Name: high resolution phonon-assisted quasi-resonance fluorescence spectroscopy
Uploaded: 2016-06-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 40 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about High Resolution Phonon-assisted Quasi-resonance Fluorescence Spectroscopy at JoVE.com

著者は、研究されたサンプルを提供するための海軍研究所でアランBrackerとダニエルギャモンを承認したいと思います。この作品は、カリフォルニア大学マーセド校に、国防脅威削減局、基礎研究賞＃HDTRA1-15-1-0011によって（部分的に）サポートされていました。

注：他のソフトウェアパッケージを用いてもよいが、説明した方法は、特定のソフトウェアに固有です。 1.試料の調製とクールダウン<ol><li>サンプルを製作。 <ol><li>前述のように4 nmのトンネルバリアによって分離された2つの垂直に積み重ねられた自己組織化のInAs / GaAsの量子ドットを作成する分子線エピタキシー介しStranski-Krastanovモード法を用いて、試料を成長。16埋め込 ​​み量子ドットの電界効果型構造に（ すなわち 、ショットキーダイオード）QDMsに印加される電界が可能になる。17 注：QDMsの使用は法の要件ではありません。半導体のInAs / GaAsを必要としない。また、技術は任意の半導体の組み合わせから作られたQDMsまたは量子ドットのために動作します。 </li><li>個々の量子ドットの光学的にアドレス指定することができるように、サンプルを作製。サンプルまたはメートルの上部に開口マスクを追加することのいずれかによってこれを行います焦点サイズに応じて10 8のQD / cm 2以下の低濃度試料をaking。18 </li></ol></li><li>チップヘッダーにサンプルをマウントします。 <ol><li> 50％のビスマス、26.7％の鉛、13.3％のスズ、およびセラミック・チップ・ヘッダ上の10％のカドミウムからなる合金を適用します。合金が液化するまで、ホットプレートを用いてチップを加熱します。チップヘッダに取り付ける液化合金上にサンプルの底に置きます。 注：サンプルの底部がピンに接続されたショットキーダイオードチップヘッダにはんだ点の一方の電極です。サンプルを取り付けるための別の代替は、導電性銀エポキシです。 </li></ol></li><li>チップ上のピンにサンプルのポイント（右上）から40 Gの金ワイヤを接着します。 <ol><li>サンプルおよびチップ上のピンパッドの1つに1滴の上隅に銀エポキシの液滴を配置します。 </li><li>慎重に2滴で金線を築きます。 注：トンのトップを彼は、サンプルは、電界の適用を可能にするショットキーダイオードの他方の電極です。 </li></ol></li><li>クライオスタットにチップとサンプルをマウントしたサンプルは、銅試料ホルダーとの良好な熱接触があることを確認してください。 <ol><li>チップとクライオスタットのコールドフィンガー間のインジウム箔を適用します。 </li><li>圧力がコールドフィンガーにチップをマウントします。クライオスタットの銅コールドフィンガーとの良好な熱的接触を確保するために、ワッシャ付きの2本のネジを使用し、しっかりと締めます。 </li></ol></li><li>サンプル上の上部電極と下部電極の両方に接続されているチップのピンから配線を接続します。ソースメータへのクライオスタットを介してこれらのワイヤを実行します。 注：ソースメータは、外部電場に量子ドットをさらす、サンプルの電極にバイアスを印加します。 </li><li>避難し、真空にクライオスタットと試料室を持って来ます。 SAMのクールダウンの準備のために、約10 -6 Torrまで真空排気し、ターボポンプを起動します。PLE。 注：実験の冷却および温度制御が閉サイクル冷凍機及び添付顕微鏡の試料室から構成されているクライオスタットを用いて達成されます。 </li><li>クライオスタットのコンプレッサーを起動します。クライオスタットが所望の温度に到達するまで、システムを冷却します。 注：サンプルが冷却されると提示された結果のために温度が約18 Kであった、セットアップが取られるべき光学測定を可能にする光学系を設置するための準備ができています。 </li></ol> 2.光学セットアップ注：すべての設定手順については、製造者または他のカスタムプログラムによって提供されるソフトウェアを使用していずれかの方法で、レーザー、ソースメータ、分光器とCCDを実行します。 <ol><li> PL収集のために、分光器にPL信号を集束レンズに沿った長作動距離50X顕微鏡対物レンズとコリメートレンズを配置します。 0.75ミリメートルを介してスペクトルを収集onochromator信号は、液体窒素を用いて-1 1,100 mm、縦分散回折格子と検出された場合1340×100画素のCCDカメラを冷却しました。 </li><li>白色光源を使用して、サンプルを照らします。 <ol><li>正しく検出側のすべての光学部品（ すなわち、コリメートおよび集束レンズ）を整列させることにより、ゼロ波長で外部カメラや分光器を通して試料の画像をフォーカススペクトロメータのCCD上のサンプルのクリーン焦点画像を取得します。 注：整列し、試料の鮮明な画像を得ることを支援するために、別の外部撮像カメラを持っていると便利です。 </li></ol></li><li>検出側が設定された後、試料にレーザーの焦点を合わせます。レンズを用いて試料上で可能な最小サイズにビームスポットをフォーカス。基底状態遷移エネルギーが含まれている励起範囲で波長可変ダイオードレーザを使用します。斜めの角度で試料にレーザ入射を設定します。斜め入射の利点はそれが散乱レーザ光の大部分を取り除くことができますこと。 </li><li>高い非共鳴エネルギーで試料を励起します。最適には、湿潤層下のエネルギーで励起することによってこれを行います。 InAs / GaAsのQDMsため、本研究では、これは基底状態遷移上記75 meVで以上に相当します。 </li><li>フォーカスモードでスペクトル取得ソフトウェアを実行します。クライオスタット顕微鏡サンプルハウジングに装着され、XY移動ステージを用いたレーザスポット全体でサンプルをスキャンします。分光計のCCDは、基底状態遷移の個別の行をキャプチャするまで、これを行います。 QDMsの1の検出を中央に配置します。 注：QDMが発見されると、光学装置を完成します。サンプルについては基底状態のエネルギーを使用する1300 meVで周りです。 </li><li>バイアスマップを生成します。 <ol><li>サンプル上の電極に接続されたソースメータ（ステップ1.5）を介して電位を印加します。これはQDMに電界を発生順に電極間にバイアスを印加します秒。 注：サンプルに印加されるバイアス範囲は、ショットキーダイオード構造の両端0-2 Vです。デバイスが逆バイアスであるときこれは、電界が見えるように、個々の電荷状態を可能QDMの電荷の量を制限します。 </li><li>通常はボルトの千に百の範囲で、この所望の解像度に応じて、異なる増分電圧値で個々のスペクトルを取ります。カスタムプログラム（ 例えば、LabViewの）を使用して、一緒に、これらの個々のスペクトルを兼ね備えています。 注：このプログラムは簡単に提示した実験では、これは一緒にリアルタイムでデータをステッチすることで追加された、マトリックスに個々のスペクトルのベクトル列を結合するために、異なるプログラムの広い範囲を使用して符号化することができます。 <ol><li>バイアスマップを取るために実行ボタンをクリックします。これは、設定されたバイアスでスペクトルを受け取り、列ベクトル行い、その後、別の列として各インクリメントバイアススペクトルを追加します。 注：これは、データマトリを生成し、強度値はPL強度に対応するxは、行は、エネルギー/波長を表し、列電圧に対応します。それは、このようにデータの品質でライブのフィードバックを可能にする、実行されているようにバイアスマップが表示可能でなければなりません。 注意：バイアスマップは、異なる電荷構成を識別するのに役立ちますし、両方の励起および検出パスのセットアップを完了するために適切な情報を提供します。 </li></ol></li></ol></li><li>励起されることになりますトランジションを特定します。遷移のエネルギーと関心のバイアス範囲に注意してください。 <ol><li>この時点で、レーザー励起が遷移を介してチューニングされる方法を決定します。基底状態遷移に励起するレーザーを取得するための3つのオプションがあります。 <ol><li>チューン温度によって遷移エネルギー。18 </li><li>レーザーエネルギーで共鳴を達成するために、移行のシュタルクシフトを使用してください。19 注意：i上記の二つの方法の便利な機能をQDM遷移が固定レーザエネルギーを介して調整されているので、波長可変レーザ光源は、必要とされないことです。 </li><li>また、移行を介してレーザエネルギーをステッピング、波長可変レーザ光源を使用しています。レーザーは、遷移に共鳴するときに検出信号が存在することになる、これは測定にそのレーザー限られたスペクトル分解能を提供します。これは、プロトコルの残りのための焦点になります。 </li></ol></li></ol></li><li>遷移が特定され、実験パラメータを設定すると、測定のための励起および検出の両方のエネルギーを選択します。 <ol><li>移行のような励起エネルギーを選択してください。興奮遷移のエネルギーとして検出マイナス半導体合金に関連した縦光学（LO）フォノンのエネルギーを選択してください。これらの値を使用して、測定のための適切なエッジパスフィルタを選択します。彼らは、励起および検出エネルギー間でのカットオフを持っている必要があります。 注：experimについて提示内部の結果、駆動移行は1,301.7 meVでで観察された。図3に示す中立基底状態励起子だったと-1 LOフォノンの放出は、それぞれ、952.5 nmおよび979.3 nmまで対応し、1266 meV程度に位置しています。そこで我々は、励起用の960nmのショートパスフィルタおよび検出のための960 nmのロングパスフィルターを使用しています。