Name: live imaging of the ependymal cilia in the lateral ventricles of the mouse brain
Uploaded: 2015-06-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
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Authors would like to thank Charisse Montgomery for her editing service. A. Alomran&#8217;s work partially fulfills the requirements for a master&#8217;s degree in Pharmacology.This work is funded by The University of Toledo&#8217;s intramural startup fund for W.A.A and NIH grant (DK080640) for S.M.N.

動物使用のための手順は、国立衛生研究所と管理と使用のためのガイドでの制度的動物実験委員会のガイドラインに従ってトレド大学の施設内動物管理使用委員会（IACUC）によって承認されました実験動物の。 1.脳抽出、セクショニングおよび組織調製<ol><li>深く5分間のCO 2窒息で安楽死によって、野生型マウス系統C57BL / 6を生け贄に捧げます。頸椎脱臼により死を保証します。 </li><li> 70％エタノールでマウスのヘッドを清掃してください。 </li><li>最初の頭蓋骨を露出させるために頭の上から開始し、肌をオフに引いて、滅菌ハサミとピンセットを用いて頭蓋骨切除術を行います。 </li><li>その後、頭蓋骨が露出した時点で、骨の部分部分を剥離後側から開始し、前方側に移動させることで頭蓋骨を削除します。脳室を破壊しないように注意してください。 </li><li>脳全体を収集します。 </li><li>ペニシリン10,000単位/ mlおよびストレプトマイシンと予め温め10,000μgの/ mlを含有する10％ウシ胎児血清（FBS）を補充したDMEM /高グルコースおよび1％ペニシリン/ストレプトマイシン溶液を含む100mMペトリ皿に脳を置き37℃です。 </li><li>鋭利な刃で手で正中矢状面上の脳をスライスし、ビブラトームを用いて各半分から最初の100〜200ミリメートルのセクションを取得します。 </li><li>予め温めた37℃のリン酸緩衝生理食塩水（1×PBS）溶液を用いて脳組織をすすぎます。 </li><li>すぐにメディア37℃に予熱した高グルコースDMEM /脳セクションを配置します。 </li></ol> 2.ライブイメージング構成と​​セットアップ<ol><li>高グルコースDMEM /培地1mlを含む30ミリメートルのガラス底培養皿に脳組織切片を置きます。 95％/ 10％のO 2 / CO 2含有量37°C、（ 図1には、顕微鏡の密閉チャンバの環境を調整します</strオング&gt;）。 </li><li> 60X油浸対物レンズを使用して、最初の60X対物レンズで油滴を置き、定期的なDICを用いて細胞に着目して上衣細胞/繊毛画像を収集し、光を伝送されます。 </li><li>繊毛殴打がエリア内に気泡の動きのようなものを作成するようにそして、運動性上衣繊毛の場所へのガイドとして、DMEMバブル移動の方向に従ってください。 DICフィルタを使用して、脳の側脳室に運動性繊毛で健康な細胞を含む領域を選択してください。上衣繊毛が発見されると、光を調整し、良好な画像を得ること焦点を合わせます。 </li><li>をMetamorphイメージングソフトウェアを使用して、特定の目的に応じたライブイメージングパラメータを設定します。本デモでは、60X対物レンズと、5〜10ミリ秒の露光時間と合わせ、1×1のカメラビニングを設定して24ビットの画像を取得します。 </li><li>最小EXPを得るために最適なレベルに顕微鏡開口部を開くことにより、DIC画像を収集osure時間。遅滞なく迅速かつ即時の画像取得を提供するために、カメラにライブ映像ストリームを確認します。十分な画像コントラストを得るために、最小限の露光時間の要件に基づいて、繊毛の鼓動の速度を計算します。 </li></ol> 3.データの可視化と分析<ol><li> 1分で殴打数をカウントすることにより繊毛の殴打の数を計算します。ビデオの速度を減少させ、細胞カウンターまたは同様のツールを使用して、拍数をカウントすることによってこれを行います。 </li><li>殴打の頻度を計算するために、ビデオは秒数を取得し、取得したフレームまたはタイムラプス画像の数によって記録された露光時間を乗算します。 （例：露光時間5ミリ秒200フレーム=千ミリ秒または1秒）。 </li><li> 1秒あたりの鼓動の数として表現さ​​れる周波数を得るために、1秒間に殴打の数を計算します。 