この作品は、寛大なカリフォルニア大学リバーサイド (UCR) 研究室のスタートアップ資金を米国農務省国立食品研究所、農業 (NIFA) ハッチ プロジェクト (1009509) O.S.A. と O.S.A によって支えられました。

1. N. Vitripennisコロニー飼育
<ol>
	<li>いくつかの植民地を設定 (~ 3-5) バグ寮ケージで 200-500名 vitripennis大人 (女性: 男性の比率は 3:1) を配置することによって。 注: バグ寮、ハチを使用する代わりには、約 15-20 ハチ/バイアルと綿と差し込まれる複数の小さなガラスの試験管にも反映できます。<ol>
		<li>25 ± 1:10 (v/v) の小さな液滴と毎日を餌付け 1 ° C 相対湿度 30% と 12:12 ライト暗い周期のスズメバチを維持/スクロース水溶液。 注: 制御湿度; しなくても室温でハチのコロニーおよびコレクションの伝搬を実施もできます。ただし、温度は 25 ° C、胚の発育のタイミングを少し下げるよりも低い。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>注射前に、少なくとも 4 日間チームメイトにハチを許可します。<ol>
		<li>最初の 2 日間、新鮮な餌に雌成虫の交尾を許可する小さな水滴、1:10 (v/v) と同様に米 bullataの蛹、スクロース/水溶液。</li>
		<li>次の 2 日間、非常に妊娠し、産卵サイトの女性のハチを奪うにハエの蛹を削除します。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2 収集・ n. Vitripennis前胚胚の配置
<ol>
	<li>寄生しているハチを女性を許可する (胚プレハブハウス) 若いホスト (S. bullata蛹)。ホストを新鮮に保つには、すぐにそれらを取得した後、4 ° C でホストを格納、必要な場合のみ削除します。 注: 古い計算機がある暗い色の蛹殻 (図 1 a) に対し、赤い色の蛹殻を持っていることによって若いホストを決定できます。<ol>
		<li>個々 の新鮮な米 bullataを配置蛹サイズの孔を有する発泡ストッパーに蛹を中心にカットします。のみを公開 〜 寄生状況と簡単に胚のコレクションの最大濃度のホストの前方終わり (最寄りの産卵部位) の 0.2 cm。 注: 後端が厚く、クレーターのような開口部 (図 1 b) が含まれている間、前方は丸められます。</li>
		<li>ケージにこの配置でホスト蛹 (100 ハチあたり大体 5 蛹ホスト)、約 45 分 (図 2- ii) それらに寄生するハチを許可するを待ちます。 注: それは胚内にあること、できるだけ若いと理想的な前胚の段階であることを確認、頭中の最初の 1 時間は非常に重要です。古い胚 (&#62; 1.5 h) 注入いないする必要があります。</li>
		<li>手で、優しくブラッシング/吹居住アシナガバチそれらを取得することによって寄生ホストを削除します。後新鮮なホストに置き換えてすべて 〜 15 分早く注射の中に卵をステージング収集を続けます。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>手でケージから新鮮な寄生のホストを削除します。(名) vitripennis卵 (図 2- iii) を公開する外装囲蛹 (さなぎシェル) の後端 (0.4 cm) 離れて鉗子を使用して解剖顕微鏡の下で慎重に皮します。 注: する必要があります注意蛹皮膚を刺さないようにこの場合、体液はマイクロインジェクションを削除する非常に困難になりますハチの胚を湿らせます。</li>
	<li>胚配置スライド (図 3) を準備するのにきれいなガラスのスライドに coverslip を接着するのに液体接着剤を使用します。 注: 高性能瞬間接着剤の接着強さの向上に使用し、乾燥スピード、しかし、coverslip のスライドの移動を防ぐことができる任意の接着剤は許容されます。</li>
	<li>払落しウェット ファイン ・ チップ絵筆で慎重にホストの柔らかい蛹肌を傷つけないようにホストから胚。 注: ' 胚を選んで、「絵筆の代わりに使用できる超微細鉗子のペアの半分本質的にであります。</li>
	<li>転送 〜 20 胚 1 つをスライド、ウェットの絵筆でカバーガラスの側に隣接。胚の後部の端が同じ方向 (図 2- 4) で指摘したように、カバー スライドのエッジに対して胚の前方の端に合わせます。これは高精度のすべての胚の間で同じ位置に注入することのなります。 注: この改善方法は、スライド21,22を前述のように胚を修正するための両面粘着テープを必要ありません。さらに、胚を脱水しないまたはN. vitripennis胚マイクロインジェクション22は前述のように射出時ハロカーボン油で卵を覆います。</li>
</ol>
3 薬剤の針の準備
<ol>
	<li>針の引き手にアルミノケイ酸塩毛細管ガラスを配置します。 注: 良い針が成功; vitripennisの重要な胚注射。注射針は、シャープとファイン ・ チップ絨毛膜を介して簡単に侵入する必要があります。また毛細血管は石英、ホウケイ酸針をすることができます (図 4) を使用します。</li>
	<li>針の引き手の 70、および 500 に圧力に 605 に熱、速度130、80 に遅延、プルを設定します。 注: 追加針引き手設定石英、ホウケイ酸針を引っ張るためのテーブル 1を見ることができます。パラメーターは、別の引き手とフィラメントのため異なる場合があります。</li>
	<li>正しい針を作成する針の引き手をアクティブにします。複数針の生産に必要なを繰り返します。 注: いくつかの平行巻商業モデラーの粘土を含んでいるペトリ皿にそれらを配置することによって引っ張られた針を格納できます。</li>
	<li>少しダイヤモンド研磨プレート約 10 に先端を触れることにより、針の先端の面取り 25 ° C (図 2- iii) で s。 注: 注射針の針を介して同時に摂政の流れを高めながら最小限のダメージで胚への参入を促進することにより面取り恩恵します。</li>
</ol>
4. 胚マイクロインジェクション
<ol>
	<li>(例えばトランスポゾン + ヘルパー トランスポザーゼまたは CRIPSR 試薬等)、ゲノム修飾試薬から成る注入混合物を準備し、氷の上にそれを維持します。</li>
	<li>2 μ L 注入混合物のと注射針をロードするには、microloader のヒントを使用します。 注: プロトコルに示す注入混合物から成ってシングル ガイド RNA (sgRNA) (s) と組換え Cas9 蛋白質混合 H2o.</li>
	<li>複合顕微鏡のステージ上に並んでの胚をガラス スライドを配置します。</li>
	<li>注意深く鉛直角の 25 から 35 ° で胚の後部の端に針を挿入します。</li></ol>注入混合物 (胎児のボリュームの約 2-10%) の 1-5 pL を挿入して胎児が少し膨らむように混合物が注入される (図 2- iv) に表示されていることを確認します。 注: あまり注入混合物は胚に注入される場合それは、解消する胚から細胞質をバーストがあります。さらに、不適切なベベルまたは針が大きすぎて壊れて開口部は、胚の破壊を引き起こす可能性があります。<ol>
		<li>目詰まりが発生した場合は、針の再面取りをしてみてください。(名) vitripennis胚の細胞質が異常に粘性、粘着性がある、頻繁に針の目詰まり (1/25 注射) に 。 注: 定期的に絵筆を使用して脱イオン水を追加して注入期間中に胚を湿った保つこと重要です。ブラシの水の量は、胚を移動し、使いやすさに合わせて鍵です。あまりにも多くの水結果胚浮動と少なすぎる水はそれらを移動にくくなります。</li>
		<li>注入 ~ 時 (約 10 分を取る必要があります)、20-40 個の卵を停止します。注入された卵に軽く触れることによってぬれた絵筆で注入された卵を転送し、ホストにそれらを置きます。卵のバッチを置いた新しく新鮮なを使用して再度注入を続行 (&#62; 1 h 古い)。 注: 理想的にはこのプロトコルは、最も効果的な一人は継続的に収集し、卵を並べる場合は、別の人はゲノム修飾成分を注入することでホスト蛹に注入された胚を移植します。</li>
	</ol>
	

