この作品は、オーストラリア研究会議（ARC DP0988227）とバイオメディカルサイエンスの調教からバイオメディカルサイエンス研究イニシアティブ助成、シドニー大学でサポートされています。機器のパッチクランプアンプEPC 8はバイオメディカルサイエンスの調教からスタートアップ基金、シドニー大学によって資金を供給された。機器InstruTECH LIH 8 +8データ収集システムは、レベッカL.クーパー財団とバイオメディカルサイエンスの調教からスタートアップ基金、シドニー大学からの資金で購入した。我々は彼らの洞察に満ちた提案やコメントのために匿名の査読に感謝したいと思います。

1。全般設定と組織の準備<ol><li> 30分（そのストレスレベルを減少させることを目指して）のために暗闇の中でマウスをおいてください。待っている間、外液の1 Lを用意。第ミリQ水の半分リットルの重炭酸ナトリウム1.9gを溶解する。そのpHを95％O 2および5％CO 2でバブリングすることにより7.4に維持される。 5分後、ミリQ水で1 Lまでの上部、重炭酸ナトリウム溶液に加える、ミリQ水100mlにエイムス媒体の8.8グラムを溶解し、よく混合する。実験の残りのcarboxygenatedこのソリューションを保つ。 </li><li> carboxygenatedエイムス培地250mlのを取るとセットアップ電気生理学的に流体灌流システムを設定。ソリューションはcarboxygenated保つ。 </li><li>灌流チャンバーの底部上に均一に塗沫真空グリースを薄く。カバースリップでそれを封印し、それが気密であることを確認します。グリースの少量（直径約2 mm）を取り、上にそれを置き、ボトムは、チャンバの端。これらのボールの場所にグリッド（デンタルフロスで張らプラチナフレーム）を保持し、それが網膜上にあまりにもハード押す防ぐことができます。プラットフォームにチャンバーを修正し、両方の開口部の位置を合わせます。 </li><li>動物は2分間イソフルランとの最初の麻酔され、その後頸椎脱臼により屠殺。迅速に、小さなハサミ（湾曲した刃）で目を取り除く小さなビーカーにcarboxygenated細胞外液で十分に洗った後、carboxygenated細胞外液で満たされたペトリ皿に置きます。 </li><li>解剖顕微鏡下では、19ゲージの針を使用して角膜に挿入孔を（端から〜2mm）を作る。他の目について、この手順を繰り返します。これは重要なステップは、両方の網膜の酸素化を可能にする迅速でなければならない。その縁に平行に切断することにより、虹彩はさみの小さなペアで1角膜を削除します。次に、細かい鉗子一対の虹彩、レンズを取り外します。他の目について、この手順を繰り返します。入ったビーカーに1アイカップを転送細胞外溶液をcarboxygenated。 </li><li>メス刃で、ホールマウントを平らにするために、網膜ごとに2つの全マウントを入手することができるように、半分に1アイカップを切った。鈍解剖プローブを用いた色素上皮からやそっとそれを引っ張って網膜を慎重に分離します。一度デタッチ、網膜はかなり透明になります。凸面は、光受容体の側であることに注意してください。凹面は、神経節細胞側である、それは粘着性硝子体液の存在に起因して、それ自体に付着することがあります。 </li><li>細かい鉗子のペアで、鋸状縁に近い一戸建て網膜組織のエッジを保持し、細かい鉗子の別のペアで鋸状縁をつかむ、網膜の中心に向かってそれを引く。これは微妙なプロセスであり、いくつかの試みがかかる場合があります。成功した場合、鋸状縁、毛様体及び硝子体液は、このプロセスによって除去され、網膜の曲率（ すなわち平坦に）低減される。 </li><li>エッジをトリミングしてから、当たりに転送上向きに神経節細胞との融合チャンバ。グリースのボールの上にグリッドを配置することによって所定の位置に組織を持ちます。後で使用するために他のアイカップで、残りの組織を置きます。網膜の解剖のために同様の方法がミドルトンとプロッティ16とPottek らで説明されています17。 </li><li>正立顕微鏡で記録室をマウントします。 5ml /分 - すぐに3の割合でcarboxygenated細胞外溶液（35.5°C）で網膜の連続灌流を設定します。接地電極が配置されていることを確認します。 </li><li>顕微鏡に装着すると、組織の可視化を可能にするデジタルカメラです。全体のセットアップはエアテーブル（衝撃吸収性）の上およびファラデーケージ（ブロック外部静的および非静的電界）の内部に位置しています。 </li><li>光源（赤外線、&gt; 850 nm）のオンと40X目的に回して、神経節細胞の細胞体に焦点をもたらす。 recorのための全体のマウントの中央エリアを検索鼎。 </li><li>デフロストKの凍結バイアル+ベースの細胞内溶液（300μL、でpH = 7.4）を含有する（単位：mm）K-グルコン酸：140、HEPES酸：10、のMgCl 2：4.6、ATP-のNa +：4、GTP-のNa + ：0.4とEGTA：10。すべての試薬は、Sigma-Aldrich社から購入した。 </li></ol> 2。網膜神経節細胞のパッチ適用細胞体<ol><li>最初に火がホウケイ酸ガラスキャピラリーチューブの端を磨いて、それから2つの加熱ステップ（： - MΩ8 5抵抗）とガラス微小電極プラーとそれらを引く。 </li><li>細胞内液にルシファーイエローの3液（最終濃度0.2％）を加え、よく混ぜて、それを遠心分離。次に、1ミリリットルのシリンジに液の上部85％を譲渡、30 G再利用可能な皮下注射針に、その後、0.22μmのFの ILTERユニットに接続します。冷蔵。 </li><li>そのホルダーに、録音に使用されているものと同様のチップサイズで、ガラスピペットを修正し、micromanipulaを使用して顕微鏡下に移動器。それは内境界膜の表面に小さなくぼみを作るまで、40X目的の下で、ゆっくりとピペットを下げる。それは少量の組織を捕捉するまで慎重にピペットを前方に前進した後、神経節細胞の細胞体を露出させるための小さな穴を引き裂くために上方および/または横に移動する。穴より小さい、網膜ネットワークの整合度が高いが維持される。所望であれば、スルホローダミン101（SR101、0.5から1μM）を蛍光顕微鏡15を用いて損傷した神経細胞を標識するための細胞外培地に添加することができる。 </li><li>細胞内の溶液10μl - 8とクリーンピペットを埋める。アンプのヘッドステージに取り付けるホルダーにそれを挿入し、塩素化塩化銀電極が水没していることを確認します。汚れ、及び/又は気泡が/存在しているされている場合は破棄します。 </li><li>すべての装置の電源をオンにします。我々は、電圧クランプ消費で細胞全体の記録を達成するためにPatchMasterによって制御EPC 8パッチクランプ増幅器を使用し形状。高速モードで電流クランプ記録を可能にする他のアンプを使用することもできることに留意されたい。ピペット溶液中の正圧を適用し、維持する。それはむしろ避難アマクリン細胞やグリア細胞よりも神経節細胞であるので、最も可能性の高い大規模な細胞体とのセルを選択します。ゆっくりと、膜の表面上に小さなディンプルを行っているので、ピペットチップを下げ停止し、圧力を解放する。 60 mVの - 即時に保持電位を下げる。ギガシール（GΩ）がそれらの間に達成されると、穏やかに全細胞パッチクランプ構成を実現するために、膜を破るために吸う。あまりにも負圧が印加された場合は、この手順では、繊細なステップであり、接続は漏れなり、少なすぎると、膜はそのまま残ります。 </li><li>時間が経つにつれて、ルシファーイエロー、セルの形態の可視化を可能にし、セルを記入します。安定した場合には、このセットアップは30分以上持続する必要があります。 </li></ol> 3。 Dynamiを使用した神経節細胞の録音Cクランプ<ol><li>まず、電流 - 電圧試験（904 - 75 + 35 mVのすべての10 mVのには）PatchMasterを使用して実行されます。