我々は、ビデオのナレーションのためにウィリアム·T·エッカートに感謝します。グラスウールプロトコルの開発は、米国環境保護庁（EPA）STARグラントR831630によって資金を供給腸リスク（WAHTER研究）のためのウィスコンシン州の水と衛生試験の一部であった。アラスカのサンプルは、USGSからの財政支援とA.リーブス、A.ラミー、AとB Meixellによって収集された。貿易、製品または会社名のいずれかを使用するだけの記述を目的としており、米国政府による是認を意味するものではありません。

1。ガラスウールの準備<ol><li>フィルタの各バッチの前と行った後、10％漂白剤溶液を用いて作業領域を滅菌する。 </li><li>手袋とガウンを着用します。少なくとも20分間121°C、15 psiでオートクレーブでバケットを殺菌。滅菌したバケットにグラスウールを配置します。 </li><li>逆浸透水のガラスウールを飽和させ、15分間浸漬しましょう​​。 </li><li>バケツからの逆浸透水を排出します。 </li><li> 1 M HClでグラスウールを飽和させ、15分間浸漬しましょう​​。 </li><li>バケットから1 M HClを排出します。 </li><li>逆浸透水のガラスウールを洗浄します。 </li><li>混和します。 </li><li> pH試験紙を用いてpHをチェックし、中性のpHが達成されるまでリンス逆浸透水を繰り返します。 </li><li>すすぎ水を注ぐ。 </li><li> 1 M NaOHでグラスウールを飽和させ、15分間浸漬しましょう​​。 </li><li>バケットから1 M NaOHを排出します。 </li><li> R中性pHが達成されるまで逆浸透リンスEPEAT。 </li><li>すすぎ水を注ぐ。 </li><li>バケットの代わりに、ガラスウールの洗濯機は、設計のガラスピペットワッシャー（図1）に類似している、構築することができます。 </li><li> pHを6.8に調整した緩衝生理食塩水（PBS）、滅菌リン酸で完全にグラスウールをカバーしています。 </li><li>すぐに準備されたガラスウールを使用して、または4℃で保存それは、最大2週間まで保存できます。使用する前に、それは時間の経過とともに上昇するようpHが中性であることを確認してください。 pHが中性でない場合は、滅菌リン酸を使用して再リンス液（pH 6.8）緩衝生理食塩水。 </li></ol> 2。ガラスウールフィルタを組み立てる<ol><li> PVCキャップに11月16日インチの穴を開けると男性アダプタナイロン継手は、キャップにねじ込むことができるようにスレッドをタップします。このステップは、最初のアセンブリが​​必要である。その後、キャップは、長年使用することができます。テフロンを適用します。ナイロン継手スレッドとキャップのネジにテープで固定します。 </li><li>グラスウールの小片と塩ビ管を詰める。タイトなパックに、車のエンジンバルブのように、金属製のプランジャーを使用しています。パッキンが大きな力を必要としません。タイトな十分なグラスウールが所定の位置に留まるように梱包し、チャネルが形成されません。ただし、これをしっかりと水がフィルターを通って流れることができないパックはありません。フィルタは40から60のpsiの圧力で水栓に接続されているときに適切に梱包する場合は、分あたり4〜5リットルの流量は達成可能でなければなりません。このプロトコルで指定された塩ビ管のサイズは、約85グラムを洗浄し、充填したガラスウールは、パイプごとに使用されています。風袋洗浄したガラスウール入りトップローディングバランスとパックの空の塩ビ管パイプの質量は85グラムを増加させるまで。 </li><li>接続されているオスアダプタナイロン継手PVCキャップにポリプロピレンメッシュを挿入します。 </li><li>塩ビ管のねじ部分にテフロンテープを適用します。 </li><li> PVC pにPVCキャップのネジイペとラベルつのフィルタ端の流入と、もう一方の端流出​​。これは、溶出ステップの後に重要である。どちらの端には流入は関係ありませんというラベルが付いています。 </li><li>注射器をひっくり返したカテーテルを使用してフィルタに液（pH = 6.8）緩衝生理食塩水、滅菌リン酸60mLのを押してください。過剰反対側の端を出てきます。 </li><li>ラップは、漏れを避けるためにパラフィルムでしっかりと終了します。フィルタは、4℃で30日間まで保存することができます</li></ol> 3。サンプリング<ol><li> 0.525パーセントのNaClO（すなわち、標準的な家庭用漂白剤の10％溶液）で30分間の項目を循環または浸漬することにより、サンプリングに使用されるチューブを滅菌する。次亜塩素酸塩溶液を排出することによって、これをフォローし、逆浸透水の1リットル〜2％の株式無水チオ硫酸ナトリウム溶液25mlを加えることによって行われた0.05％チオ硫酸ナトリウムとの中和。 </li><li> 7.5より大きいpHの試料水については、HClで6.5〜7.0にpHを調整します。塩酸濃度は0.25の範囲で指定できます1 M 4リットルにM 0.5 M HClは水の周囲のpHと緩衝能力に応じて、一般的に2つの800リットルのサンプルで十分です。蠕動ポンプまたはベンチュリ（図2）を使用して、サンプリング中に塩酸を注入します。ポンプの速度またはターゲットのpHを達成するためにベンチュリー開度を調整します。フィールドのpHメータを使用してサンプルラインの出口でのpHを測定します。 </li><li>グラスウールフィルター目詰まりであれば、高濁度水からプレフィルターを使用しています。 （プレフィルターとその住宅の仕様は、材料のリストをオンラインにあります。）病原体は、それがガラスウールフィルタ（下記参照）と一緒に溶出されている必要がありプレによって捕捉粒子に付着することができるので。 </li><li> 2〜4リットル/分の流量を調整します。典型的なサンプル量は200〜1500リットルです。 </li><li>最大48時間まで4℃でプラスチックの滅菌袋のガラスウールフィルターとストアを外します。 </li></ol> 4。溶出<ol><li>リングに貼りグラスウールフィルターポリプロピレンボトルに下向きのサンプル流入端に立っている。サンプルフローの方向の反対を溶出させる。 </li><li>フィルタに9.5のpHは0.05 Mグリシンの滅菌3％牛肉エキス80 mLを押してください。 </li><li> 15分間待ちます。 </li><li>フィルタに9.5のpHは0.05 Mグリシンの滅菌3％牛肉エキスの別の80 mLを押してください。 </li><li>泡は、フィルタ入口から出てくるまで、徹底したエアフィルターを押してください。 </li><li> 1 M HClで7.0〜7.5に溶出液のpHを調整します。 </li><li>ストア4で溶出°Cより長い期間の最大24時間のために、または-20°Cで。 </li><li> 1が使用されている場合、プレフィルターを溶出させる。を外し、ハウジングカートリッジの上部と滅菌手袋をはめた手で固定プレを保持しながら住宅内のすべての残留水を捨てる。 </li><li>住宅カートリッジからプレフィルターを取り外し、15 &quot;x 6&quot;のジップロック袋にそれをスリップ。 </li><li> 0.05 M gに滅菌3％牛肉抽出物200mLを注ぐジップロックの袋にしっかりとシールに9.5のpHを有するリシン。 </li><li>表面全体が牛肉エキスに接触して確保するために袋詰めプレを数回反転します。 </li><li>時折反転および袋プレフィルターをマッサージし、15分間待ちます。 </li><li>ジップロックを開きます。プレフィルターの周りグリップバッグはしっかりと、できるだけ多くの牛肉エキスと絞り出すと、滅菌手袋をはめた手でプレフィルターを引き出します。 </li><li>ポリプロピレン瓶に牛肉エキスの溶出液を注ぎます。 </li><li> 1M HClで7.0〜7.5に溶出液のpHを調整します。 </li><li>ストア4で溶出°Cより長い期間の最大24時間のために、または-20°Cで。プレ溶出液を別々に病原体のために分析やガラスウールフィルター溶出液と組み合わせることができます。 </li></ol><sパンクラス= &quot;pdflinebreak&quot;&gt; 5。