5. 注入G0を Pre-stung ホスト名 vitripennis胚の移植
<ol>
	<li>以前刺されたS. bullataに挿入された G0胚を慎重に配置マイクロインジェクション後ウェット絵筆で蛹 (図 2- 6)。 注: マイクロインジェクションの胚を収集するために使用されるホスト蛹はこの目的のために動作します.また、多大な努力にもかかわらず現在ありません使用22をすることができます利用の人工飼料。<ol>
		<li>人口過密や幼虫の競争を避けるために事前に刺された単一のホストに同時に最大 40 注入された胚を 1 つを配置します。 注: インジェクションが発生; 胚に損傷不注意なホスト蛹に注入された胚移植可能性があります挿入されたコンポーネントまたは、卵黄を絞るし、胚の死に 。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>湿ったフィルター ペーパーとコットン ボール、ペトリ皿にホスト蛹を置き、注入された胚孵化 (約 1-2 日) まで湿度 70% 約 25 ° C でそれらを孵化させなさい (図 2- vii)。 注: 重要なは、ホストをおくことも可能で、皮をむいた蛹殻からN. vitripennis卵正常に成長するので乾燥を防ぐため加湿チャンバー (湿ったフィルター ペーパーと脱脂綿を敷いたペトリ皿) で孵化させます。湿度を制御することはできない場合湿らせたコットン ボールから湿度と室温でインキュベートで十分です。</li>
	<li>G0胚孵化後、湿度 70%、25°C で新しいペトリ皿にホスト蛹を転送します。<ol>
		<li>ホスト蛹と注入された G0幼虫を毎日監視します。ホスト蛹が悪臭を有すれば、新しい健康的なホスト蛹に注入された幼虫を転送します。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6 ゲノムの変更のためのスクリーニング
<ol>
	<li>細かいペイント ブラシまたは胚選択のいずれかを使用してホストから各N. vitripennis蛹を削除します。注入された G0幼虫は、注射後約 8 日を蛹する必要があります。</li>
	<li>場所各削除孤立したバイアルさなぎは綿と差し込まれ、G0大人、孵化した女性が処女ことの確保として浮上することができますは、下流遺伝子交雑しやすくなります。 注: 女性並べ替えることができます男性から翅長: 女性が体のプロフィールをオン側に過去を拡張する長い翼を持っています。接続のバイアルにすべて microinjected 雌蛹を一緒に置くことが、同じオスの蛹に適用します。</li>
	<li>羽化、または視覚的にいずれかの PCR による後の画面 G0個人 (場合、表現型の遺伝子を中断)。たとえば、CRISPR を使用して特定の遺伝子の削除を作成し、破壊された遺伝子を付与する目に見える表現型、並べ替えて、影響を受ける表現型 (図 2- viii) の突然変異体のバージョンを持つ個人を維持21。場合、ただし、影響を受けた遺伝子が重要な遺伝子の変異など、非可視表現型のエンコードを回復し画面の交差方式 (クロス G0野生型女性と男性またはクロス G0野生型男性と女性) を実行します。致死または不妊の試金による遺伝的変異体。 注:キイロショウジョウバエ、 N. vitripennis大人のようを簡単な操作を可能にする CO2の露出によって固定することができます。また、つがいでない雌に上昇を与える 100% 半数の男性ひな、したがって変異つがいでない雌はその後の分析のため使用することができます変異体の男性の数が多いに上昇を与えることができます。 注: 重要な遺伝子の突然変異が存続 G0注入雌の (推定上突然変異のヘテロ接合体) 野生型雄; の交配によって保たれる必要があります。G1女性子孫の半分は、致死性のキャリアがこの特定のケースで G1の男性の子孫の半分は致死突然変異の遺伝のため死ぬべきです。</li>
	<li>Outcross G0大人と目標が遺伝子の場合、遺伝子マーカーを用いた遺伝子挿入画面 G1子孫。現在遺伝子であるN. vitripennisままになります。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rivers, D. B., Denlinger, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+fate+of+the+flesh+fly,+Sarcophaga+bullata,+envenomated+by+the+pupal+ectoparasitoid,+Nasonia+vitripennis.">Developmental fate of the flesh fly, Sarcophaga bullata, envenomated by the pupal ectoparasitoid, Nasonia vitripennis.</a> J Insect Physiol. 40 (2), 121-127 (1994).</li><li>Whiting, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Biology+of+the+Parasitic+Wasp+Mormoniella+vitripennis+[=Nasonia+brevicornis]+(Walker).">The Biology of the Parasitic Wasp Mormoniella vitripennis [=Nasonia brevicornis] (Walker).</a> Q Rev Biol. 42 (3), 333-406 (1967).</li><li>Ferree, P. M., Avery, A., Azpurua, J., Wilkes, T., Werren, J. 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著者が明らかに何もありません。