大型のNa +電流（&gt; 1 NA）が存在する場合のみ、後でテストに進みます。避難アマクリン細胞にパッチが適用されてまれで、その場合には、それに続く現在の注射に活動電位の列車で応答しないことに注意してください。 </li><li>オープンLabVIEWとカスタム書かNeuroakumaプログラムを実行し、その後さまざまなコンダクタンス波形をロードします。 8（ - 8統計的目的のための6）に繰り返し数を設定します。それぞれ75 mVの - 0とで興奮性と抑制性のコンダクタンスの逆転電位を設定します。テストのための興奮性と抑制コンダクタンスの一つ一致するペアを選択します。興奮性コンダクタンストレース（緑色）と抑制コンダクタンストレースは（赤）下のパネルに表示されます。 </li><li> PatchMasterに戻り、電流クランプモードを選択し、すぐに &#39;CC +通信FAST&#39;電流クランプモードにアンプを切り替える。このモードでは、ACCにできますurately膜電位の急激な変化に追従。膜とピペットとの間に良好なシールが維持されている場合は、少し/補償なしが必要とされ、そうでない場合、記録は長くは続かないだろう。 Neuroakumaでは、 &quot;記録&quot;ボタンを押してください。細胞応答（通常、活動電位の相性バースト、 図1A）は、上部パネルに表示されます。なし/少し応答が観察されている場合は、それが強力な応答を生成するまで最初のコンダクタンスの低いスケーリングとセルに電流を注入、少しずつ増加。過大電流注入は、セルを殺すことができる。いったんテストが完了し、コンダクタンス波形の新しいペアを選択し、生理学的および人工的なコンダクタンスのすべてのペアについては、上記を繰り返します。リアルタイムで注入された生理的な電流は、（I）に基づいています。 I（t）が大口 = G（t）は×（V M（t）は、 - V EXC）+ G INH（トン）×（V M（t）は、 - V INH） </li></ol>コンダクタンスは（NSのG）SYかもしれませんnapticまたは人工。興奮性と抑制性シナプスコンダクタンス波形は（TTX、1μM）制御条件の異なる視覚刺激に応答し、テトロドトキシンの存在下でプロッティ、ディマルコ、黄、Vonhoff、グエンとソロモン（未発表結果）によって実行される以前の実験から収集した。人工コンダクタンス波形はアルファ関数を用いてモデル化した。 V mが （mV単位）記録された膜電位である。 G EXCとG INHは、V EXCとV INHは 、それぞれ興奮性と抑制コンダクタンスの逆転電位を表しながらそれぞれ興奮性と抑制性のコンダクタンスを表しています。時間はミリ秒でtです。サンプリングレートは40 kHzです。 I S = I 0（T /α）のe-αT 上記の式は、アルファ機能（;電流のピークから1 /α=時間（秒-1）I 0 =最大電流）です。シナプスの立ち上がり時間と減衰時間電流は、α4によって決定されます。抑制コンダクタンスの待ち時間は、励起の発症（ 図2D）に対してその遅延を減らし、変更されたながら興奮コンダクタンスが変化しなかった。 <ol start="4"><li>細胞体はそのまま留まるように記録した後、慎重にピペットを撤回。直ちにリン酸緩衝液0.1Mの持つ3つの10分間の洗浄に続いて30分間の4％パラホルムアルデヒドで組織を固定する。冷蔵と抗体は翌日染色または週間以内に行います。 </li></ol> 4。ルシファーイエローいっぱい網膜神経節細胞に対する抗体染色<ol><li>二次ヤギ抗ウサギIgG（希釈= 1:500と6日目に、一晩染色、室温でルシファーイエローいっぱい神経節細胞（5日間の主要抗ルシファーイエローウサギIgG（希釈= 1:10,000）に対する抗体染色））。蛍光保存メディアで網膜をマウントぬらし。釘pはスリップとシールをカバーolish。 </li><li>ライカSPEC-II共焦点顕微鏡（ 図1B）を使用して、細胞の形態の共焦点写真を撮る。軸索の存在は、神経節細胞の確認を可能にします。 </li></ol>

