著者らは、デバイスの3次元印刷のためストラタシス（レホボト、イスラエル）をお願いいたします。我々は、膜試料用Microdyneナディア（ドイツ）に感謝しています。この研究は、CJAにイスラエル科学財団（助成1474年から1413年）によってサポートされていました

1.設計とマイクロ流体テストシステムの試作<ol><li> CADプログラムで上部と下部（ 図1）：2つの部分としてのマイクロ流体デバイスを設計します。 </li><li> 60ミリメートルの長方形で40ミリメートルを描画する矩形ツールを使用して底部を作り​​始めます。 </li><li>円ツールとの1コーナーで6.2ミリメートル直径の円はエッジから10mmを中心に作成します。直線パターンツールで6穴の合計20ミリメートル間隔で長方形全体に穴を複製。 </li><li>フィレットツールを使用すると、1mmの半径を有する矩形をフィレット。 </li><li>押し出しツールで一部10ミリメートルを押し出します。 </li><li>上面の中央には、1ミリメートルによると押し出しカットツールで長方形ツールで長方形を作成する30ミリメートルは、流路のための0.2ミリメートルを切りました。 </li><li>円ツールを使用して流路の端部に直径1mmの円を作ります。そして、ラインツールで最寄りに円を接続する経路を構築フィレットツールで作られた4ミリメートルの半径を含む10ミリメートル面によって40ミリメートル、。掃引カットツールを使用して、このパスに沿ってカットしてください。 </li><li>円ツールで流路の中央に3.9ミリメートルの直径の円を作成し、フィッティングを可能にするために押し出しカットツールを使用して8ミリメートルを切りました。 </li><li>繰り返しは、流路の反対側のための1.7と1.8を繰り返します。 </li><li>上部の繰り返しで1.2から1.5を繰り返します。そして、上面の中央に1ミリメートルによって長方形30ミリメートルを作成するために、矩形ツールを使用して、透過物チャネルを作成し、押し出しカットツールを使用して、0.5ミリメートルを切りました。 </li><li>端から透過液流路5ミリメートルの中央に1ミリメートルの円を作成する円ツールを使用してください。ラインツールでフィレットツールで作られた4ミリメートルの半径を含む6センチメートル面により1センチメートル、のいずれかに丸を結ぶ経路を構築します。掃引カットツールを使用して、パスに沿ってカットしてください。 </li><li>円ツールで透過経路上を中心とする追加の3.9ミリメートルの直径の円を作成し、元と8ミリメートルを切りますカットツールをTRUDE。 </li><li>部分に長方形フィレットツールで4ミリメートルの半径を追加する5ミリメートルによって40ミリメートルを作成し、長方形ツールで、40ミリメートルの縁をトップ。ハンドルのための下向きの3ミリメートルを押し出すために押し出しツールを使用します。 </li><li>チャンネルを含む各部品の表面に柔らかいゴム状ポリマーで上塗り0.05ミリメートルを含むハード透明ポリマーを使用して、複数材料フォトポリマー3次元プリンタで印刷部品。メーカーの標準プロトコル、キャリブレーションと設定を使用します。 </li><li>飼料にスレッド（M5）をタップし、保持物およびオリフィスを浸透。透過液に1/8 &quot;フィードおよび保持する金具と1/16&quot;フィッティングを接続する配管工のテープを使用してください。 </li><li> 1/8 &quot;チューブ（ 図2）でポンピングするマイクロ流体デバイス、バルブ、圧力変換器と背圧調整器に接続します。 </li><li>チューブを入口に、0.45μmのフィルターを接続します。 </li><li>放電は1/16 &quot;チューブとのバランス上とビーカーメートルを流れるように浸透します。 </li><li&gt;はタイワイヤーで3ウェイバルブにネジと標準サーボと背圧調整器に連続回転サーボを取り付けます。 </li><li>サーボシールドにサーボ電源を接続します。 </li><li>圧力変換器、スイッチおよびサーボシールドは、マイクロコントローラに接続します。 </li><li>データロギングおよびシステム制御用PCに、マイクロコントローラ、残高、流量計とポンプを接続します。 </li><li>そのシリアルポートにデータを印刷するために残高を設定します。 </li></ol> 2.試験される膜を調製<ol><li> x 8ミリメートル40ミリメートルに膜をカットします。 </li><li>超音波処理して（3×10分）を超純水に膜を浸します。 </li><li>その後、1時間50/50超純水/エタノールに膜を浸します。 </li><li> 4℃の超純水中での超純水や店舗を有する膜を洗浄します。8 </li></ol> 3.ナノ濾過膜でテストするためのソリューションを準備します<ol><li>三角フラスコに超純水500ミリリットルを追加します。その後、BSA ANの0.04グラムを追加します。NaClをD 0.29グラム。 </li><li>別々の三角フラスコに超純水500ミリリットルを追加します。次いでMgSO 4の0.6グラムを追加します。 </li><li>第三の三角フラスコに超純水500ミリリットルを追加します。その後のNaCl 0.29グラムを追加します。 </li><li>各フラスコに攪拌棒を挿入し、攪拌プレート上にフラスコを置きます。 500rpmで5分間混合します。 </li></ol> 4.ナノ濾過汚れの実験を行います注：RT（約24℃）で実験を行います。まず流量計に接続されていないセルを流れるようにバルブを閉じることにより、単一の膜を測定するためのシステムを設定します。 <ol><li>超純水の貯留し、MgSO 4溶液中に他の入口管（ 図2）に1つのポンプ入口チューブを挿入します。 </li><li>システム内のすべての気泡を除去するために配管を介して水と硫酸マグネシウム溶液を描画するために注射器を使用。 </li><li>で、フローセルの底部にナノ濾過膜を挿入しますフローセルの上部に供給チャネル、および場所に向けて積極的な側面。 </li><li>手でナットを固定し、その後の漏れを最小限にするようにレンチで均等に締めます。 </li><li>貯留セレクタースイッチで超純水を選択します。 </li><li> 2ミリリットル/分にポンプ流量を設定し、ポンプを起動します。 </li><li> 4バールに圧力調整器を調整します。 </li><li>貯水池に水溜りで始まるすべての45分を切り替えるために実験パラメータを設定します。 </li><li> autoに貯留スイッチを設定し、実験を開始します。 </li><li> 60分で、次の30分間、チューブ内のMgSO 4透過物を収集します。 </li><li> 91分にBSAおよびNaClの溶液を含むフラスコとし、MgSO 4フラスコを交換してください。 </li><li>迅速にポンプを停止し、チューブにし 、MgSO 4残り物を削除するには、入口管を介してBSA溶液を描画するために注射器を使用しています。その後、再びポンプを起動します。 </li><li> 150分で、BSAは、次の30分間、チューブ内に浸透集めます。 </li><li> 225分後に、システムをシャットダウンし、ナノを削除<html>フローセルからろ過膜。 </li><li>シリンジを用いて、超純水を試験液導入管を洗い流します。 </li><li>繰り返して試験した各追加の膜のための4.1から4.15繰り返します。 </li><li> NaClのみのテストでは、繰り返しは4.1から4.10、および4.14から4.16 NaCl溶液でのMgSO 4溶液を交換し、90分の代わりに、225分後に実験を終了するステップ。 </li></ol>ナノ濾過膜の5計算塩排除<ol><li>超純水でポテンショスタット試験セルの電極を洗浄します。 </li><li>ピペットを用いて、テストセル電極上のMgSO 4溶液の堆積物5μL。 </li><li>ソリューションのレコード抵抗。 </li><li>繰り返しは、5.1から5.3まで4回以上のステップを、その平均値を計算します。 </li><li>繰り返して、回収した溶液を浸透NaCl及びBSA / NaClのソリューションだけでなく、それぞれに5.1から5.4を繰り返します。 </li><li>式1と塩排除を計算します。 6eq1.jpg &quot;/&gt; ここで、Ωsが試験溶液の抵抗であり、Ωpは透過水の抵抗です。抵抗は直接塩濃度に相関溶液の導電率に反比例します。 </li></ol> 6.限外ろ過膜でテストするために、ソリューションの準備<ol><li> 4リットルのビーカーに超純水1Lを追加します。その後、BSAの0.32グラムを追加します。 </li><li>撹拌プレート上のビーカーや場所に攪拌棒を挿入します。 500rpmで5分間混合します。 </li><li>ビーカーおよび500 rpmで5分間再び混合する超純水の追加の3 Lを追加します。 </li></ol> 7.限外ろ過汚れの実験を行います注：RT（約24℃）で実験を行います。最初のセルを流れるようにすべてのバルブを開くことにより、並列に4膜を測定するためのシステムを設定します。 <ol><li>番目に超純水溜りや他の入口管に1つのポンプ入口管を配置E BSA溶液（ 図2）。 </li><li>システム内のすべての気泡を除去するために配管を介して水とBSA溶液を描画するために注射器を使用。 </li><li>供給チャネルに向けた積極的な側面で、フローセルの底部に限外濾過膜を挿入し、マイクロ流体デバイスの上部半分で細胞を閉じます。 </li><li>レンチで均等に締めた後、手でナットを固定します。不適切な締め付けが水漏れにつながる可能性があります。 </li><li>リザーバースイッチ付き超純水を選択します。 </li><li> 8ミリリットル/分にポンプ流量を設定し、ポンプを起動します。 </li><li> 0.4バールに圧力調整器を調整します。 </li><li>製造業者のプロトコルに従ってデータ収集ソフトウェアを有する膜のフラックス値を監視します。 </li><li>平均フラックスは10％±200 LMHがあるまで、圧力調整器を調整します。 </li><li>フラックスは20％±200 LMHがない場合は、個々の膜を交換してください。 </li><li>実験パラメータを入力します。最初の超純水RESEを選択200±20 LMHの一定フラックスで60分間rvoir。その後、圧力調整器の手動制御で420分間BSAリザーバを選択します。最後に、実験の終了時にフラッシュシステムへの圧力調整器の手動制御で15分間超純水溜りを選択します。 </li><li> autoに貯留スイッチを設定し、実験を開始します。 </li><li>実行完了後、システムをシャットダウンし、フロー細胞から膜を除去します。 </li><li>超純水で注射器と、フラッシュポンプ入口管。 </li></ol>