(名) vitripennisのゲノムの最近の配列はこの種23未知遺伝子の機能的特徴を分子ツールの重要な必要性のパワーを解き放ちます。CRISPR Cas9 システムと多くの遺伝子編集ツール、生物24の数の遺伝子機能の調査で非常に貴重であると証明しました。ただし、遺伝的突然変異を生成するこれらのツールを実行する必要胚薬剤。したがって、ここでは効率を可能にする革新的な数を含む詳細な視覚技術を実証(名) vitripennis胚薬剤。
全体的に、この詳細な手法が既存法23、に関しての重要な革新的な数を提供していますにできる効率的な(名) vitripennis胚薬剤。たとえば、胚の迅速な収集を容易にする産卵ツール (泡ストッパー) が作成され、大幅内で多数の胚のコレクションを容易にするホスト (図 1) の後端に完全に産卵を制限するために使用時間の短い期間です。より多くの卵を収集するために多数があるハチのコロニーを飼育技術も改善され、定義されています。さらに、胚の配置を加速する胚は効率よく配置して両面粘着テープを使用して (図 3) の場所に胚を保護することがなく注入することができます胚アライメント装置を開発します。
さらに、射出しない胚を乾燥や油とそれらをカバーの中に胚を水で湿った保つことによって生存率を改善したことがわかった。さらに、いくつかの毛細管ガラス種類がテストされる、 N. vitripennisマイクロインジェクション (表 1、図 4) の完璧な針を構成するパラメーターが決定されます。また、次のインジェクション、料金は事前に刺されたホストに挿入された卵を孵化から大幅に長くことができる胚の生存は高湿度 (70%) の部屋に配置されます。これらの技術革新は、 N. vitripennisマイクロインジェクション プロシージャのより効率的に、成功しました。
このプロトコルは、ユーザーの好みに応じて噴射装置と手順を飼育面でのマイナーな変更が可能です。ただし、いくつかの重要な手順が正常に(名) vitripennisの突然変異体を生成するために不可欠になります。たとえば、注入された胚は、迅速に作業 &#62; 1 h 古いと、注射針を確実に胎児への損傷を最小限に抑えるのに十分なシャープ両方不可欠になります。このプロトコルは多くの (ないすべて) の遺伝子の突然変異を生成するために効果的なする必要があります、1 つの主要な制限はターゲット シーケンスを決定する PAM (NGG) シーケンスを対象とする CRIPSR/Cas9 要件。
この改善法を使用してゲノムの変更、削除、突然変異などの多くの種類を生成し挿入遺伝子を生成する CRIPSR/Cas9 技術21、またはも遺伝子の挿入を使用してが多分結論としては、(名) vitripennis、大きくこの生物機能研究を加速させる必要があります。