<ol>
	<li>Robinson, H. P. C., Kawai, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injection+of+digitally+synthesized+synaptic+conductance+transients+to+measure+the+integrative+properties+of+neurons.">Injection of digitally synthesized synaptic conductance transients to measure the integrative properties of neurons.</a> Journal of Neuroscience Methods. 49, 157-165 (1993).</li><li>Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. F., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+clamp:+artificial+conductances+in+biological+neurons.">The dynamic clamp: artificial conductances in biological neurons.</a> Trends in Neuroscience. 16, 389-394 (1993).</li><li>Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. F., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+clamp:+computer-generated+conductances+in+real+neurons.">Dynamic clamp: computer-generated conductances in real neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 69, 992-995 (1993).</li><li>Johnson, D., Wu, S. M. -. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Foundations of cellular neurophysiology. , (1995).</li><li>Taylor, W. R., Vaney, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+synaptic+mechanisms+generate+direction+selectivity+in+the+rabbit+retina.">Diverse synaptic mechanisms generate direction selectivity in the rabbit retina.</a> Journal of Neuroscience. 22 (17), 7712-7720 (2002).</li><li>Jurkat-Rott, K., Lehmann-Horn, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+patch+clamp+technique+in+ion+channel+research.">The patch clamp technique in ion channel research.</a> Current Pharmaceutical Biotechnology. 4, 221-238 (2003).</li><li>Prinz, A. A., Abbott, L. F., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+clamp+comes+of+age.">The dynamic clamp comes of age.</a> Trends in Neuroscience. 27, 218-224 (2004).</li><li>Williams, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+compartmentalization+and+functional+impact+of+conductance+in+pyramidal+neurons.">Spatial compartmentalization and functional impact of conductance in pyramidal neurons.</a> Nature Neuroscience. 7 (9), 961-967 (2004).</li><li>Perkins, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-attached+voltage-clamp+and+current-clamp+recording+and+stimulation+techniques+in+brain+slices.">Cell-attached voltage-clamp and current-clamp recording and stimulation techniques in brain slices.</a> Journal of Neuroscience Methods. 154 (1-2), 1-18 (2006).</li><li>Feng, S. S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+SK+calcium-dependent+potassium+currents+in+regulating+the+activity+of+deep+cerebellar+nucleus+neurons:+a+dynamic+clamp+study.">The role of SK calcium-dependent potassium currents in regulating the activity of deep cerebellar nucleus neurons: a dynamic clamp study.</a> Cerebellum. 7 (4), 542-546 (2008).</li><li>Butera, R., Lin, R., Destexhe, A., Bal, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Key+factors+for+improving+dynamic+clamp+performance.+In:+Dynamic-Clamp+From+Principles+to+Applications+Series.">Key factors for improving dynamic clamp performance. In: Dynamic-Clamp From Principles to Applications Series.</a> Dynamic-Clamp From Principles to Applications Series: Springer Series in Computational Neuroscience. 1, (2009).</li><li>Marco, S. D. i., Nguyen, V. A., Bisti, S., Protti, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Permanent+functional+reorganization+of+retinal+circuits+induced+by+early+long-term+visual+deprivation.">Permanent functional reorganization of retinal circuits induced by early long-term visual deprivation.</a> The Journal of Neuroscience. 29 (43), 13691-13701 (2009).</li><li>Zhao, Y., Inayat, S., Dikin, D. A., Singer, J. H., Ruoff, R. S., Troy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+technique:+review+of+the+current+state+of+the+art+and+potential+contributions+from+nanoengineering.">Patch clamp technique: review of the current state of the art and potential contributions from nanoengineering.</a> Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part N: Journal of Nanoengineering and Nanosystems. 222 (1), 1-11 (2009).</li><li>Lobb, C. J., Paladini, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+NMDA+receptor+conductance+in+rat+midbrain+dopaminergic+neurons+using+the+dynamic+clamp+technique.">Application of a NMDA receptor conductance in rat midbrain dopaminergic neurons using the dynamic clamp technique.</a> J. Vis. Exp. (46), e2275 (2010).</li><li>Briggman, K. L., Euler, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bulk+electroporation+and+population+calcium+imaging+in+the+adult+mammalian+retina.">Bulk electroporation and population calcium imaging in the adult mammalian retina.</a> Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2601-2609 (2011).</li><li>Middleton, T. P., Protti, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannabinoids+modulate+spontaneous+synaptic+activity+in+retinal+ganglion+cells.">Cannabinoids modulate spontaneous synaptic activity in retinal ganglion cells.</a> Visual Neuroscience. 28 (5), 393-402 (2011).</li><li>Pottek, M., Knop, G. C., Weiler, R., Dedek, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+characterization+of+GFP-expressing+cell+populations+in+the+intact+retina.">Electrophysiological characterization of GFP-expressing cell populations in the intact retina.</a> J. Vis. Exp. (57), e3457 (2011).</li></ol>