1秒のタイム間にわたって繊毛殴打の数を割ることによってこれを行いますvalが（例：繊毛= 1秒5ミリ秒、すなわち 5ミリ×200フレームの露光時間で記録された200枚の映像で50回を打つが、今1秒= 50 Hzの50ビートを分割します）。 </li><li>両方の電源と回復ストローク中に上衣繊毛によって撮影されたパスを評価することにより、繊毛運動の角度を計算します。小さ ​​な修正11で、前述した方法に従って、これを実行します。個々の繊毛の正確な動きは、完全な拍動サイクル中に観察されます。 </li><li>モニターの上に配置アセテートシートで、上衣エッジとパワーストロークの開始時の繊毛の正中位置を通る垂直線に沿って水平線を描画します。 </li><li>それは動力行程中に前進するように、フレームによって繊毛フレームの正確な位置をプロットします。同様に、回復ストローク中に繊毛の動きをプロット。 </li><li> T中の正中線から繊毛の最大偏差から繊毛運動の角度を計算します彼のパワーストロークだけでなく、回復ストローク。 </li></ol> 4.カルシウム信号記録<ol><li>脳をスライスした後、簡単に1×PBSまたはダルベッコPBS（pH7.0）で脳切片をすすぎます。蛍光消光を回避するために、良好な信号対雑音比を得るために、新鮮なのFluo-2を調製します。 </li><li> 、ジメチルスルホキシド（DMSO）中のFluo-2溶液の1mMストック溶液を調製し、混合のFluo-2が均一DMSOに溶解されていることを確認するために、少なくとも5分間、溶液をボルテックス。 </li><li> 20 mg / mlの最終濃度まで37℃に2％のB27を暖め予め添加したDMEM /高グルコース500ml中のFluo-2ストック溶液を希釈します。 注：B-27は、ビタミンA、酸化防止剤カクテルおよび海馬および他のCNSニューロンの短期または長期の生存性をサポートするために使用されるインスリンを含む最適化された無血清サプリメントです。 </li><li>直ちにガラス底プレート中で、37℃で30分間、20 mg / mlでのFluo-2で脳切片をインキュベートします。 </li><li>カルシウムフルオロフォアのFluo-2の最適添加濃度を決定するためにカルシウム色素細胞毒性を回避するために、ATPでのチャレンジ細胞、およびATPに応答してカルシウムシグナルの時間経過およびピークの大きさを決定することによって、細胞の生存率をチェックします。 </li><li> 488 nmおよび515 nmで、それぞれ（ 動画2）の励起波長および発光波長で、1秒（毎秒200フレーム）の最低5ミリ秒のキャプチャ速度でカルシウム振動のための映像を記録します。 </li><li>自家蛍光や動きアーチファクトからのFluo-2カルシウム信号を区別するために、515 nmで放出された強度を別々に監視されていることを確認。 注：フルオ-2は、細胞内カルシウムを定量化するのに適したカルシウムfluoremetricではありません。しかし、このようなカルシウム振動の速カルシウムの変化を検出するための優れた動的カルシウム色素です。より正確なカルシウム定量のために、フラ-2を推奨します。しかし、フラ-2の動的変化は、そのレシオメトリックによって制限されています染料の性質。 </li><li>正確な無料の細胞内カルシウム値を計算するために、製造業者によって提供される式に従ってください。例の[Ca 2+] = の K d×（R - R 分 ）/（R 最大 - R）。 K dはカルシウム放出された色素からの解離定数である場合、Rは、488で、測定された蛍光であり、そしてR minおよびR maxは、最小および最大のイオン濃度12で蛍光比です。 </li></ol> 5.免疫蛍光顕微鏡<ol><li> 4％パラホルムアルデヒド（PFA）で10分間、2％スクロースを含有するリン酸緩衝生理食塩水を用いて脳切片を固定します。あるいは、4％PFAで脳全体を修正してから、クライオスタットを用いて、50ミリメートルのセクションにセクション。 </li><li>毎回5分間、1×PBSで組織を3回洗浄します。 </li><li> solutiで脳切片をインキュベート5分間1×PBSで各回3回すすぎ、次いで5分間、1×PBS中0.1％のTriton-Xの上で、。 </li><li>室温（RT）で、または一晩、4℃で1時間、1×PBS中10％FBS中で5,000：マウス一次抗体を用いて脳切片をインキュベートし、1の希釈で用い、チューブリンをantiacetylated。 </li><li>毎回5分間、1×PBSで組織を3回洗浄します。 </li><li> 1の希釈で二次抗体で脳切片をインキュベートし、フルオレセイン抗マウスIgG：RTで1時間、1×PBS溶液中で、10％FBS中で500。 </li><li> 5分は、核（またはDNA）13を染色するための4 &#39;、6-ジアミジノ-2-フェニルインドール（DAPI）のセクション対比蛍光顕微鏡下で観察する前に。可能な最小露光時間で光退色、画像すぐにセクションを最小限に抑えます。 </li></ol>