宝石ワスプ(名) vitripennisは、ハエのようなツノアカニクバエ bullata1を食べる肉の二属性 Nasonia内 4 種のひとつです。その高速世代期間、研究室とユニークで重要な生物学的属性の範囲で飼育の容易さのためN. vitripennisは伝統的なモデル生物で見つかった複数の実験ツールの開発に焦点をされています。.たとえば、いくつかのユニークな生物学的属性含めるハプロ二倍体再生システム2、微生物と遺伝的寄生虫3,4との関係および supernumary (B) 染色体5,6 ,7。一緒に取られて、これらが作るN. vitripennis毒生産8,を含む他の人に加えて、これらのプロセスの分子および細胞の側面の解明に向けた実験のための重要な実験システム9、セックス定量10、11進化、および軸パターン形成12,13,14の開発。また、 Nの生物学を調査する遺伝のツールキット。vitripennisが最後の 10 年間で大幅に増加または、高解像度ゲノム15ゲノ ム配列、いくつかの遺伝子発現研究16,17,18, と機能的に依存する RNA 干渉 (RNAi)19、20少ないとこの生物で逆遺伝学を実行する機能を一緒に改善している遺伝子発現を混乱させる能力。
にもかかわらず、多くの重要な科学的な進歩およびこの有機体の拡張ツールキットの現在の知識の時点のみ 1 つのグループによって正常に遺伝的ゲノムの変更21を生成する萌芽期の薬剤。これは主に彼らはかなり壊れやすいと小さく、~2/3 を操作することが一般的に困難それらショウジョウバエ胚のサイズであること、 N. vitripennisの胚での作業の難しさ。さらに、 N. vitripennis女性では入金済み刺されたハエの蛹、胚発生、幼虫と蛹の発育の全体が発生しますが自分の卵。したがって、成功した薬剤、前胚ステージで効率的にホスト蛹、すぐに microinjected し、ホストする開発に戻ってすぐに移植から胚必要があります収集します。これらの手順には、精度と microinjected 胚や蛹のホストでは、非常に困難なテクニックを作ることの損傷を避けるために器用さが必要。にもかかわらず、 N. vitripennis胚マイクロインジェクション22を説明する 10 年以上前に公開されて短いプロトコルの 1 つがあります。ただし、この手順では、新たに置かれた胚が乾燥する必要があります、マイクロインジェクション、卵を固定する粘着テープを使用し、技術の視覚的なデモは含まれません。したがって、視覚プロシージャ、遺伝のゲノムを生成する任意の基本的なラボ環境で続くことができるN. vitripennis胚薬剤の改良された手順プロトコルの詳細を含め更新および改訂版のプロトコルは、ここで説明しました。この重要なモデル昆虫に変更。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bugdorm</td>
			<td>Bugdorm</td>
			<td>41515</td>
			<td>Insect Rearing Cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Test Tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>982010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flesh fly pupae, Sarcophaga bullata</td>
			<td>Carolina Insects</td>
			<td>144440</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microelectrode Beveler</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>BV10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamond abrasive plate (0.7u to 2.0u tip sizes)</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>104E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>Kite R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Femtojet Express programmable microinjector</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette Puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-1000 or P-2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compound Microscope</td>
			<td>Leica DM-750</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminosilicate glass capillary tubing 1mm(outside diameter) X 0.58mm (inner diameter)</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>BF100-58-10</td>
			<td>Can also use Borosilicate or Quartz</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Identi-Plugs</td>
			<td>JAECE</td>
			<td>L800-B</td>
			<td>Foam plugs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550-A3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Cover glass</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive</td>
			<td>Aron Alpha</td>
			<td>AA471</td>
			<td>For glueing coverslip onto microscope slide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine-tip paintbrush</td>
			<td>ZEM</td>
			<td>2595</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-fine tip forcep</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>16-100-121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Femtotips Microloader tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E5242956003</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

embryo microinjection and transplantation technique for nasonia vitripennis genome manipulation

宝石ハチキョウソヤドリコバチホスト共生相互作用、他の中で、毒の合成、ハプロ二倍体性決定性決定を含むプロセスの研究のための効果的なモデル システムとして浮上しています。この生物での作業の主要な制限指示されたゲノムの変更を実行するため効果的なプロトコルの不足しています。ゲノム育種の重要な部分は、マイクロインジェクションを通じて胚に CRISPR/Cas9 分子を含む試薬を編集の配信です。この手法は、その小さな胚のサイズ、そして萌芽期の開発が完全に行われるという事実のために主に(名) vitripennisで実行する特に困難なマイクロインジェクションが多くのモデル生物で確立している間、寄生のハエの蛹。次の手順は、ホスト蛹、microinjecting、それらを寄生からハチ胚を効果的に除去するための合理化された、視覚的手順を示すホストに戻って慎重にそれらを移植し、これらの重要な課題を克服します。継続との開発完了。このプロトコルは強くこの生物先端ゲノムの変更を実行する研究グループの機能を強化します。