それらは角度を調整することによって調整することができるので、干渉カットフィルタがこの目的のために理想的です。 </li></ol></li><li>レーザ制御ソフトウェアのフロントパネル上の適切な入力フィールドに所望のレーザ波長値を入力するだけで行われている、関心の遷移エネルギーで励起するためにレーザーを設定します。 </li><li>分光器制御ソフトウェアのフロントパネル上の適切な入力フィールドに所望の中心波長の値を入力して-1 LOの光子放出を監視するために所定の値に中心波長を設定します。 注：のInAs / GaAsのための-1 LOの光子放出はAPPRです励起されることになります励起子遷移以下oximately 36 meVで。 </li><li>カメラのソフトウェアを使用して、フォーカスモードボタンをクリックすることで、連続モードでのスペクトル取得ソフトウェアを実行することにより、CCDで収集を開始。信号が表示されるはずですか、まだレーザー散乱によって隠すことができました。 </li><li>信号を最大化します。重要なステップ：チューニング励起ショートパスフィルタ、それは適切な波長のカットオフを有するように若干の角度を調整すること。 注：最適な角度は、ショートパスフィルタの角度を調整しながら、信号を監視することによって確立されます。フィルタの角度を変更することによって、これはカットオフ波長を変化させます。キーは、できるだけ多くのレーザ光がコレクションから抑制されていることを確認することです。 </li></ol> 3.準共鳴測定のセットアップ<ol><li>カスタム・ソフトウェアのメイン画面を使用しているコンピュータのコントロールの実験パラメータを設定します。これを行うには、収集プログラムを開始し、目をクリックしてくださいEステップの偏光、温度、またはWLタブ。これは、すべての実験値を設定し、実行すると、さまざまなパラメータを介してデータを収集します。 注：我々の実験のデータは、すべてのコンピュータのコントロールをカスタムプログラムされた服用について。キーは、分光計の中心波長を設定するCCDソースメータを制御し、異なるバイアスでのスペクトルの範囲を収集しながら遷移を介してレーザエネルギーをステップすることができるソフトウェアまたはプログラムを有することです。 <ol><li>入力レーザーが通過スキャンする確立されたレーザーエネルギー範囲：1,301.7 meVでの中立励起子遷移エネルギーより約50μeVから、以下の50μeVに。 「希望のWL（nm）の「フィールドを使用してスキャンを開始するには、最初の波長を設定します。 （「エンドモーターユニット」）上を走査するレーザ端範囲を設定します。 </li><li>ソースメータは、「電圧の設定」タブをクリックすることによりを通じてスキャンしますバイアス範囲を設定します。開始バイアスvalを設定しますUE（「電圧スタート（V）」）、エンドバイアス値「電圧端（V）」とバイアスステップサイズ「電圧ステップ（V）」。ここでは、スキャンされたバイアス範囲は1.82 Vに1.68でした</li><li>入力積分時間は、「カメラ設定」タブをクリックして選択しました。 「露出（複数可）」の下でCCDの積分時間を設定します（3.3ステップを参照してください）​​。 CCDのための合理的な積分時間を選択します。良好な信号を得るために積分時間を試してみます。得られる積分時間より優れた信号平均より大きい。20 注意：実験に使用した統合時間は10秒でした。しかし、積分時間は、PL信号の強度に応じて、0.5秒と低くすることができます。時には個々のスキャンではなく一緒にスペクトルデータの合計プラスフォトルミネッセンス励起（PLE）マップ内の遷移を明らかにし補間する目の能力を縫い合わせる時に信号を参照することも必要ありません。 </li&gt; </ol></li></ol> 4.データ集録<ol><li>実験パラメータが確立されると、実験を開始します。実行ボタンをクリックしてコレクションを開始します。 注：各レーザーエネルギーで、ソフトウェアは、スペクトルとバックグラウンドスペクトルを取っバイアスを変化させます。これは、各バイアスステップのために行われます。そして、レーザーエネルギーが変化し、選択された範囲全体が完了するまで処理が続行されます。 </li><li>ポストプロセスデータ。 <ol><li>すべてのバイアスマップの最後に取られる追加のバックグラウンドスキャンを取り、バイアス列のそれぞれから平均値を減算します。背景差分プログラムを使用、またはバックグラウンド列を取るプログラムを書く、一緒に平均化して、これはデータ行列の各バイアス列からバックグラウンドスペクトルを平均化引きます。注意：私たちの研究室で使用するプログラムのために補足コードファイルを参照してください。 注：これは、任意の残りのレーザ散乱光によるその他のスプリアス信号を除去し、大幅イムバイアスマップを証明します。 </li></ol></li><li>データを分析します。 <ol><li>例えば、PLマップの各バイアススライスでフィッティングローレンツを実行するために、数学的なフィッティングソフトウェアを使用するスペクトル線の特性パラメータを抽出する。21フィッティング手順が完了したら、すべての情報は、フィッティングなどの係数になります最大強度、スペクトル位置及びFWHMなど。 </li></ol></li></ol>