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	<li>AbouAlaiwi, W. A., Lo, S. T., Nauli, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+cilia:+Highly+sophisticated+biological+sensors.">Primary cilia: Highly sophisticated biological sensors.</a> Sensors. 9 (9), 7003-7020 (2009).</li><li>Nonaka, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Randomization+of+left-right+asymmetry+due+to+loss+of+nodal+cilia+generating+leftward+flow+of+extraembryonic+fluid+in+mice+lacking+kif3b+motor+protein.">Randomization of left-right asymmetry due to loss of nodal cilia generating leftward flow of extraembryonic fluid in mice lacking kif3b motor protein.</a> Cell. 95 (6), 829-837 (1998).</li><li>Satir, P., Christensen, S. 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Ependymal cells along the lateral ventricle express functional p2x(7) receptors.</a> Purinergic signalling. 5 (3), 299-307 (2009).</li><li>Appelbe, O. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+the+mouse+jhy+gene+causes+abnormal+ciliary+microtubule+patterning+and+juvenile+hydrocephalus.">Disruption of the mouse jhy gene causes abnormal ciliary microtubule patterning and juvenile hydrocephalus.</a> Developmental biology. 382 (1), 172-185 (2013).</li><li>Sawamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+neurons+follow+the+flow+of+cerebrospinal+fluid+in+the+adult+brain+(New+York,+N.Y.).">New neurons follow the flow of cerebrospinal fluid in the adult brain (New York, N.Y.).</a> Science. 311 (5761), 629-632 (2006).</li><li>Banizs, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dysfunctional+cilia+lead+to+altered+ependyma+and+choroid+plexus+function,+and+result+in+the+formation+of+hydrocephalus.">Dysfunctional cilia lead to altered ependyma and choroid plexus function, and result in the formation of hydrocephalus.</a> Development. 132 (23), 5329-5339 (2005).</li><li>Kawanabe, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilostazol+prevents+endothelin-induced+smooth+muscle+constriction+and+proliferation.">Cilostazol prevents endothelin-induced smooth muscle constriction and proliferation.</a> PloS one. 7 (9), e44476 (2012).</li><li>Liu, T., Jin, X., Prasad, R. 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M., Jin, X., AbouAlaiwi, W. A., El-Jouni, W., Su, X., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-motile+primary+cilia+as+fluid+shear+stress+mechanosensors.">Non-motile primary cilia as fluid shear stress mechanosensors.</a> Methods in enzymology. 525, 1-20 (2013).</li><li>AbouAlaiwi, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivin-induced+abnormal+ploidy+contributes+to+cystic+kidney+and+aneurysm+formation.">Survivin-induced abnormal ploidy contributes to cystic kidney and aneurysm formation.</a> Circulation. 129 (6), 660-672 (2014).</li><li>AbouAlaiwi, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ciliary+polycystin-2+is+a+mechanosensitive+calcium+channel+involved+in+nitric+oxide+signaling+cascades.">Ciliary polycystin-2 is a mechanosensitive calcium channel involved in nitric oxide signaling cascades.</a> Circulation research. 104 (7), 860-869 (2009).</li><li>Jin, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilioplasm+is+a+cellular+compartment+for+calcium+signaling+in+response+to+mechanical+and+chemical+stimuli.">Cilioplasm is a cellular compartment for calcium signaling in response to mechanical and chemical stimuli.</a> Cell Mol Life Sci. 71 (11), 2165-2178 (2014).</li><li>Praetorius, H. A., Spring, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bending+the+mdck+cell+primary+cilium+increases+intracellular+calcium.">Bending the mdck cell primary cilium increases intracellular calcium.</a> The Journal of membrane biology. 184 (1), 71-79 (2001).</li><li>Smith, C. M., Radhakrishnan, P., Sikand, K., O'Callaghan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+ethanol+and+acetaldehyde+on+brain+ependymal+and+respiratory+ciliary+beat+frequency.">The effect of ethanol and acetaldehyde on brain ependymal and respiratory ciliary beat frequency.</a> Cilia. 2 (1), 5 (2013).</li></ol>

利害の衝突は宣言されていません。

ライブイメージングおよび脳室上衣内繊毛の迅速かつ高感度近接観察を提供し、蛍光顕微鏡の両方のマウス脳組織の調製のためのプロトコールは、ここで説明します。この技術は、側脳室のみに限定されません。それは、他の脳室に繊毛を観察するために利用することができます。このイメージング技術は、ex vivo環境で繊毛運動によってCSFの動きに似ているライブストリームを提供し...