このプロトコルは、コロニーの飼育、前の胚の胚のコレクション、アライメント、マイクロインジェクション、注射後以降の移植に詳細なガイドラインを提供し、効率的なゲノム工学; vitripennisに使用できます。Vitripennisに成功したマイクロインジェクションの手順の一般的な流れは、図 2に示すとおり、: (i) チームメイトに雄と雌の成体を許可する (~ 4 日)、(ii) 新鮮なホスト ハエ蛹 (S. bullata) の供給は、雌成虫の交尾と産卵のため、変更された泡プラグ (~ 45 分)、(iii) 公開前胚胚ワスプを収集し寄生寄主蛹キューティクルを慎重に剥離 (~ 15 分)、胚を収集 (iv) の整列 (~ 15 分)、(v)胚へのマイクロインジェクションのゲノム改質材 (~ 15 分)、(vi) 慎重に配置する挿入された胚の適切な開発を許可する前に刺されたホストに (~ 15 分)、(vii) は、転送することによって注入された胚/ホストの脱水を防止して約 70% の相対湿度で加湿チャンバーに (~ 15 分)。寄生ホストに、 N. vitripennis胚の完全な開発を許可する約 14 日間孵化します。一度注入すると、大人 (viii) ホストから出てくる分離 mate 商品、予想される突然変異の有無を個別にそれらの画面します。
効果的な針貫通、 N. vitripennis胚へのマイクロインジェクション毛細管ガラス針水晶、アルミノケイ酸塩、およびホウケイ酸型を含むフィラメントのいくつかの種類をテストします。針の質は、注入中に破損/詰まりの回避と両方胚の生存と変換効率の高い率を達成するために重要なことがわかった。ガラスの種類ごとに効果的なプロトコルは必要な注射のようなの長い先端; vitripennis胚マイクロインジェクション (P-1000、および P-2000) の異なるマイクロ ピペット引き手を使用しての効果的なを持っているために針をプルに開発された (表 1、 図 4)。
手順を最適化するために、ゲノム改質材の様々 な量の注入生存率を測定します。ここで使用されるゲノム改質材が混合ガイド Rna や CRISPR を介したゲノム編集のための Cas9 蛋白質名 vitripennis21でうまく動作する以前に示されました。ここで何があったと同様に報告シナバー遺伝子の設計・合成、sgRNA ターゲットします。ターゲットしてこの遺伝子を中断することで、簡単に個人を特定できる表現型変化は生物19、21の目の色に見られます。様々 な sgRNA の濃度を組み合わせて注入混合物 (0、20、40、80、160、および 320 ng/μ L) Cas9 蛋白質 (0、20、40、80、160、および 320 ng/μ L) が作成され、野生型名 vitripennisの胚に注入します。注入された胚の生存率は用量に依存した (表 2)21をことが判明します。添加オフターゲット効果に起因するかもしれない減少生存率 (表 2) に sgRNA と Cas9 タンパク質の濃度の増加。湿度が高い (~ 70%) 低湿度としてホストに移植後の胚の生存にとって重要であることが分かった (~ 10%) すべて注入された胚を 100% 死につながった。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56990/56990fig1.jpg"> 
図 1.ホスト蛹の準備(S. bullata) の N. vitripennis 胚産卵します。(A)若い、古いs. bullataの蛹。古い蛹ある暗いキューティクル若い蛹は、キューティクルをより赤味がかった色合いを持っています。若い蛹が産卵を最大化するために好ましいです。蛹の後方と前方の端は、「クレーターのような開設後端に前方の一端が丸い点に対しでも区別できます(B) N. vitripennis胚産卵.のホスト (S. bullata) 蛹の準備ホストの蛹を挿入、蛹を持って泡プラグ サイズの穴を切り開いた。前方エリアに産卵の最大濃度にさらされる前方の 0.2 cm、プラグ内部ホスト蛹顔の後部の側面があります。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56990/56990fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56990/56990fig2.jpg"> 
図 2.タイムラインを作成するため ; vitripennis マイクロインジェクションによる変異体。(名) vitripennis胚のコレクション、CRISPR/Cas9 マイクロインジェクションおよびポスト注入のプロシージャのタイムライン。(名) vitripennis大人は 4 日間 (私) の産卵部位の不在でチームメイトを許されました。新鮮な肉フライ ホスト蛹、 s. bullata、だけ後端の 0.5 cm を公開する泡ストッパーの中に配置は寄生 (ii) のように 45 分の妊娠女性に紹介されました。同時にマイクロインジェクション針、CRISPR/Cas9 コンポーネントを含む注入材料は、(iii) を作製しました。胚がホスト (iv) から収集された、(v) を揃え、および CRISPR/Cas9 コンポーネント (vi) を注入します。注入された胚は慎重に事前刺されたホスト (vii) に移され、完全に開発された (14 日) (viii) まで培養しました。大人が現れると、ターゲット遺伝子 (ix) で予想される CRISPR/Cas9 誘発突然変異の表現型の変異体が上映されました。全体の手順では、完了するため 19 日通常かかります。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56990/56990fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56990/56990fig3.jpg"> 
図 3.胚を並べるため改造顕微鏡スライドです。(A) A coverslip。(B) A 顕微鏡スライド。(C) 胚アライメント装置。観察は、ライン胚に注入に使用する顕微鏡スライド上に接着できます。Coverslip の目的は、エッジを可能にする簡単な操作と胚の裏地として行動することです。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56990/56990fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56990/56990fig4.jpg"> 
図 4.注射針の準備。善と悪のアルミノケイ酸ガラス針の (A) の例です。(B) 角度、正しく面取りおよび不十分なベベル針のヒント。アルミノケイ酸ガラス毛細管ピペットの引き手を使用して引っ張られました。作り出された針の先端が軽く開くし、面取り機を使用して洗練されました。良い傾斜針は非常に鋭い先端で悪い傾斜針、鈍い先端。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56990/56990fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>毛細管ガラス タイプ</td>
			<td>サッター針の引き手モデル</td>
			<td>熱</td>
			<td>フィラメント</td>
			<td>速度</td>
			<td>遅延</td>
			<td>プル</td>
			<td>圧力</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>石英</td>
			<td>P-2000</td>
			<td>750</td>
			<td>4</td>
			<td>40</td>
			<td>150</td>
			<td>165</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>アルミノケイ酸塩</td>
			<td>P-1000</td>
			<td>605</td>
			<td>-</td>
			<td>130</td>
			<td>80</td>
			<td>70</td>
			<td>500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ホウケイ酸塩</td>
			<td>P-1000</td>
			<td>450</td>
			<td>-</td>
			<td>130</td>
			<td>80</td>
			<td>70</td>
			<td>500</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表 1。針の引き手の設定。 メモ: 各研究室が独自の針の引き手の設定を最適化する必要がありますので、針の引き手設定異なるマシンです。このテーブルは、李らから変更されています。21
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="3">sgRNA 1</td>
			<td rowspan="3">Cas9</td>
			<td rowspan="3">合計胚</td>
			<td>移植 (湿度 10%)</td>
			<td colspan="4">移植 (湿度 70%)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>幼虫の生存者</td>
			<td>幼虫の生存者</td>
			<td colspan="3">大人の生存者</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>合計 (%)</td>
			<td>合計 (%)</td>
			<td>♂</td>
			<td>♀</td>
			<td>合計 (%)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ない注射</td>
			<td>ない注射</td>
			<td>100</td>
			<td>94 (94)</td>
			<td>96 (96)</td>
			<td>66</td>
			<td>26</td>
			<td>92 (92)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>水</td>
			<td>水</td>
			<td>100</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>78 (78)</td>
			<td>44</td>
			<td>32</td>
			<td>76 (76)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 ng/μ l</td>
			<td>20 ng/μ l</td>
			<td>100</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>74 (74)</td>
			<td>34</td>
			<td>34</td>
			<td>68 (68)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40 ng/μ l</td>
			<td>40 ng/μ l</td>
			<td>100</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>67 (67)</td>
			<td>30</td>
			<td>32</td>
			<td>62 (62)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>80 ng/μ l</td>
			<td>80 ng/μ l</td>
			<td>100</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>53 (53)</td>
			<td>24</td>
			<td>22</td>
			<td>46 (46)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>160 ng/μ l</td>
			<td>160 ng/μ l</td>
			<td>100</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>41 (41)</td>
			<td>16</td>
			<td>22</td>
			<td>38 (38)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>320 ng/μ l</td>
			<td>320 ng/μ l</td>
			<td>100</td>
			<td>0 (0)</td>
			<td>25 (25)</td>
			<td>10</td>
			<td>10</td>
			<td>20 (20)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表 2。注入と移植生存と変異率注射 sgRNA と Cas9 の濃度の違いに基づきます。Liらからこのテーブルが変更されています。21

