この作品は、米国国立衛生研究所（AR-49419、DD）は、筋ジストロフィー協会（DD）とNIH訓練助成T90DK70105（CH）からの補助金によって支えられている。

1。 EDLの筋肉を ex vivoでの収縮と受動特性の評価 EDLの筋肉の収縮とパッシブ特性は 、in vitro の筋肉テストシステムでオーロラ科学を用いてex vivoで測定されます。材料および装置については、 表1を参照してください。 1.1機器の準備<ol><li>水ジャケット組織浴にoxytubeを確保することにより、組織器官浴を組み立てます。筋肉実装装置に組み付け風呂を取り付けます。 oxytubeにガスラインを接続します。水ジャケット組織浴に水循環ラインを締めて、浴室の排水にニードルバルブを配置します。 </li><li>循環水槽の電源をオンにして、30℃で7に温度を調整します。 95％の5 PSI（ポンド毎平方インチ）O 2 -5％CO 2は oxytube通って流れるようになります。リンゲルバッファーと一緒にお風呂を埋める。少なくともためのバッファを平衡oxytubeバルブを調整することで安定したガス流量で10分間。 </li><li> （刺激、デュアルモードレバーシステム、及び信号インタフェース）機器の電源をオンにします。製造業者の指示に従って動的筋肉制御（DMC）のソフトウェアをロードします。 </li></ol> 1.2 EDL筋肉解剖すべての動物実験は、インスティテューショナルアニマルケアと使用委員会によって承認されなければならない。 <ol><li>麻酔カクテル（材料のセクションを参照してください）​​2.5μlの/ g体重の腹腔内注射でマウスを麻酔。手術の手順では、鎮静の深さは、つま先のピンチを実行することによって確認した。麻酔下で動物を維持するために必要なときに初期の麻酔投与量の10％のサプリメントを投与されています。後肢を剃る。加熱パッドの上にマウスを置くことによって、解剖手順°Cの前に37℃で体内深部の温度を維持します。体温が常に直腸temperatを測定することにより監視されているサーマルプローブを使用していい、ラベル。 </li><li>解剖ボード（ 図1）の上にマウス仰臥位を置きます。後肢の筋肉を露出させるために脚の皮膚をはがします。 2洋裁ピン、薄筋の足で1と他のを使用してSYLGARDブロックに足を固定します。 37℃中核体温を維持するために、マウス本体上記ヒートランプを置き℃に常にリンゲルバッファーですべての筋肉を露出した表面かん流する。真空ラインを介して過剰なバッファをドレイン。 </li><li>遠位のTA腱と足に向かって皮膚を切開することによって実体顕微鏡下伸筋靭帯を公開します。優しく、TA筋肉を覆っている筋膜を除去します。遠位のTA腱を解放するために伸展靭帯を切った。 </li><li>遠TAの腱を切って、TAの筋肉を剥離し、それを使用しています。慎重にその近アタッチメントで、TA筋を取り除く。 TAの筋肉の血管系の破裂による出血を吸収するEDL筋肉の隣リンゲルバッファーに浸した綿の薄い部分を置き。過剰なバッファや血液を除去するために真空ラインを使用しています。 </li><li>遠EDL筋の筋腱接合（MTJ）（ 図2）でパン絹縫合糸を使用して、ループの結び目に続く二重の角結び目を結びます。近EDL筋肉を露出させるために大腿二頭筋の遠位部の切開を加えます。近EDL腱のMTJにおけるノット（ 図2）の同じセットを繰り返します。同じ縫合線を使用して二重の角結び目の近位または遠位ノットのどちらかにレバーアームフックを取り付けます。残りの縫合線を切り落とした。 </li><li>近縫合糸の結び目に優れた近EDLの腱を切った。フックでEDL筋肉を持ち上げ、筋肉の下に血管系を切った。後肢からEDL筋肉を削除する遠位縫合糸の結び目に劣る遠EDLの腱を切った。リンゲルバッファーに浸した綿の切れ端で露出した後肢をカバーしています。 </li><li>レバーアームにフックを取り付けます。縦に筋の位置を合わせます二つの電極間。固定ポストから遠位縫合線を固定します。水没リンゲルバッファ内の筋肉に組織浴を持ち上げます。デュアル·ファイン/粗移動ステージを用いた1.0グラムの静止張力を調整し、筋肉は少なくとも10分間平衡化させます。 </li></ol> EDLの筋肉の収縮とパッシブ特性の測定1.3 以下の測定ごとにDMCのソフトウェアのパラメータを設定するには、 表2を使用します。動的筋分析（DMA）ソフトウェアを使用してデータを分析します。 EDLの筋肉の収縮特性の測定1.3.1 <ol><li> 8筋肉を安定させるために離れて60秒で150 HzでのEDL筋肉を三回を刺激する。 </li><li>最適な長さ（LO）を決定するために異なる休憩緊張でEDL筋肉を刺激する。最適な長さは、筋肉が最大単収縮張力を開発した時の長さです。に筋肉を許可2分間リラックスしてください。 </li><li> LOに静止張力を調整します。単一単収縮刺激で筋力を測定します。絶対収縮力（PT）、Ptのピークテンション（TPT）とハーフ緩和時間（半RT）までの時間を決定します。筋肉は2分間リラックスすることができます。 </li><li> LOに静止張力を調整します。異なる刺激周波数（50、80、100、120、150、200 Hz）で生成された強縮性筋力を測定します。筋力が最大に達すると、絶対最大テタヌス筋力（Po）を決定します。 TPTとPo 9の½RTを測定します。 </li><li>筋肉が5分間リラックスすることができます。 LOに静止張力を調整します。サイクル間に2分間の残りとエキセントリック収縮の10サイクルを適用します。伸張性収縮の各サイクルの後にPoの相対的な力の損失を計算します。 </li><li>装置からEDL筋肉を切り離し、縫合部位での腱を切った。筋湿重量を決定し、筋肉の断面積（​​CSA）を計算する6,10。 </li></ol> EDL筋肉の受動的特性の測定1.3.2 <ol><li>対側のEDL筋肉を解剖し、1.2節で説明したように装置に取り付けて、2から7を繰り返します。 </li><li>筋肉を10％Loの増分で160％Loに歪んでいる6つのステップストレッチングプロトコルに従うことを条件として、EDL筋肉を。応力-ひずみプロファイル6を分析します 。 </li><li> 10パーセントローでストレッチや筋肉を保持した後、次の時間枠での応力緩和率（SRR）を測定することによって、EDL筋肉の粘性特性を評価：ピークから0.1秒後にピーク（pp）は、0.1から0.2秒に0.2〜0.5秒にPP、0.5〜1秒のPPにPP、1〜1.5秒頁へ</li><li>マウスを麻酔下にまだある間、研究終了時に、頚椎脱臼および/または断頭によりマウスを安楽死させる。装置からEDL筋肉を切り離し、縫合部位での腱を切った。筋湿重量を決定し、筋肉のクロス自体を計算ctional域（CSA）6,10。 </li></ol> 2。 その場のTA筋収縮特性の評価 TAの筋肉の収縮特性は 、in situ筋力テスト·システムでオーロラ科学を用いて測定される。材料および装置については、 表1を参照してください。 2.1装置の準備<ol><li> 37に熱制御動物ステージを温める℃の循環水浴を使用しています。 </li><li> （刺激、デュアルモードレバーシステム、及び信号インタフェース）機器の電源をオンにします。製造業者の指示に従って、DMCソフトウェアをロードします。 </li></ol> 現場力の測定でのTA筋肉の2.2準備<ol><li>マウスを麻酔し、後肢を剃ると1.2節で3のステップ1で説明したように、TAの筋肉を公開します。 </li><li>膝蓋骨靱帯USIの周りに二重平方結び目を作るngのパン絹縫合。遠位のTA筋肉のMTJ（ 図2）のループノット続く二重の角結び目を作る、同じ縫合線を使用して、遠位のTA腱結び目から〜10mmのループを残して別の二重平方結び目を作る。ループ側の第二平方結び目を置きます。 </li><li>後肢からピンを外して、動物が腹臥位。大腿二頭筋を公開します。坐骨神経を明らかにするために正中線で切開を行います。坐骨神経の近位端の周りに二重の角結び目を作る。縫合線の片側をトリミングして、結び目に優れた神経を切断。穏やかに、縫合線を用いた膝に向かって坐骨神経を引くとフリーに周囲の結合組織〜その長さの5ミリメートルをオフにします。この手順の中で神経を伸ばし、常にリンガバッファを持つ神経を表面かん流するしないでください。 </li><li>手順1〜3に記載のように反対側のTAの筋肉を準備します。 Riの一片で露光後肢の1をカバーngerのバッファは綿を浸した。常にあらかじめ温めておいた（37℃）リンゲルバッファーで両後肢を表面かん流する。真空ラインを介して過剰なバッファを削除します。 </li><li>動物のプラットフォーム上で発生しやすい動物を置きます。動物プラットフォームに膝クランプホルダーを取り付け、膝蓋骨靱帯縫合線を使用して二重の角ノットの金属端子に両膝を固定します。洋裁ピンを使用してSYLGARDブロックに両足をピン。熱制御されたステージの上に動物のプラットフォームを固定します。 37℃で動物中核体温を維持するためにヒートランプを置き</li><li>動物プラットフォームに電極ホルダーを固定し、縫合線を使用して電極上に坐骨神経を築く。離れて後肢の筋肉から電極を保管してください。 MTJ素子縫合部位におけるむき出しの後肢の先端のTA腱を切った。レバーアームフックに遠位のTA腱縫合糸ループを取り付けます。暖かいリンゲルバッファーに浸した綿で露光後肢の筋肉をカバーしています。 </li></ol><ol><li> DMCのソフトウェア内のパラメータを設定するには、 表2を使用します。 TAの筋肉の収縮特性を決定するために、第1.3.1項で説明したのと同じプロトコルに従ってください。 DMAソフトを使ってデータを分析します。 </li><li>収縮特性測定後、レベラーアームのフックから遠位のTA腱縫合糸ループを切り離す。 TAの筋肉を取り外します。筋湿重量を決定し、CSAの10を計算します 。 </li><li>上記の手順1〜3に従って、対TAの筋肉の収縮特性を測定します。試験終了時の制度上のガイドラインに従って、マウスを安楽死させる。 </li></ol>