<ol>
	<li>Guo, W., Ngo, H. -. H., Li, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mini-review+on+membrane+fouling.">A mini-review on membrane fouling.</a> Bioresource technol. 122, 27-34 (2012).</li><li>Fane, A. G., Fell, C. J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+fouling+and+fouling+control+in+ultrafiltration.">A review of fouling and fouling control in ultrafiltration.</a> Desalination. 62, 117-136 (1987).</li><li>Tang, C. Y., Chong, T. H., Fane, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colloidal+interactions+and+fouling+of+NF+and+RO+membranes:+a+review.">Colloidal interactions and fouling of NF and RO membranes: a review.</a> Adv. colloid interfac. 164 (1-2), 126-143 (2011).</li><li>De Jong, J., Lammertink, R. G. H., Wessling, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membranes+and+microfluidics:+a+review.">Membranes and microfluidics: a review.</a> Lab on a chip. 6 (9), 1125-1139 (2006).</li><li>Haas, R., Gutman, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycosphingolipids+Enhance+Bacterial+Attachment+and+Fouling+of+Nanofiltration+Membranes.">Glycosphingolipids Enhance Bacterial Attachment and Fouling of Nanofiltration Membranes.</a> Environ. Sci. Technol. Lett. 2, (2015).</li><li>Nabe, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+modification+of+polysulfone+ultrafiltration+membranes+and+fouling+by+BSA+solutions.">Surface modification of polysulfone ultrafiltration membranes and fouling by BSA solutions.</a> J. Membr. Sci. 133 (1), 57-72 (1997).</li><li>Ang, W., Elimelech, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+(BSA)+fouling+of+reverse+osmosis+membranes:+Implications+for+wastewater+reclamation.">Protein (BSA) fouling of reverse osmosis membranes: Implications for wastewater reclamation.</a> J. Membr. Sci. 296 (1-2), 83-92 (2007).</li><li>Bernstein, R., Belfer, S., Freger, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+modification+of+dense+membranes+using+radical+graft+polymerization+enhanced+by+monomer+filtration.">Surface modification of dense membranes using radical graft polymerization enhanced by monomer filtration.</a> Langmuir. 26 (14), 12358-12365 (2010).</li><li>Kaufman, Y., Kasher, R., Lammertink, R. G. H., Freger, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+NF/RO+separation:+Cell+design,+performance+and+application.">Microfluidic NF/RO separation: Cell design, performance and application.</a> J. Membr. Sci. 396, 67-73 (2012).</li><li>Kaufman, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+supported+bolaamphiphile+membranes+for+water+filtration:+Roles+of+lipid+and+substrate.">Towards supported bolaamphiphile membranes for water filtration: Roles of lipid and substrate.</a> J. Membr. Sci. 457, 50-61 (2014).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

このプロトコルは、ナノ濾過、限外濾過膜の試験のための3次元印刷マイクロ流体クロスフロー装置の設計について説明します。最近、我々は、ナノ濾過膜コンディショナーのこのプロトコルの変化の成功を示し、後続の細菌培養注入とスフィンゴ糖脂質及びリポ多糖および膜性能の違いで汚れている。この技術を用いた5将来のアプリケーションは、異なる汚染物質を有する膜性能の...

