and the 3 - 20 microns corresponds to a cell volume range of 14 - 4200 fL, which is relevant when non-spherical particles are being measured. To perform mammalian cell counts using the Moxi Z, the cells to be counted are first diluted with ORFLO or similar diluent. A cell counting cassette is inserted into the instrument, and the sample is loaded into the port of the cassette. Thousands of cells are pulled, single-file through a "Cell Sensing Zone" (CSZ) in the thin-film membrane over 8-15 seconds. Following the run, the instrument uses proprietary curve-fitting in conjunction with a proprietary software algorithm to provide coincidence event correction along with an assessment of overall culture health by determining the ratio of the number of cells in the population of interest to the total number of particles. The total particle counts include shrunken and broken down dead cells, as well as other debris and contaminants. The results are presented in histogram format with an automatic curve fit, with gates that can be adjusted manually as needed.
Ultimately, the Moxi Z enables counting with a precision and accuracy comparable to a Coulter Z2, the current gold standard, while providing additional culture health information. Furthermore it achieves these results in less time, with a smaller footprint, with significantly easier operation and maintenance, and at a fraction of the cost of comparable technologies.

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Determination of Mammalian Cell Counts, Cell Size and Cell Health Using the Moxi Z Mini Automated Cell Counter

Moxi Zミニチュア自動セルカウンターは、特許取得済みの薄膜センサー技術とサイジングを実行するために、独自のソフトウェアアルゴリズムを使用して、粒子の幅広いサイズの範囲のカウントだけでなく、単分散の全体的な健全性を判断するコールター原理を組み合わせた斬新な楽器です哺乳動物細胞培養。このプロトコルは培養細胞の健康をカウントし、評価するための本器の使用方法について説明します。

Moxi Zミニ自動セルカウンターを用いた哺乳類細胞数、細胞サイズと細胞の健康の決定

Particle and cell counting is used for a variety of applications including routine cell culture, hematological analysis, and industrial controls1-5. A ...

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Research

JoVE Journal

Biology

24.5K ビュー.  Orflo Technologies. Moxi Zミニチュア自動セルカウンターは、特許取得済みの薄膜センサー技術とサイジングを実行するために、独自のソフトウェアアルゴリズムを使用して、粒子の幅広いサイズの範囲のカウントだけでなく、単分散の全体的な健全性を判断するコールター原理を組み合わせた斬新な楽器です哺乳動物細胞培養。このプロトコルは培養細胞の健康をカウント?...

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Long-term Imaging Mammalian Cells using Wide-Field Microscopy

広視野顕微鏡を用いて長期的なイメージング哺乳類細胞

生物学

Pulse-chase Analysis of N-linked Sugar Chains from Glycoproteins in Mammalian Cells

Attachment of the Glc3Man9GlcNAc2 precursor oligosaccharide to nascent polypeptides in the ER is a common modification for secretory proteins. Although this modification was implicated in several biological processes, additional aspects of its function are emerging, with recent evidence of its role in the production of signals for glycoprotein quality control and trafficking. Thus, phenomena related to N-linked glycans and their processing are being intensively investigated. Methods that have been recently developed for proteomic analysis have greatly improved the characterization of glycoprotein N-linked glycans. Nevertheless, they do not provide insight into the dynamics of the sugar chain processing involved. For this, labeling and pulse-chase analysis protocols are used that are usually complex and give very low yields. We describe here a simple method for the isolation and analysis of metabolically labeled N-linked oligosaccharides. The protocol is based on labeling of cells with [2-3H] mannose, denaturing lysis and enzymatic release of the oligosaccharides from either a specifically immunoprecipitated protein of interest or from the general glycoprotein pool by sequential treatments with endo H and N-glycosidase F, followed by molecular filtration (Amicon). In this method the isolated oligosaccharides serve as an input for HPLC analysis, which allows discrimination between various glycan structures according to the number of monosaccharide units comprising them, with a resolution of a single monosaccharide. Using this method we were able to study high mannose N-linked oligosaccharide profiles of total cell glycoproteins after pulse-chase in normal conditions and under proteasome inhibition. These profiles were compared to those obtained from an immunoprecipitated ER-associated degradation (ERAD) substrate. Our results suggest that most NIH 3T3 cellular glycoproteins are relatively stable and that most of their oligosaccharides are trimmed to Man9-8GlcNAc2. In contrast, unstable ERAD substrates are trimmed to Man6-5GlcNAc2 and glycoproteins bearing these species accumulate upon inhibition of proteasomal degradation.