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	<li>Huijing, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+as+a+collagen+fiber+reinforced+composite:+a+review+of+force+transmission+in+muscle+and+whole+limb.">Muscle as a collagen fiber reinforced composite: a review of force transmission in muscle and whole limb.</a> J. Biomech. 32, 329-345 (1999).</li><li>Moss, R. L., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastic+and+viscous+properties+of+resting+frog+skeletal+muscle.">Elastic and viscous properties of resting frog skeletal muscle.</a> Biophys. J. 17, 213-228 (1977).</li><li>Hoffman, E. P., Brown, R. H., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin:+the+protein+product+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+locus.">Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus.</a> Cell. 51, 919-928 (1987).</li><li>Petrof, B. J., Shrager, J. B., Stedman, H. H., Kelly, A. M., Sweeney, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin+protects+the+sarcolemma+from+stresses+developed+during+muscle+contraction.">Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 3710-3714 (1993).</li><li>Pastoret, C., Sebille, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mdx+mice+show+progressive+weakness+and+muscle+deterioration+with+age.">mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age.</a> J. Neurol. Sci. 129, 97-105 (1995).</li><li>Hakim, C. H., Grange, R. W., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+passive+mechanical+properties+of+the+extensor+digitorum+longus+muscle+are+compromised+in+2-+to+20-mo-old+mdx+mice.">The passive mechanical properties of the extensor digitorum longus muscle are compromised in 2- to 20-mo-old mdx mice.</a> J. Appl. Physiol. 110, 1656-1663 (2011).</li><li>Segal, S. S., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependent+physiological+stability+of+rat+skeletal+muscle+in+vitro.">Temperature-dependent physiological stability of rat skeletal muscle in vitro.</a> Am. J. Physiol. 248, 265-270 (1985).</li><li>Grange, R. W., Gainer, T. G., Marschner, K. M., Talmadge, R. J., Stull, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-twitch+skeletal+muscles+of+dystrophic+mouse+pups+are+resistant+to+injury+from+acute+mechanical+stress.">Fast-twitch skeletal muscles of dystrophic mouse pups are resistant to injury from acute mechanical stress.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283, 1090-1101 (2002).</li><li>Hakim, C. H., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gender+differences+in+contractile+and+passive+properties+of+mdx+extensor+digitorum+longus+muscle.">Gender differences in contractile and passive properties of mdx extensor digitorum longus muscle.</a> Muscle Nerve. 45, 250-256 (2012).</li><li>Hakim, C. H., Li, D., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+murine+skeletal+muscle+function+for+muscle+gene+therapy.">Monitoring murine skeletal muscle function for muscle gene therapy.</a> Methods Mol. Biol. 709, 75-89 (2011).</li></ol>

特別な利害関係は宣言されません。

このプロトコルでは、収縮および受動的性質のEDLの筋肉とTA筋の収縮特性を測定するための生理的なアッセイを説明しました。筋肉生理学研究における主要な関心事は、ターゲットの筋肉の酸素です。大きな筋肉（例えばTAの筋肉など）の場合は、 その場でのアプローチでリンゲルバッファからの酸素拡散がin vitroアッセイの筋肉の中心に到達しない可能性があるため好ましい。 現場のアプローチでは 、通常の血液供給と低酸素関連の邪魔にならない人工的な影響は避けられる。 EDLの筋肉は生理学の研究の中で最も一般的に使用される筋肉の一つです。筋肉全体の十分な酸素が ​​あるため、筋肉の小さなサイズのin vitro系で達成することができる。さらに、in vitro系でのイオンの濃度を操作するための密閉環境（のCa 2 +、Na +とK +）を提供し、化学最適な筋肉の力発生のために必要されているCAL（ATPとグルコース）。これは力の生産上のこれらの変数の影響を検討する絶好の機会を提供しています。 手足の筋肉の収縮とパッシブ特性の正確な測定は、骨格筋の機能を研究することが重要です。これらのプロパティの特徴的な変化は、多くの場合、様々な筋疾患の特徴であるとみなされます。これらのパラメータの変化は、実験的治療が有効であるか否かを判断することも重要な指標です。