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Embryo Microinjection and Transplantation Technique for Nasonia vitripennis Genome Manipulation

キョウソヤドリコバチ胚のマイクロインジェクションは、ゲノムの遺伝の変更を生成するため不可欠な方法です。マイクロインジェクションと大幅にこの生物の将来ゲノム操作を容易にするキョウソヤドリコバチ胚移植の手順の詳細については、ここで説明しました。

胚のインジェクションと移植キョウソヤドリコバチゲノム操作手法

The jewel wasp Nasonia vitripennis has emerged as an effective model system for the study of processes including sex determination, haplo-diploid sex ...

embryo-microinjection-transplantation-technique-for-nasonia

Research

JoVE Journal

Genetics

Embryo Microinjection and Transplantation Technique for Nasonia vitripennis Genome Manipulation

12.2K ビュー.  University of California, Riverside. キョウソヤドリコバチ胚のマイクロインジェクションは、ゲノムの遺伝の変更を生成するため不可欠な方法です。マイクロインジェクションと大幅にこの生物の将来ゲノム操作を容易にするキョウソヤドリコバチ胚移植の手順の詳細については、ここで説明しました。

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Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. This is due to its reproductive behavior: females damage the external surface of fruits and vegetables when they lay eggs and the hatched larvae feed on their pulp. Wild C. capitata populations are traditionally controlled through insecticide spraying and/or eco-friendly approaches, the most successful being the Sterile Insect Technique (SIT). The SIT relies on mass-rearing, radiation-based sterilization and field release of males that retain their capacity to mate but are not able to generate fertile progeny. The advent and the subsequent rapid development of biotechnological tools, together with the availability of the medfly genome sequence, has greatly boosted our understanding of the biology of this species. This favored the proliferation of new strategies for genome manipulation, which can be applied to population control.
In this context, embryo microinjection plays a dual role in expanding the toolbox for medfly control. The ability to interfere with the function of genes that regulate key biological processes, indeed, expands our understanding of the molecular machinery underlying medfly invasiveness. Furthermore, the ability to achieve germ-line transformation facilitates the production of multiple transgenic strains that can be tested for future field applications in novel SIT settings. Indeed, genetic manipulation can be used to confer desirable traits that can, for example, be used to monitor sterile male performance in the field, or that can result in early life-stage lethality. Here we describe a method to microinject nucleic acids into medfly embryos to achieve these two main goals.

Delivery of Nucleic Acids through Embryo Microinjection in the Worldwide Agricultural Pest Insect, Ceratitis capitata

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Diptera: Tephritidae) is a worldwide pest of agriculture. A deeper understanding of its biology is key to control medfly populations and thus reduce economic impact. Embryo microinjection is a fundamental tool allowing both germ-line transformation and reverse genetics studies in this species.

世界的な農業害虫昆虫における胚のマイクロインジェクションを介して、核酸の送達、<em&gt;チチュウカイミバエ</em

The Mediterranean fruit fly (medfly) Ceratitis capitata (Wiedemann) (Diptera: Tephritidae) is a pest species with extremely high agricultural relevance. ...

遺伝学

Single-cell Gene Expression Profiling Using FACS and qPCR with Internal Standards

Gene expression measurements from bulk populations of cells can obscure the considerable transcriptomic variation of individual cells within those populations. Single-cell gene expression measurements can help assess the role of noise in gene expression, identify correlations in the expression of pairs of genes, and reveal subpopulations of cells that respond differently to a stimulus. Here, we describe a procedure to measure the expression of up to 96 genes in single mammalian cells isolated from a population growing in tissue culture. Cells are sorted into lysis buffer by fluorescence-activated cell sorting (FACS), and the mRNA species of interest are reverse-transcribed and amplified. Gene expression is then measured using a microfluidic real-time PCR machine, which performs up to 96 qPCR assays on up to 96 samples at a time. We also describe the generation and use of PCR amplicon standards to enable the estimation of the absolute number of each transcript. Compared with other methods of measuring gene expression in single cells, this approach allows for the quantification of more distinct transcripts than RNA FISH at a lower cost than RNA-Seq.

We describe a method to sort single mammalian cells and to quantify the expression of up to 96 target genes of interest in each cell. This method includes the use of internal qPCR standards to enable the estimation of absolute transcript counts.

内部標準でFACSおよび定量PCRを用いた単一細胞遺伝子発現プロファイリング

Gene expression measurements from bulk populations of cells can obscure the considerable transcriptomic variation of individual cells within those ...

Mapping RNA-RNA Interactions Globally Using Biotinylated Psoralen

Knowing how RNAs interact with themselves and with others is key to understanding RNA based gene regulation in the cell. While examples of RNA-RNA interactions such as microRNA-mRNA interactions have been shown to regulate gene expression, the full extent to which RNA interactions occur in the cell is still unknown. Previous methods to study RNA interactions have primarily focused on subsets of RNAs that are interacting with a particular protein or RNA species. Here, we detail a method named Sequencing of Psoralen crosslinked, Ligated, and Selected Hybrids (SPLASH) that allows genome-wide capture of RNA interactions in vivo in an unbiased manner. SPLASH utilizes in vivo crosslinking, proximity ligation, and high throughput sequencing to identify intramolecular and intermolecular RNA base-pairing partners globally. SPLASH can be applied to different organisms including bacteria, yeast and human cells, as well as diverse cellular conditions to facilitate the understanding of the dynamics of RNA organization under diverse cellular contexts. The entire experimental SPLASH protocol takes about 5 days to complete and the computational workflow takes about 7 days to complete.