代表的な結果<table border="1"><tbody><tr><td> 病原体 </td><td> 水の濁度レベル（NTU） </td><td> 量シード/ L、B、C、D </td><td> ％回収率±1 SD </td><td> 数の独立した試験 </td></tr><tr><td>エンテロウイルス、ポリオセービンIII </td><td> 0.5 </td><td> 500 </td><td> 81パーセント±11 </td><td> 7 </td></tr><tr><td>エンテロウイルスポリオセービンIII </td><td> 0.5 </td><td> 5000 </td><td> 67パーセント±12 </td><td> 8 </td></tr><tr><td>エンテロウイルス、ポリオセービンIII </td><td> 215 </td><td> 500 </td><td> 59パーセント±32 </td><td> 7 </td></tr><tr><td>エンテロウイルス、ポリオセービンIII </td><td> 215 </td><td> 5000 </td><td> 38パーセント±22 </td><td> 6 </td></tr><tr><td>エンテロウイルス、ポリオセービンIII </td><td> 447 </td><td> 500 </td><td> 56パーセント±18 </td><td> 8 </td></tr><tr><td>エンテロウイルス、ポリオセービンIII </td><td> 447 </td><td> 5000 </td><td> 63パーセント±37 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> クリプトスポリジウム </td><td> 0.5 </td><td> 5 </td><td> 38パーセント±14 </td><td> 7 </td></tr><tr><td> クリプトスポリジウム </td><td> 0.5 </td><td> 50 </td><td> 53パーセント±19 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> 泣くptosporidiumクリ</td><td> 215 </td><td> 5 </td><td> 40パーセント±16 </td><td> 7 </td></tr><tr><td> クリプトスポリジウム </td><td> 215 </td><td> 50 </td><td> 30パーセント±6 </td><td> 6 </td></tr><tr><td> クリプトスポリジウム </td><td> 447 </td><td> 5 </td><td> 33パーセント±13 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> クリプトスポリジウム </td><td> 447 </td><td> 50 </td><td> 28パーセント±11 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> サルモネラ菌 </td><td> 0.5 </td><td> 5 </td><td> 29パーセント±24 </td><td> 7 </td></tr><tr><td> サルモネラ菌 </td><td> 0.5 </td><td> 500 </td><td> 56パーセント±16 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> サルモネラ菌 </td><td> 215 </td><td> 5 </td><td> 32パーセント±24 </td><td> 7 </td></tr><tr><td> サルモネラ菌 </TD&gt; <td> 215 </td><td> 500 </td><td> 34パーセント±11 </td><td> 6 </td></tr><tr><td> サルモネラ菌 </td><td> 447 </td><td> 5 </td><td> 34パーセント±18 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> サルモネラ菌 </td><td> 447 </td><td> 500 </td><td> 31パーセント±24 </td><td> 8 </td></tr></tbody></table><ol class="lalpha"><li>ネフェロメ濁度単位</li><li>ゲノムコピー/ Lとして、定量PCRによって列挙されたエンテロウイルス</li><li> C.parvumのは、オーシストと免疫蛍光法により列挙</li><li> S. entericaのは、コロニー形成ユニットとして、文化によって列挙</li></ol>様々な水の濁度と病原体密度の表1のガラスウールの濃度。 <table border="1"><tbody><tr><td> 病原体 </td><td> 水のサンプルの場所 </td><td> 量シード/ L </td><td> ％レコ<html>非常に</td></tr><tr><td>鳥インフルエンザH5N2 </td><td> Sundi湖、アンカレッジ自治区</td><td> 2500 </td><td> 42.9パーセント</td></tr><tr><td>鳥インフルエンザH5N2 </td><td>ミントフラッツ、フェアバンクスノーススターボロー</td><td> 2500 </td><td> 36.7パーセント</td></tr><tr><td>鳥インフルエンザH5N2 </td><td> Portageの谷、アンカレッジ自治区</td><td> 2500 </td><td> 7.8パーセント</td></tr><tr><td>鳥インフルエンザH5N2 </td><td>ポッターマーシュ、アンカレッジ自治区</td><td> 2500 </td><td> 41.5パーセント</td></tr><tr><td>鳥インフルエンザH5N2 </td><td>柳湖、ユーコン-コユークク川自治区</td><td> 2500 </td><td> 15.5パーセント</td></tr></tbody></table><ol class="lalpha"><li>ゲノムコピー/ Lとして、定量PCRによって測定し</li></ol>アラスカ州の5つのサイトからの水を使って鳥インフルエンザウイルスの表2のガラスウールの濃度。 les/ftp_upload/3930/3930fig1.jpgの &quot;alt =&quot;図1 &quot;/&gt; 図1ガラスウールワッシャーの図。これはすすぎから時間を節約し、バケットの代わりに使用できます。コンセプトは、ガラスピペットワッシャーに似ています。 <img src="/files/ftp_upload/3930/3930fig2.jpg" alt="図2" /> 蠕動ポンプにより、酸注入と図2のガラスウールろ過。ポンプチューブは、水の蛇口、ガラスウールフィルタの間にサンプルラインに酸を導入する &quot;T&quot;コネクタに注意してください。 pH調整は、サンプリングされた水は、pH&gt; 7.5を持っている場合にのみ必要です。 グラスウールフィルタは、濁度レベルと病原体の密度（表1）の広い範囲で水から病原体を濃縮するのに有効である。これをテストするには、脱塩素水道水20リットルは、濁度の望ましいレベルを達成するために乾燥したシルト壌土（0、1.27、または2.75グラム/ L）と混合し、その後、様々な密度で病原体を播種した。水グラスウールフィルターに通した、溶出液中の濃縮された病原体は、列挙され、この値は、回収率の計算で分母であった。 、回収率計算の分母である水に病原体を播種量は、最初の病原体を列挙し、負の溶出液に病原体を播種することにより決定した。負の溶出液は、フィルターを介してシーディング20リットルのサンプルを渡して溶出することにより調製した。負の溶出液中に播種し、病原体を定量化するグラスウールフィルタによって作成されたマトリックスの違いから生じる可能性が病原体列挙の違いを回避することができます。定量PCRによる病原体を定量化するこのステップの重要性はランバーらに説明されています。3。 20リットル陰性対照サンプルは、回収率の計算を混乱させることができるネイティブな病原体の存在がなかったかを判断するためにガラスウール濾過によって濃縮した。 10μmの公称孔径プレワット濁度レベルが≥215 NTUたときなどに使用。 ポリオウイルスは、ランバーらで説明しています。3セカンダリ濃度および核酸抽出手順と、プライマーおよびプローブを用いたリアルタイム定量PCRによって定量した。 クリプトスポリジウムは、ポリオウイルスの二次濃縮操作によって作成され、最終的な濃縮されたサンプル量（FCSV）で定量した。オーシストは免疫蛍光（MeriFluor クリプトスポリジウム及びジアルジアの検出キット、メリディアンライフサイエンス社、シンシナティ、オハイオ州）により可視化した。 サルモネラ菌は、XLD寒天上にメッキによりFCSVで定量した（Remel、オーバーランドパーク、カンザス州）と、コロニー形成カウントユニット。 グラスウールフィルタは、鳥インフルエンザウイルス（表2）に集中するのに有効である。低病原性鳥インフルエンザウイルス（H5N2）は、アラスカ州のいくつかの場所から水に播種し、abovを説明したように回収率が計算されたE。二次濃縮および核酸の手順は、ポリオウイルスと同様に行われた。ウイルスは、スパックマンらに記載のプライマーとプローブを用いて、定量PCRにより定量した4。