<table border="1"><tbody><tr><td> 材料 </td><td> メーカー </td><td></td><td> 仕様とコメント </td></tr><tr><td>組織器官浴</td><td> Radnoti LLCは、カリフォルニア州、米国</td><td></td><td>水ジャケット組織浴（カタログ番号158351-LL）、酸素分散器チューブ（カタログ番号160192）、ルアーバルブ（カタログ番号120722） </td></tr><tr><td>循環水浴</td><td>フィッシャーサイエンティフィック、ウォルサム、マサチューセッツ州、米国</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ガスミックス</td><td> Airgasの国立、シャーロット、NC、アメリカ合衆国</td><td></td><td> 95％O 2および5％CO 2 </td></tr><tr><td> in vitroでの筋機能アッセイ装置内 </td><td>オーロラ·サイエンティフィック、オーロラ、ON、カナダ</td><td></td><td>システムは、刺激（モデル＃701A）、デュアルモードレバーシステム（モデル＃300Cまたは305C）、信号インターフェース（モデル＃604B）とテストAPで構成されていますparatus（モデル＃800A）が垂直に組織器官浴をマウントする</td></tr><tr><td> in vitroでの筋機能アッセイソフトウェアで </td><td></td><td></td><td>ダイナミック筋肉制御（DMC）のソフトウェアおよび動的筋力制御データ分析（DMA）ソフトウェア</td></tr><tr><td> 0.9％のNaClで混合マウス麻酔カクテル</td><td>制度上のガイドラインを参照してください。 </td><td></td><td>ケタミン（25 mg / ml）を、キシラジン（2.5 mg / ml）とアセプロマジン（0.5 mg / ml）を。手術の手順では、初回投与量の10％のサプリメントは、麻酔下で動物を維持するために必要であるかもしれません。 </td></tr><tr><td>シルガード</td><td>ワールド·精密機器</td><td>猫＃SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td>カスタムメイドのプレキシガラスの解剖ボード</td><td>設計された家の中で</td><td></td><td> 図1を参照してください</td></tr><tr><td>加熱灯</td><td>テンソルライティング社、米国マサチューセッツ州ボストン</td><td></td><td>解剖時にマウスを暖かく保つために15ワットのランプ</td></tr><tr><td>リンゲルバッファー</td><td>三井化学は、Fisher Scientific、ウォルサム、マサチューセッツ州、米国から購入している</td><td></td><td> mMで組成：1.2のNaH 2 PO 4（カタログ番号S369）、1し、MgSO 4（カタログ番号M63）、4.83のKCl（カタログ番号P217）、137のNaCl（カタログ番号217）、24のNaHCO 3（カタログ番号S233）、2のCaCl 2（カタログ＃C79）、10グルコース（カタログ番号D16）。個々の化学物質を溶解し、上記の順に混ぜる。 4℃で保存する</td></tr><tr><td>ステレオ解剖顕微鏡</td><td>ニコン、メルヴィル、ニューヨーク州、米国</td><td></td><td></td></tr><tr><td>解剖ツール</td><td>ファイン科学ツール、フォスターシティ、カリフォルニア州、米国</td><td></td><td>粗い鉗子、はさみ粗い、細かいピンセット（ストレートと45°の角度） </td></tr><tr><td> ＃4から0まで編んだシルク縫合</td><td> SofSilk USSC蘇トゥーレス、ノーウォーク、コネチカット州、アメリカ合衆国</td><td>猫＃SP116 </td><td></td></tr><tr><td>特注のステンレス製フック</td><td>小さなパーツ株式会社</td><td></td><td> 2&#39;&#39;力変換器305Cまたは2.5用の長いS / S 304V（0.18&#39;&#39;直径）&#39;&#39;トランスデューサ300Cのための長いS / S 304V（0.012&#39;&#39;直径）（カタログ番号ASTM A313） </td></tr><tr><td> その場で筋機能アッセイ系 </td><td>オーロラ·サイエンティフィック、オーロラ、ON、カナダ</td><td></td><td>システム（809B、 現場マウス装置では ）刺激（モデル＃701B）、デュアルモードレバーシステム（モデル＃305C）、信号インターフェース（モデル＃604A）と熱制御踏み板装置（モデル＃809Aで構成されてい） </td></tr><tr><td> in vitroでの筋機能アッセイソフトウェアで </td><td>オーロラ·サイエンティフィック、オーロラ、ON、カナダ</td><td></td><td>ダイナミック筋肉制御（DMC）のソフトウェアおよび動的筋力制御データ分析（DMA）ソフトウェア</td></tr><tr><td>カスタムメイドのTAアッセイ動物プラットフォーム</td><td>設計された家の中で</td><td></td><td> 図2を参照してください</td></tr><tr><td>特注のステンレス製フック</td><td>小さなパーツ株式会社</td><td>猫＃ASTM A313 </td><td> 0.5インチロング、S / S 304V（0.18&#39;&#39;直径） </td></tr><tr><td>カスタムメイド25G白金電極</td><td> Chalgren企業、ギルロイ、カリフォルニア州</td><td></td><td> 2 24G電線に半田2 0.016&#39;&#39;太い白金線</td></tr></tbody></table> 表1の材料および機器。

evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice

身体の動きは、主に骨格筋の機械的機能によって提供されています。骨格筋は、筋肉内結合組織で覆われて筋繊維の多数の束で構成されています。それぞれの筋線維は、筋線維の長さに沿って長手方向に実行する多くの筋原繊維を含んでいます。筋原線維は、筋肉の収縮装置であり、それらはサルコメアとして知ら繰り返し収縮単位で構成されています。サルコメア単位は、Zディスクやタイチン蛋白質の間隔があけられるアクチンとミオシンフィラメントが含まれています。骨格筋の機械的機能は、筋肉の収縮と受動特性によって定義されます。収縮特性は、筋収縮、筋弛緩の力発生と時間の時に生成される力の量を特徴付けるために使用されています。筋収縮（例えば、アクチンとミオシンフィラメントの間の相互作用として、カルシウム、ATP / ADP比などの恒常性）に影響を与えるすべての要因は、収縮propeに影響を与えるrties。受動的な特性は収縮の非存在下での筋肉の弾性と粘性特性（剛性と粘度）を参照してください。これらのプロパティは、細胞外および細胞内の構造部品（例えばタイチンなど）と結合組織（主にコラーゲン）1-2によって決定されます。収縮とパッシブ特性は筋機能の2切り離せない側面である。例えば、肘屈曲は上腕の後部コンパートメントの筋肉の上腕と受動的な伸張の前方コンパートメントの筋肉の収縮によって達成されます。本当に筋肉の機能を理解するために、両方の収縮とパッシブ特性を検討すべきである。 筋肉の収縮および/または受動機械的性質は、多くの場合、筋疾患で侵害されています。良い例は、デュシェンヌ型筋ジストロフィー（DMD）、ジストロフィン欠損3によって引き起こされる疾患を無駄にして重度の筋肉です。ジストロフィンは細胞骨格proteですという点で、筋収縮中に4筋細胞膜（鞘）を安定させます。ジストロフィンが存在しない場合には、筋鞘は力伝達の間に生成せん断力によって損傷されています。引き裂くこの膜は、筋肉の細胞死と収縮機械の損失につながる連鎖反応を開始します。その結果、筋肉の力が低減されると死んで筋線維は線維組織5に置き換えられます。この後の変化は筋肉のこわばり6が増加します 。これらの変化の正確な測定は、疾患の進行を評価し、新規遺伝子/細胞/薬理学的介入の治療効果を決定するために重要な指針を提供しています。ここでは、長趾伸筋（EDL）と前脛骨筋（TA）の筋肉の収縮特性の収縮とパッシブの両方の機械的特性を評価するための2つの方法を提示します。