繊毛は、細胞外環境に細胞表面から延びる感覚微小管ベースの細胞小器官です。 「9 + 0」または「9 + 2 &quot; - それらの微小管の組織に応じて、繊毛は、2つのタイプに分類することができます。機能的には、それらの運動性に基づいて、これらの運動性または非運動性繊毛1のように分類することができます。一次繊毛は、一般に「9 + 0 &quot;非運動性繊毛を示すために使用される用語です。これらは（「9」によって示される）9平行二重微小管を有し、微小管の中心対は（ &#39;0&#39;で示される）中心シース内に存在しません。しかし、胚の左右差を調節するような結節繊毛のようないくつかの「9 + 0」の繊毛は、2運動性です。一方、運動性繊毛は、微小管のダブレットの追加の中央対によって、9平行微小管のダブレットに加えて、特徴とし、運動性を容易にするために、ダイニンモータータンパク質に関連します。また、いくつかの「92」は、嗅覚繊毛のような繊毛は3非運動性です。脳室および脊髄の中心管の内側を覆う上衣細胞は、脳室4に沿って脳脊髄液（CSF）を推進運動性繊毛によって特徴付けられます。 この方法の全体的な目標は、運動性繊毛のダイナミクスと構造異常を研究促進することです。脳の健康と開発は多額の脳室内のCSFの効率的な循環に依存します。例えば、正常なCSFの流れおよび流体バランスは正常な鼓動ひいては神経細胞の指向性移動の調節に重要な役割を果たし、細胞遊走7幹機能上衣繊毛5,6を必要とします。このような、異常な上衣繊毛機能や構造などの水頭症に関連付けられている異常なCSFの流れにおいて、a、bの心室におけるCSFの異常な蓄積がある医学的状態につながることができます雨。この結果、頭蓋内圧亢進とヘッドの進行性肥大、痙攣、トンネルビジョン、精神障害8を引き起こす可能性があります。 独自の繊毛拍動頻度と叩解角度に基づいて、I、II、およびIII：既存の方法に対するこの手法の利点は、三つの異なる上衣細胞タイプを報告する最初の時間に許可することです。これらの上衣細胞は、脳室内の特定の領域内に局在しています。また、年齢や、上衣細胞型またはそれらのローカライズを変更することで、アルコールおよびシロスタゾールなどの薬理学的薬剤の効果は、上衣細胞のこの分類の前には不可能であった、実証することができます。シロスタゾールは、ホスホジエステラーゼ3の阻害剤、cAMPのAMPへの代謝酵素であり、それはまた、細胞内カルシウムを調節する9。高速蛍光画像分析を使用して、ユニークな細胞内のイメージングおよび定量化を可能にします上衣細胞のカルシウム振動特性。例えば、アルコールおよびシロスタゾールの両方が大幅に順番に、上衣繊毛10による脳脊髄液の体積交換の変化につながる可能性上衣繊毛運動の周波数だけでなく、細胞内のカルシウム振動特性を変化させました。要約すると、この手法は、異なるカルシウム振動特性を有する上衣細胞の三つの異なる種類の最初の証拠を提供するための鍵でした。 次のセクションでは、手順の詳細なステップバイステップの概要は、組織調製および取り扱いに細心の注意を払って、提供されます。