Here, we detail the method of Sequencing of Psoralen crosslinked, Ligated, and Selected Hybrids (SPLASH), which enables genome-wide mapping of intramolecular and intermolecular RNA-RNA interactions in vivo. SPLASH can be applied to study RNA interactomes of organisms including yeast, bacteria and humans.

ビオチン化ソラレンを用いたRNA-RNA相互作用のマッピング

Knowing how RNAs interact with themselves and with others is key to understanding RNA based gene regulation in the cell. While examples of RNA-RNA ...

G2-seq: A High Throughput Sequencing-based Technique for Identifying Late Replicating Regions of the Genome

Numerous techniques have been developed to follow the progress of DNA replication through the S phase of the cell cycle. Most of these techniques have been directed toward elucidation of the location and timing of initiation of genome duplication rather than its completion. However, it is critical that we understand regions of the genome that are last to complete replication, because these regions suffer elevated levels of chromosomal breakage and mutation, and they have been associated with both disease and aging. Here we describe how we have extended a technique that has been used to monitor replication initiation to instead identify those regions of the genome last to complete replication. This approach is based on a combination of flow cytometry and high throughput sequencing. Although this report focuses on the application of this technique to yeast, the approach can be used with any cells that can be sorted in a flow cytometer according to DNA content.

We describe a technique for combining flow cytometry and high throughput sequencing to identify late replicating regions of the genome.

G2-seq: 高スループット シーケンス ベースを識別する方法後半ゲノムの領域を複製します。

Numerous techniques have been developed to follow the progress of DNA replication through the S phase of the cell cycle. Most of these techniques have ...

Genome-wide Surveillance of Transcription Errors in Eukaryotic Organisms

Accurate transcription is required for the faithful expression of genetic information. Surprisingly though, little is known about the mechanisms that control the fidelity of transcription. To fill this gap in scientific knowledge, we recently optimized the circle-sequencing assay to detect transcription errors throughout the transcriptome of Saccharomyces cerevisiae, Drosophila melanogaster, and Caenorhabditis elegans. This protocol will provide researchers with a powerful new tool to map the landscape of transcription errors in eukaryotic cells so that the mechanisms that control the fidelity of transcription can be elucidated in unprecedented detail.

This protocol provides researchers with a new tool to monitor the fidelity of transcription in multiple model organisms.

真核生物の転写エラーのゲノム全体の監視

Accurate transcription is required for the faithful expression of genetic information. Surprisingly though, little is known about the mechanisms that ...

Genome Editing in Mammalian Cell Lines using CRISPR-Cas

The clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) system functions naturally in bacterial adaptive immunity, but has been successfully repurposed for genome engineering in many different living organisms. Most commonly, the wildtype CRISPR associated 9 (Cas9) or Cas12a endonuclease is used to cleave specific sites in the genome, after which the DNA double-stranded break is repaired via the non-homologous end joining (NHEJ) pathway or the homology-directed repair (HDR) pathway depending on whether a donor template is absent or present respectively. To date, CRISPR systems from different bacterial species have been shown to be capable of performing genome editing in mammalian cells. However, despite the apparent simplicity of the technology, multiple design parameters need to be considered, which often leave users perplexed about how best to carry out their genome editing experiments. Here, we describe a complete workflow from experimental design to identification of cell clones that carry desired DNA modifications, with the goal of facilitating successful execution of genome editing experiments in mammalian cell lines. We highlight key considerations for users to take note of, including the choice of CRISPR system, the spacer length, and the design of a single-stranded oligodeoxynucleotide (ssODN) donor template. We envision that this workflow will be useful for gene knockout studies, disease modeling efforts, or the generation of reporter cell lines.

CRISPR-Cas is a powerful technology to engineer the complex genomes of plants and animals. Here, we detail a protocol to efficiently edit the human genome using different Cas endonucleases. We highlight important considerations and design parameters to optimize editing efficiency.

CRISPR Cas を用いた哺乳類細胞におけるゲノム編集

The clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) system functions naturally in bacterial adaptive immunity, but has been ...

Transforming, Genome Editing and Phenotyping the Nitrogen-fixing Tropical Cannabaceae Tree Parasponia andersonii

Parasponia andersonii is a fast-growing tropical tree that belongs to the Cannabis family (Cannabaceae). Together with 4 additional species, it forms the only known non-legume lineage able to establish a nitrogen-fixing nodule symbiosis with rhizobium. Comparative studies between legumes and P. andersonii could provide valuable insight into the genetic networks underlying root nodule formation. To facilitate comparative studies, we recently sequenced the P. andersonii genome and established Agrobacterium tumefaciens-mediated stable transformation and CRISPR/Cas9-based genome editing. Here, we provide a detailed description of the transformation and genome editing procedures developed for P. andersonii. In addition, we describe procedures for the seed germination and characterization of symbiotic phenotypes. Using this protocol, stable transgenic mutant lines can be generated in a period of 2-3 months. Vegetative in vitro propagation of T0 transgenic lines allows phenotyping experiments to be initiated at 4 months after A. tumefaciens co-cultivation. Therefore, this protocol takes only marginally longer than the transient Agrobacterium rhizogenes-based root transformation method available for P. andersonii, though offers several clear advantages. Together, the procedures described here permit P. andersonii to be used as a research model for studies aimed at understanding symbiotic associations as well as potentially other aspects of the biology of this tropical tree.