すべての手順は、最初にシドニー大学の動物実験倫理委員会によって承認された後、科学的な目的のために、動物のケアと使用のための実践のオーストラリアのコードのガイドライン（国民健康オーストラリアの医学研究評議会に合わせて行われた）。

ここでは、比の影響と網膜神経節細胞の出力に興奮と抑制の相対的なタイミングを評価するためのダイナミック·クランプを使用することを示しています。ダイナミッククランプは生きているニューロンに生理的に記録されたまたは人工シナプスコンダクタンスを導入するためのコンピュータシミュレーションを利用しています。この方法論はコンダクタンスが変更され、ニューロンの応答?...

網膜は、眼の後部に並ぶ近透明な神経組織である。多くの研究では、視覚処理とシナプス伝達のメカニズムの最初のステップを検討するモデルとして網膜を使用しています。ホールマウントの準備における網膜ネットワークは解剖後に無傷のままであるので、その生理反応がインビボ条件下に非常に類似しているとして、シナプスの相互作用を研究するための理想的なシステムを表しています。したがって、そのニューロンの特性はパッチクランプ技術（技術の上でレビューのために、6,9,13を参照）を使用して研究することができる孤立網膜を用いた。薬剤は、様々な部位に作用するような特定の回路や神経節細胞応答に神経伝達物質の正確な寄与の同定は、しかしながら、通常は妨げられる。 光に網膜神経細胞の生理学的反応、自然な刺激が、細胞内液で満たされたガラスピペットで記録することができます。パッチCLを使用してアンプ技術、光刺激に対するニューロンの応答は、膜電位変動（電流クランプ）または電流（電圧クランプ）として記録することができます。異なる電圧で膜電位を保持し、 事後コンダクタンス分析を実施することにより、抑制性および興奮性シナプス入力5,12を単離することができる。実験のこのタイプは、通常の入浴中に、異なる神経伝達物質および神経応答に対する受容体の寄与を分離するために、異なる薬剤の存在下で行うことができる。多くの研究室からの研究の富は、このような大きさ、コントラスト、空間的および時間周波数、方向、向きや他の刺激変数として刺激特性に出力し、興奮性と抑制性の入力をスパイクの依存性を特徴としている。これらの実験的なアプローチは刺激特性の関数としてスパイク出力とシナプス入力との間の関係に関する情報を提供していますが、細胞の興奮に、特定の細胞の種類とそのシナプス入力の寄与の解釈は簡単ではありません。これは、典型的に興奮性および抑制両方の入力が刺激特性によって異なり、したがって、それはこれらの入力のいずれかの変化は神経スパイクに与える正確な影響を評価することができないという事実によるものである。 これらの制限を回避する別のアプローチは、出力スパイクへの個々のシナプス入力の貢献の重要な評価を可能にするダイナミッククランプ記録を実施することである。ダイナミッククランプ法は、セルへの電流の直接注入を可能にし、所定の時間に注入される電流の量はその時1,2,3（レビューのために、7,14を参照）に記録された膜電位に依存します。これは、修正された電流クランプセットアップです記録の下のセルと専用のハードウェアを備えた機器、ソフトウェア間のリアルタイム、高速フィードバックインタラクションコンピュータが達成される。細胞に注入される電流の量はそれに応じて計算される。したがって、この方法の利点は、セルがコンダクタンス波形の異なる組み合わせで刺激することができ、その応答はシナプス入力を媒介受容体の活性を模倣することである。例えば、小さなスポット用興奮コンダクタンスの注入への応答で小さなスポット用の興奮性と抑制コンダクタンスの注入への応答の比較のみ細胞応答に対する阻害の影響に関する情報を提供します。同様に、生理的に記録されたコンダクタンスの他の組み合わせは、スパイクが出力にどのように影響するかを刺激依存性興奮性および/または抑制性コンダクタンスの変化を明らかにするために同時注入することができます。 我々の研究では、動的クランプ技術は、相対振幅および網膜神経節細胞の発火特性にシナプス入力のタイミングの影響を実証するために使用される。さまざまなコンダクタンス制御条件、または薬理学的薬剤の存在下における生理学的実験から得られた入力として用いた。また、アルファ関数に基づく人工コンダクタンスはまた、シナプス入力がニューロンによって一体化されている方法を調査するために使用された。したがって、このコンダクタンスは様々な種類の薬理学的又は計算的に同一の神経節細胞に注入される、いずれかの生理学的に生成され、これらの入力に対する応答のように比較を行うことができることができる汎用性の高い技術である。

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Inhalation Anaesthetic</td>
			<td>Pharmachem</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ames Medium with L-Glutamate (Powder)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Gluconate, Anhydrous</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES Sodium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium chloride solution (4.9 mol/l)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenosine 5'-triphosphate (ATP) disodium salt hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N',N'-tetraacetic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde Powder, 95%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Lucifer Yellow, Rabbit IgG Fraction (3 mg/ml)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 594 Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) 2 mg/ml</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent Preserving Media</td>
			<td>BioFX Laboratories Inc.</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary Glass Tubing with flame polished ends (OD = 1.50 mm, ID = 0.86 mm, Length = 15 cm)</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0794</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Stage Glass Microelectrode Puller</td>
			<td>Narishinge Japan</td>
			<td>Model PP-830</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minipuls 2</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Millex-GV 0.22 &mu;m Filter Unit</td>
			<td>Millipore Corporation</td>
			<td>SLGV004SL</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Lock Reusable Hypodermic Needle: 30 G</td>
			<td>Smith &amp; Nephew (Australia)</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Inline Solution Heater</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>Model SH-27B</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual Automatic Temperature Controller</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>TC-344B</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus Stereomicroscope SZ61</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus Microscope BX50WI: with 40X objective</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0-30 V 2.5 A DC Power Supply</td>
			<td>Dick Smith Electronics</td>
			<td>Q1770</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Microscopic Camera ProgResMF cool</td>
			<td>Jenoptik</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator MP-225</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patch Clamp Amplifier EPC 8</td>
			<td>HEKA Elektronik</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InstruTECH LIH 8+8 Data Acquisition System</td>
			<td>HEKA Elektronik</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer: DELL</td>
			<td>Dell Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implementing dynamic clamp with synaptic and artificial conductances in mouse retinal ganglion cells