<html>膜技術は、バルク溶液から溶質を分離することを必要とする産業および他のプロセスに不可欠であるが、膜のファウリングが大きな継続的な課題である。膜汚染廃水のサイズベースの分離のための限外濾過膜を使用することを含んで生じる1一般的な例として、 2とイオンと汽水や海水からより大きな溶質を分離するための複合薄膜。ファウリングの3特性の指標は、膜貫通圧力の増加とフラックスの減少が含まれます。これは、膜の生産性を低下させ、原因化学物質または他の洗浄プロトコルにその寿命を短くします。したがって膜性能は汚れ評価すると膜上の汚れ、生物付着およびバイオフィルム形成のメカニズムと効果を理解するために良好な指標です。また、性能評価は、新たな膜の設計または変更する際に重要です。 EFT &quot;&gt; マイクロ流体デバイスにおける膜の使用への関心が過去10年間で成長している。4最近、我々は、微生物成分のリポ多糖の効果を研究し、ナノ濾過膜の表面を汚れにスフィンゴ糖脂質、および微生物へのコンディショニングされた表面のその後の感受性アタッチメント5マイクロ流体クロスフロー装置は、ナノ濾過膜の性能を評価しました。膜表面積が小さいので、これは、膜表面の汚れのために少量でのみ利用でき、特別な非商業的な脂質成分の使用を許可されました。システムのサイズは、膜材料と溶液の少量の効率的な使用を可能にしました。このプロトコルでは、我々は、膜の性能試験のためのマイクロ流体デバイスの設計及び製造を記述し、圧力流システムにデバイスの組み込みを概説します。装置のデモンストレーションはTESTIで示されていますモデル汚染物、BSAを用いた限外濾過膜とナノ濾過膜の性能をngの。6,7

<table><tbody><tr><td>BSA</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>A6003</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>DAEJUNG</td><td>7548-4100</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>EMSURE</td><td>1058861000</td><td></td></tr><tr><td>NF Membrane</td><td>Filmtec</td><td>NF200</td><td></td></tr><tr><td>30 kDa UF Membrane</td><td>MICRODYN NADIR</td><td>UH030</td><td></td></tr><tr><td>50 kDa UF Membrane</td><td>MICRODYN NADIR</td><td>UH050</td><td></td></tr><tr><td>Pressure Transducer</td><td>Midas</td><td>43006711</td><td></td></tr><tr><td>Ball Valves</td><td>AV-RF</td><td>Q91SA-PN6.4</td><td></td></tr><tr><td>3-way Valve</td><td>iLife Medical Devices</td><td>902.071</td><td></td></tr><tr><td>Pressure Regulator</td><td>Swagelok</td><td>KCB1G0A2A5P20000</td><td></td></tr><tr><td>Flow-meter</td><td>Bronkhorst</td><td>L01-AGD-99-0-70S</td><td></td></tr><tr><td>Balances</td><td>MRC</td><td>BBA-1200</td><td></td></tr><tr><td>Pump</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-00354-JI</td><td></td></tr><tr><td>1/8&quot; Tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06605-27</td><td></td></tr><tr><td>1/16&quot; Tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06407-41</td><td></td></tr><tr><td>1/16&quot; Fittings</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-30486-70</td><td></td></tr><tr><td>1/8&quot; Fittings</td><td>Kiowa</td><td>QSM-B-M5-3-20</td><td></td></tr><tr><td>Microcontroller</td><td>Adafruit</td><td>50</td><td>Arduino UNO R3</td></tr><tr><td>Continuous Rotation Servo</td><td>Adafruit</td><td>154</td><td></td></tr><tr><td>Standard Servo</td><td>Adafruit</td><td>1142</td><td></td></tr><tr><td>Power Supply</td><td>Adafruit</td><td>658</td><td></td></tr><tr><td>Servo Shield</td><td>SainSmart</td><td>20-011-905</td><td></td></tr><tr><td>Switches</td><td>Parts Express</td><td>060-376</td><td></td></tr><tr><td>0.45 Micron Filters</td><td>EMD Millipore</td><td>SLHV033RS</td><td></td></tr><tr><td>Potentiostat</td><td>Gamry</td><td>PCI4</td><td></td></tr><tr><td>Sonicator</td><td>MRC</td><td>DC-150H</td><td></td></tr><tr><td>Connex 3D Printer</td><td>Stratasys</td><td>Objet Connex</td><td></td></tr><tr><td>Veroclear&amp;nbsp;</td><td>Stratasys</td><td>RGD810&amp;nbsp;</td><td>transparent polymer for printing flow cell</td></tr><tr><td>Tangoblack-plus</td><td>Stratasys</td><td>FLX980</td><td>soft rubbery polymer for gasket layers on flow cell</td></tr></tbody></table>