We describe a method for analysis of the alteration of N-linked glycans through the early life of glycoproteins after their biosynthesis in mammalian cells. This is achieved by pulse-chase analysis of metabolically labeled glycans, enzymatic release from glycoproteins and examination by HPLC.

哺乳動物細胞での糖タンパク質からN -結合型糖鎖のパルス - チェイス分析

Attachment of the Glc3Man9GlcNAc2 precursor oligosaccharide to nascent polypeptides in the ER is a common modification for secretory proteins. Although ...

Using an Automated Cell Counter to Simplify Gene Expression Studies: siRNA Knockdown of IL-4 Dependent Gene Expression in Namalwa Cells

The use of siRNA mediated gene knockdown is continuing to be an important tool in studies of gene expression.  siRNA studies are being conducted not only to study the effects of downregulating single genes, but also to interrogate signaling pathways and other complex interaction networks.  These pathway analyses require both the use of relevant cellular models and methods that cause less perturbation to the cellular physiology.  Electroporation is increasingly being used as an effective way to introduce siRNA and other nucleic acids into difficult to transfect cell lines and primary cells without altering the signaling pathway under investigation. There are multiple critical steps to a successful siRNA experiment, and there are ways to simplify the work while improving the data quality at several experimental stages.  To help you get started with your siRNA mediated gene knockdown project, we will demonstrate how to perform a pathway study complete from collecting and counting the cells prior to electroporation through post transfection real-time PCR gene expression analysis.  The following study investigates the role of the transcriptional activator STAT6 in IL-4 dependent gene expression of CCL17 in a Burkitt lymphoma cell line (Namalwa).  The techniques demonstrated are useful for a wide range of siRNA-based experiments on both adherent and suspension cells.  We will also show how to streamline cell counting with the TC10 automated cell counter, how to electroporate multiple samples simultaneously using the MXcell electroporation system, and how to simultaneously assess RNA quality and quantity with the Experion automated electrophoresis system.

This procedure describes a quick and easy workflow to introduce siRNA into difficult to transfect cell lines and follow gene expression by real-time PCR. Use of an automated cell counter, multi-well electroporation plate, and automated electrophoresis station provide quick and reliable results without the need for expensive robotic handling.

ナマルバ細胞におけるIL - 4依存性遺伝子発現のsiRNAのノックダウン：遺伝子発現研究を簡素化する自動化セルカウンターの使い方

The use of siRNA mediated gene knockdown is continuing to be an important tool in studies of gene expression.  siRNA studies are being conducted not only ...

MISSION esiRNA for RNAi Screening in Mammalian Cells

RNA interference (RNAi) is a basic cellular mechanism for the control of gene expression. RNAi is induced by short double-stranded RNAs also known as small interfering RNAs (siRNAs). The short double-stranded RNAs originate from longer double stranded precursors by the activity of Dicer, a protein of the RNase III family of endonucleases. The resulting fragments are components of the RNA-induced silencing complex (RISC), directing it to the cognate target mRNA. RISC cleaves the target mRNA thereby reducing the expression of the encoded protein1,2,3. RNAi has become a powerful and widely used experimental method for loss of gene function studies in mammalian cells utilizing small interfering RNAs.
Currently two main methods are available for the production of small interfering RNAs. One method involves chemical synthesis, whereas an alternative method employs endonucleolytic cleavage of target specific long double-stranded RNAs by RNase III in vitro. Thereby, a diverse pool of siRNA-like oligonucleotides is produced which is also known as endoribonuclease-prepared siRNA or esiRNA. A comparison of efficacy of chemically derived siRNAs and esiRNAs shows that both triggers are potent in target-gene silencing. Differences can, however, be seen when comparing specificity. Many single chemically synthesized siRNAs produce prominent off-target effects, whereas the complex mixture inherent in esiRNAs leads to a more specific knockdown10.
In this study, we present the design of genome-scale MISSION esiRNA libraries and its utilization for RNAi screening exemplified by a DNA-content screen for the identification of genes involved in cell cycle progression. We show how to optimize the transfection protocol and the assay for screening in high throughput. We also demonstrate how large data-sets can be evaluated statistically and present methods to validate primary hits. Finally, we give potential starting points for further functional characterizations of validated hits.

Here we use a human esiRNA library in a high-throughput screen for genes involved in cell division. We demonstrate how to set up and conduct an esiRNA screens, as well as how to analyze and validate the results.

哺乳動物細胞におけるRNAiスクリーニングのためのミッションesiRNA

RNA interference (RNAi) is a basic cellular mechanism for the control of gene expression. RNAi is induced by short double-stranded RNAs also known as ...

