我々は、この技術はもともとスパルタら 、2012によって記述されていたと簡単に私たちの研究室での使用に適合されていることを承認したいと思います。

それぞれの製造者および/またはベンダーと一緒に*すべての材料は、プロトコルの下に表示されます。 1。インプラントの組み立て<ol><li>樹脂1gに硬化剤100 mgを追加することで、熱硬化性光ファイバエポキシの混合物を準備します。 </li><li>メジャーとくさび先端カーバイドスクでそれを得点に100μmコアを持つ光ファイバ125μmファイバーの約35mmを切った。単一、単方向の動きで光ファイバーとスコアにスクライブ垂直に置きます。繊維を切断して完全に光ファイバのコアにダメージを与えます。 </li><li>バイスに穴127μmのフェルールのLCセラミックを挿入し、凸側がダウンして指摘した。 </li><li>フェルールに光ファイバを挿入します。光ファイバーはスムーズにスライドし、わずかにフェルール（ 図1a）の凸端を越えて突出する必要があります。 </li><li>エポキシが黒くなるまで、ヒートガンで平らな端と熱に熱硬化性のエポキシ樹脂の光ファイバの1滴を適用します。エポキシべきそれを加熱して硬化される前にフェルールを埋める。エポキシは、一定の熱アプリケーションの〜1分以内に治す必要があります。 </li><li>それはカプラとのインタフェース邪魔になるため、フェルールの側面に沿って任意のエポキシを拭き取ります。 </li><li>研磨パッド上に酸化アルミニウム研磨シート（ 図1b）でLC光ファイバ研磨ディスク（FOPD）を使用して、フェルールの凸端を磨く。円形の回転パターンを作成し、次の順序で4つのグレードに磨く：5、3、10.3μmのグリット。 </li><li>それは関心領域を対象としているような適切な長さに平らな端で光ファイバをカットします。長さは脳地図を用いて決定することができる。 </li><li>後述のカプラーコードを介してレーザーに接続することによってインプラントをテストします。インプラントの研磨端は、カプラのスリーブ内に挿入され、対向するフェルールとの直接の接触を行う必要があります。インプラントは番目の先端で測定、光出力10 mWを維持することができるはずeのインプラント繊維。悪いインプラントは、光ファイバの先端付近の弱い焦点を持つことになります。 </li><li>使用するまで泡の完成インプラント（ 図1c）を格納します。 </li></ol> 2。光ファイバカプラのコードのアセンブリ<ol><li>上記のような熱硬化性光ファイバエポキシの混合物を準備します。 </li><li>くさび先端カーバイドスクでそれを得点に200μmコアを持つ光ファイバ220μmファイバーの適切な長さを測定し、カット。繊維の長さは、マウスが住宅の周りを自由に移動することができますが、マウスがファイバを通じてかむを許すべきではない。 </li><li>光ファイバの長さよりわずかに長い根分岐部のチューブの長さに光ファイバーを挿入します。チューブは光ファイバーよりもわずかに大きい内径を有するべきである。 </li><li>ストリップ〜止まるまで230μmのボアと光ファイバの一端に25mmとマルチモードのFC MMの金属端に挿入し、アセンブリをフェルール。光ファイバーはferru通って固執する必要がありますル·エンド（ 図2a）。 </li><li>金属の終わりに（スーパー接着剤）シアノアクリレートとの接続を固定します。コネクタのブーツとの接続をカバーするとFC FOPDとフェルール端面を研磨する。 5、3、1、0.3μmのグリット（ 図2b）は、次の順序で4学年上の円形の回転パターンとポリッシュを行います。 </li><li>遠凸端を有するLCセラミックフェルール（230μmのIDボア）に光ファイバのもう一方の端を取り除き、挿入します。硬化するまで平らな端および熱に対するエポキシのドロップを適用します。 </li><li>上記のように酸化アルミニウムの研磨シートでFC FOPDを使用して、フェルールの凸端を磨く。 </li><li>スリーブの中点までフェルールの端の上に凸のLCフェルールスリーブをスライドさせます。 </li><li>場所、熱収縮チューブと分岐接続（ 図2c）を確保し、保護するスリーブと熱上のチューブを。 </li><li>レーザ光源に接続し、光OUTPを測定することによりカプラをテスト分光光度計を用いてカプラを介してUT。レーザー出力と測定されたカプラ出力との間の光損失は30％を超えてはならない。 </li></ol> 3。外科的移植 *これはヒントのみの手順です。 Instrumentsは、滅菌されているが、手袋は器具および装置との間に一定の操作に起因している必要はありません。 <ol><li> 30ゲージの針を用いてそれぞれ腹腔内注射をケタミン/キシラジン混合物100及び10 mg / kgでマウスを麻酔。 </li><li>バリカンで頭皮を剃る。 Betasept続いて70％イソプロピルアルコールで頭皮を拭い回繰り返し、2分間（4％クロルヘキシジン溶液）を拭きます。 </li><li> sterotaxicリグにマウスを置き、頭部を固定し、頭蓋骨が水平であることを保証します。乾燥や術後の痛みを防ぐために、目に眼軟膏を適用します。畝の生理状態に応じて酸素で希釈揮発イソフルラン（1〜3％を使用して麻酔を維持連続テールピンチへの応答）によって監視されるべきであるSE、。 </li><li>ラムダにある目の軌道から頭蓋を露出させ、頭皮の正中線を通って切り込みを入れる。必要に応じて結合組織を押し退ける。 </li><li>肌を抑えて頭蓋（ 図3a）へのアクセスを維持しセラフィン·クランプを使用しています。 </li><li>デンタルピックと頭蓋の表面全体にエッチ市松模様。滅菌生理食塩水を離れて破片を洗ってください。徹底的に乾燥させます。 </li><li>微細孔を作成するために〜2-3秒間綿棒で露出した頭蓋に過酸化水素（3％）を適用します。複数回洗い、よく乾かします。スパルタらで説明したように別の方法として、アンカーは、頭蓋にねじ込むこともできます。 （2012）。 </li><li>繰り返しになりますが、歯のピックと頭蓋全体に市松模様のエッチングと食塩水で残骸を洗い流す。徹底的に乾燥させます。 </li><li>回転工具を用いて、滅菌ドリルビット小さな穿頭孔開頭術（直径&lt;1 mm）を作る（オートクレーブ）関心領域の上に、ブレグマとラムダに校正脳地図によって決定されます。硬膜を壊すか、または任意の組織に損傷を与えないように注意してください。破片を離れて洗い、よく乾かします。 </li><li>プローブホルダーに光ファイバーフェルール（インプラント）を挿入し、定位アームに接続します。 </li><li>直接定位アーム（ 図3b）を使用して、関心領域の上に所定の位置にインプラントを置きます。脳組織内の光ファイバを挿入した場合、繊維は約2 mm / minの速度でゆっくりと進めなければならない。フェルールは、残りの頭蓋上にくるようにします。 </li><li>歯科用セメントの混合物を準備します。混合物は容易に頭蓋全体に適用されるのに十分低い粘度を持っている必要があります。混合物は2-4分間使用可能になります。 </li><li>滅菌つまようじを使用して、頭蓋全体およびインプラントの下部への歯科用セメントの薄い均一な層を適用します。として歯科用セメントのベース層は、頭蓋にできるだけ多くの表面積をカバーすべきである可能。歯科用セメントは、マウスの皮膚に接触させないでください。これは、増加した縫合の難しさだけでなく、マウスへの刺激につながる。歯科用セメントが皮膚に接触しない場合、それは部分的にセメントのレイヤー全体が設定する前に剥離することができるように乾燥することができます。 </li><li>それが完全に乾燥することができます。 </li><li>それぞれの層は（ 図3c）完全に乾燥させ、頭蓋の上、インプラントの周りの小さなマウンドを形成するために、歯科用セメントの偶数層を適用します。