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著者らは、開示することは何もありません。

The above instructions demonstrate the phonon-assisted quasi-resonance spectroscopy method. By exciting into a QD discrete state, one can monitor the phonon emission line, achieving high resolutions. In the example provided, by using phonons it is even possible to resolve the lifetime-limited linewidth of the neutral exciton visible in experiments. The method is easy to incorporate into existing PL spectroscopy setups. As mentioned, once the energy of the desired transition line is identified via non-resonant spectroscop...

高解像度は新しい知識のロックを解除するための鍵です。この知識を用いて、新しい技術は、より良いセンサ、より正確な製造ツール、およびより効率的な計算装置として開発することができます。このキーの生成、しかし、多くの場合、時間または両方、資源の高コストがかかります。この問題は、電子の持ち上げ縮重が小さいスペクトルシフトは、次の遠くの星に惑星の検出につながることができます天文学にスピン解決の原子物理学からすべてのスケール全体で遍在である。1,2,3 この作品の焦点は、標準的な分光器のセットアップを使用して、それは特に半導体光学の分野に関しては、その解像限界以下のスペクトルの特徴を解決できる方法を示す上です。示す例では、いくつかのμeVのオーダーであるのInAs / GaAs量子ドット（QD）における異方性電子-正孔（EH）交換分裂のことである。4分析計Cの解像限界標準PLレーザ分光法技術を組み合わせることによって克服されます。準共鳴蛍光のこの方法は、一般的単一ステージ分光計を用いたレーザー限られた解像度を達成するという利点を有します。 単一量子ドットのPLスペクトル分析のための標準的な光学分光システムは、単一段階0.3から0.75メートルモノクロメータと励起用レーザ光源と光学素子と一緒にデバイス（CCD）検出器、電荷結合から成ります。このようなシステムは、最高の950ナノメートル付近の近赤外スペクトルにおける50μeVを解決することが可能です。統計的デコンボリューション技術を用いて、このような単一モノクロメーターの設定は、PL測定で20未満μeVを解決することができない。スペクトルである5本の解像度はまた、三重添加モードで、三重分光計を使用することによって改善することができます連続して3つのすべての格子によって分散。三重分光計は、解決可能な、高解像度の利点を有しています約10μeV。代替構成、三重減法モードでは、最初の2つの格子は0.5未満meVでによって励起と検出とを分離することができるという追加機能を与え、バンドパスフィルタとして振る舞います。トリプル分光計の欠点は、高価なシステムであることです。 興味のある方法を提示する前に、我々は簡単に追加の複雑さと、優れたスペクトル分解能を達成するため、他の実験的アプローチを議論し、単一量子ドットの微細構造を解決することができます。これらの方法の要素は、提示された方法に関連しています。そのような方法は、単一の分光計設定の検出経路におけるファブリ・ペロー干渉計（FPI）を添加する。6解像度がFPIのフィネスで設定され、この方法を使用します。したがって、分光器の解像度が追加複雑さと低い信号強度を犠牲にして、1μeVに改善される。7干渉法は、一般operatiを変更しますCCDカメラによる分光計の上で、効果的に各種のエネルギーを介して単一点検出器、およびチューニングになっはFPI空洞自体を調整することによって達成されます。 共鳴蛍光（RF）分光法、単一の光学遷移は両方の励起され、監視、高分解能分光の約束を提供しています別の方法。スペクトル分解能は、レーザ線幅によって限定されるものではないただ一つのセンサ信号が、CCDの画素数を検出しているマルチチャンネル検出器としてCCDを保持しています。このマルチチャネル検出は、信号の平均化の点で有利です。 RF分光法における課題は、単一のQDレベルで測定する場合は特に、散乱レーザー光のより大きな背景からのPL信号を分離されています。多くの技術が関与するいずれかの偏光8散乱したレーザ光 ​​は、9の空間的または時間的分離10への信号の比率を低下させるために使用することができます励起および検出。最初は散乱光を抑制するために高い吸光偏光子を使用することであるが、この方法は、PLの偏光情報を失うことの不利な結果を有する。8共鳴蛍光を得るための別の可能な方法は、光学キャビティに結合されている半導体装置を設計することです励起および検出経路は、空間的に分離されています。これは、大規模なレーザーバックグラウンドからのPL信号を解決することの問題を解消します。しかし、この方法は、集中的な一般的な資源であり、複雑なサンプルの製造に限定される。9 また、微小なエネルギーの差を解消することができる方法の別のクラスは、完全な偏光情報を有するレーザ制限解像度を達成するという利点を有する差動伝送、純粋なレーザー分光法のことです。この方法は、典型的には、トランスで微小変化を観察するために、ロックイン検出を必要とします大型レーザーバックグラウンドに比べ使命信号。11最近、微細加工の進歩は、いずれかを使用して屈折率整合固体により、20％までの値にQD（複数可）と相互作用し、レーザ光 ​​の一部のブーストにつながっていますイマージョンレンズやフォトニック結晶導波路のドットを埋め込 ​​む。12 これらの方法は、高エネルギー分解能を達成する能力を有するにもかかわらず、それらは、高価な機器のコストでの情報の複雑なサンプルの製造及び損失来ます。この作品での方法は、通常のPLのセットアップに計装またはサンプルの製造に複雑さを加えることなく、これらの三つの方法からの要素を兼ね備えています。 最近の研究は、減法モード三重分析計システムと、量子ドット分子（QDM）の二光子遷移スペクトルにおける一重トリプレット微細構造を視覚化することが可能であることが示されている。13程度の関与エネルギー分裂をμeVの十数の共鳴遷移を励起し、meVで未満以内に検出することが許可されたトリプル減法モードを使用して解決しました。スペクトル情報は、音響フォノンおよび他の低平地励起子遷移を使用して、トランジションの下に監視することにより抽出しました。 図1に見られるように、この方法は、それぞれ8μeVと4μeV、の励起子遷移の異方性えっ交換分裂、さらには寿命が限定された線幅を解決するために適用することができる。このような結果と同様に、この論文では、単純なに焦点を当てます他の高解像度の方法が持つ利点の多くを組み込む予定分光器のセットアップ。さらにCCDは、マルチチャネル検出器として残ります。実験はまた、他の高分解能分光法に比べかなり安価に保ち、容易に単一点の相関測定を達成するために変更されるという利点を有することができます。結果usinとは異なり、グラム音響フォノンとトリプル分光器は、基本の鍵は、半導体試料を構成する半導体および関連合金に関連したLOフォノン衛星を利用することです。 LOフォノンの衛星とゼロフォノンライン（ZPL）との間のエネルギー分離は、単段分光計の使用を可能にする、このような試料についてmeVで数十程度である。14このエネルギー分離が提案されている準の使用を可能に共鳴遷移を駆動し、1 LOフォノンに等しいエネルギーによる励起の下に監視することによって-resonance分光法。この技術は、15。つ励起遷移に励起し、基底状態遷移を監視PL励起のそれと類似している遷移の間の分離は、励起されるとLOフォノン衛星のは抑制するエッジパスフィルタの使用を可能に弾性散乱光。フォノン衛星を使用するこの方法は、レーザ線幅制限された解像度を可能にします共鳴エキサイティングなので、移行は、LOフォノン衛星放出が見えるようになることを唯一の時間は、一般的です。