次の結果は我々の以前の報告書6,9から表現したものです。データは平均値の平均値±標準誤差として提示されている。 表3は、通常の BL10と年齢の4〜6ヵ月の時点でジストロフィン欠損（MDX）マウスでEDL筋の形態学的特性を示し、 図4は、代表的な収縮とパッシブプロパティを示していBL10とmdxマウスからEDL筋肉。 EDLの筋肉の収縮特性は、特定の（絶対CSAで割った力）収縮力（ 図4A）、特定の最大強縮力（ 図4B）、TPTと½絶対最大強縮力のRT含めて以下の用語で記述されます（ 図4CおよびD）。 TPTと½RTはまた絶対収縮力から計算することができます。応力-ひずみプロファイル（ 図4E）およびSRR（ 図4F）EDL筋肉の受動的性質を記述するために使用される再。 ジストロフィンの欠如は、EDL筋6,9の収縮およびパッシブ特性に大きな影響を与えます。特定のけいれんとテタヌス力が著しくMDX EDL筋肉に削減されます。 ½RTはMDXのEDL筋肉で大幅に遅くなりながら、TPTはかなり速くなります。応力-ひずみプロファイルは、その剛性が大幅にMDX EDL筋肉に増加することを示唆している。ポストピーク応力がはるかに速く減少しながらMDX EDL筋はまた、ピーク応力に到達する前に大幅にはるかに高い抵抗力（受動的ストレス）が得られる。さらに、SRRはBL10のEDL筋肉に比べMDX EDL筋で有意に高かった。 統計分析両群間で統計的有意性は、 スチューデントのt検定によって分析される。 sの複数のグループ間でtatistical意義は、ボンフェローニ続い一方向または双方向ANOVA分析事後解析は、SASソフトウェア（SASインスティチュート社、ケアリー、ノースカロライナ州）を使用してお勧めします。差はp &lt;0.05で有意であるとみなしたときにされています。 表1の材料および機器。 <table border="1"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> 実験 </td><td class="jove_content_small"> 静止張力（グラム） </td><td class="jove_content_small"> パルス周波数（Hz） </td><td class="jove_content_small"> パルス幅（ms） </td><td class="jove_content_small"> 刺激の持続時間（ミリ秒） </td><td class="jove_content_small"> ストレッチの長さ </td><td class="jove_content_small"> ストレッチ持続時間（ミリ秒） </td><td class="jove_content_small"> 伸び率 </td><td class="jove_content_small"> 注釈 </td></tr><tr><td colspan="9"> 1。 EDLの筋肉を ex vivoでの収縮および受動特性の評価 </td></tr><tr><td colspan="9"> EDLの筋肉の収縮特性の測定1.3.1 </td></tr><tr><td> 1。暖める</td><td> 1.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td>各刺激の間に60秒間筋肉を休ませる。これらの予備テタヌス収縮はその後の測定のために筋肉を安定させます。 </td></tr><tr><td> 2。最適な筋長（LO） </td><td> 0.5、1.0、1.5および2.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td>筋肉は、それぞれの刺激の間に30秒間リラックスすることができます。デジタルノギスを用いて筋肉の最適な長さを測定します。 </td></tr><tr><td> 3。シングルTWItchの力（Pt）を</td><td> Loに静止張力を調整します</td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4。テタヌス筋力</td><td> Loに静止張力を調整します</td><td> 50、80、100、120、150、200 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td>筋肉は、それぞれの刺激の間に1分間リラックスすることができます。最大絶対テタヌス力（Po）を生成する頻度を決定します。 </td></tr><tr><td> 5。伸張性収縮</td><td> Loに静止張力を調整します</td><td>最大強縮力（Po）を生成する周波数を使用する</td><td> 0.2 </td><td> 700 </td><td> 10％のロー</td><td>刺激の持続時間の最後の200ミリ</td><td> 0.5ロー/秒</td><td>サイクル間に2分間の残りと10サイクルの伸張性収縮を繰り返します。 </td></tr><tr><td> 6。 EDL筋肉のCSA </TD&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA =（筋肉の質量（g）/ [1.06グラム/ cm 3で X（ローX 0.44）]。1.06グラム/ cm 3で、筋肉の密度であり、0.44は比率をLoにEDL筋線維の長さです。 </td></tr><tr><td colspan="9"> EDL筋肉の受動的特性の測定1.3.2 </td></tr><tr><td> 1。プロトコルをストレッチ6つのステップ</td><td> Loに静止張力を調整します</td><td></td><td></td><td></td><td> 10％のロー</td><td></td><td> 2センチメートル/秒</td><td> 160％ローに到達するまでLoは10％の増加とストレッチングプロトコルを繰り返します。ストレッチサイクル間ALOW 1.5秒。 </td></tr><tr><td> 2。 SRR </td><td> Loに静止張力を調整します</td><td></td><td></td><td></td><td> 10％のロー</td><td></td><td> 2センチメートル/秒</td><td> SSRはトンと応力の差で除して計算されIMEは、時間枠内の2つの時点の間の経過。 </td></tr><tr><td colspan="9"> 2.3 TAの筋肉の収縮特性を測定する </td></tr><tr><td> 1。暖める</td><td> 4.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td>各刺激の間に60秒間筋肉を休ませる。 </td></tr><tr><td> 2。最適な筋長（LO） </td><td> 3.0、4.0、5.0、6.0および7.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td>筋肉は、それぞれの刺激の間に30秒間リラックスすることができます。デジタルノギスを用いて筋肉の最適な長さを測定します。 </td></tr><tr><td> 3。 TAの筋肉のCSA </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA =（筋肉の質量（g）/ [1.06グラム/ cm 3で X（ローX 0.6）]。0.6 LoのRAへのTAの筋線維の長さです酸化チタン。 </td></tr></tbody></table> 表2のEDLとTA筋肉の機械的特性の評価のためのパラメータ。 <table border="1"><tbody><tr><td> 力む </td><td> 年齢（月） </td><td> 体重（g） </td><td> EDLの重量（mg） </td><td> EDL羅（㎜） </td><td> EDLは、CSA（mm 2）と </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32.03±0.57 </td><td> 13.90±0.77 </td><td> 14.09±0.04 </td><td> 2.12±0.12 </td></tr><tr><td> MDX </td><td> 6 </td><td> 35.44±0.42 * </td><td> 16.73±0.42 * </td><td> 13.93±0.05 * </td><td> 2.57±0.07 * </td></tr></tbody></table> 表3。 EDL筋の形態学的特性。*、 メリーランド州の値xのマウスは、年齢をマッチさせBL10マウスのそれとは大きく異なっている。 <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="図1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> 図1。カスタムメイドのマウス解剖用ボードの回路図を示します。解剖ボードは、½インチ厚いプレキシガラスからなされると制度ショップで製作された。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="図2" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; 図2。 MTJ素子のループノット続く二重の角結び目を結ぶの手順を示すデジタル画像のシリーズ。アスタリスクEDLの筋肉、アロー、EDL筋の遠位腱。 <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="図3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; 図3。 現場のTA筋機能アッセイでのカスタムメイドプラットフォームの模式図。プレキシガラス動物プラットフォームとステンレス膝ホルダーは現場マウス装置で 809Bにマウントするように設計された。*、ステンレス鋼棒（カタログ番号MPR-2.0 、Siskiyou、グランツパス、オレゴン）、＃、ユニバーサル電極ホルダー（カタログ番号MXB、Siskiyou、グランツパス、オレゴン）、§、電極取付ロッド（カタログ番号MPR-3.0、Siskiyou、グランツパス、オレゴン）; **シルガードブロック。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <p class="jove_content" fo:keep-together.within-paGE = &quot;always&quot;に&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="図4" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; 図4。 EDLの筋肉の収縮と受動特性のための代表的な結果。EDL筋の収縮特性 特定の単収縮力（）は、特定のテタヌス力（B）は、ピークテンション（C）は、半分緩和時間（D）への時間によって特徴付けられる。 EDL筋肉の受動的特性は、応力歪みプロファイル（E）とSSRによって評価されています。 *、mdxマウスは、年齢をマッチさせたBL10マウス著しく異なっている。

