この研究は、薬物乱用の国民の協会によってサポートされていましたDA 006886（MOW）とDA 032270（DJB）が付与されます。

の準備をして、次の手順を行いながら（9実験動物の管理と使用に関する指針に記載されているように）細心の注意は、無菌状態を維持するために注意する必要があります。次のプロトコルは、実験動物の管理と使用に関する指針に適合していると制度動物実験委員会、ラトガース大学によって承認されている。それは、その後の手続きが完了するまでに3-6時間を必要とするであろうと推定されている。 マイクロワイヤアレイを注入する。 <ol><li>場所麻酔下の動物50 mg / kgのペントバルビタールナトリウム（腹腔内）を用い、アトロピンメチル硝酸塩10 mg / kgでの投与（IP、グリコピロレートが置換されてもよい）及び0.25mgのペニシリン（300,000 U / mlの筋肉）呼吸機能を維持し、感染を予防するであった。 注：それは費用対効果があるとする人への暴露を制限するので、この移植手術の3-6時間の長さは、ペントバルビタールナトリウムが使用されている麻酔（ガス麻酔薬の長期使用で発生する可能性のあるように）、まだ長期的な麻酔を提供しながら。他の麻酔薬の置換が許容される。 </li><li>麻酔が進む前に、テールピンチテストを用いて実施されたことを確認します。 </li><li>必要に応じて、手術全体で麻酔を維持するために、塩酸ケタミン（60 mg / kgのIP）をペントバルビタールナトリウム（5-10 mg / kgのIP）の注射を交互に与える。 </li><li> ＃22手術用メスの刃を使用して頭皮を剃る。 </li><li>ポビドンヨードで剃毛頭皮を消毒。 </li><li>ローカルでブピバカイン（〜1ミリグラム/ 4の注射部位kg以上のSCスプレッド）の皮下注射を与え、頭皮を麻酔。有効にするには、局所麻酔薬のための5〜10分を許可します。 </li><li>麻酔中に水分を維持するために、目の上の眼用潤滑剤を配置します。 </li><li>耳のバーや定位固定装置のノーズクランプに動物を固定します。 </li><li> STER上の視覚的なランドマークを使用します（ 例：水平バーおよそ動物の頭を水平にeotaxicフレーム）。この手順は、 ほぼ同じ高頭蓋骨に意味される。 </li><li>メスホルダーに装着＃11手術用メスの刃を使用して頭皮の正中線に沿って切開する。切開は鼻の骨の後方部分にだけ耳の後ろから拡張する必要があります。 </li><li>両側頭骨の尾根と後頭骨の尾根に到達されるまで、解剖スパチュラを使用して、残りのすべての組織の頭蓋骨をオフにします。 </li><li>止血鉗子（6X）の番号を使用して切開の周りの皮膚を引き戻す。 </li><li>任意の血液の頭蓋骨をきれいにし、それを乾燥させます。残りの出血が発生した場合、小さな焼灼ツールで残留出血を終了します。頭蓋骨は、清潔で乾燥したままであることを保証することは、その後の工程で使用した歯科アクリルが永久に頭蓋骨に結合することを可能にする。 </li><li>頭蓋骨の縫合糸の交点を補間することにより、マークブレグマとラムダ（ 図2D）。解剖MICroscope正確にこれらの位置をマークする必要がある。 </li><li>定位腕に小さな尖ったアイテム（ 例えばピンまたは歯科用ドリルビット）を添付し、背側/腹側（DV）を決定するためにそれを下げるブレグマとラムダの座標。 </li><li> DVはブレグマとラムダの座標までのノーズクランプを調整し、互いの100ミクロン（0.1ミリメートル）の範囲内にある。 </li><li>一度平準化、（ML）、内側/外側前方/後方（AP）を、記録し、DVが鼻クランプの位置と一緒に前頂の座標。手術の残​​りは、これらの座標の精度に依存するため、精度の座標を再確認。 </li><li> MLとAPはブレグマ&quot;頭蓋骨窓「相対（; 図1 すなわち開頭）の四隅の座標を計算するために測定された座標を使用しています。頭蓋骨のウィンドウには、マイクロワイヤ配列が通過する正確に位置決め長方形です。 </li><li>マークする計算された座標を使用頭蓋骨のウィンドウには、尖った定位アタッチメントと万年筆のインクを使用して頭蓋骨上の座標。正確なマークを取得するために、綿棒を用いて、マーキング工具の先端にインクが少量しか適用する。 </li><li>小さな一連の層に骨を除去することにより、頭蓋骨の窓の外をドリル。 <ol><li>マークが置かれているウィンドウのマークされたコーナーを掘削することから始めます。 </li><li>次に、コーナーを接続して、ウィンドウの概要を説明します。 </li><li>最後に、明確な硬膜の深さまでのアウトライン内の領域が不足しています。穴は、ウィンドウ上から下への適切な幅を維持することを確実にするために頭蓋骨の表層下の（ すなわち面取り）幅でなければなりません。 </li></ol></li><li>慎重に頭蓋骨のウィンドウ内に残っている骨片、破片、または硬膜を除去するためのマイクロピンセットを使用しています。材料のこれらのビットが低下中にアレイの整合性を損なう可能性があり、このステップでは、非常に重要です。クリアすると、1は、THを維持する必要があります手術の残​​りのための静菌生理食塩水で湿ったEウィンドウ。 </li><li> 5頭蓋骨のネジと1アース線用の頭蓋骨の上に置いてマーキングします（ 図1）。これらの位置は、標的脳の領域に依存して変化する。 1ネジが5頭蓋骨のそれぞれの上に配置されている場合ヘッドステージは最も安全になります。 MICROWIREアレイの配置を妨げない場所に頭蓋骨のネジとアース線の両方を配置します。 </li><li>頭蓋骨ねじ用の穴をドリルダウンし、所定の位置にネジを固定します。ネジ（皮質を損傷するほど、アレイの安定性が、あまりにも深くないを促進するための頭蓋骨の厚さを通過するのに十分な、推奨、深いもの以外のネジを使用している場合、または）は3-4のスレッドが表示されるまで下げなければならない。配置後のねじのねじ山を清掃してください。 </li><li>アース線用の穴を開けます。ターゲットDV座標と歯科アクリルを使用して所定の位置にワイヤーを固定するために（1〜2分かけて）ゆっくりとワイヤーを下げます。 </li><li>スレッドを中心にアクリルを追加頭蓋骨のネジ。アクリルが乾燥する前に、先にアース線や頭蓋骨のネジから流れて余分なセメントを除去します。 /硬化を乾燥させる歯科アクリルのために15分を許可します。 </li><li>定位腕に配列を添付してください。配列を水平にし、それを真正面から頭蓋骨のウィンドウの境界を通過するようにそれを向けます。 </li><li>それは頭蓋骨と同じ高さになるように頭蓋骨ウィンドウに生理食塩水を入れます。それは生理食塩水にディンプルを作成するまで、アレイを下げます。この座標は、アレイ用の頭蓋骨レベルとして使用されている。最終的なDVは、配列の座標を計算するために、この値を使用します。 </li><li>それは最終的なDVが座標に到達するまで徐々に配列を下げます。下降の各1ミリメートルを停止し、脳組織がディンプリングから回復するために、アレイ上にポリエチレングリコール（PEG）の底部を溶解することを可能にするために、数分間待つ（PEGが下降中に一時的にそれらの立体構造でワイヤを保持するために使用されているなど）、生理食塩水にゆっくりと溶解する。 </li><li>配列は1ミリメートルであるとき最終的な目標に到達するまでターゲットから離れ、もっとゆっくり下ろします。組織を5分間休まを許可する前に、一度に0.1〜0.2ミリメートルで低下は、標的部位、ならびに近位シナプス結合の組織を維持することを意図している。機器が利用可能な場合、アレイの低下を精度電動マニピュレータを用いて支援することができる。 </li><li>残りのPEGを溶解し、所定の位置にマイクロワイヤを固めるための歯科アクリルを使用しています。電線が安全であることを確認してから先に進む前に硬化させるセメント15〜20分を可能にするために、セメントの複数の層を追加します。これは、ワイヤがその最終的な配置からもまれないことを保証します。 </li><li>歯科アクリルを使用して、動物のヘッドステージの残りの部分を構築する。頭蓋骨のネジ、アース線、およびマイクロワイヤ用のコネクタを包むためにアクリルを使用しています。アクリル帽子は先に進む前に、十分に硬化することができます。 </li><li> O吸収性縫合糸を使用して頭皮の切開を縫合し、2ミリリットルの管理手術から水分補給を復元するために、Fの静菌水（SC）。 </li><li>耳·バーから動物を削除し、清潔な場所で、被写体を配置。体温調節と運動が回復するまで、手術後の回復中に頻繁に動物を観察します。麻酔から回復後、手術後の回復の残りのための単一筐体に動物を移動します。 </li><li>動物の手順に従って日間で毎日、術後のモニタリングとケアを与える。 7日以上が許可された場合、この手順からの回復は最適である。 </li><li>担当獣医が推奨するスケジュールに従って、リカバリ中の動物のカルプロフェン（5mg/kgの）およびエンロフロキサシン（5-10 mg / kg）を、あるいはそれと同等の注射を与える。 </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