神経節細胞は、網膜の出力ニューロンであり、その活性は、特定の神経回路から生じる複数のシナプス入力の統合を反映している。パッチクランプ技術は、電圧クランプ、電流クランプ構成では、一般に神経細胞の生理学的特性を研究し、そのシナプス入力を特徴付けるために使用される。これらの技術の適用は非常に有益であるが、それらは様々な制限をもたらす。例えば、興奮性および抑制性入力の正確な相互作用が応答出力を決定する方法を定量化することは困難である。この問題に対処するために、我々はコンダクタンスクランプ1、2、3とも呼ばれる修正された電流クランプ法、動的クランプを使用し、神経細胞の興奮性に興奮性および抑制性シナプス入力の影響を検討した。この技術は、セルに電流注入を必要とし、その時の膜電位のリアルタイムフィードバックに依存する。 injectedは電流が所定の興奮性および抑制性シナプスコンダクタンス、その反転電位とセルの瞬間的な膜電位から計算される。実験手順の詳細については、ダイナミッククランプ法の全細胞の構成と雇用を達成するために、細胞をパッチクランプは、このビデオの記事に示されている。ここでは、制御条件または薬物の存在下における生理学的実験から得られた様々なコンダクタンスの波形にマウス網膜神経節細胞の応答を示している。さらに、細胞の応答を調べるために、αの関数を用いて生成された人工興奮性および抑制性のコンダクタンスの使用を示す。

神経節細胞応答を阻害する異なる入力源の寄与は、様々なコンダクタンス波形を適用することにより実証される。これらの波形は通常の状態にし、ブロックアクションのみ抑制性網膜ニューロンのサブセットで電位発生。 図2Aはの注入に代表的な反応を示していることTTX、電圧依存性Na +チャネル遮断薬の存在下で異なる輝度の刺激が得られた興奮性と抑制性のコンダク?...

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Implementing Dynamic Clamp with Synaptic and Artificial Conductances in Mouse Retinal Ganglion Cells

このビデオの記事では、セットアップの細胞体とどのように全体のマウントマウス網膜における神経節細胞からのダイナミッククランプ記録を実装するにパッチを適用する手順を示しています。この手法は、興奮性と抑制性シナプス入力の正確な貢献の調査、および神経スパイクに対する相対的な大きさとタイミングを可能にします。

マウスの網膜神経節細胞におけるシナプスと人工コンダクタンスによるダイナミッククランプの実装

Ganglion cells are the output neurons of the  retina and their activity reflects the integration of multiple synaptic inputs  arising from specific neural ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K ビュー.  University of Sydney. このビデオの記事では、セットアップの細胞体とどのように全体のマウントマウス網膜における神経節細胞からのダイナミッククランプ記録を実装するにパッチを適用する手順を示しています。この手法は、興奮性と抑制性シナプス入力の正確な貢献の調査、および神経スパイクに対する相対的な大きさとタイミングを可能にします。

ビデオ: Implementing Dynamic Clamp with Synaptic and Artificial Conductances in Mouse Retinal Ganglion Cells

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

暗順応スライス標本におけるマウス網膜神経細胞からパッチクランプ記録

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

神経科学

An Isolated Retinal Preparation to Record Light Response from Genetically Labeled Retinal Ganglion Cells

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1. This information is then segregated into what are known as the ON and OFF pathways. The photoreceptors signal light information to the bipolar cells (BCs), which depolarize in response to increases (On BCs) or decreases (Off BCs) in light intensity. This segregation of light information is maintained at the level of the retinal ganglion cells (RGCs), which have dendrites stratifying in either the Off sublamina of the inner plexiform layer (IPL), where they receive direct excitatory input from Off BCs, or stratifying in the On sublamina of the IPL, where they receive direct excitatory input from On BCs. This segregation of information regarding increases or decreases in illumination (the On and Off pathways) is conserved and signaled to the brain in parallel.
The RGCs are the output cells of the retina, and are thus an important cell to study in order to understand how light information is signaled to visual nuclei in the brain. Advances in mouse genetics over recent decades have resulted in a variety of fluorescent reporter mouse lines where specific RGC populations are labeled with a fluorescent protein to allow for identification of RGC subtypes 2 3 4 and specific targeting for electrophysiological recording. Here, we present a method for recording light responses from fluorescently labeled ganglion cells in an intact, isolated retinal preparation. This isolated retinal preparation allows for recordings from RGCs where the dendritic arbor is intact and the inputs across the entire RGC dendritic arbor are preserved. This method is applicable across a variety of ganglion cell subtypes and is amenable to a wide variety of single-cell physiological techniques.

This article provides a description of how to dissect and record from the isolated retinal preparation in mouse. In particular, we describe how to record light responses from a fluorescently labeled ganglion cell population and subsequently identify and analyze its morphology.

遺伝的に標識された網膜神経節細胞からの光は応答を記録するために隔離された網膜の準備

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1.  This information is then ...