<table><tbody><tr><td>DMEM/HIGH GLUCOSE</td><td>Cellgro Mediatech Inc.</td><td>10-013-CV</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum (FBS)</td><td>Hyclone</td><td>SH30088-03</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin</td><td>Thermo Scientific</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Thermo Scientific</td><td>SH30256-01</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710-SP</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-2395</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T9284</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-2&amp;nbsp;</td><td>TEF Labs</td><td>#0200</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>B27</td><td>Gibco</td><td>17504044</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD HardSet Mounting Medium with DAPI</td><td>Vector Labs</td><td>H-1500</td><td></td></tr><tr><td>Anti-acetylated a-tubulin antibody</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T7451&amp;nbsp;</td><td>clone 6-11B1</td></tr><tr><td>FITC Anti-mouse antibody</td><td>Vector Labs</td><td>FI-2000</td><td></td></tr><tr><td>Cell Culture plate</td><td>VWR Vista Vision</td><td>30-2041</td><td></td></tr><tr><td>Cover Slip (18 x 18)</td><td>VWR Vista Vision</td><td>16004.326</td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica Biosystems</td><td>Leica VT1200S</td><td></td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica Biosystems</td><td>Leica CM1860</td><td></td></tr><tr><td>Inverted Fluorescence Microscope</td><td>Nikon&amp;nbsp;</td><td>Nikon TE2000</td><td>60X oil&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Microscope cover glass 24 x 60 mm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;</td><td>VWR Vista Vision</td><td>16004-312</td><td></td></tr><tr><td>Mounting Medium with DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1500</td><td></td></tr><tr><td>DAPI filter cube</td><td>Chroma Technology</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

live imaging of the ependymal cilia in the lateral ventricles of the mouse brain

Multiciliated上衣細胞は、成人の脳内脳室を裏打ちします。上衣繊毛の異常機能または構造は、様々な神経障害と関連しています。運動性上衣繊毛技術の現在のex vivoでのライブイメージングは、いくつかの手順に従って、毛様体のダイナミクスの詳細な研究を可能にします。これらの手順は次のとおりです。マウス二酸化炭素で安楽死をトレドの施設内動物管理使用委員会（IACUC）の大学のプロトコルに従って、頭蓋骨切除術は、脳の除去と上衣繊毛を可視化することができる脳側脳室を介して、非常に薄い部分を得るためにビブラトームまたは鋭利​​な刃で矢状脳解剖を行いました。 95％/ 5％Oの存在下で、2 / CO 2混合物を37℃でのダルベッコ改変イーグル培地（DMEM）/高グルコースを含むカスタマイズされたガラス底プレート中の脳のスライスのインキュベーションは、生きた組織を維持するために不可欠です間に実験。繊毛の鼓動のビデオは、高解像度の微分干渉顕微鏡を用いて記録されています。ビデオは、次に、繊毛拍動頻度を計算するために、フレーム毎に解析されます。これは彼らの繊毛運動の周波数と角度に基づいて三つのカテゴリーやタイプに上衣細胞の明確な分類を可能にします。さらに、この技術は、上衣細胞の固有の細胞内カルシウム振動特性ならびにカルシウム振動における薬剤の効果および繊毛拍動頻度を特徴付ける高速蛍光イメージング分析の使用を可能にします。また、この技術は、毛様体及び毛様体構造タンパク質の局在化研究のための免疫蛍光イメージングに適しています。これは、疾患の診断および表現型の研究において特に重要です。脳組織が死ぬことを始めると技術の主な制限は、ライブ運動性繊毛運動の減少に起因します。

生きたマウスの脳において上衣繊毛機能の測定このプロトコールに記載された方法は、マウス脳から切除新鮮組織における上衣繊毛の機能と構造を監視するため、並びに繊毛拍動頻度を監視し、研究するために使用されます。完全な実験を遂行するために、その後の工程は、概略フローチャート（図1）に示されています。それは非常に実験が可能な限り積極...

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Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

高解像度の微分干渉コントラスト（DIC）顕微鏡を用いて、マウス脳室の中に位置運動上衣繊毛の鼓動のex vivo観察ライブイメージングによって実証されます。技術はユニークな繊毛運動の周波数の記録や暴行角度ならびにそれらの細胞内カルシウム振動ペーシング特性を可能にします。

マウスの脳の側脳室における上衣繊毛のライブイメージング

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.8K ビュー.  University of Toledo, College of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. 高解像度の微分干渉コントラスト（DIC）顕微鏡を用いて、マウス脳室の中に位置運動上衣繊毛の鼓動のex vivo観察ライブイメージングによって実証されます。技術はユニークな繊毛運動の周波数の記録や暴行角度ならびにそれらの細胞内カルシウム振動ペーシング特性を可能にします。 