著者らは、開示することなく、競合する金融利害関係はありません。

細胞外記録は、神経科学のほぼすべての実験準備に組み込むことができる強力な実験手法を表す。そのシャフトは、脳を通ってそれらの標的領域（ 図5A）に入るように組織化された配列に移植されているワイヤは追跡することができる。小さな、実験後の病変は、ステンレス鋼線から小さな鉄の堆積物を作成するために絶縁なしマイクロワイヤ先端に作成されると、1は正確に溶?...

電気生理学的記録は、科学者が生物細胞の電気的特性を調べることができます。電気インパルスは、シグナル伝達機構として働く中枢神経系では、これらの記録は、神経機能1-2を理解するために特に重要である。動物に挙動における単体の記録時には、脳内に挿入された微小電極は、経時的に活動電位のニューロンの発生における変化を記録することができる。 多くの技術は、一つは、脳の活動を記録することを可能にしながら、単一ユニット電気生理学は、単一ニューロンレベルでの解像度を可能にする最も正確な方法の一つである。空間的な高度の特異性が望まれる場合、マイクロワイヤは、別個のサブ核またはbrain3内の細胞のアンサンブルを標的化するために使用することができる。記録はマイクロ秒レベルで正確であるように単一ユニットの録音は、高時間分解能の恩恵を受ける。そして、in vivoでの Aウェイク記録は求心性と遠心性投射、全身化学·ホルモンの影響、および生理学的パラメーターの自然環境で、完全な回路の相互作用を可能にします。神経信号は、感覚入力、運動行動、認知処理、神経化学/薬理学、又はいくつかの組み合わせに由来する。したがって、感覚、運動、認知、および化学的影響の分離は、前述の影響のそれぞれの評価を可能にすることができる効果的な偶発事象およびコントロールとよく練られた実験を必要とする。すべてのすべてで、行動する動物での記録は、実験者が機能回路内に複数の情報源の統合を観察し、回路機能のより包括的なモデルを導出することができます。 単体の記録は、任意の実験者が注意すべき多くの欠点に悩まされている。まず第一に、記録は行うことが困難な場合があります。確かに、目の特性Eヘッドステージアンプとこれらの録音の空間的および時間的な特異性を可能に注入されたマイクロワイヤは、また余分な電気信号（ すなわち 、電気的な「ノイズ」）の影響を受け記録が受けやすくなります。したがって、電気生理学的システムの問題をトラブルシューティングする機能は、電気生理学的原理と装置のよく発達した技術的な理解を必要とする。これは、特定の状況下では、細胞外記録で記録された電気信号は、複数の神経信号の和を表すことができることに留意することも重要である。また、標的領域内の人口活性に対する単一ユニット活動の一般化は、しばしば（しかし、カルダン4を参照）、標的領域内の細胞の不均一性の程度によって制限することができる。例えば、電極は、他の細胞の代わりに高振幅出力ニューロンを記録に向かって付勢され得る。シングルユニット記録の解釈可能が高くなる含むが、これらに限定されていない他の技術との録音を組み合わせることにより、（順行または逆行性）電気的、化学的（ 例えばイオン導入やデザイナー受容体）またはoptogenetic刺激4、一時的な神経不活化、感覚検査5、切断手順、または免疫組織化学3。 （プロトコルは他の種における使用に適合させることができるが）我々は、ラットで編成マイクロワイヤ配列を移植するために必要な材料と手順を列挙し、次のプロトコルでは。我々の研究室で使用される固定配列の手順とスタイルは、縦のレコーディングのために信頼性が実証されていると1ヶ月以上の時間6-8に同じニューロンの録音を維持することができる。これは実験的な刺激、神経応答のプラスチックの変更、または学習やモチベーションのメカニズムに相性の応答を調べるため、この手順に最適です。