<ol>
	<li>US Environmental Protection Agency. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+1623:+Cryptosporidium+and+Giardia+in+Water+by+Filtration/IMS/FA.">Method 1623: Cryptosporidium and Giardia in Water by Filtration/IMS/FA.</a> EPA 815-R-05-002. , (2012).</li><li>Cashdollar, J. L., Dahling, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+a+method+to+re-use+electropositive+cartridge+filters+for+concentrating+viruses+from+tap+and+river+water.">Evaluation of a method to re-use electropositive cartridge filters for concentrating viruses from tap and river water.</a> J. Virol. Methods. 132, 13-17 (2006).</li><li>Lambertini, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+enteroviruses,+adenoviruses,+and+noroviruses+from+drinking+water+by+use+of+glass+wool+filters.">Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74, 2990-2996 (2008).</li><li>Spackman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+real-time+reverse+transcription+PCR+assay+for+Type+A+influenza+virus+and+the+avian+H5+and+H7+hemagglutinin+subtypes.">Development of a real-time reverse transcription PCR assay for Type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes.</a> J. Clin. Microbiol. 40, 3256-3260 (2002).</li><li>Environment Agency. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimisation+of+a+new+method+for+detection+of+viruses+in+groundwater.">Optimisation of a new method for detection of viruses in groundwater.</a> Report No. NC/99/40. , (2000).</li><li>Vilagin&#233;s, P., Sarrette, B., Husson, G., Vilaginés, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glass+wool+for+virus+concentration+at+ambient+water+pH+level.">Glass wool for virus concentration at ambient water pH level.</a> Water Sci. Technol. 27, 299-306 (1993).</li><li>Vivier, J. C., Ehlers, M. M., Grabow, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+enteroviruses+in+treated+drinking+water.">Detection of enteroviruses in treated drinking water.</a> Water Res. 38, 2699-2705 (2004).</li><li>Powell, K. L., Sililo, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Enteric virus detection in groundwater using a glass wool trap. In: Groundwater: Past Achievements and Future Challenges. , 813-816 (2000).</li><li>Hunt, R. J., Borchardt, M. A., Richards, K. D., Spencer, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+sewer+source+contamination+of+drinking+water+wells+using+tracers+and+human+enteric+viruses.">Assessment of sewer source contamination of drinking water wells using tracers and human enteric viruses.</a> Environ. Sci. Technol. 44, 7956-7963 (2010).</li><li>van Heerden, J., Ehlers, M. M., Heim, A., Grabow, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence,+quantification+and+typing+of+adenoviruses+detected+in+river+and+treated+drinking+water+in+South+Africa.">Prevalence, quantification and typing of adenoviruses detected in river and treated drinking water in South Africa.</a> J. Appl. Microbiol. 99, 234-242 (2005).</li><li>Vilagin&#233;s, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Round+robin+investigation+of+glass+wool+method+for+poliovirus+recovery+from+drinking+water+and+sea+water.">Round robin investigation of glass wool method for poliovirus recovery from drinking water and sea water.</a> Water Sci. Technol. 35, 445-449 (1997).</li><li>Gantzer, C., Senouci, S., Maul, A., Levi, Y., Schwartzbrod, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enterovirus+genomes+in+wastewater:+concentration+on+glass+wool+and+glass+powder+and+detection+by+RT-PCR.">Enterovirus genomes in wastewater: concentration on glass wool and glass powder and detection by RT-PCR.</a> J. Virol. Methods. 65, 265-271 (1997).</li><li>Borchardt, M. A., Jokela, W. E., Spencer, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogen+losses+in+surface+water+runoff+from+dairy+manure+applied+to+corn+fields.">Pathogen losses in surface water runoff from dairy manure applied to corn fields.</a> , (2011).</li><li>Deboosere, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+a+concentration+method+for+the+detection+of+influenza+A+viruses+from+large+volumes+of+surface+water.">Development and validation of a concentration method for the detection of influenza A viruses from large volumes of surface water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 77, 3802-3808 (2011).</li><li>Lambertini, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+contamination+from+operation+and+maintenance+practices+in+small+drinking+water+distribution+systems.">Virus contamination from operation and maintenance practices in small drinking water distribution systems.</a> J. Water Health. 9, 799-812 (2011).</li></ol>