<table><tbody><tr><td>Tunable Diode Laser DL pro</td><td>Toptica Photonics</td><td>DL Pro</td><td></td></tr><tr><td>Closed Cycle Cryogen Free Refrigerator System for Microscopy</td><td>Cryo Industries of America Inc.</td><td>Cryocool G2</td><td></td></tr><tr><td>Sourcemeter</td><td>Keithley&amp;nbsp;</td><td>2611a</td><td></td></tr><tr><td>50X Mitutoyo Plan Apo NIR Infinity-Corrected Objective</td><td>Mitutoyo America Corporation</td><td>378-825-5</td><td></td></tr><tr><td>Turbo pump</td><td>Pfeiffer Vacuum</td><td>HiPace 80</td><td></td></tr><tr><td>NIR coated Mirrors&amp;nbsp;</td><td>Thor labs</td><td>BB1-E03</td><td></td></tr><tr><td>Polarizers&amp;nbsp;</td><td>Thorlabs</td><td>LPNIR050-MP</td><td></td></tr><tr><td>200&amp;nbsp;mm AR coated Achromatic lens&amp;nbsp;</td><td>Thorlabs</td><td>AC254-200-B-ML</td><td></td></tr><tr><td>100&amp;nbsp;mm AR coated Achromatic lens&amp;nbsp;</td><td>Thorlabs</td><td>AC254-100-B-ML</td><td></td></tr><tr><td>960 Long pass filter</td><td>Thorlabs</td><td>960aelp</td><td></td></tr><tr><td>960 Short pass filter</td><td>Thorlabs</td><td>960aesp</td><td></td></tr><tr><td>Liquid Crystal Variable Retarder</td><td>Meadowlark Optics</td><td>LVR-100</td><td></td></tr><tr><td>0.75&amp;nbsp;m Spectrometer Acton SpectraPro</td><td>Princeton Instruments</td><td>Trivista</td><td></td></tr><tr><td>Liquid Nitrogen Cooled Camera&amp;nbsp;</td><td>Princeton Instruments</td><td>7508-0002</td><td></td></tr><tr><td>External Camera</td><td>Watec</td><td>Wat-902H Ultimate</td><td>Optional</td></tr><tr><td>Ostoalloy</td><td>Lake Shore Cryotronics</td><td>Ostalloy 158</td><td></td></tr><tr><td>Gold wire (40 gauge)</td><td>Surepure Chemetals</td><td>Au-Wire-03-02</td><td></td></tr><tr><td>Silver Epoxy</td><td>A.I. Technology</td><td>Prima-Solder EG8020</td><td></td></tr><tr><td>Program Software&amp;nbsp;</td><td>National Instruments&amp;nbsp;</td><td>LabView</td><td></td></tr></tbody></table>

high resolution phonon-assisted quasi-resonance fluorescence spectroscopy

高解像度光学分光法は、技術、設備、複雑さ、時間、またはこれらの組み合わせのいずれかの点で要求しています。ここでは、簡単に使用できる分光器のセットアップ、標準を用いたスピン微細構造と単一量子ドット（QD）の均一な線幅のそれを超えてスペクトルの特徴を解決することのできる光学分光法を実証します。この方法は、マルチチャンネルフォトルミネセンス検出をレーザ線幅の制限された解像度の利点を組み合わせて、レーザ及び光ルミネセンス分光法の両方を組み込んでいます。このような方式は、一般的なシングルステージ分光計のものより解像度のかなりの改善を可能にします。この方法は、その基底状態遷移の共鳴励起の後に単一の量子ドットのフォトルミネッセンスの測定を支援するためにフォノンを利用します。フォノンのエネルギー差は1つが分離し、エキサイティングな量子ドットをレーザー光をフィ​​ルタリングすることができます。有利FEこの方法のatureは、大部分の研究者にアクセス可能である標準的な分光法のセットアップ、中にそのまっすぐ進む統合です。

図面に示された結果は、PL測定を支援するためにフォノンを用いて高解像度の能力を示します。概略図（ 図2）は 、励起と検出の両方のエッジパスフィルタを除いて、実験は、偏光制御を任意に添加して、標準的な分光法の設定のままであることを示しています。シングル、トリプル分光器（ 図3）との比較は、解像度にフォノン支援法の大?...

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High Resolution Phonon-assisted Quasi-resonance Fluorescence Spectroscopy

The manuscript describes a method of phonon-assisted quasi-resonant fluorescence spectroscopy that incorporates both laser-limited resolution and photoluminescence (PL) spectroscopy. This method utilizes optical phonons to provide linewidth-limited resolution spectra of atom-like semiconductor structures in the energy domain. The method is also easily realized with a single spectrometer optical spectroscopy setup.