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

覚醒のin vivo電気生理学的記録では 、挙動の動物は、単一細胞レベルでの神経シグナリングを理解するための強力な方法を提供する。技術は実験者が進行中の行動で記録活動電位を相関させるために、時間的および地域固有の発火パターンを調べることができます。また、単体の記録は、神経機能の包括的な説明を生成するための他の技術の過多と組み合わせることができる。本稿では、マイクロワイヤ移植のための麻酔と準備について説明します。その後、我々は正確にターゲット構造にマイクロワイヤ配列を挿入する必要が機器や手術ステップを列挙。最後に、簡単に、アレイ内の個々の電極から記録するために使用される装置を記載している。した固定マイクロワイヤアレイは、慢性移植のためによく適しており、ほぼすべての行動preparatiの神経データの縦方向の録音を可能にしている上。我々は、マイクロワイヤーの位置、並びに記録された結果の解剖学的特異性を高めるために、免疫組織化学的技術を用いて、マイクロワイヤー注入を結合する方法を三角測量する電極トラックをトレース議論する。

電気生理学的信号を記録するために、この研究室で使用される機器の一覧を表3に見出すことができる。手術からの回復に続いて、単一ユニットが移植されたコネクタにユニティゲインヘッドステージを差し込むことによって記録されている。このヘッドステージは、電気スリップリングの使用を介して電気生理学的記録の中断なしに自由回転が可能である整流子にケーブルを介?...

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

シングルユニット電気生理学的記録で使用するためにマイクロワイヤの組織化された配列を移植することは技術的な課題の数を示します。必要に応じてこの技術及び設備を実施するための方法が記載されている。また、高い空間選択性の異なる神経サブリージョンから録音するために組織さMICROWIREアレイの有益な使用が議論されている。

動物を振る舞う、覚醒中のシングルユニット記録のためにマイクロワイヤの組織化された配列を移植するための手順

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K ビュー.  Rutgers, the State University of New Jersey. シングルユニット電気生理学的記録で使用するためにマイクロワイヤの組織化された配列を移植することは技術的な課題の数を示します。必要に応じてこの技術及び設備を実施するための方法が記載されている。また、高い空間選択性の異なる神経サブリージョンから録音するために組織さMICROWIREアレイの有益な使用が議論されている。 

ビデオ: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

の電極の作製と注入アメフラシカリフォルニ無傷、自由に振る舞う動物における多チャンネル神経と筋肉の録音のための

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

神経科学

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

シングルユニット in vivoで</emラットの視交叉から>録音

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

逆行性蛍光標識は、特定された神経細胞から標的細胞外シングルユニット記録を可能にします<em生体内で&gt;</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

小動物の慢性神経録音用超軽量電動マイクロドライブの設計およびアセンブリ

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

行動するミツバチの二つの神経の処理段階での同時長期レコーディング

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

縦断のために脊髄商工を移植するための手順<em&gt;インビボ</emマウス脊髄の&gt;イメージング

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

単一ユニットの録音を使用してサルの背側視覚ストリームのオブジェクト表現を調査

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

動物におけるリアルタイムfMRI脳マッピング

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

マウスの振る舞いの海馬における神経活動を可視化するための頭蓋骨管制法

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...