Transforming, Genome Editing and Phenotyping the Nitrogen-fixing Tropical Cannabaceae Tree Parasponia andersonii

Parasponia andersonii is a fast-growing tropical tree that belongs to the Cannabis family (Cannabaceae) and can form nitrogen-fixing root nodules in association with the rhizobium. Here, we describe a detailed protocol for reverse genetic analyses in P. andersonii based on Agrobacterium tumefaciens-mediated stable transformation and CRISPR/Cas9-based genome editing.

窒素固定熱帯カンナバ科の木パラスポニア・アンダーソンニの変形、ゲノム編集、表現型

Parasponia andersonii is a fast-growing tropical tree that belongs to the Cannabis family (Cannabaceae). Together with 4 additional species, it forms the ...

Validating Whole Genome Nanopore Sequencing, using Usutu Virus as an Example

Whole genome sequencing can be used to characterize and to trace viral outbreaks. Nanopore-based whole genome sequencing protocols have been described for several different viruses. These approaches utilize an overlapping amplicon-based approach which can be used to target a specific virus or group of genetically related viruses. In addition to confirmation of the virus presence, sequencing can be used for genomic epidemiology studies, to track viruses and unravel origins, reservoirs and modes of transmission. For such applications, it is crucial to understand possible effects of the error rate associated with the platform used. Routine application in clinical and public health settings require that this is documented with every important change in the protocol. Previously, a protocol for whole genome Usutu virus sequencing on the nanopore sequencing platform was validated (R9.4 flowcell) by direct comparison to Illumina sequencing. Here, we describe the method used to determine the required read coverage, using the comparison between the R10 flow cell and Illumina sequencing as an example.

We previously validated a protocol for amplicon-based whole genome Usutu virus (USUV) sequencing on a nanopore sequencing platform. Here, we describe the methods used in more detail and determine the error rate of the nanopore R10 flow cell.

全ゲノムナノポアシーケンシングの検証、例としてUsutuウイルスを用いた

Whole genome sequencing can be used to characterize and to trace viral outbreaks. Nanopore-based whole genome sequencing protocols have been described for ...

Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus

Culex quinquefasciatus is a vector of a diverse range of vector-borne diseases such as avian malaria, West Nile virus (WNV), Japanese encephalitis, Eastern equine encephalitis, lymphatic filariasis, and Saint Louis encephalitis. Notably, avian malaria has played a major role in the extinction of numerous endemic island bird species, while WNV has become an important vector-borne disease in the United States. To gain further insight into C. quinquefasciatus biology and expand their genetic control toolbox, we need to develop more efficient and affordable methods for genome engineering in this species. However, some biological traits unique to Culex mosquitoes, particularly their egg rafts, have made it difficult to perform microinjection procedures required for genome engineering. To address these challenges, we have developed an optimized embryo microinjection protocol that focuses on mitigating the technical obstacles associated with the unique characteristics of Culex mosquitoes. These procedures demonstrate optimized methods for egg collection, egg raft separation and other handling procedures essential for successful microinjection in C. quinquefasciatus. When coupled with the CRISPR/Cas9 genome editing technology, these procedures allow us to achieve site-specific, efficient and heritable germline mutations, which are required to perform advanced genome engineering and develop genetic control technologies in this important, but currently understudied, disease vector.

Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus

This protocol describes microinjection procedures for Culex quinquefasciatus embryos that are optimized to work with CRISPR/Cas9 gene editing tools. This technique can efficiently generate site-specific, heritable, germline mutations that can be used for building genetic technologies in this understudied disease vector.

キュレックス・キンケファシアトゥスにおける効率的な部位特異的変異誘発のための胚微小注入技術

Culex quinquefasciatus is a vector of a diverse range of vector-borne diseases such as avian malaria, West Nile virus (WNV), Japanese encephalitis, ...

Sand Fly (Phlebotomus papatasi) Embryo Microinjection for CRISPR/Cas9 Mutagenesis

Sand flies are the natural vectors for Leishmania species, protozoan parasites producing a broad spectrum of symptoms ranging from cutaneous lesions to visceral pathology. Deciphering the nature of the vector/parasite interactions is of primary importance for better understanding of Leishmania transmission to their hosts. Among the parameters controlling the sand fly vector competence (i.e. their ability to carry and transmit pathogens), parameters intrinsic to these insects were shown to play a key role. Insect immune response, for example, impacts sand fly vector competence to Leishmania. The study of such parameters has been limited by the lack of methods of gene expression modification adapted for use in these non-model organisms. Gene downregulation by small interfering RNA (siRNA) is possible, but in addition to being technically challenging, the silencing leads to only a partial loss of function, which cannot be transmitted from generation to generation. Targeted mutagenesis by CRISPR/Cas9 technology was recently adapted to the Phlebotomus papatasi sand fly. This technique leads to the generation of transmissible mutations in a specifically chosen locus, allowing to study the genes of interest. The CRISPR/Cas9 system relies on the induction of targeted double-strand DNA breaks, later repaired by either Non-Homologous End Joining (NHEJ) or by Homology Driven Repair (HDR). NHEJ consists of a simple closure of the break and frequently leads to small insertion/deletion events. In contrast, HDR uses the presence of a donor DNA molecule sharing homology with the target DNA as a template for repair. Here, we present a sand fly embryo microinjection method for targeted mutagenesis by CRISPR/Cas9 using NHEJ, which is the only genome modification technique adapted to sand fly vectors to date.

Sand Fly Phlebotomus papatasi Embryo Microinjection for CRISPR/Cas9 Mutagenesis

This protocol details the steps of CRISPR/Cas9 targeted mutagenesis in sand flies: embryo collection, injection, insect rearing, and identification as well as selection of mutations of interest.

CRISPR/Cas9突然変異誘発のためのサンドフライ(フレボトムスパパタシ)胚微小注射

Sand flies are the natural vectors for Leishmania species, protozoan parasites producing a broad spectrum of symptoms ranging from cutaneous lesions to ...