高解像度フォノンアシスト準共鳴蛍光分光

High resolution optical spectroscopy methods are demanding in terms of either technology, equipment, complexity, time or a combination of these. Here we ...

high-resolution-phonon-assisted-quasi-resonance-fluorescence

Research

JoVE Journal

Engineering

7.4K ビュー.  University of California, Merced. The manuscript describes a method of phonon-assisted quasi-resonant fluorescence spectroscopy that incorporates both laser-limited resolution and photoluminescence (PL) spectroscopy. This method utilizes optical phonons to provide linewidth-limited resolution spectra of atom-like semiconductor structures in the energy domain. The method is also easily realized with a single spectrometer optical spectroscopy setup. 

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Rejection of Fluorescence Background in Resonance and Spontaneous Raman Microspectroscopy

Raman spectroscopy is often plagued by a strong fluorescent background, particularly for biological samples. If a sample is excited with a train of ultrafast pulses, a system that can temporally separate spectrally overlapping signals on a picosecond timescale can isolate promptly arriving Raman scattered light from late-arriving fluorescence light. Here we discuss the construction and operation of a complex nonlinear optical system that uses all-optical switching in the form of a low-power optical Kerr gate to isolate Raman and fluorescence signals. A single 808 nm laser with 2.4 W of average power and 80 MHz repetition rate is split, with approximately 200 mW of 808 nm light being converted to &lt; 5 mW of 404 nm light sent to the sample to excite Raman scattering. The remaining unconverted 808 nm light is then sent to a nonlinear medium where it acts as the pump for the all-optical shutter. The shutter opens and closes in 800 fs with a peak efficiency of approximately 5%. Using this system we are able to successfully separate Raman and fluorescence signals at an 80 MHz repetition rate using pulse energies and average powers that remain biologically safe. Because the system has no spare capacity in terms of optical power, we detail several design and alignment considerations that aid in maximizing the throughput of the system. We also discuss our protocol for obtaining the spatial and temporal overlap of the signal and pump beams within the Kerr medium, as well as a detailed protocol for spectral acquisition. Finally, we report a few representative results of Raman spectra obtained in the presence of strong fluorescence using our time-gating system.

We discuss the construction and operation of a complex nonlinear optical
system that uses ultrafast all-optical switching to isolate Raman from fluorescence
signals. Using this system we are able to successfully separate Raman and fluorescence
signals utilizing pulse energies and average powers that remain biologically safe.

共鳴と自発ラマン顕微の蛍光バックグラウンドの除去

Raman spectroscopy is often plagued by a strong fluorescent background, particularly for biological samples. If a sample is excited with a train of ...

生物工学

High Precision FRET at Single-molecule Level for Biomolecule Structure Determination

A protocol on how to perform high-precision interdye distance measurements using F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) at the single-molecule level in multiparameter fluorescence detection (MFD) mode is presented here. MFD maximizes the usage of all &#34;dimensions&#34; of fluorescence to reduce photophysical and experimental artifacts and allows for the measurement of interdye distance with an accuracy up to ~1 &#197; in rigid biomolecules. This method was used to identify three conformational states of the ligand-binding domain of the N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor to explain the activation of the receptor upon ligand binding. When comparing the known crystallographic structures with experimental measurements, they agreed within less than 3 &#197; for more dynamic biomolecules. Gathering a set of distance restraints that covers the entire dimensionality of the biomolecules would make it possible to provide a structural model of dynamic biomolecules.

A protocol for high-precision FRET experiments at the single molecule level is presented here. Additionally, this methodology can be used to identify three conformational states in the ligand-binding domain of the N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor. Determining precise distances is the first step towards building structural models based on FRET experiments.

生体分子構造決定のための単分子レベルでの高精度FRET

A protocol on how to perform high-precision interdye distance measurements using F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) at the single-molecule ...

生化学

Proton Transfer and Protein Conformation Dynamics in Photosensitive Proteins by Time-resolved Step-scan Fourier-transform Infrared Spectroscopy

Monitoring the dynamics of protonation and protein backbone conformation changes during the function of a protein is an essential step towards understanding its mechanism. Protonation and conformational changes affect the vibration pattern of amino acid side chains and of the peptide bond, respectively, both of which can be probed by infrared (IR) difference spectroscopy. For proteins whose function can be repetitively and reproducibly triggered by light, it is possible to obtain infrared difference spectra with (sub)microsecond resolution over a broad spectral range using the step-scan Fourier transform infrared technique. With ~102-103 repetitions of the photoreaction, the minimum number to complete a scan at reasonable spectral resolution and bandwidth, the noise level in the absorption difference spectra can be as low as ~10-4, sufficient to follow the kinetics of protonation changes from a single amino acid. Lower noise levels can be accomplished by more data averaging and/or mathematical processing. The amount of protein required for optimal results is between 5-100 &#181;g, depending on the sampling technique used. Regarding additional requirements, the protein needs to be first concentrated in a low ionic strength buffer and then dried to form a film. The protein film is hydrated prior to the experiment, either with little droplets of water or under controlled atmospheric humidity. The attained hydration level (g of water / g of protein) is gauged from an IR absorption spectrum. To showcase the technique, we studied the photocycle of the light-driven proton-pump bacteriorhodopsin in its native purple membrane environment, and of the light-gated ion channel channelrhodopsin-2 solubilized in detergent.

Key steps of protein function, in particular backbone conformational changes and proton transfer reactions, often take place in the microsecond to millisecond time scale. These dynamical processes can be studied by time-resolved step-scan Fourier-transform infrared spectroscopy, in particular for proteins whose function is triggered by light.