滑らかで、遮るもののない接続を可能にするためにセメントのきれいなフェルールの凸端の約3〜5 mmのままにしておきます。 </li><li>歯科用セメントのマウンドの上およびC22針付き滅菌の単回使用絹編組縫合糸（6-0）を使用して、インプラントの周りに頭皮を縫合。 7日後に削除します。オプション：縫合した後、追加のバインドに使用獣医ボンド。最小限の獣医ボンドを必ず使用してください。過剰は引っかき傷に起因する重篤な皮膚の損傷につながることができます。 </li><li> Immediatel手術後のY、マウスの皮下術後疼痛を減少させるためにKetprophen（5 mg / kgの）を注射しなければならない。これは24時間後に繰り返されるべきである。縫合し、皮膚への局所鎮痛薬（Bupivicaine）と抗生物質（ネオスポリン）を適用して、インプラントの根元。 </li><li>麻酔からの回復のための毛布の上にケージにマウスを置きます。滅菌し、術後の回復ケージにマウスを置きます。回復ケージには温度を維持し、窒息を避けるために、どんな寝具を含むべきではありません。マウスは、元のケージまたは一回目が覚めて、新しいケージに戻すことができます。 </li></ol>光源と関心領域内の光ファイバーの端部との間の最小の光子損失の光ファイバインプラントとカプラ結果の適切な組み立て。洗練された光ファイバーは同心円（ 図2d）、均一に光を透過する必要があります。慎重に注入し、縫合では、インプラントは、には目に見える刺激を起こさないマウスや光ファイバーまたは透過する光の量の有意な低下させることなく、長期的な研究（ 図3d、&gt; 1ヶ月、未発表の観察）のための場所に留まることができる。不適切な注入や縫合は炎症を引き起こすことができ、その頭皮を通してスクラッチマウスになる可能性があり、歯科用セメントを露出したり、永続的な操作に起因する歯科用セメントからフェルールの破損。組み立てられたシステムの概略図を図4に示します。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig1.jpg" /> 図1：植込み型光ファイバーの組立。 （a）は、光ファイバはわずかに矢印で示す凸端を越えて突出、フェルールに挿入されます。 （b）のフェルールの凸端は、研磨シートの徐々に細かいグレードにFOPDを用いて研磨されています。 （c）に完成した植込み型繊維のオプトインIC。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50004/50004fig1large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig2.jpg" /> 図2：光ファイバカプラの組立は、インプラントにテザーへの光ファイバーロータリージョイントを使用していました。フェルールアセンブリから（a）の光ファイバスティッキング。 （b）は、アセンブリのフェルール側は研磨紙の使用FOPDと洗練徐々に細かいグレードに挿入されます。 （c）のフェルール、フェルールスリーブの上に取り付けられ、熱収縮チューブで固定されています。 （d）を終え、光ファイバカプラは、最小限の光子損失と同心光を生成する必要があります。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig3.jpg" /> 図3：外科的移植光ファイバー。 craniuの（a）の全面メートルが露出していると結合組織はクリアされます。 （b）は光ファイバインプラントは、定位固定アーム付き位置に保持されている。 （C）歯科用セメントは、頭蓋に光ファイバを固定するインプラントが適用されます。 （d）は移植後&gt; 1ヶ月、皮膚がインプラントの周囲に治癒したと刺激の兆候はありません。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig4.jpg" /> 図4機能的なシステムの概略図