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Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

手足の筋肉の収縮とパッシブの機械的性質の変化は筋肉の疾患のための重要なバイオマーカーである。本稿では、ネズミ伸digitorum長指と前脛骨筋、これらの特性を測定するための生理的なアッセイを記載。

長指伸筋の筋機能の評価<em&gt;エクスビボ</em&gt;と前脛骨筋<em&gt;その場</em&gt;マウスの

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

42.1K ビュー.  University of Missouri. 手足の筋肉の収縮とパッシブの機械的性質の変化は筋肉の疾患のための重要なバイオマーカーである。本稿では、ネズミ伸digitorum長指と前脛骨筋、これらの特性を測定するための生理的なアッセイを記載。

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Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

単離骨格筋のミオ - 機械的分析

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

医学

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

の応用<em&gt;インビボ</em組織工学骨格筋の修復を評価するためのラット前脛骨の&gt;機能テスト

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

生物工学

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional afferent fibers monitor other characteristics of the muscle environment, including metabolite buildup, temperature, and nociceptive stimuli. Overall, abnormal activation of sensory neurons can lead to movement disorders or chronic pain syndromes. We describe the isolation of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and nerve for in vitro study of stretch-evoked afferent responses in the adult mouse. Sensory activity is recorded from the nerve with a suction electrode and individual afferents can be analyzed using spike sorting software. In vitro preparations allow for well controlled studies on sensory afferents without the potential confounds of anesthesia or altered muscle perfusion. Here we describe a protocol to identify and test the response of muscle spindle afferents to stretch. Importantly, this preparation also supports the study of other subtypes of muscle afferents, response properties following drug application and the incorporation of powerful genetic approaches and disease models in mice.

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons are involved in proprioceptor signaling and also report on metabolic state and injury related events. We describe an adult mouse in vitro muscle-nerve preparation for studies on stretch-activated muscle afferents.