感光性タンパク質中のプロトン移動とプロテイン立体配座ダイナミクスの時間分解ステップスキャンフーリエ変換赤外分光法により

Monitoring the dynamics of protonation and protein backbone conformation changes during the function of a protein is an essential step towards ...

工学

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

PeakForce定量的ナノメカニカルプロパティマッピングを使用した赤色光光受容体の原子間力顕微鏡

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Single-Molecule F&ouml;rster Resonance Energy Transfer Methods for Real-Time Investigation of the Holliday Junction Resolution by GEN1

Bulk methods measure the ensemble behavior of molecules, in which individual reaction rates of the underlying steps are averaged throughout the population. Single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer (smFRET) provides a recording of the conformational changes taking place by individual molecules in real-time. Therefore, smFRET is powerful in measuring structural changes in the enzyme or substrate during binding and catalysis. This work presents a protocol for single-molecule imaging of the interaction of a four-way Holliday junction (HJ) and gap endonuclease I (GEN1), a cytosolic homologous recombination enzyme. Also presented are single-color and two-color alternating excitation (ALEX) smFRET experimental protocols to follow the resolution of the HJ by GEN1 in real-time. The kinetics of GEN1 dimerization are determined at the HJ, which has been suggested to play a key role in the resolution of the HJ and has remained elusive until now. The techniques described here can be widely applied to obtain valuable mechanistic insights of many enzyme-DNA systems.

Single-Molecule F&#246;rster Resonance Energy Transfer Methods for Real-Time Investigation of the Holliday Junction Resolution by GEN1

Presented here is a protocol for performing single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer to study HJ resolution. Two-color alternating excitation is used for determining the dissociation constants. Single-color time lapse smFRET is then applied in real-time cleavage assays to obtain the dwell time distribution prior to HJ resolution.

GEN1によるホリデイ接合分解能のリアルタイム調査のための単分子フェルスター共鳴エネルギー伝達法

Bulk methods measure the ensemble behavior of molecules, in which individual reaction rates of the underlying steps are averaged throughout the ...

遺伝学

Resonance Fluorescence of an InGaAs Quantum Dot in a Planar Cavity Using Orthogonal Excitation and Detection

The ability to perform simultaneous resonant excitation and fluorescence detection is important for quantum optical measurements of quantum dots (QDs). Resonant excitation without fluorescence detection &#8211; for example, a differential transmission measurement &#8211; can determine some properties of the emitting system, but does not allow applications or measurements based on the emitted photons. For example, the measurement of photon correlations, observation of the Mollow triplet, and realization of single photon sources all require collection of the fluorescence. Incoherent excitation with fluorescence detection &#8211; for example, above band-gap excitation &#8211; can be used to create single photon sources, but the disturbance of the environment due to the excitation reduces the indistinguishability of the photons. Single photon sources based on QDs will have to be resonantly excited to have high photon indistinguishability, and simultaneous collection of the photons will be necessary to make use of them. We demonstrate a method to resonantly excite a single QD embedded in a planar cavity by coupling the excitation beam into this cavity from the cleaved face of the sample while collecting the fluorescence along the sample&#39;s surface normal direction. By carefully matching the excitation beam to the waveguide mode of the cavity, the excitation light can couple into the cavity and interact with the QD. The scattered photons can couple to the Fabry-Perot mode of the cavity and escape in the surface normal direction. This method allows complete freedom in the detection polarization, but the excitation polarization is restricted by the propagation direction of the excitation beam. The fluorescence from the wetting layer provides a guide to align the collection path with respect to the excitation beam. The orthogonality of the excitation and detection modes enables resonant excitation of a single QD with negligible laser scattering background.

Resonant excitation of a single self-assembled quantum dot can be achieved using an excitation mode orthogonal to the fluorescence collection mode. We demonstrate a method using the waveguide and Fabry-Perot modes of a planar microcavity surrounding the quantum dots. The method allows complete freedom in the detection polarization.

直交の励起と検出を用いた平面キャビティ内 InGaAs 量子ドットの共鳴蛍光

The ability to perform simultaneous resonant excitation and fluorescence detection is important for quantum optical measurements of quantum dots (QDs). ...

Ultrafast Time-resolved Near-IR Stimulated Raman Measurements of Functional &#960;-conjugate Systems

Femtosecond time-resolved stimulated Raman spectroscopy is a promising method of observing the structural dynamics of short-lived transients with near infrared (near-IR) transitions, because it can overcome the low sensitivity of spontaneous Raman spectrometers in the near-IR region. Here, we describe technical details of a femtosecond time-resolved near-IR multiplex stimulated Raman spectrometer that we have recently developed. A description of signal generation and optimization, measurement, data acquisition, and calibration and correction of recorded data is provided as well. We present an application of our spectrometer to analyze the excited-state dynamics of &#946;-carotene in toluene solution. A C=C stretch band of &#946;-carotene in the second lowest excited singlet (S2) state and the lowest excited singlet (S1) state is clearly observed in the recorded time-resolved stimulated Raman spectra. The femtosecond time-resolved near-IR stimulated Raman spectrometer is applicable to the structural dynamics of &#960;-conjugate systems from simple molecules to complex materials.

Details of signal generation and optimization, measurement, data acquisition, and data handling for a femtosecond time-resolved near-IR stimulated Raman spectrometer are described. A near infrared stimulated Raman study on the excited-state dynamics of &#946;-carotene in toluene is shown as a representative application.