three-dimensionally printed microfluidic cross-flow system for ultrafiltration/nanofiltration membrane performance testing

膜汚染の最小化と管理は、多様な工業プロセスおよび膜技術を利用する他の慣行の手ごわい挑戦です。ファウリングのプロセスを理解することは、最適化し、膜ベースのろ過の高効率化につながる可能性があります。ここでは、並列に4膜まで試験することができる自動化された三次元（3-D）印刷、マイクロ流体クロスフロー濾過システムの設計および製造を示します。マイクロ流体細胞は、マイクロ流体細胞体のための透明な硬質ポリマーを使用し、動作中に漏れを防止する薄いゴム状重合体層を、組み込まれた多材料フォトポリマー3次元印刷技術を使用して印刷しました。限外ろ過（UF）の性能、およびナノ濾過（NF）膜を試験し、膜ファウリングは、モデル汚染物、ウシ血清アルブミン（BSA）を用いて観察することができました。 BSAを含有する供給溶液は、膜の流束低下を示しました。このプロトコルは、延長することができますedは、他の多くの有機、無機または微生物を含む溶液で汚れや生物付着を測定します。マイクロ流体設計は、例えば、多糖類、タンパク質、またはテストされている膜の小さな表面積に起因する脂質のために、高価なまたは少量でのみ使用可能です試験材料のために特に有利です。このモジュラーシステムはまた、容易に膜の高スループット試験のために拡張することができます。

マイクロ流体フローセルは、多材料フォトポリマーの三次元（3-D）プリンタを使用してCADプログラムを用いて設計し、印刷されました。膜は容易に（ 図1）に挿入し、デバイスから除去することができるように、このセルは、二つの部分にデザインされました。各部分は、構造的完全性のためのハード、透明なポリマーから印刷し、厚さ1cmとし、膜に面した側面には、ゴム状重合...

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Three-Dimensionally Printed Microfluidic Cross-flow System for Ultrafiltration/Nanofiltration Membrane Performance Testing

三次元（3-D）印刷、マイクロ流体クロスフローろ過システムが示されているの設計および製造。システム性能をテストし、限外濾過及びナノ濾過（薄膜複合）膜の汚れを観察するために使用されます。

限外濾過/ナノ濾過膜性能試験のための三次元プリントマイクロ流体クロスフローシステム

Minimization and management of membrane fouling is a formidable challenge in diverse industrial processes and other practices that utilize membrane ...

three-dimensionally-printed-microfluidic-cross-flow-system-for

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.2K ビュー.  Ben-Gurion University of the Negev, Sede-Boqer Campus. 三次元（3-D）印刷、マイクロ流体クロスフローろ過システムが示されているの設計および製造。システム性能をテストし、限外濾過及びナノ濾過（薄膜複合）膜の汚れを観察するために使用されます。 

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Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays. Robust flow control and precise fluidic volumes are two critical requirements for these applications. We have developed microfluidic chips featuring elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS) microvalve arrays that: 1) need no extra energy source to close the fluidic path, hence the loaded device is highly portable; and 2) allow for microfabricating deep (up to 1 mm) channels with vertical sidewalls and resulting in very precise features.

The PDMS microvalves-based devices consist of three layers: a fluidic layer containing fluidic paths and microchambers of various sizes, a control layer containing the microchannels necessary to actuate the fluidic path with microvalves, and a middle thin PDMS membrane that is bound to the control layer. Fluidic layer and control layers are made by replica molding of PDMS from SU-8 photoresist masters, and the thin PDMS membrane is made by spinning PDMS at specified heights. The control layer is bonded to the thin PDMS membrane after oxygen activation of both, and then assembled with the fluidic layer. The microvalves are closed at rest and can be opened by applying negative pressure (e.g., house vacuum). Microvalve closure and opening are automated via solenoid valves controlled by computer software.