利害の競合は、宣言されません。

グラスウールフィルタは、そのような完成した飲料水7、地下8,9、地表水10、海の水11、排水12として水のさまざまなソースからの人間の腸管系ウイルスを濃縮するためにいくつかの研究チームが3,5,6で使用されており、農業排水13。ここでは、それぞれのフィルタはまた、鳥インフルエンザウイルスを濃縮することで効果的なだけでなく...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬またはアイテムの名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td></tr><tr><td>塩酸</td><td> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> </td><td> A144-500 </td></tr><tr><td height="24">水酸化ナトリウム</td><td> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> </td><td> BP359-212 </td></tr><tr><td> リン酸緩衝生理食塩水 塩化ナトリウム リン酸カリウム、二塩基性 リン酸カリウム、一塩基</td><td> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> </td><td><html> BP358-212 BP363-500 BP362-500 </td></tr><tr><td>次亜塩素酸ナトリウム、すなわち家庭用漂白剤</td><td> <a href="http://www.clorox.com" target="_blank">クロロックス（株）</a> </td><td></td></tr><tr><td>チオ硫酸ナトリウム、無水</td><td> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> </td><td> S 475から212 </td></tr><tr><td>牛肉エキス、乾燥</td><td> <a href="http://www.bd.com" target="_blank">ベクトン·ディッキンソンアンドカンパニー</a> </td><td> 211520 </td></tr><tr><td>グリシン</td><td> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> </td><td> G46-500 </td></tr><tr><td>油sodocalcicグラスウール または R-11 unfacedグラスファイバー断熱材</td><td> <a href="http://www.isover.com" target="_blank">Isover</a> <html> REF = &quot;http://www.jm.com&quot;ターゲット= &quot;_blank&quot;&gt;ジョンズマンビル</td><td> Bourre 725 QN </td></tr><tr><td>ポリプロピレンメッシュ</td><td> <a href="http://www.industrialnetting.com" target="_blank">ネッティング工業</a> </td><td> xN4510 </td></tr><tr><td> 2 &quot;X4&quot; SCH 80スレッドPVCパイプニップル</td><td> <a href="http://www.grainger.com" target="_blank">グレンジャー</a> </td><td> 6MW35 </td></tr><tr><td> 2 &quot;SCH 40 PVCキャップ</td><td> <a href="http://www.grainger.com" target="_blank">グレンジャー</a> </td><td> 5WDW3 </td></tr><tr><td>オスアダプタナイロン継手（1/2 &quot;X1 / 2&quot;） </td><td> <a href="http://www.usplastic.com" target="_blank">米国プラスチック（株）</a> </td><td> 62178 </td></tr><tr><td>溶出液1リットルのサンプルボトル</td><td> <a href="http://www.fishersci.com" target="_blank">フィッシャー·サイエンティフィック</a> </td><td> 03から313-4F </td></tr><tr><td> 60mLのシリンジ</td><td>&quot;http://www.fishersci.com&quot;ターゲット= &quot;_blank&quot;&gt;フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> NC9661991 </td></tr><tr><td> pHのストリップ</td><td> <a href="http://www.whatman.com" target="_blank">ワットマン</a> </td><td> 2614 991 </td></tr><tr><td>プレフィルター、ポリプロピレン、10インチのカートリッジ、10μmの</td><td>マクマスター - カー</td><td> 4411K75 </td></tr><tr><td>プレフィルターハウジング</td><td>コー​​ル·パーマー</td><td> S-29820から10 </td></tr></tbody></table>

glass wool filters for concentrating waterborne viruses and agricultural zoonotic pathogens