Determining Cell Number During Cell Culture using the Scepter Cell Counter

Counting cells is often a necessary but tedious step for in vitro cell culture. Consistent cell concentrations ensure experimental reproducibility and accuracy. Cell counts are important for monitoring cell health and proliferation rate, assessing immortalization or transformation, seeding cells for subsequent experiments, transfection or infection, and preparing for cell-based assays. It is important that cell counts be accurate, consistent, and fast, particularly for quantitative measurements of cellular responses.
Despite this need for speed and accuracy in cell counting, 71% of 400 researchers surveyed1 who count cells using a hemocytometer. While hemocytometry is inexpensive, it is laborious and subject to user bias and misuse, which results in inaccurate counts. Hemocytometers are made of special optical glass on which cell suspensions are loaded in specified volumes and counted under a microscope. Sources of errors in hemocytometry include: uneven cell distribution in the sample, too many or too few cells in the sample, subjective decisions as to whether a given cell falls within the defined counting area, contamination of the hemocytometer, user-to-user variation, and variation of hemocytometer filling rate2.
To alleviate the tedium associated with manual counting, 29% of researchers count cells using automated cell counting devices; these include vision-based counters, systems that detect cells using the Coulter principle, or flow cytometry1. For most researchers, the main barrier to using an automated system is the price associated with these large benchtop instruments1.
The Scepter cell counter is an automated handheld device that offers the automation and accuracy of Coulter counting at a relatively low cost. The system employs the Coulter principle of impedance-based particle detection3 in a miniaturized format using a combination of analog and digital hardware for sensing, signal processing, data storage, and graphical display. The disposable tip is engineered with a microfabricated, cell- sensing zone that enables discrimination by cell size and cell volume at sub-micron and sub-picoliter resolution. Enhanced with precision liquid-handling channels and electronics, the Scepter cell counter reports cell population statistics graphically displayed as a histogram.

The Scepter Cell Counter is a handheld automated device that can be used to count cells, monitor cell diameter and volume, and be used to check the health and quality of cellular populations from one culture to the next.

セプターのセルカウンターを用いて細胞培養中の細胞数の決定

Counting cells is often a necessary but tedious step for in vitro cell culture. Consistent cell concentrations ensure experimental reproducibility and ...

Analysis of Cell Cycle Position in Mammalian Cells

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of cell proliferation underlies the pathology of diseases like cancer. As such there is great need to be able to investigate cell proliferation and quantitate the proportion of cells in each phase of the cell cycle. It is also of vital importance to indistinguishably identify cells that are replicating their DNA within a larger population. Since a cell&prime;s decision to proliferate is made in the G1 phase immediately before initiating DNA synthesis and progressing through the rest of the cell cycle, detection of DNA synthesis at this stage allows for an unambiguous determination of the status of growth regulation in cell culture experiments.
DNA content in cells can be readily quantitated by flow cytometry of cells stained with propidium iodide, a fluorescent DNA intercalating dye. Similarly, active DNA synthesis can be quantitated by culturing cells in the presence of radioactive thymidine, harvesting the cells, and measuring the incorporation of radioactivity into an acid insoluble fraction. We have considerable expertise with cell cycle analysis and recommend a different approach. We Investigate cell proliferation using bromodeoxyuridine/fluorodeoxyuridine (abbreviated simply as BrdU) staining that detects the incorporation of these thymine analogs into recently synthesized DNA. Labeling and staining cells with BrdU, combined with total DNA staining by propidium iodide and analysis by flow cytometry1 offers the most accurate measure of cells in the various stages of the cell cycle. It is our preferred method because it combines the detection of active DNA synthesis, through antibody based staining of BrdU, with total DNA content from propidium iodide. This allows for the clear separation of cells in G1 from early S phase, or late S phase from G2/M. Furthermore, this approach can be utilized to investigate the effects of many different cell stimuli and pharmacologic agents on the regulation of progression through these different cell cycle phases.
In this report we describe methods for labeling and staining cultured cells, as well as their analysis by flow cytometry. We also include experimental examples of how this method can be used to measure the effects of growth inhibiting signals from cytokines such as TGF-&beta;1, and proliferative inhibitors such as the cyclin dependent kinase inhibitor, p27KIP1. We also include an alternate protocol that allows for the analysis of cell cycle position in a sub-population of cells within a larger culture5. In this case, we demonstrate how to detect a cell cycle arrest in cells transfected with the retinoblastoma gene even when greatly outnumbered by untransfected cells in the same culture. These examples illustrate the many ways that DNA staining and flow cytometry can be utilized and adapted to investigate fundamental questions of mammalian cell cycle control.