Here, we demonstrate two microvalve-based microfluidic chips for two different applications. The first chip allows for storing and mixing precise sub-nanoliter volumes of aqueous solutions at various mixing ratios. The second chip allows for computer-controlled perfusion of microfluidic cell cultures.

The devices are easy to fabricate and simple to control. Due to the biocompatibility of PDMS, these microchips could have broad applications in miniaturized diagnostic assays as well as basic cell biology studies.

We demonstrate protocols for manufacturing and automating elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS)-based microvalve arrays that need no extra energy to close and feature photolithographically defined precise volumes. A parallel subnanoliter-volume mixer and an integrated microfluidic perfusion system are presented.

エラストマーのマイクロバルブの配列で制御マイクロ流体チップ

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

生物学

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a comparative manner. Multiwell plates are routinely used to compare many different strains or cell lines, but allow limited control over the environment dynamics. Microfluidic devices, on the other hand, allow exquisite dynamic control over the surrounding conditions, but it is challenging to image and distinguish more than a few strains in them. Here we describe a method to easily and rapidly manufacture a microfluidic device capable of applying dynamically changing conditions to multiple distinct yeast strains in one channel. The device is designed and manufactured by simple means without the need for soft lithography. It is composed of a Y-shaped flow channel attached to a second layer harboring microwells. The strains are placed in separate microwells, and imaged under the exact same dynamic conditions. We demonstrate the use of the device for measuring protein localization responses to pulses of nutrient changes in different yeast strains.

We present a simple method to produce microfluidic devices capable of applying similar dynamic conditions to multiple distinct strains, without the need for a clean room or soft lithography.

複数の異なった株を勉強するためのマイクロ流体デバイス

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

生物工学

Procedure for the Development of Multi-depth Circular Cross-sectional Endothelialized Microchannels-on-a-chip

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, and observation and quantification are very challenging. However, conventional in vitro microvessel assays have limitations when representing in vivo microvessels with respect to three-dimensional (3D) geometry and providing continuous fluid flow. Using a combination of photolithographic reflowable photoresist technique, soft lithography, and microfluidics, we have developed a multi-depth circular cross-sectional endothelialized microchannels-on-a-chip, which mimics the 3D geometry of in vivo microvessels and runs under controlled continuous perfusion flow. A positive reflowable photoresist was used to fabricate a master mold with a semicircular cross-sectional microchannel network. By the alignment and bonding of the two polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels replicated from the master mold, a cylindrical microchannel network was created. The diameters of the microchannels can be well controlled. In addition, primary human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) seeded inside the chip showed that the cells lined the inner surface of the microchannels under controlled perfusion lasting for a time period between 4 days to 2 weeks.

A microchannels-on-a-chip platform was developed by the combination of photolithographic reflowable photoresist technique, soft lithography, and microfluidics. The endothelialized microchannels platform mimics the three-dimensional (3D) geometry of in vivo microvessels, runs under controlled continuous perfusion flow, allows for high-quality and real-time imaging&#160;and can be applied for microvascular research.

マルチ深円形の断面内皮マイクロチャンネル·オン·ア·チップの開発のための手順

Efforts have been focused on developing in vitro assays for the study of microvessels because in vivo animal studies are more time-consuming, expensive, ...

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell phenotype after printing, poor organization and distribution of desired cells, and the inability to deliver drugs and/or nutrients to targeted areas in the array. Our 3D microfluidic printing technology is uniquely capable of sealing and printing arrays of cells onto submerged surfaces in an automated and multiplexed manner. The design of the microfluidic cell array (MFCA) 3D fluidics enables the printhead tip to be lowered into a liquid-filled well or dish and compressed against a surface to form a seal. The soft silicone tip of the printhead behaves like a gasket and is able to form a reversible seal by applying pressure or backing away. Other cells printing technologies such as pin or ink-jet printers are unable to print in submerged applications. Submerged surface printing is essential to maintain phenotypes of cells and to monitor these cells on a surface without disturbing the material surface characteristics. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays are produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas including cancer, diabetes, inflammation, infections, and cardiovascular disease.

This 3D microfluidic printing technology prints arrays of cells onto submerged surfaces. We describe how arrays of cells are delivered microfluidically in 3D flow cells onto submerged surfaces. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays were produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas.