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neuronal+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neuronal activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Trangenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Trangenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54, 205-218 (2007).</li><li>Gradinaru, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+approaches+for+diversifying+and+extending+optogenetics.">Molecular and cellular approaches for diversifying and extending optogenetics.</a> Cell. 141, 165-16 (2010).</li><li>Luo, L., Callaway, E. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+neural+circuits.">Genetic dissection of neural circuits.</a> Neuron. 57, 634-660 (2008).</li><li>Arenkiel, B. R., Ehlers, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+genetic+and+imaging+technologies+for+circuit+based+neuroanatomy.">Molecular genetic and imaging technologies for circuit based neuroanatomy.</a> Nature. 461, 900-907 (2009).</li><li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+interrogation+of+neural+circuits:+technology+for+probing+mammalian+brain+structures.">Optogenetic interrogation of neural circuits: technology for probing mammalian brain structures.</a> Nat. Protoc. 5, 439-456 (2010).</li><li>Adamantidis, A. R., Zhang, F., Aravanis, A. M., Deisseroth, K., de Lecea, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+substrates+of+awakening+probed+with+optogenetic+control+of+hypocretin+neurons.">Neural substrates of awakening probed with optogenetic control of hypocretin neurons.</a> Nature. 450, 420-424 (2007).</li><li>Sparta, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+implantable+optical+fibers+for+long-term+optogenetic+manipulation+of+neural+circuits.">Construction of implantable optical fibers for long-term optogenetic manipulation of neural circuits.</a> Nature Protocols. 7, 12-23 (2012).</li><li>Stuber, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+transmission+from+the+amygdala+to+nucleus+accumbens+facilitates+reward+seeking.">Excitatory transmission from the amygdala to nucleus accumbens facilitates reward seeking.</a> Nature. 475, 377-380 (2011).</li><li>Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+a+hippocampal+engram+activates+fear+memory+recall.">Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall.</a> Nature. 484, 381-385 (2012).</li></ol>