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Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of existing mouse lines for genetic cell lineage tracing: a tamoxifen-inducible Cre line and a Cre reporter line expressing dsRed upon Cre-mediated recombination. By using a relatively low level of tamoxifen, we were able to induce recombination in a small number of cells, permitting us to follow individual cell divisions. Additionally, we observed the transcriptional response to Sonic Hedgehog (Shh) signaling using an Olig2-eGFP transgenic line 1-3 and we monitored formation of cilia by infecting the cultured slice with virus expressing the cilia marker, Sstr3-GFP 4. In order to image the neuroepithelium, we harvested embryos at E8.5, isolated the neural tube, mounted the neural slice in proper culturing conditions into the imaging chamber and performed time-lapse confocal imaging. Our ex vivo live imaging method enables us to trace single cell divisions to assess the relative timing of primary cilia formation and Shh response in a physiologically relevant manner. This method can be easily adapted using distinct fluorescent markers and provides the field the tools with which to monitor cell behavior in situ and in real time.

Ex vivo Live Imaging of Single Cell Divisions in Mouse Neuroepithelium

Here we develop the tools necessary for ex vivo live imaging to trace single cell divisions in the mouse E8.5 neuroepithelium

ex vivoでマウス神経上皮における単一細胞分裂のライブイメージング

We developed a system that integrates live imaging of fluorescent markers and culturing slices of embryonic mouse neuroepithelium. We took advantage of ...

神経科学

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

発生中のマウス胚性皮質における有糸分裂のライブイメージング

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

3D Modeling of the Lateral Ventricles and Histological Characterization of Periventricular Tissue in Humans and Mouse

The ventricular system carries and circulates cerebral spinal fluid (CSF) and facilitates clearance of solutes and toxins from the brain. The functional units of the ventricles are ciliated epithelial cells termed ependymal cells, which line the ventricles and through ciliary action are capable of generating laminar flow of CSF at the ventricle surface. This monolayer of ependymal cells also provides barrier and filtration functions that promote exchange between brain interstitial fluids (ISF) and circulating CSF. Biochemical changes in the brain are thereby reflected in the composition of the CSF and destruction of the ependyma can disrupt the delicate balance of CSF and ISF exchange. In humans there is a strong correlation between lateral ventricle expansion and aging. Age-associated ventriculomegaly can occur even in the absence of dementia or obstruction of CSF flow. The exact cause and progression of ventriculomegaly is often unknown; however, enlarged ventricles can show regional and, often, extensive loss of ependymal cell coverage with ventricle surface astrogliosis and associated periventricular edema replacing the functional ependymal cell monolayer. Using MRI scans together with postmortem human brain tissue, we describe how to prepare, image and compile 3D renderings of lateral ventricle volumes, calculate lateral ventricle volumes, and characterize periventricular tissue through immunohistochemical analysis of en face lateral ventricle wall tissue preparations. Corresponding analyses of mouse brain tissue are also presented supporting the use of mouse models as a means to evaluate changes to the lateral ventricles and periventricular tissue found in human aging and disease. Together, these protocols allow investigations into the cause and effect of ventriculomegaly and highlight techniques to study ventricular system health and its important barrier and filtration functions within the brain.

Using MRI scans (human), 3D imaging software, and immunohistological analysis, we document changes to the brain&#8217;s lateral ventricles. Longitudinal 3D mapping of lateral ventricle volume changes and characterization of periventricular cellular changes that occur in the human brain due to aging or disease are then modeled in mice.

ヒトとマウスにおける脳室周囲の組織の側脳室および組織学的特性の3次元モデリング

The ventricular system carries and circulates cerebral spinal fluid (CSF) and facilitates clearance of solutes and toxins from the brain. The functional ...

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. Choroid plexus epithelial cells (CPECs) covering the surface of choroid plexus tissue harbor multiple unique cilia, but most of the functions of these cilia remain to be investigated. To uncover the function of CPEC cilia with particular reference to their motility, an ex vivo observation system was developed to monitor ciliary motility during embryonic, perinatal and postnatal periods. The choroid plexus was dissected out of the brain ventricle and observed under a video-enhanced contrast microscope equipped with differential interference contrast optics. Under this condition, a simple and quantitative method was developed to analyze the motile profiles of CPEC cilia for several hours ex vivo. Next, the morphological changes of cilia during development were observed by scanning electron microscopy to elucidate the relationship between the morphological maturity of cilia and motility. Interestingly, this method could delineate changes in the number and length of cilia, which peaked at postnatal day (P) 2, while the beating frequency reached a maximum at P10, followed by abrupt cessation at P14. These techniques will enable elucidation of the functions of cilia in various tissues. While related techniques have been published in a previous report1, the current study focuses on detailed techniques to observe the motility and morphology of CPEC cilia ex vivo.