連続フローMicrospotterを使用して変更表面に細胞のサブマージ印刷

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

A Multi-Parametric Islet Perifusion System within a Microfluidic Perifusion Device

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes. The device consists of three layers: first layer contains an array of microscale wells (500 &mu;m diameter and 150 &mu;m depth) that help to immobilize the islets while exposed to flow and maximize the exposed surface area of the islets; the second layer contains a circular perifusion chamber (3 mm deep, 7 mm diameter); and the third layer contains an inlet-mixing channel that fans out before injection into the perifusion chamber (2 mm in width, 19 mm in length, and 500 &mu;m in height) for optimizing the mixing efficiency prior to entering the perifusion chamber. The creation of various glucose gradients including a linear, bell shape, and square shapes also can be created in the microfluidic perifusion network and is demonstrated.

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes.

マイクロ流体Perifusionデバイス内のマルチパラメトリック膵島Perifusionシステム

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence ...

Window on a Microworld: Simple Microfluidic Systems for Studying Microbial Transport in Porous Media

Microbial growth and transport in porous media have important implications for the quality of groundwater and surface water, the recycling of nutrients in the environment, as well as directly for the transmission of pathogens to drinking water supplies. Natural porous media is composed of an intricate physical topology, varied surface chemistries, dynamic gradients of nutrients and electron acceptors, and a patchy distribution of microbes. These features vary substantially over a length scale of microns, making the results of macro-scale investigations of microbial transport difficult to interpret, and the validation of mechanistic models challenging. Here we demonstrate how simple microfluidic devices can be used to visualize microbial interactions with micro-structured habitats, to identify key processes influencing the observed phenomena, and to systematically validate predictive models. Simple, easy-to-use flow cells were constructed out of the transparent, biocompatible and oxygen-permeable material poly(dimethyl siloxane). Standard methods of photolithography were used to make micro-structured masters, and replica molding was used to cast micro-structured flow cells from the masters. The physical design of the flow cell chamber is adaptable to the experimental requirements: microchannels can vary from simple linear connections to complex topologies with feature sizes as small as 2 &mu;m. Our modular EcoChip flow cell array features dozens of identical chambers and flow control by a gravity-driven flow module. We demonstrate that through use of EcoChip devices, physical structures and pressure heads can be held constant or varied systematically while the influence of surface chemistry, fluid properties, or the characteristics of the microbial population is investigated. Through transport experiments using a non-pathogenic, green fluorescent protein-expressing Vibrio bacterial strain, we illustrate the importance of habitat structure, flow conditions, and inoculums size on fundamental transport phenomena, and with real-time particle-scale observations, demonstrate that microfluidics offer a compelling view of a hidden world.

Microfluidic devices can be used to visualize complex natural processes in real time and at the appropriate physical scales. We have developed a simple microfluidic device that mimics key features of natural porous media for studying growth and transport of bacteria in the subsurface.

多孔質媒体中の微生物トランスポート研究のためのシンプルなマイクロ流体システム：マイクロワールドでのウィンドウ

Microbial growth and transport in porous media have important implications for the quality of groundwater and surface water, the recycling of nutrients in ...

Design and Development of a Three-Dimensionally Printed Microscope Mask Alignment Adapter for the Fabrication of Multilayer Microfluidic Devices

This project aims to develop an easy-to-use and cost-effective platform for the fabrication of precise, multilayer microfluidic devices, which typically can only be achieved using costly equipment in a clean room setting. The key part of the platform is a three dimensionally (3D) printed microscope mask alignment adapter (MMAA) compatible with regular optical microscopes and ultraviolet (UV) light exposure systems. The overall process of creating the device has been vastly simplified because of the work done to optimize the device design. The process entails finding the proper dimensions for the equipment available in the laboratory and 3D-printing the MMAA with the optimized specifications. Experimental results show that the optimized MMAA designed and manufactured by 3D printing performs well with a common microscope and light exposure system. Using a master mold prepared by the 3D-printed MMAA, the resulting microfluidic devices with multilayered structures contain alignment errors of &lt;10 &#181;m, which is sufficient for common microchips. Although human error through transportation of the device to the UV light exposure system can cause larger fabrication errors, the minimal errors achieved in this study are attainable with practice and care. Furthermore, the MMAA can be customized to fit any microscope and UV exposure system by making changes to the modeling file in the 3D printing system. This project provides smaller laboratories with a useful research tool as it only requires the use of equipment that is typically already available to laboratories that produce and use microfluidic devices. The following detailed protocol outlines the design and 3D printing process for the MMAA. In addition, the steps for procuring a multilayer master mold using the MMAA and producing poly(dimethylsiloxane) (PDMS) microfluidic chips is also described herein.