疑われる汚染水の病原体のレベルを評価する上で重要な最初のステップは濃度である。濃縮方法としては、例えば、サンプリングプログラムは、複数の病原体のグループを対象としている場合は、複数の方法が必要であることを意味しジアルジアやクリプトスポリジウム 1、米国環境保護庁方式1623特定の病原体のグループの特定の傾向にあります。現在の方法のもう一つの欠点は、装置であるウイルス2を濃縮1MDSカートリッジフィルタ付きVIRADEL方法は、例えば、複雑で高価になることができます。この記事では、水中の病原体を濃縮するためのガラスウールフィルターを構築する方法について説明します。フィルター溶出した後、濃縮物は、文化的または分子的手法による病原体の検出と列挙に続いて遠心分離等の第2の濃度ステップ、に適している。フィルタはいくつかの利点があります。建設が容易であり、フィルタは次のように構築することができます特定のサンプリング要件を満たすためにニューヨークサイズ。フィルタ部品はそれが可能な深刻なプロジェクトの予算に影響を与えることなく、多数のサンプルを収集しながら、安価である。大量の試料（100〜1000 L）はサンプルの濁度から詰まりの速度に応じて濃縮することができる。フィルタは、非常にポータブルであり、このようなポンプ及び流量計として、最小限の機器で、それらが完成した飲料水、地表水、地下水、農業排水をサンプリングするためのフィールドで実装することができます。最後に、ガラスウールのろ過は、1つの方法が必要となるように、病原体のさまざまな種類の濃縮効果があります。ここでは、水系、人間のエンテロウイルス、S almonellaサルモネラ、クリプトスポリジウム 、鳥インフルエンザウイルスを濃縮することでフィルタの効果について報告する。

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Glass Wool Filters for Concentrating Waterborne Viruses and Agricultural Zoonotic Pathogens

グラスウールフィルタは、世界中の研究グループの数によって水系ウイルスを濃縮するために使用されている。ここでは、グラスウールフィルタを構築するための単純なアプローチを示し、フィルタはまた、水性、ウイルス、細菌や原生動物病原体を濃縮するのに有効であるを示しています。

濃縮水性ウイルスと農業人獣共通病原体のガラスウールフィルター

The key first step in evaluating pathogen levels in suspected contaminated water is concentration.  Concentration methods tend to be specific for a ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

17.9K ビュー.  United States Geological Survey. グラスウールフィルタは、世界中の研究グループの数によって水系ウイルスを濃縮するために使用されている。ここでは、グラスウールフィルタを構築するための単純なアプローチを示し、フィルタはまた、水性、ウイルス、細菌や原生動物病原体を濃縮するのに有効であるを示しています。

ビデオ: Glass Wool Filters for Concentrating Waterborne Viruses and Agricultural Zoonotic Pathogens

Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut

Lyme disease is caused by infection with the spirochete pathogen Borrelia burgdorferi, which is maintained in nature by a tick-rodent infection cycle 1. A tick-borne murine model 2 has been developed to study Lyme disease in the laboratory. While na&iacute;ve ticks can be infected with B. burgdorferi by feeding them on infected mice, the molting process takes several weeks to months to complete. Therefore, development of more rapid and efficient tick infection techniques, such as a microinjection-based procedure, is an important tool for the study of Lyme disease 3,4. The procedure requires only hours to generate infected ticks and allows control over the delivery of equal quantities of spirochetes in a cohort of ticks. This is particularly important as the generation of B. burgdorferi infected ticks by the natural feeding process using mice fails to ensure 100% infection rate and potentially results in variation of pathogen burden amongst fed ticks. Furthermore, microinjection can be used to infect ticks with B. burgdorferi isolates in cases where an attenuated strain is unable to establish infection in mice and thus can not be naturally acquired by ticks 5. This technique can also be used to deliver a variety of other biological materials into ticks, for example, specific antibodies or double stranded RNA 6. In this article, we will demonstrate the microinjection of nymphal ticks with in vitro-grown B. burgdorferi. We will also describe a method for localization of Lyme disease pathogens in the tick gut using confocal immunofluorescence microscopy.

Lyme disease research studies often require generation of ticks infected with the pathogen Borrelia burgdorferi, a process that typically takes several weeks. Here we demonstrate a microinjection-based tick infection procedure that can be accomplished within hours. We also demonstrate an immunofluorescence method for in situ localization of B. burgdorferi within ticks.

ティック腸内ライム病の病原体の迅速な伝達とローカリゼーションのための方法

Lyme disease is caused by infection with the spirochete pathogen Borrelia burgdorferi, which is maintained in nature by a tick-rodent infection cycle 1.  ...

免疫・感染学

'Bioluminescent' Reporter Phage for the Detection of Category A Bacterial Pathogens

Yersinia pestis and Bacillus anthracis are Category A bacterial pathogens that are the causative agents of the plague and anthrax, respectively 1. Although the natural occurrence of both diseases&#39; is now relatively rare, the possibility of terrorist groups using these pathogens as a bioweapon is real. Because of the disease&#39;s inherent communicability, rapid clinical course, and high mortality rate, it is critical that an outbreak be detected quickly. Therefore methodologies that provide rapid detection and diagnosis are essential to ensure immediate implementation of public health measures and activation of crisis management.
Recombinant reporter phage may provide a rapid and specific approach for the detection of Y. pestis and B. anthracis. The Centers for Disease Control and Prevention currently use the classical phage lysis assays for the confirmed identification of these bacterial pathogens 2-4. These assays take advantage of naturally occurring phage which are specific and lytic for their bacterial hosts. After overnight growth of the cultivated bacterium in the presence of the specific phage, the formation of plaques (bacterial lysis) provides a positive identification of the bacterial target. Although these assays are robust, they suffer from three shortcomings: 1) they are laboratory based; 2) they require bacterial isolation and cultivation from the suspected sample, and 3) they take 24-36 h to complete. To address these issues, recombinant &#34;light-tagged&#34; reporter phage were genetically engineered by integrating the Vibrio harveyi luxAB genes into the genome of Y. pestis and B. anthracis specific phage 5-8. The resulting luxAB reporter phage were able to detect their specific target by rapidly (within minutes) and sensitively conferring a bioluminescent phenotype to recipient cells. Importantly, detection was obtained either with cultivated recipient cells or with mock-infected clinical specimens 7.
For demonstration purposes, here we describe the method for the phage-mediated detection of a known Y. pestis isolate using a luxAB reporter phage constructed from the CDC plague diagnostic phage &#934;A1122 6,7 (Figure 1). A similar method, with minor modifications (e.g. change in growth temperature and media), may be used for the detection of B. anthracis isolates using the B. anthracis reporter phage W&#946;::luxAB 8. The method describes the phage-mediated transduction of a biolumescent phenotype to cultivated Y. pestis cells which are subsequently measured using a microplate luminometer. The major advantages of this method over the traditional phage lysis assays is the ease of use, the rapid results, and the ability to test multiple samples simultaneously in a 96-well microtiter plate format.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/2740/2740fig1.jpg" /> 
Figure 1. Detection schematic. The phage are mixed with the sample, the phage infects the cell, luxAB are expressed, and the cell bioluminesces. Sample processing is not necessary; the phage and cells are mixed and subsequently measured for light.