Determining the cell cycle position of a population of cells, or understanding how signals affect proliferation, can be readily measured by flow cytometry using this protocol. We report a simple experimental approach to staining cells and quantifying their position in the cell cycle.

哺乳動物細胞における細胞周期の位置の解析

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of ...

Pull-down of Calmodulin-binding Proteins

Calcium (Ca2+) is an ion vital in regulating cellular function through a variety of mechanisms. Much of Ca2+ signaling is mediated through the calcium-binding protein known as calmodulin (CaM)1,2. CaM is involved at multiple levels in almost all cellular processes, including apoptosis, metabolism, smooth muscle contraction, synaptic plasticity, nerve growth, inflammation and the immune response. A number of proteins help regulate these pathways through their interaction with CaM. Many of these interactions depend on the conformation of CaM, which is distinctly different when bound to Ca2+ (Ca2+-CaM) as opposed to its Ca2+-free state (ApoCaM)3.
While most target proteins bind Ca2+-CaM, certain proteins only bind to ApoCaM. Some bind CaM through their IQ-domain, including neuromodulin4, neurogranin (Ng)5, and certain myosins6. These proteins have been shown to play important roles in presynaptic function7, postsynaptic function8, and muscle contraction9, respectively. Their ability to bind and release CaM in the absence or presence of Ca2+ is pivotal in their function. In contrast, many proteins only bind Ca2+-CaM and require this binding for their activation. Examples include myosin light chain kinase10, Ca2+/CaM-dependent kinases (CaMKs)11 and phosphatases (e.g. calcineurin)12, and spectrin kinase13, which have a variety of direct and downstream effects14.
The effects of these proteins on cellular function are often dependent on their ability to bind to CaM in a Ca2+-dependent manner. For example, we tested the relevance of Ng-CaM binding in synaptic function and how different mutations affect this binding. We generated a GFP-tagged Ng construct with specific mutations in the IQ-domain that would change the ability of Ng to bind CaM in a Ca2+-dependent manner. The study of these different mutations gave us great insight into important processes involved in synaptic function8,15. However, in such studies, it is essential to demonstrate that the mutated proteins have the expected altered binding to CaM.
Here, we present a method for testing the ability of proteins to bind to CaM in the presence or absence of Ca2+, using CaMKII and Ng as examples. This method is a form of affinity chromatography referred to as a CaM pull-down assay. It uses CaM-Sepharose beads to test proteins that bind to CaM and the influence of Ca2+ on this binding. It is considerably more time efficient and requires less protein relative to column chromatography and other assays. Altogether, this provides a valuable tool to explore Ca2+/CaM signaling and proteins that interact with CaM.

Calmodulin (CaM) pull-down assay is an effective way to investigate the interaction of CaM with various proteins. This method uses CaM-sepharose beads for efficient and specific analysis of CaM-binding proteins. This provides an important tool to explore CaM signaling in cellular function.

プルダウンカルモジュリン結合タンパク質の

Calcium (Ca2+) is an ion vital in regulating cellular function through a variety of mechanisms. Much of Ca2+ signaling is mediated through the ...

Measurement of Heme Synthesis Levels in Mammalian Cells

Heme serves as the prosthetic group for a wide variety of proteins known as hemoproteins, such as hemoglobin, myoglobin and cytochromes. It is involved in various molecular and cellular processes such as gene transcription, translation, cell differentiation and cell proliferation. The biosynthesis levels of heme vary across different tissues and cell types and is altered in diseased conditions such as anemia, neuropathy and cancer. This technique uses [4-14C] 5-aminolevulinic acid ([14C] 5-ALA), one of the early precursors in the heme biosynthesis pathway to measure the levels of heme synthesis in mammalian cells. This assay involves incubation of cells with [14C] 5-ALA followed by extraction of heme and measurement of the radioactivity incorporated into heme. This procedure is accurate and quick. This method measures the relative levels of heme biosynthesis rather than the total heme content. To demonstrate the use of this technique the levels of heme biosynthesis were measured in several mammalian cell lines.

Altered intracellular heme levels are associated with common diseases such as cancer. Thus, there is a need to measure heme biosynthesis levels in diverse cells. The goal of this protocol is to provide a fast and sensitive method to measure and compare the levels of heme synthesis in different cells.