This project allows small laboratories to develop an easy-to-use platform for the fabrication of precise multilayer microfluidic devices. The platform consists of a three-dimensionally printed microscope mask alignment adapter using which multilayer microfluidic devices with alignment errors of &lt;10 &#181;m were achieved.

多層マイクロ流体デバイスの製造用三次元プリント顕微鏡マスクアライメントアダプターの設計と開発

This project aims to develop an easy-to-use and cost-effective platform for the fabrication of precise, multilayer microfluidic devices, which typically ...

工学

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

イムノアッセイのための3次元紙ベースのマイクロ流体デバイスの作製

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

A Microphysiological System to Study Leukocyte-Endothelial Cell Interaction during Inflammation

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of activated leukocytes across the vascular endothelium into key organs can lead to organ failure. A physiologically relevant biomimetic microfluidic assay (bMFA) has been developed and validated using several experimental and computational techniques, which can reproduce the entire leukocyte rolling/adhesion/migration cascade to study leukocyte-endothelial cell interactions. Microvascular networks obtained from in vivo images in rodents were digitized using a Geographic Information System (GIS) approach and microfabricated with polydimethylsiloxane (PDMS) on a microscope slide. To study the effect of shear rate and vascular topology on leukocyte-endothelial cell interactions, a Computational Fluid Dynamics (CFD) model was developed to generate a corresponding map of shear rates and velocities throughout the network. The bMFA enables the quantification of leukocyte-endothelial cells interactions, including rolling velocity, number of adhered leukocytes in response to different shear rates, number of migrated leukocytes, endothelial cell permeability, adhesion molecule expression and other important variables. Furthermore, by using human-related samples, such as human endothelial cells and leukocytes, bMFA provides a tool for rapid screening of potential therapeutics to increase their clinical translatability.

In this protocol, a biomimetic microfluid assay, which can reproduce a physiologically relevant microvascular environment and reproduce the entire leukocyte adhesion/migration cascade, is employed to study leukocyte-endothelial cell interactions in inflammatory disease.

炎症時の白血球-内皮細胞相互作用を研究するための微生理学的システム

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of ...

オープンウェルモードとマイクロ流体モードを備えたリコンフィギャラブルバリアティッシュプラットフォーム

Transforming Static Barrier Tissue Models into Dynamic Microphysiological Systems

Microphysiological systems are miniaturized cell culture platforms used to mimic the structure and function of human tissues in a laboratory setting. However, these platforms have not gained widespread adoption in bioscience laboratories where open-well, membrane-based approaches serve as the gold standard for mimicking tissue barriers, despite lacking fluid flow capabilities. This issue can be primarily attributed to the incompatibility of existing microphysiological systems with standard protocols and tools developed for open-well systems.
Here, we present a protocol for creating a reconfigurable membrane-based platform with an open-well structure, flow enhancement capability, and compatibility with conventional protocols. This system utilizes a magnetic assembly approach that enables reversible switching between open-well and microfluidic modes. With this approach, users have the flexibility to begin an experiment in the open-well format using standard protocols and add or remove flow capabilities as needed. To demonstrate the practical usage of this system and its compatibility with standard techniques, an endothelial cell monolayer was established in an open-well format. The system was reconfigured to introduce fluid flow and then switched to the open-well format to conduct immunostaining and RNA extraction. Due to its compatibility with conventional open-well protocols and flow enhancement capability, this reconfigurable design is expected to be adopted by both engineering and bioscience laboratories.

著者スポットライト:ヒトバリア組織を模倣する独自のモジュール式微生理学的システムの開発

This protocol describes a reconfigurable membrane-based cell culture platform that integrates the open-well format with fluid flow capabilities. This platform is compatible with standard protocols and allows for reversible transitions between open-well and microfluidic culture modes, accommodating the needs of both engineering and bioscience laboratories.

静的バリア組織モデルを動的微生理学的システムに変換する

Microphysiological systems are miniaturized cell culture platforms used to mimic the structure and function of human tissues in a laboratory setting. ...