アン<em&gt;体外</em筋求心性神経の焼成特性を研究するための&gt;成体マウス筋肉神経の準備

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

神経科学

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

マウス骨格筋形態と繊維の種類組成の半自動解析

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

隔離された骨格筋の収縮、倦怠感や交互の ex vivo での評価

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

生物学

Isometric and Eccentric Force Generation Assessment of Skeletal Muscles Isolated from Murine Models of Muscular Dystrophies

Critical to the evaluation of potential therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological assessments of muscle function. Because many pre-clinical trials rely on mouse models for these diseases, isolated muscle function has become one of the standards for Go/NoGo decisions in moving drug candidates forward into patients. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus (EDL) and diaphragm muscles for functional testing, which are the predominant muscles utilized for these studies. The EDL muscle geometry is ideal for isolated muscle preparations, with two easily accessible tendons, and a small size that can be supported by superfusion in a bath. The diaphragm exhibits profound progressive pathology in dystrophic animals, and can serve as a platform for evaluating many potential therapies countering fibrosis, and promoting myofiber stability. Protocols for routine testing, including isometric and eccentric contractions, will be shown. Isometric force provides assessment of strength, and eccentric contractions help to evaluate sarcolemma stability, which is disrupted in many types of muscular dystrophies. Comparisons of the expected results between muscles from wildtype and dystrophic muscles will also be provided. These measures can complement morphological and biochemical measurements of tissue homeostasis, as well as whole animal assessments of muscle function.

Muscle function measurements contribute to the evaluation of potential therapeutics for muscle pathology, as well as to the determination of mechanisms underlying physiology of this tissue. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus and diaphragm muscles for functional testing. Protocols for isometric and eccentric contractions will be shown, as well as differences in results between dystrophic muscles, representing a pathological state, and wildtype muscles.

筋ジストロフィーのマウスモデルから分離された骨格筋の等尺性と偏心力発生アセスメント

Critical to the evaluation of potential  therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological  assessments of muscle function. ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

マウスで内がえし筋機能の非侵襲的評価

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle mass and strength in healthy individuals and in patient populations. There is a need for precision rehabilitation tools to test the safety and effectiveness of PRT to maintain and/or restore muscle mass and strength in preclinical studies on small and large animal models. The PRT methodology and device described in this article can be used to perform dosage-adjusted resistance training (DART). The DART device can be used as a standalone dynamometer to objectively assess the concentric contractile torque generated by the ankle dorsiflexors in mice or can be added to a pre-existing isokinetic dynamometry system. The DART device can be fabricated with a standard 3D printer based on the instructions and open-source 3D print files provided in this work. The article also describes the workflow for a study to compare contraction-induced muscle damage caused by a single bout of DART to muscle damage caused by a comparable bout of isometric contractions (ISOM) in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy type 2B/R2 (BLAJ mice). The data from eight BLAJ mice (four animals for each condition) suggest that less than 10% of the tibialis anterior (TA) muscle was damaged from a single bout of DART or ISOM, with DART being less damaging than ISOM.

The present protocol describes a unique technique called dosage-adjusted resistance training (DART), which can be incorporated into precision rehabilitation studies performed in small animals, such as mice.

筋肉損傷のリスクを低減したマウスにおける用量調整されたレジスタンストレーニング

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle ...

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been reported that skeletal muscle may increase the extraction of glucose from the blood by up to 50-fold during exercise compared to resting conditions. The increase in muscle glucose uptake during exercise and insulin stimulation is dependent on the translocation of glucose transporter 4 (GLUT4) from intracellular compartments to the muscle cell surface membrane, as well as phosphorylation of glucose to glucose-6-phosphate by hexokinase II. Isolation and incubation of mouse muscles such as m. soleus and m. extensor digitorum longus (EDL) is an appropriate ex vivo model to study the effects of insulin and electrically-induced contraction (a model for exercise) on glucose uptake in mature skeletal muscle. Thus, the ex vivo model permits evaluation of muscle insulin sensitivity and makes it possible to match muscle force production during contraction ensuring uniform recruitment of muscle fibers during measurements of muscle glucose uptake. Moreover, the described model is suitable for pharmacological compound testing that may have an impact on muscle insulin sensitivity or may be of help when trying to delineate the regulatory complexity of skeletal muscle glucose uptake.
Here we describe and provide a detailed protocol on how to measure insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated soleus and EDL muscle preparations from mice using radiolabeled [3H]2-deoxy-D-glucose and [14C]mannitol as an extracellular marker. This allows accurate assessment of glucose uptake in mature skeletal muscle in the absence of confounding factors that may interfere in the intact animal model. In addition, we provide information on metabolic viability of incubated mouse skeletal muscle suggesting that the method&#160;applied possesses some caveats under certain conditions when studying muscle energy metabolism.

Intact regulation of muscle glucose uptake is important for maintaining whole body glucose homeostasis. This protocol presents assessment of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle when delineating the impact of various physiological interventions on whole body glucose metabolism.

マウスから単離およびインキュベートされた成熟骨格筋におけるインスリンおよび収縮刺激グルコース取り込みの測定

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

マウスにおける膝伸張筋機能のインビボ測定

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...

長指伸筋の筋機能の評価

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