哺乳動物細胞におけるヘム合成レベルの測定

Heme serves as the prosthetic group for a wide variety of proteins known as hemoproteins, such as hemoglobin, myoglobin and cytochromes. It is involved in ...

Generation of Plasmid Vectors Expressing FLAG-tagged Proteins Under the Regulation of Human Elongation Factor-1&#945; Promoter Using Gibson Assembly

Gibson assembly (GA) cloning offers a rapid, reliable, and flexible alternative to conventional DNA cloning methods. We used GA to create customized plasmids for expression of exogenous genes in mouse embryonic stem cells (mESCs). Expression of exogenous genes under the control of the SV40 or human cytomegalovirus promoters diminishes quickly after transfection into mESCs. A remedy for this diminished expression is to use the human elongation factor-1 alpha (hEF1&#945;) promoter to drive gene expression. Plasmid vectors containing hEF1&#945; are not as widely available as SV40- or CMV-containing plasmids, especially those also containing N-terminal 3xFLAG-tags. The protocol described here is a rapid method to create plasmids expressing FLAG-tagged CstF-64 and CstF-64 mutant under the expressional regulation of the hEF1&#945; promoter. GA uses a blend of DNA exonuclease, DNA polymerase and DNA ligase to make cloning of overlapping ends of DNA fragments possible. Based on the template DNAs we had available, we designed our constructs to be assembled into a single sequence. Our design used four DNA fragments: pcDNA 3.1 vector backbone, hEF1&#945; promoter part 1, hEF1&#945; promoter part 2 (which contained 3xFLAG-tag purchased as a double-stranded synthetic DNA fragment), and either CstF-64 or specific CstF-64 mutant. The sequences of these fragments were uploaded to a primer generation tool to design appropriate PCR primers for generating the DNA fragments. After PCR, DNA fragments were mixed with the vector containing the selective marker and the GA cloning reaction was assembled. Plasmids from individual transformed bacterial colonies were isolated. Initial screen of the plasmids was done by restriction digestion, followed by sequencing. In conclusion, GA allowed us to create customized plasmids for gene expression in 5 days, including construct screens and verification.

Generation of Plasmid Vectors Expressing FLAG-tagged Proteins Under the Regulation of Human Elongation Factor-1&amp;#945; Promoter Using Gibson Assembly

Synthesis of custom plasmids is labor and time consuming. This protocol describes the use of Gibson assembly cloning to reduce the work and duration of custom DNA cloning procedure. The protocol described also produces reliable tagged protein constructs for mammalian expression at similar cost to the traditional cut-and-paste DNA cloning.

ギブソンアセンブリを使用して、ヒト伸長因子1αプロモーターの制御下でFLAGタグ化タンパク質を発現するプラスミドベクターの作製

Gibson assembly (GA) cloning offers a rapid, reliable, and flexible alternative to conventional DNA cloning methods. We used GA to create customized ...

Direct Protein Delivery to Mammalian Cells Using Cell-permeable Cys2-His2 Zinc-finger Domains

Due to their modularity and ability to be reprogrammed to recognize a wide range of DNA sequences, Cys2-His2 zinc-finger DNA-binding domains have emerged as useful tools for targeted genome engineering. Like many other DNA-binding proteins, zinc-fingers also possess the innate ability to cross cell membranes. We recently demonstrated that this intrinsic cell-permeability could be leveraged for intracellular protein delivery. Genetic fusion of zinc-finger motifs leads to efficient transport of protein and enzyme cargo into a broad range of mammalian cell types. Unlike other protein transduction technologies, delivery via zinc-finger domains does not inhibit enzyme activity and leads to high levels of cytosolic delivery. Here a detailed step-by-step protocol is presented for the implementation of zinc-finger technology for protein delivery into mammalian cells. Key steps for achieving high levels of intracellular zinc-finger-mediated delivery are highlighted and strategies for maximizing the performance of this system are discussed.

Direct Protein Delivery to Mammalian Cells Using Cell-permeable Cys2-His2 Zinc-finger Domains

Zinc-finger domains are intrinsically cell-permeable and capable of mediating protein delivery into a broad range of mammalian cell types. Here, a detailed step-by-step protocol for implementing zinc-finger technology for intracellular protein delivery is presented.

細胞透過性のCysを用いて哺乳動物細胞への直接タンパク質送達<sub&gt; 2</sub&gt; -His<sub&gt; 2</sub&gt;ジンクフィンガードメイン

Due to their modularity and ability to be reprogrammed to recognize a wide range of DNA sequences, Cys2-His2 zinc-finger DNA-binding domains have emerged ...