&#039;Bioluminescent&#039; Reporter Phage for the Detection of Category A Bacterial Pathogens

A simple method for the identification of priority bacterial pathogens is to use genetically engineered reporter phage. These reporter phage, which are specific to their particular host species, are capable of rapidly transducing a bioluminescent signal response to host cells. Herein, we describe the use of reporter phage for the detection of Yersinia pestis.

カテゴリの検出細菌性病原体のための&quot;生物発光&quot;レポーターファージ

Yersinia pestis and Bacillus anthracis are Category A bacterial pathogens that are the causative agents of the plague and anthrax, respectively 1. ...

Avian Influenza Surveillance with FTA  Cards: Field Methods, Biosafety, and Transportation Issues Solved

Avian Influenza Viruses (AIVs) infect many mammals, including humans1. These AIVs are diverse in their natural hosts, harboring almost all possible viral subtypes2. Human pandemics of flu originally stem from AIVs3. Many fatal human cases during the H5N1 outbreaks in recent years were reported. Lately, a new AIV related strain swept through the human population, causing the 'swine flu epidemic'4. Although human trading and transportation activity seems to be responsible for the spread of highly pathogenic strains5, dispersal can also partly be attributed to wild birds6, 7. However, the actual reservoir of all AIV strains is wild birds.
In reaction to this and in face of severe commercial losses in the poultry industry, large surveillance programs have been implemented globally to collect information on the ecology of AIVs, and to install early warning systems to detect certain highly pathogenic strains8-12. Traditional virological methods require viruses to be intact and cultivated before analysis. This necessitates strict cold chains with deep freezers and heavy biosafety procedures to be in place during transport. Long-term surveillance is therefore usually restricted to a few field stations close to well equipped laboratories. Remote areas cannot be sampled unless logistically cumbersome procedures are implemented. These problems have been recognised13, 14 and the use of alternative storage and transport strategies investigated (alcohols or guanidine)15-17. Recently, Kraus et al.18 introduced a method to collect, store and transport AIV samples, based on a special filter paper. FTA cards19 preserve RNA on a dry storage basis20 and render pathogens inactive upon contact21. This study showed that FTA cards can be used to detect AIV RNA in reverse-transcription PCR and that the resulting cDNA could be sequenced and virus genes and determined.
In the study of Kraus et al.18 a laboratory isolate of AIV was used, and samples were handled individually. In the extension presented here, faecal samples from wild birds from the duck trap at the Ottenby Bird Observatory (SE Sweden) were tested directly to illustrate the usefulness of the methods under field conditions. Catching of ducks and sample collection by cloacal swabs is demonstrated. The current protocol includes up-scaling of the work flow from single tube handling to a 96-well design. Although less sensitive than the traditional methods, the method of FTA cards provides an excellent supplement to large surveillance schemes. It allows collection and analysis of samples from anywhere in the world, without the need to maintaining a cool chain or safety regulations with respect to shipping of hazardous reagents, such as alcohol or guanidine.

A method to preserve, detect and sequence RNA from Avian Influenza Viruses was validated and extended using natural faecal samples from birds. This technique removes the necessity of maintaining a cool chain and handling of infectious viruses and can be applied in a 96-well high-throughput setup.

フィールドメソッド、バイオセーフティ、および交通の問題解決：FTAカードによる鳥インフルエンザのサーベイランス

Avian Influenza Viruses (AIVs) infect many mammals, including humans1. These AIVs are diverse in their natural hosts, harboring almost all possible viral ...

Detection of Infectious Virus from Field-collected Mosquitoes by Vero Cell Culture Assay

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many of these viruses have intensified in their endemic ranges and expanded to new territories, necessitating effective surveillance and control programs to respond to these threats. One strategy to monitor virus activity involves collecting large numbers of mosquitoes from endemic sites and testing them for viral infection. In this article, we describe how to handle, process, and screen field-collected mosquitoes for infectious virus by Vero cell culture assay. Mosquitoes are sorted by trap location and species, and grouped into pools containing &le;50 individuals. Pooled specimens are homogenized in buffered saline using a mixer-mill and the aqueous phase is inoculated onto confluent Vero cell cultures (Clone E6). Cell cultures are monitored for cytopathic effect from days 3-7 post-inoculation and any viruses grown in cell culture are identified by the appropriate diagnostic assays. By utilizing this approach, we have isolated 9 different viruses from mosquitoes collected in Connecticut, USA, and among these, 5 are known to cause human disease. Three of these viruses (West Nile virus, Potosi virus, and La Crosse virus) represent new records for North America or the New England region since 1999. The ability to detect a wide diversity of viruses is critical to monitoring both established and newly emerging viruses in the mosquito population.

We describe a method to process and screen field-collected mosquitoes for a diversity of viruses by Vero cell culture assay. By employing this technique, we have detected 9 different viruses from 4 taxonomic families in mosquitoes collected in Connecticut.

Vero細胞培養アッセイによるフィールドコレクト蚊から感染性ウイルスの検出

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many ...