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

によるマウス網膜神経節細胞のトランスフェクション in vivoでエレクトロポレーション

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Retrograde Labeling of Retinal Ganglion Cells in Adult Zebrafish with Fluorescent Dyes

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs survival and regeneration experiments. Many studies have been performed in mammalian animals to research RGCs survival after optic nerve injury. However, retrograde labeling of RGCs in adult zebrafish has not yet been reported, though some alternative methods can count cell numbers in retinal ganglion cell layers (RGCL). Considering the small size of the adult zebrafish skull and the high risk of death after drilling on the skull, we open the skull with the help of acid-etching and seal the hole with a light curing bond, which could significantly improve the survival rate. After absorbing the dyes for 5 days, almost all the RGCs are labeled. As this method does not need to transect the optic nerve, it is irreplaceable in the research of RGCs survival after optic nerve crush in adult zebrafish. Here, we introduce this method step by step and provide representative results.

We introduce an efficient method to retrograde label retinal ganglion cells (RGCs) in adult zebrafish.

蛍光色素で大人のゼブラフィッシュの網膜神経節細胞の逆行性標識

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs ...

Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. Retinal neurons in the network comprise of numerous subtypes. More than 10 subtypes of bipolar cells, ganglion cells, and amacrine cells have been identified by morphological studies. Multiple subtypes of retinal neurons are thought to encode distinct features of visual signaling, such as motion and color, and form multiple neural pathways. However, the functional roles of each neuron in visual signal processing are not fully understood. The patch clamp method is useful to address this fundamental question. Here, a protocol to record light-evoked synaptic responses in mouse retinal neurons using patch clamp recordings in dark-adapted conditions is provided. The mouse eyes are dark-adapted O/N, and retinal slice preparations are dissected in a dark room using infrared illumination and viewers. Infrared light does not activate mouse photoreceptors and thus preserves their light responsiveness. Patch clamp is used to record light-evoked responses in retinal neurons. A fluorescent dye is injected during recordings to characterize neuronal morphological subtypes. This procedure enables us to determine the physiological functions of each neuron in the mouse retina.

We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

パッチクランプ技術を用いたダーク適応、マウス網膜スライス標本におけるニューロンにおける記録光誘発シナプス後応答

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

Single-cell RNA-Seq of Defined Subsets of Retinal Ganglion Cells

The discovery of cell type-specific markers can provide insight into cellular function and the origins of cellular heterogeneity. With a recent push for the improved understanding of neuronal diversity, it is important to identify genes whose expression defines various subpopulations of cells. The retina serves as an excellent model for the study of central nervous system diversity, as it is composed of multiple major cell types. The study of each major class of cells has yielded genetic markers that facilitate the identification of these populations. However, multiple subtypes of cells exist within each of these major retinal cell classes, and few of these subtypes have known genetic markers, although many have been characterized by morphology or function. A knowledge of genetic markers for individual retinal subtypes would allow for the study and mapping of brain targets related to specific visual functions and may also lend insight into the gene networks that maintain cellular diversity. Current avenues used to identify the genetic markers of subtypes possess drawbacks, such as the classification of cell types following sequencing. This presents a challenge for data analysis and requires rigorous validation methods to ensure that clusters contain cells of the same function. We propose a technique for identifying the morphology and functionality of a cell prior to isolation and sequencing, which will allow for the easier identification of subtype-specific markers. This technique may be extended to non-neuronal cell types, as well as to rare populations of cells with minor variations. This protocol yields excellent-quality data, as many of the libraries have provided read depths greater than 20 million reads for single cells. This methodology overcomes many of the hurdles presented by Single-cell RNA-Seq and may be suitable for researchers aiming to profile cell types in a straightforward and highly efficient manner.

Here, we present a combinatorial approach for classifying neuronal cell types prior to isolation and for the subsequent characterization of single-cell transcriptomes. This protocol optimizes the preparation of samples for successful RNA Sequencing (RNA-Seq) and describes a methodology designed specifically for the enhanced understanding of cellular diversity.

網膜神経節細胞の定義されたサブセットの単一細胞RNA-Seq

The discovery of cell type-specific markers can provide insight into cellular function and the origins of cellular heterogeneity. With a recent push for ...

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in vivo&#8212;rapidly, repetitively, and at a high resolution. This protocol describes OCT imaging in the mouse retina as a powerful tool to study optic neuropathies (OPN). The OCT system is an interferometry-based, non-invasive alternative to common post mortem histological assays. It provides a fast and accurate assessment of retinal thickness, allowing the possibility to track changes, such as retinal thinning or thickening. We present the imaging process and analysis with the example of the Opa1delTTAG mouse line. Three types of scans are proposed, with two quantification methods: standard and homemade calipers. The latter is best for use on the peripapillary retina during radial scans; being more precise, is preferable for analyzing thinner structures. All approaches described here are designed for retinal ganglion cells (RGC) but are easily adaptable to other cell populations. In conclusion, OCT is efficient in mouse model phenotyping and has the potential to be used for the reliable evaluation of therapeutic interventions.