Optogeneticsは、特定の神経細胞サブタイプ上前例のない制御を可能にする強力な新技術です。これは、電極を介して電気刺激の細胞型無差別かつ侵襲の影響を回避しながら、解剖学的および時間的な精度で神経回路を調節するために悪用される可能性があります。光ファイバーの注入は組織への最小限のダメージでマウスを行動、覚醒では、複数のセッションにまたがる神経回路の一貫性があ...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬や機器の名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ＃ </td><td> 注釈 </td></tr><tr><td> LCフェルールスリーブ</td><td>精密ファイバー製品（PFP） </td><td> SM-CS125S </td><td> 1.25ミリメートルのID </td></tr><tr><td> FCのMM組立て済みのコネクタ</td><td> PFP </td><td> MM-CON2004-2300 </td><td> 230μmのフェルール</td></tr><tr><td>ミラーFOPD-LCのディスク</td><td> PFP </td><td> M1-80754 </td><td> LCフェラル用</td></tr><tr><td>分岐配管</td><td> PFP </td><td> FF9-250 </td><td> 900μmの外径、250μmの番号</td></tr><tr><td> MM LCスティックは1.25mmフェルール</td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-1270 </td><td> 127μmのIDは、内径</td></tr><tr><td> MM LCスティックは1.25mmフェルール</td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-2300 </td><td> 230μmでIDボア</td></tr><tr><td>熱硬化性のエポキシ樹脂、硬化剤および樹脂</td><td> PFP </td><td> ET-353ND-16オンス</td><td></td></tr><tr><td> FC / PC及びSC / PCコネクタ研磨ディスク</td><td> ThorLabs </td><td> D50-FC </td><td> FCフェラル用</td></tr><tr><td>デジタル光パワーとエネルギーメーター</td><td> ThorLabs </td><td> PM100D </td><td>分光光度計</td></tr><tr><td>研磨パッド</td><td> ThorLabs </td><td> NRS913 </td><td> 9 &quot;×13&quot; 50デュロメーター</td></tr><tr><td>酸化アルミニウムラッピング（研磨）シート：0.3、1、3、5μmのグリッツ</td><td> ThorLabs </td><td> LFG03P、LFG1P、LFG3P、LFG5P </td><td></td></tr><tr><td>標準ハード·クラッドマルチモードファイバ</td><td> ThorLabs </td><td> BFL37-200 </td><td>低OH、200μmコア、0.37 NA </td></tr><tr><td>繊維ストリッピングツール</td><td> ThorLabs </td><td> T10S13 </td><td>クラッド/ Coの時：200ミクロン/ 300ミクロン</td></tr><tr><td>シリカ/シリカ光ファイバ</td><td>ポリマイクロ·テクノロジーズ</td><td> FVP100110125 </td><td>高OH、UVエンハンスド、0.22 NA </td></tr><tr><td> 1x1の光ファイバーロータリージョイント</td><td>ドリス式レンズ</td><td> FRJ_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td>モノ光ファイバーパッチコード</td><td>ドリス式レンズ</td><td> MFP_200/230/900-0.37_2m_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> 1/8インチ、熱収縮チューブ</td><td>アライドエレクトロニクス</td><td> 689-0267 </td><td></td></tr><tr><td>ヒートガン</td><td>アライドエレクトロニクス</td><td> 972-6966 </td><td> 250 W、750から800°F </td></tr><tr><td>綿はアプリケーターをひっくり返した</td><td>ピューリタンメディカルプロダクツ株式会社</td><td> 806-WC </td><td></td></tr><tr><td> VetBond組織接着剤</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> 19-027136 </td><td></td></tr><tr><td>フラッシュ義歯床用アクリル</td><td>イェーツMotloid </td><td> ColdPourPowder + LIQ </td><td></td></tr><tr><td> BONNミニチュアアイリスはさみ</td><td>インテグラMiltex </td><td> 18から1392 </td><td> 3-1/2 &quot;（8.9センチメートル）、ストレート、15ミリメートルブレード</td></tr><tr><td>ジョンズ·ホプキンス大学ブルドッグクランプ</td><td>インテグラMiltex </td><td> 7から290 </td><td>湾曲1-1/2 &quot;（3.8 cm）であり、 </td></tr><tr><td>メガトルクモーター電動ラボ</td><td>ベクトル</td><td> EL-S </td><td></td></tr><tr><td>パンサーBURSボール1位</td><td>クラーク研究所</td><td> 77.1006 </td><td></td></tr><tr><td>バイオレットブルーレーザーシステム</td><td> CrystaLaser </td><td> CK473-050-O </td><td>波長：473 nmの</td></tr><tr><td>レーザ電源</td><td> CrystaLaser </td><td> CL-2005 </td><td></td></tr><tr><td>デュモン第2椎弓切除鉗子</td><td> F伊根科学ツール</td><td> 11223から20 </td><td></td></tr><tr><td>プローブ</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 10140から02 </td><td></td></tr><tr><td> 5 &quot;ストレート止血</td><td> Excelta </td><td> 35-PH </td><td></td></tr><tr><td>重み付けされたベースとの万力</td><td> Altexエレクトロニクス</td><td> PAN381 </td><td></td></tr></tbody></table>

fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue

神経結合の解明パターンは臨床と基礎の両方の神経科学の課題となっている。電気生理学はシナプス接続のパターンを分析するためのゴールドスタンダードとされてきたが、対になった電気生理学的記録は面倒で実験的に制限することの両方が可能。 optogeneticsの開発は 、in vitro および in vivo 1 2,3 の両方で 、神経細胞や回路を刺激するエレガントな方法を導入しています。離散的なニューロン集団でオプシン発現を駆動するために細胞型特異的プロモーター活性を利用することによって、人は正確に別個の回路4-6に遺伝的に定義されたニューロンのサブタイプを刺激することができる。電気刺激および/または薬理学的操作を含むニューロンを刺激するためによく記載されている方法は、多くの場合、侵襲的な細胞型無差別、であり、周囲の組織を損傷することがあります。これらの制限は、正常なシナプス機能および/または回路の動作を変更することがあります。加えて、原因操作の性質のために、現在の方法は、多くの場合、急性および端末です。 Optogeneticsは比較的無害な方法で、遺伝子標的ニューロンに神経細胞を刺激する能力を与える。 生体 optogenetics に関与する研究の大半は現在移植カニューレ6,7を通じて案内光ファイバを使用しますが、この方法の限界は、光ファイバの繰り返し挿入し、カニューレ内部の繊維の潜在的な破損と損傷脳組織が ​​含まれています。 optogeneticsの急成長分野を考えると、慢性的な刺激のより信頼性の高い方法は、最小限の巻き添え組織の損傷との長期的な研究を促進することが必要である。ビデオの記事は、効果的かつエレガントなスパルタらに記載の方法を補完するとして、ここで我々は修正されたプロトコルを提供します。8は、光ファイバインプラントの作製とその恒久的な固定のために麻酔したマウスの頭蓋と同様、アセンブリの上に繊維光源にインプラントを接続するファイバカプラ。固体レーザへの光ファイバで接続インプラントは、慢性的に少ない組織損傷9は小、取り外し可能な、テザーを用いて機能的な神経回路をphotostimulateする効率的な方法が可能になります。光ファイバーインプラントの永久固定は最小限の組織損傷で目を覚まし、行動マウスにおける神経回路10 の in vivo optogenetic試験において 、一貫した長期を提供しています。

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Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

optogeneticsの開発は今正確に遺伝的に定義されたニューロンと回路の両方を刺激するための手段を提供する<em&gt; in vitroで</em&gt;と<em生体内で&gt;</em&gt;。ここでは、脳組織の慢性光刺激用の光ファイバのアセンブリおよび移植について説明します。

脳組織の慢性Optogenetic刺激のための光ファイバ注入

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

fiber-optic-implantation-for-chronic-optogenetic-stimulation-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

44.4K ビュー.  Baylor College of Medicine (BCM). optogeneticsの開発は今正確に遺伝的に定義されたニューロンと回路の両方を刺激するための手段を提供する in vitroでと。ここでは、脳組織の慢性光刺激用の光ファイバのアセンブリおよび移植について説明します。

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Combining Transcranial Magnetic Stimulation and fMRI to Examine the Default Mode Network

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful rest."1,2,3 It is thought the default mode network corresponds to self-referential or "internal mentation".2,3
It has been hypothesized that, in humans, activity within the default mode network is correlated with certain pathologies (for instance, hyper-activation has been linked to schizophrenia 4,5,6 and autism spectrum disorders 7 whilst hypo-activation of the network has been linked to Alzheimer's and other neurodegenerative diseases 8). As such, noninvasive modulation of this network may represent a potential therapeutic intervention for a number of neurological and psychiatric pathologies linked to abnormal network activation. One possible tool to effect this modulation is Transcranial Magnetic Stimulation: a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.9
In order to explore the default mode network's propensity towards and tolerance of modulation, we will be combining TMS (to the left inferior parietal lobe) with functional magnetic resonance imaging (fMRI). Through this article, we will examine the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools.

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the combination of TMS and fMRI to examine the effects of brain stimulation on the default network.

デフォルトモードのネットワークを検査する経頭蓋磁気刺激とfMRIを組み合わせ

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful ...

神経科学

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS：脆弱X症候群と自閉症の可塑性のMechasnismを探検するシータバーストプロトコルを使用する

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

TMSの状態 - 依存性の効果：動機の閃光の挙動を見

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

NeuroStar TMSデバイス：うつ病の治療薬としてFDA承認されたプロトコルを実施

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

慢性のためのアダルト生まれの嗅覚ニューロンの選択的なウイルス形質導入 in vivoで Optogenetic刺激

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

齧歯類の中枢神経系の生体光遺伝学的刺激

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

聴覚神経の光遺伝学的刺激

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

微小電極は、長期的な脳深部刺激のためのラットの視床下核に電極の移植ガイド付き

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

脳スライスにおける恐怖回路のex vivo光遺伝学解剖

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...