Saliva, Salivary Gland, and Hemolymph Collection from Ixodes scapularis Ticks

Ticks are found worldwide and afflict humans with many tick-borne illnesses. Ticks are vectors for pathogens that cause Lyme disease and tick-borne relapsing fever (Borrelia spp.), Rocky Mountain Spotted fever (Rickettsia rickettsii), ehrlichiosis (Ehrlichia chaffeensis and E. equi), anaplasmosis (Anaplasma phagocytophilum), encephalitis (tick-borne encephalitis virus), babesiosis (Babesia spp.), Colorado tick fever (Coltivirus), and tularemia (Francisella tularensis) 1-8. To be properly transmitted into the host these infectious agents differentially regulate gene expression, interact with tick proteins, and migrate through the tick 3,9-13. For example, the Lyme disease agent, Borrelia burgdorferi, adapts through differential gene expression to the feast and famine stages of the tick's enzootic cycle 14,15. Furthermore, as an Ixodes tick consumes a bloodmeal Borrelia replicate and migrate from the midgut into the hemocoel, where they travel to the salivary glands and are transmitted into the host with the expelled saliva 9,16-19.
As a tick feeds the host typically responds with a strong hemostatic and innate immune response 11,13,20-22. Despite these host responses, I. scapularis can feed for several days because tick saliva contains proteins that are immunomodulatory, lytic agents, anticoagulants, and fibrinolysins to aid the tick feeding 3,11,20,21,23. The immunomodulatory activities possessed by tick saliva or salivary gland extract (SGE) facilitate transmission, proliferation, and dissemination of numerous tick-borne pathogens 3,20,24-27. To further understand how tick-borne infectious agents cause disease it is essential to dissect actively feeding ticks and collect tick saliva. This video protocol demonstrates dissection techniques for the collection of hemolymph and the removal of salivary glands from actively feeding I. scapularis nymphs after 48 and 72 hours post mouse placement. We also demonstrate saliva collection from an adult female I. scapularis tick.

Saliva, Salivary Gland, and Hemolymph Collection from Ixodes scapularis Ticks

The collection of infected tick hemolymph, salivary glands, and saliva is important to study how tick-borne pathogens cause disease. In this protocol we demonstrate how to collect hemolymph and salivary glands from feeding Ixodes scapularis nymphs. We also demonstrate saliva collection from female I. scapularis adults.

マダニScapularisダニの唾液、唾液腺、および体液コレクション

Ticks are found worldwide and afflict humans with many tick-borne illnesses. Ticks are vectors for pathogens that cause Lyme disease and tick-borne ...

Establishing a Liquid-covered Culture of Polarized Human Airway Epithelial Calu-3 Cells to Study Host Cell Response to Respiratory Pathogens In vitro

The apical and basolateral surfaces of airway epithelial cells demonstrate directional responses to pathogen exposure in vivo. Thus, ideal in vitro models for examining cellular responses to respiratory pathogens polarize, forming apical and basolateral surfaces. One such model is differentiated normal human bronchial epithelial cells (NHBE). However, this system requires lung tissue samples, expertise isolating and culturing epithelial cells from tissue, and time to generate an air-liquid interface culture.
Calu-3 cells, derived from a human bronchial adenocarcinoma, are an alternative model for examining the response of proximal airway epithelial cells to respiratory insult1, pharmacological compounds2-6, and bacterial7-9 and viral pathogens, including influenza virus, rhinovirus and severe acute respiratory syndrome - associated coronavirus10-14. Recently, we demonstrated that Calu-3 cells are susceptible to respiratory syncytial virus (RSV) infection in a manner consistent with NHBE15,16 . Here, we detail the establishment of a polarized, liquid-covered culture (LCC) of Calu-3 cells, focusing on the technical details of growing and culturing Calu-3 cells, maintaining cells that have been cultured into LCC, and we present the method for performing respiratory virus infection of polarized Calu-3 cells.
To consistently obtain polarized Calu-3 LCC, Calu-3 cells must be carefully subcultured before culturing in Transwell inserts. Calu-3 monolayer cultures should remain below 90% confluence, should be subcultured fewer than 10 times from frozen stock, and should regularly be supplied with fresh medium. Once cultured in Transwells, Calu-3 LCC must be handled with care. Irregular media changes and mechanical or physical disruption of the cell layers or plates negatively impact polarization for several hours or days. Polarization is monitored by evaluating trans-epithelial electrical resistance (TEER) and is verified by evaluating the passive equilibration of sodium fluorescein between the apical and basolateral compartments17,18 . Once TEER plateaus at or above 1,000 &Omega;&times;cm2, Calu-3 LCC are ready to use to examine cellular responses to respiratory pathogens.

Establishing a Liquid-covered Culture of Polarized Human Airway Epithelial Calu-3 Cells to Study Host Cell Response to Respiratory Pathogens In vitro

The findings and conclusions in this report are those of the authors and do not necessarily represent the views of the Centers for Disease Control and Prevention.

呼吸器病原体に対する宿主細胞応答を研究するために偏ヒト気道上皮Calu-3細胞の液体に覆われた文化の確立<em&gt;インビトロ</em

The  apical and basolateral surfaces of airway epithelial cells demonstrate  directional responses to pathogen exposure in  vivo. Thus, ideal in vitro ...

High-throughput Screening for Broad-spectrum Chemical Inhibitors of RNA Viruses

RNA viruses are responsible for major human diseases such as flu, bronchitis, dengue, Hepatitis C or measles. They also represent an emerging threat because of increased worldwide exchanges and human populations penetrating more and more natural ecosystems. A good example of such an emerging situation is chikungunya virus epidemics of 2005-2006 in the Indian Ocean. Recent progresses in our understanding of cellular pathways controlling viral replication suggest that compounds targeting host cell functions, rather than the virus itself, could inhibit a large panel of RNA viruses. Some broad-spectrum antiviral compounds have been identified with host target-oriented assays. However, measuring the inhibition of viral replication in cell cultures using reduction of cytopathic effects as a readout still represents a paramount screening strategy. Such functional screens have been greatly improved by the development of recombinant viruses expressing reporter enzymes capable of bioluminescence such as luciferase. In the present report, we detail a high-throughput screening pipeline, which combines recombinant measles and chikungunya viruses with cellular viability assays, to identify compounds with a broad-spectrum antiviral profile.