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

This manuscript describes a protocol for the in vivo imaging of the mouse retina with high-resolution spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT). It focuses on retinal ganglion cells (RGC) in the peripapillary region, with several scanning and quantifying approaches described.

光干渉断層計: マウス網膜神経節細胞In Vivoイメージング

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in ...

Combining Optogenetics with Artificial microRNAs to Characterize the Effects of Gene Knockdown on Presynaptic Function within Intact Neuronal Circuits

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a workflow on how to combine artificial microRNA (miR)-mediated RNA interference with optogenetics to achieve selective stimulation of manipulated presynaptic boutons in acute brain slices. The experimental approach involves the use of a single viral construct and a single neuron-specific promoter to drive the expression of both an optogenetic probe and artificial miR(s) against presynaptic gene(s). When stereotactically injected in the brain region of interest, the expressed construct makes it possible to stimulate with light exclusively the neurons with reduced expression of the gene(s) under investigation. This strategy does not require the development and maintenance of genetically modified mouse lines and can in principle be applied to other organisms and to any neuronal gene of choice. We have recently applied it to investigate how the knockdown of alternative splice isoforms of presynaptic P/Q-type voltage-gated calcium channels (VGCCs) regulates short-term synaptic plasticity at CA3 to CA1 excitatory synapses in acute hippocampal slices. A similar approach could also be used to manipulate and probe the neuronal circuitry in vivo.

This protocol provides a workflow on how to combine artificial microRNA-mediated RNA interference with optogenetics to stimulate specifically presynaptic boutons with reduced expression of selective gene(s) within intact neuronal circuits.

オプトジェネティクスを組み合わせてそのまま神経回路内でのシナプス前機能に関する遺伝子ノックダウンの効果を特徴付ける人工マイクロ Rna

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a ...

Evaluation of Synaptic Multiplicity Using Whole-cell Patch-clamp Electrophysiology

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic multiplicity). Synaptic multiplicity is plastic and changes throughout development and in different physiological conditions, being an important determinant for the efficacy of synaptic transmission. Here, we outline experiments for estimating the degree of multiplicity of synapses terminating onto a given postsynaptic neuron using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices. Specifically, voltage-clamp recording is used to compare the difference between the amplitude of spontaneous excitatory postsynaptic currents (sEPSCs) and miniature excitatory postsynaptic currents (mEPSCs). The theory behind this method is that afferent inputs that exhibit multiplicity will show large, action potential-dependent sEPSCs due to the synchronous release that occurs at each synaptic contact. In contrast, action potential-independent release (which is asynchronous) will generate smaller amplitude mEPSCs. This article outlines a set of experiments and analyses to characterize the existence of synaptic multiplicity and discusses the requirements and limitations of the technique. This technique can be applied to investigate how different behavioral, pharmacological or environmental interventions in vivo affect the organization of synaptic contacts in different brain areas.

Here, we present a protocol for evaluating the functional synaptic multiplicity using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices.

全細胞パッチク電気生理学を用いたシナプスの多様性の評価

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic ...

網膜神経節細胞を研究するためのマウス網膜単離とメタノール処理

Methanol-Based Whole-Mount Preparation for the Investigation of Retinal Ganglion Cells

Retinal ganglion cells (RGCs), which are the projection neurons of the retina, propagate external visual information to the brain. Pathological changes in RGCs have a close relationship with numerous retinal degenerative diseases. Whole-mount retinal immunostaining is frequently used in experimental studies on RGCs to evaluate the developmental and pathological conditions of the retina. Under some circumstances, some valuable retina samples, such as those from transgenic mice, may need to be retained for a long period without affecting the morphology or number of RGCs. For credible and reproducible experimental results, using an effective preserving medium is essential. Here, we describe the effect of methanol as an auxiliary fixed medium for retinal whole-mount preparations and long-term storage. In brief, during the isolation process, cold methanol (&#8722;20 &#176;C) is pipetted onto the surface of the retina to help fix the tissues and facilitate their permeability, and then the retinas can be stored in cold methanol (&#8722;20 &#176;C) before being immunostained. This protocol describes the retina isolation workflow and tissue sample storage protocol, which is useful and practical for the investigation of RGCs.

著者スポットライト:網膜神経節細胞の研究のためのメタノールベースのホールマウント調製  

Methanol can be used as an auxiliary fixed medium for retinal whole-mount preparations and long-term storage, which is useful for the investigation of retinal ganglion cells.

網膜神経節細胞の研究のためのメタノールベースのホールマウント調製

Retinal ganglion cells (RGCs), which are the projection neurons of the retina, propagate external visual information to the brain. Pathological changes in ...