この作品は、シュラインズチルドレンズボストン(B. E. U.、K.U.、C.L.C.)によって資金提供されました。L.C.は、「La Bourse des Gueules Cassées」、「La Bourse Année Recherche」、「La Bourse de l'Amicale des Anciens, Internes des Hôpitaux de Paris」によって資金提供されています。Y.B.は「ラ・ブルス・デ・グール・カッセ」から資金提供を受けています。Y.B.とI.F.v.R.は、シュラインズ・ホスピタルズ・フォー・チルドレン(フェローシップIDはそれぞれ#84308-BOS-22、#84302-BOS-21)から資金提供を受けています。この資料は、助成金番号の下で国立科学財団が支援する作業に部分的に基づいています。EEC 1941543。米国国立衛生研究所(R01EB028782、R56AI171958、およびR01DK114506)からの部分的な支援に感謝しています。図 1 は BioRender.com を使用して作成しました。

この手順は、それぞれ体重が300〜400gの3ヶ月齢の雄のルイスラットで実施された。12匹が麻酔なしの尾静脈穿刺(麻酔なしのグループTV)と、さらに12匹が麻酔をかけ、尾静脈穿刺(麻酔付きグループTV)と陰茎静脈穿刺(麻酔付きグループPV)の両方を麻酔した合計24匹が含まれていました。すべての手順は承認され、施設動物管理使用委員会(IACUC)のガイドラインを尊重しました。すべての動物は、研究の終了時(1か月の追跡調査後)に二酸化炭素の過剰摂取によって安楽死させた。このプロトコルで使用されるすべての材料と機器に関連する詳細については、 材料表 を参照してください。
1. 一般的なガイドライン
<ol><li>IACUCガイドラインに沿って、採取される最大血液量が10週間ごとに総血液量の2%以下であることを確認してください9。たとえば、300 gのラットの総血液量は約19.2 mLである必要があります。最初の週だけで4回の採血が必要なプロトコルの場合(0日目、1日目、3日目、7日目)、収集をサンプルあたり最大250μLの血液に制限します。</li>
	<li>麻酔下で行われる処置のために、動物を麻酔するために精密気化器 を介して イソフルランを投与する。3%〜5%イソフルランの用量のチャンバー内で5分間麻酔を誘発し、処置中にノーズコーンを通して1%〜3%のイソフルランの用量を使用して維持する。呼吸数の継続的なモニタリングに基づいてイソフルランレベルを調整します。手順を開始する前に、つま先をつまんで鎮静が十分かどうかを確認してください。</li>
	<li>処置中、または胸骨横臥を維持するのに十分な意識を取り戻すまで、動物を放置しないでください。</li>
	<li>採血後、ケージに戻す前に完全に回復するまで動物を監視し、完全に回復するまで他の動物の会社に紹介しないでください。 注:獣医サービスに同意して、尾静脈または陰茎静脈穿刺後に処置後の鎮痛剤は必要ありませんでした。</li>
</ol>2.陰茎静脈から採血する
<ol><li>準備<ol><li>次の機器を準備します:滅菌ガーゼ、手袋、アルコールワイプ、マイクロキャピラリー採血EDTAチューブ(紫色のキャップ)、および30 Gインスリン注射器(30 Uまたは50 U)。</li>
		<li>ラットをケージから取り出し、精密気化器(用量:3%〜5%) を介して イソフルランによる誘導のためにチャンバーに入れます。動物が鎮静されたら、それを処置表に移し、麻酔を維持するために鼻を鼻円錐形に置いた状態で動物を仰向けに寝かせます。呼吸数を監視し、それに応じてイソフルランレベルを調整します(維持用量:1%-3%)。.手順を開始する前に、動物がつま先をつまんで十分に鎮静されていることを確認してください。</li>
	</ol></li>
	<li>採血<ol><li>シリンジ内でプランジャーを数回前後に動かして、引き出しをスムーズにします。プランジャーを引っ張って数マイクロリットルを取り除くことにより、シリンジ内に負圧を作り出します。</li>
		<li>利き手ではない手の助けを借りて、陰茎の端から包皮を引っ込め、人差し指と親指の間に亀頭を持ち、そっと引っ張ります。背側陰茎静脈は表面的な青い紐として表示されます。図 1 および 図 2 を参照してください。</li>
		<li>針の目を上に向けて、インスリン注射器を35°の角度で静脈に挿入します。針が静脈に入ると、血液が注射器に流れ込みます。</li>
		<li>シリンジのプランジャーをゆっくりと安定した速度でゆっくりと引き出して、目的の容量を収集します。 注意: プランジャーを速く引き抜くと、静脈が崩壊して血流が止まるため、引き出さないでください。</li>
		<li>血流が減少した場合は、針を時計回りまたは反時計回りに少し回転させます。</li>