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

In this study, a detailed light microscopic technique was optimized for real-time observation and analysis of the motion of CPEC cilia ex vivo together with an electron microscopic method for ultrastructural analysis.

脈絡叢上皮細胞の繊毛運動の観測<em&gt;エクスビボ</em

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

マウスの振る舞いの海馬における神経活動を可視化するための頭蓋骨管制法

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

Simultaneous Imaging of Microglial Dynamics and Neuronal Activity in Awake Mice

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in the brain sense various biological conditions in the periphery and transmit the signals to neurons. Microglia, immune cells in the brain, are involved in synaptic development and plasticity. Therefore, the contribution of microglia to neural circuit construction in response to the internal state of the body should be tested critically by intravital imaging of the relationship between microglial dynamics and neuronal activity.
Here, we describe a technique for the simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice. Adeno-associated virus encoding R-CaMP, a gene-encoded calcium indicator of red fluorescence protein, was injected into layer 2/3 of the primary visual cortex in CX3CR1-EGFP transgenic mice expressing EGFP in microglia. After viral injection, a cranial window was installed onto the brain surface of the injected region. In vivo two-photon imaging in awake mice 4 weeks after the surgery demonstrated that neural activity and microglial dynamics could be recorded simultaneously at the sub-second temporal resolution. This technique can uncover the coordination between microglial dynamics and neuronal activity, with the former responding to peripheral immunological states and the latter encoding the internal brain states.

Here, we describe a protocol combining adeno-associated virus injection with cranial window implantation for simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice.

覚醒マウスにおけるミクログリア動態と神経活動の同時イメージング

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in ...

発生中のマウス脳における神経細胞およびグリア細胞の動態の可視化

Time-Lapse Imaging of Migrating Neurons and Glial Progenitors in Embryonic Mouse Brain Slices

During the development of the cerebral cortex, neurons and glial cells originate in the ventricular zone lining the ventricle and migrate toward the brain surface. This process is crucial for proper brain function, and its dysregulation can result in neurodevelopmental and psychiatric disorders after birth. In fact, many genes responsible for these diseases have been found to be involved in this process, and therefore, revealing how these mutations affect cellular dynamics is important for understanding the pathogenesis of these diseases. This protocol introduces a technique for time-lapse imaging of migrating neurons and glial progenitors in brain slices obtained from mouse embryos. Cells are labeled with fluorescent proteins using in utero electroporation, which visualizes individual cells migrating from the ventricular zone with a high signal-to-noise ratio. Moreover, this in vivo gene transfer system enables us to easily perform gain-of-function or loss-of-function experiments on the given genes by co-electroporation of their expression or knockdown/knockout vectors. Using this protocol, the migratory behavior and migration speed of individual cells, information that is never obtained from fixed brains, can be analyzed.

著者スポットライト:発達中の脳における細胞移動と遺伝子の役割の探索

During the development of the cerebral cortex, neurons and glial cells originate in the ventricular zone lining the ventricle and migrate toward the brain surface. Many genes are involved in this process. This protocol introduces the technique for the time-lapse imaging of migrating neurons and glial progenitors.

マウス胚脳切片における移動するニューロンとグリア前駆細胞のタイムラプスイメージング

During the development of the cerebral cortex, neurons and glial cells originate in the ventricular zone lining the ventricle and migrate toward the brain ...

マウスの脳の側脳室における上衣繊毛のライブイメージング

要約

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ex vivoでマウス神経上皮における単一細胞分裂のライブイメージング

発生中のマウス胚性皮質における有糸分裂のライブイメージング

ヒトとマウスにおける脳室周囲の組織の側脳室および組織学的特性の3次元モデリング

脈絡叢上皮細胞の繊毛運動の観測

マウスの振る舞いの海馬における神経活動を可視化するための頭蓋骨管制法

覚醒マウスにおけるミクログリア動態と神経活動の同時イメージング

マウス胚脳切片における移動するニューロンとグリア前駆細胞のタイムラプスイメージング

マウス胚脳切片における移動するニューロンとグリア前駆細胞のタイムラプスイメージング

マウス胚脳切片における移動するニューロンとグリア前駆細胞のタイムラプスイメージング