In vitro assays to measure virus replication have been greatly improved by the development of recombinant RNA viruses expressing luciferase or other enzymes capable of bioluminescence. Here we detail a high-throughput screening pipeline that combines such recombinant strains of measles and chikungunya viruses to isolate broad-spectrum antivirals from chemical libraries.

RNAウイルスの広域スペクトルの化学抑制剤のためのハイスループットスクリーニング

RNA viruses are responsible for major human diseases such as flu, bronchitis, dengue, Hepatitis C or measles. They also represent an emerging threat ...

Intranasal Administration of Recombinant Influenza Vaccines in Chimeric Mouse Models to Study Mucosal Immunity

Vaccines are one of the greatest achievements of mankind, and have saved millions of lives over the last century. Paradoxically, little is known about the physiological mechanisms that mediate immune responses to vaccines perhaps due to the overall success of vaccination, which has reduced interest into the molecular and physiological mechanisms of vaccine immunity. However, several important human pathogens including influenza virus still pose a challenge for vaccination, and may benefit from immune-based strategies. 
Although influenza reverse genetics has been successfully applied to the generation of live-attenuated influenza vaccines (LAIVs), the addition of molecular tools in vaccine preparations such as tracer components to follow up the kinetics of vaccination in vivo, has not been addressed. In addition, the recent generation of mouse models that allow specific depletion of leukocytes during kinetic studies has opened a window of opportunity to understand the basic immune mechanisms underlying vaccine-elicited protection. Here, we describe how the combination of reverse genetics and chimeric mouse models may help to provide new insights into how vaccines work at physiological and molecular levels, using as example a recombinant, cold-adapted, live-attenuated influenza vaccine (LAIV). We utilized laboratory-generated LAIVs harboring cell tracers as well as competitive bone marrow chimeras (BMCs) to determine the early kinetics of vaccine immunity and the main physiological mechanisms responsible for the initiation of vaccine-specific adaptive immunity. In addition, we show how this technique may facilitate gene function studies in single animals during immune responses to vaccines. We propose that this technique can be applied to improve current prophylactic strategies against pathogens for which urgent medical countermeasures are needed, for example influenza, HIV, Plasmodium, and hemorrhagic fever viruses such as Ebola virus.

There is an overall lack of knowledge about how vaccines work. Here we propose the combined use of reverse genetics and bone marrow chimeric mice to gain insight into the early host immune responses to vaccines with a special focus on dendritic cells and T cell immunity.

キメラマウスモデルにおける組換えインフルエンザワクチンの鼻腔内投与は、粘膜免疫を研究するために、

Vaccines are one of the greatest achievements of mankind, and have saved millions of lives over the last century. Paradoxically, little is known about the ...

Fabricating Optical-quality Glass Surfaces to Study Macrophage Fusion

Visualizing the formation of multinucleated giant cells (MGCs) from living specimens has been challenging due to the fact that most live imaging techniques require propagation of light through glass, but on glass macrophage fusion is a rare event. This protocol presents the fabrication of several optical-quality glass surfaces where adsorption of compounds containing long-chain hydrocarbons transforms glass into a fusogenic surface. First, preparation of clean glass surfaces as starting material for surface modification is described. Second, a method is provided for the adsorption of compounds containing long-chain hydrocarbons to convert non-fusogenic glass into a fusogenic substrate. Third, this protocol describes fabrication of surface micropatterns that promote a high degree of spatiotemporal control over MGC formation. Finally, fabricating glass bottom dishes is described. Examples of use of this in vitro cell system as a model to study macrophage fusion and MGC formation are shown.

This protocol describes the fabrication of optical-quality glass surfaces adsorbed with compounds containing long-chain hydrocarbons that can be used to monitor macrophage fusion of living specimens and enables super-resolution microscopy of fixed specimens.

マクロファージの融合を研究するための光学的品質ガラス表面を加工

Visualizing the formation of multinucleated giant cells (MGCs) from living specimens has been challenging due to the fact that most live imaging ...

Immunohistochemistry Test for the Lyssavirus Antigen Detection from Formalin-Fixed Tissues

One of the primary diagnostic modalities for rabies is the detection of viral ribonucleoprotein (RNP) complex (antigen) in the infected tissue samples. While the direct fluorescent antibody (DFA) test or the direct rapid immunohistochemical test (DRIT) are most commonly utilized for the antigen detection, both tests require fresh and/or frozen tissues for impressions on slides prior to the antigen detection using antibodies. If samples are collected and fixed in formalin, neither test is optimal for the antigen detection, however, testing can be performed by conventional immunohistochemistry (IHC) after embedding in paraffin blocks and sectioning. With this IHC method, tissues are stained with anti-rabies antibodies, sections are deparaffinized, antigen retrieved by partial proteolysis or other methods, and incubated with primary and secondary antibodies. Antigens are stained using horseradish peroxidase / amino ethyl carbazole and counterstained with hematoxylin for the visualization using a light microscope. In addition to the specific antigen detection, formalin fixation offers other advantages like the determination of histological changes, relaxed conditions for specimen storage and transport (under ambient temperatures), ability to test retrospective cases and improved biological safety through the inactivation of infectious agents.

Here, we present an immunohistochemistry test protocol for the detection of rabies virus antigen as an alternative diagnostic test for formalin-fixed tissues.

ホルマリン固定組織からのリサウイルス抗原検出のための免疫組織化学試験

One of the primary diagnostic modalities for rabies is the detection of viral ribonucleoprotein (RNP) complex (antigen) in the infected tissue samples. ...