		<li>シリンジを取り外します。穿刺部位に血液滴が形成され、その吸引により、非滅菌処置の場合にさらに数マイクロリットルの血液を採取することができます。</li>
		<li>最初の穿刺が失敗した場合は、針を静脈のより近位に再挿入します。 注:尾静脈サンプリングとは異なり、背側陰茎静脈の反復穿刺は通常失敗します。</li>
		<li>穿刺部位に軽い圧力を加えて出血を止め、新しいアルコールワイプでその領域を拭きます。</li>
		<li>陰茎をニュートラル位置に戻します。</li>
		<li>イソフルランをオフにし、完全に回復するまでラットを監視します。.ラットをケージに戻します。</li>
	</ol></li>
</ol>3.尾静脈穿刺
<ol><li>準備<ol><li>次の機器を準備します:プラスチック製の拘束ホルダー、滅菌ガーゼ、手袋、アルコールワイプ、マイクロキャピラリー採血EDTAチューブ(紫色のキャップ)、および28 G 1/2インスリンシリンジ(30 Uまたは50 U)。</li>
		<li>ラットをケージから取り出し、プラスチック製の拘束コーンにすばやく固定します。尾の付け根の周りの円錐の大きな端を閉じます。動物が快適であり、手順全体を通して呼吸が制限されていないことを確認してください。</li>
		<li>尾を温水(37°C)に約1分間浸して静脈を拡張します。ペーパータオルで尾を乾かします。尾を加熱パッドの上に横たえた状態で、動物を(拘束具に)伏せて置きます。</li>
		<li>動物全体を両側に回転させてサンプリングする右または左の尾静脈(青い線)を選択します(これにより、尾のねじれが回避されます)。このゾーンでは血管がより表面的になるため、血管の穿刺には尾の末端3番目を使用します。動脈は腹側にあり、2本の静脈は外側10です。</li>
		<li>穿刺部位で70%エタノールワイプで尾を拭きます。</li>
		<li>テールを加熱パッドの端に置き、テールのターミナル3分の1に角度を付けます。これにより、静脈が表面にもたらされ、サンプルを採取するためのスペースが増えます。</li>
	</ol></li>
	<li>採血<ol><li>シリンジ内でプランジャーを数回前後に動かして、引き出しをスムーズにします。プランジャーを引っ張って数マイクロリットルを取り除くことにより、シリンジ内に負圧を作り出します。</li>
		<li>非支配的な人差し指と中指の助けを借りて、加熱パッドに尾を平らに固定します。中指を近位に、人差し指を遠位に置き、これら2本の指の間に穿刺部位を置きます。人差し指よりも中指にもっと圧力を加えて尾を固定し、血管を近位にのみ塞ぎ、血液を溜めます。図 1 および 図 3 を参照してください。</li>
		<li>針の目を上に向けて、インスリン注射器を人差し指に対して静脈に挿入されるまでスライドさせます(これにより、針と尾の間に35°の角度が作成されます)。針が静脈に入ると、血液が注射器に流れ込みます。この時点で、人差し指と中指の圧力を解放して、血流が塞がれないようにします。</li>
		<li>シリンジのプランジャーを安定した速度でゆっくりと引き出して、目的の容量を収集します。 注意: プランジャーを速く引き出さないでください。これにより、静脈が崩壊し、血流が停止します。</li>
		<li>血流が減少した場合は、針をいずれかの方向にわずかに回転させます。</li>
		<li>シリンジを尾から取り外します。尾の穿刺部位に血滴が形成されます。この血液の吸引は、非滅菌処置の場合にはさらに数マイクロリットルの血液の採取を可能にする。</li>
		<li>最初の穿刺が失敗した場合は、針を静脈のより近位に再挿入します。 注:静脈は尾の付け根に近づくにつれて次第に深くなります。シリンジ内に血流がない場合は、シリンジとテールの間の角度を大きくするか、針を回転させます。</li>
		<li>穿刺部位に圧力を加えて出血を止め、新しいアルコールワイプでその領域を拭きます。ラットをプラスチックコーンから取り出し、ケージに戻します。</li>
	</ol></li>
	<li>麻酔下での尾静脈穿刺<ol><li>麻酔を誘発および維持するためのステップ2.1.1およびステップ2.1.2を実行します。</li>
		<li>採血のためにステップ3.1.3-3.2.7を実行します。 図1を参照してください。</li>
		<li>動物の回復のためにステップ2.2.10を実行します。</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65513/65513fig01.jpg"> 図1:このプロトコルのさまざまな穿刺方法の概略図 。 (A)意識のある拘束された動物に対する尾静脈の修正穿刺。(B)麻酔下での修正尾静脈穿刺および陰茎静脈穿刺。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65513/65513fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>