超高速時間分解型近IR刺激型機能π共役システムのラマン測定

Femtosecond time-resolved stimulated Raman spectroscopy is a promising method of observing the structural dynamics of short-lived transients with near ...

化学

High-Resolution Neutron Spectroscopy to Study Picosecond-Nanosecond Dynamics of Proteins and Hydration Water

Neutron scattering offers the possibility to probe the dynamics within samples for a wide range of energies in a nondestructive manner and without labeling other than deuterium. In particular, neutron backscattering spectroscopy records the scattering signals at multiple scattering angles simultaneously and is well suited to study the dynamics of biological systems on the ps-ns timescale. By employing D2O-and possibly deuterated buffer components-the method allows monitoring of both center-of-mass diffusion and backbone and side-chain motions (internal dynamics) of proteins in liquid state.
Additionally, hydration water dynamics can be studied by employing powders of perdeuterated proteins hydrated with H2O. This paper presents the workflow employed on the instrument IN16B at the Institut Laue-Langevin (ILL) to investigate protein and hydration water dynamics. The preparation of solution samples and hydrated protein powder samples using vapor exchange is explained. The data analysis procedure for both protein and hydration water dynamics is described for different types of datasets (quasielastic spectra or fixed-window scans) that can be obtained on a neutron backscattering spectrometer.
The method is illustrated with two studies involving amyloid proteins. The aggregation of lysozyme into &#181;m sized spherical aggregates-denoted particulates-is shown to occur in a one-step process on the space and time range probed on IN16B, while the internal dynamics remains unchanged. Further, the dynamics of hydration water of tau was studied on hydrated powders of perdeuterated protein. It is shown that translational motions of water are activated upon the formation of amyloid fibers. Finally, critical steps in the protocol are discussed as to how neutron scattering is positioned regarding the study of dynamics with respect to other experimental biophysical methods.

Neutron backscattering spectroscopy offers a nondestructive and label-free access to the ps-ns dynamics of proteins and their hydration water. The workflow is presented with two studies on amyloid proteins: on the time-resolved dynamics of lysozyme during aggregation and on the hydration water dynamics of tau upon fiber formation.

タンパク質と水和水のピコ秒ナノ秒ダイナミクスを研究するための高分解能中性子分光法

Neutron scattering offers the possibility to probe the dynamics within samples for a wide range of energies in a nondestructive manner and without ...

In vivo Quantification of G Protein Coupled Receptor Interactions using Spectrally Resolved Two-photon Microscopy

The study of protein interactions in living cells is an important area of research because the information accumulated both benefits industrial applications as well as increases basic fundamental biological knowledge. F&ouml;rster (Fluorescence) Resonance Energy Transfer (FRET) between a donor molecule in an electronically excited state and a nearby acceptor molecule has been frequently utilized for studies of protein-protein interactions in living cells. The proteins of interest are tagged with two different types of fluorescent probes and expressed in biological cells. The fluorescent probes are then excited, typically using laser light, and the spectral properties of the fluorescence emission emanating from the fluorescent probes is collected and analyzed. Information regarding the degree of the protein interactions is embedded in the spectral emission data. Typically, the cell must be scanned a number of times in order to accumulate enough spectral information to accurately quantify the extent of the protein interactions for each region of interest within the cell. However, the molecular composition of these regions may change during the course of the acquisition process, limiting the spatial determination of the quantitative values of the apparent FRET efficiencies to an average over entire cells. By means of a spectrally resolved two-photon microscope, we are able to obtain a full set of spectrally resolved images after only one complete excitation scan of the sample of interest. From this pixel-level spectral data, a map of FRET efficiencies throughout the cell is calculated. By applying a simple theory of FRET in oligomeric complexes to the experimentally obtained distribution of FRET efficiencies throughout the cell, a single spectrally resolved scan reveals stoichiometric and structural information about the oligomer complex under study. Here we describe the procedure of preparing biological cells (the yeast Saccharomyces cerevisiae) expressing membrane receptors (sterile 2 &alpha;-factor receptors) tagged with two different types of fluorescent probes. Furthermore, we illustrate critical factors involved in collecting fluorescence data using the spectrally resolved two-photon microscopy imaging system. The use of this protocol may be extended to study any type of protein which can be expressed in a living cell with a fluorescent marker attached to it.

In vivo Quantification of G Protein Coupled Receptor Interactions using Spectrally Resolved Two-photon Microscopy

By employing a spectrally resolved two-photon microscopy imaging system, pixel-level maps of F&ouml;rster Resonance Energy Transfer (FRET) efficiencies are obtained for cells expressing membrane receptors hypothesized to form homo-oligomeric complexes. From the FRET efficiency maps, we are able to estimate stoichiometric information about the oligomer complex under study.

スペクトル的に解決された二光子顕微鏡を用いたGタンパク質共役受容体相互作用の in vivo定量で

The study of protein interactions in living cells is an important area of research because the information accumulated both benefits industrial ...

生物学

Localized Surface Plasmon Resonance Imaging to Detect Protein Secretions from a Single Cell

Source: Raghu, D. et al., <a href="https://app.jove.com/v/53120">A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions.</a> J. Vis. Exp.&#160;(2015)
This video demonstrates localized surface plasmon resonance imaging to detect protein secretions from a single cell. Using a microfluidic setup and a peptide-bound plasmonic nanostructure chip, changes in reflected light intensity at the resonance angle reveal interactions with secreted proteins from a single cell.