ラットの採血技術の比較研究

<ol>
	<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture.">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).</li><li>Luzzi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collecting+blood+from+rodents:+A+discussion+by+the+Laboratory+Animal+Refinement+and+Enrichment+Forum.">Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus,+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats:+Comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables.">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li><li>Nightingale, C. H., Mouravieff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+and+simple+method+of+intravenous+injection+into+the+laboratory+rat.">Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).</li><li>Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+A+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+isoflurane+anesthesia+on+the+cardiovascular+function+of+the+C57BL/6+mouse.">Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse.</a> ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).</li><li>Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+hemolysis+on+plasma+prothrombin+time+and+activated+partial+thromboplastin+time+tests+using+photo-optical+method.">The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method.</a> Medicine. 96 (38), 7976 (2017).</li><li>Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+haematological+and+clinical+pathology+effects+of+blood+microsampling+in+suckling+and+weaned+juvenile+rats.">Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).</li></ol>

どの著者も、宣言する利益相反を持っていません。

尾静脈穿刺は、意識のあるラットから血液を得るための効率的な方法です。しかし、動物が麻酔下にある場合、イソフルランの効果は血管のけいれんを引き起こし、尾静脈穿刺を不適切にする可能性があります11。この研究に示されているように、この状況での代替案は、陰茎静脈から血液を収集することであり、これはより成功し、より短い時間で大幅に大量の血液を生?...

採血は、 インビボ と インビトロの両方で、ほとんどの動物実験に必要です。ラットでは、採血の頻度と量が重要である可能性があるため、収集のためのさまざまな選択肢があると便利です。これまでの研究では様々な方法が記載されている。
最も一般的に使用される技術は、尾静脈穿刺と伏在静脈採血です。尾静脈サンプリングは、すべてのラット系統に適しています。適切な訓練を受ければ、この手順は簡単に実行でき、動物への苦痛は最小限に抑えられます1。同様に、伏在静脈採血は、適切に行われていれば、迅速で簡単な収集方法でもあります。どちらの方法も麻酔を必要とせず、どちらも少量の血液を繰り返し採取することができます。ただし、伏在静脈穿刺は通常、血液量1が低く、穿刺2のために1 つの後肢を露出したままにするために2人の存在が必要です。
1匹の動物から大量の血液を採取する必要がある場合は、心臓穿刺または大静脈穿刺を使用できます(心臓穿刺2で150 gのラットから最大10 mLの血液を採取できます)。これらの技術は麻酔を必要とし、最終的な手順です。動物は、これら2つの技術のいずれかの後に安楽死させなければなりません2.頸静脈スティックは、まだその終点に達していない研究で大量の血液を採取する必要がある場合に使用できる代替手段です。ただし、この手法では、動物への害を避けるために重要な技術的スキルも必要です。したがって、その使用は制限されるべきです3.
鎖骨下静脈採血などの他の技術は、採血前に麻酔薬を使用する必要がなく、少量の血液を繰り返しサンプリングすることができます。ただし、この技術には、拘束された取り扱いと適切な針切開が必要です。不適切な手術は動物の痛みや死亡率さえも引き起こす可能性があり、この方法のトレーニングは潔癖である可能性があります4。 
他の事例手順には、眼窩穿刺と舌下静脈穿刺が含まれますが、どちらも麻酔薬が必要であり、推奨も広く使用もされていません。以前の研究では、尾静脈穿刺よりも眼窩穿刺の方が採血が速いことが示されていますが、ジエチルエーテル麻酔下での眼窩穿刺は後者の方法よりも忍容性が低いことがわかりました(動物の興奮スコアと尿産生に基づく)5。さらに、この方法は、手順を実行する人のスキルに大きく影響され、主に経験豊富な獣医師によって実行されます。同様に、舌下静脈穿刺は苦痛が少なく、繰り返し採血することをお勧めします6。しかし、この手法は、食物や水分の摂取量の減少などの深刻な悪影響を示し、動物の死につながる可能性があります7。 
本研究では,当研究室で採血を繰り返すために用いられている2つの方法について述べる。尾静脈穿刺は意識のある動物に対して行うことができ、組織の損傷や悪影響は最小限です。この研究におけるこの技術の修正には、人差し指と中指で尾を安定させることが含まれ、これにより1人のオペレーターが採血を行うことができます。背側陰茎静脈穿刺は、単純な静脈内注射についてすでに説明されています。この技術は麻酔下で行われ、他の方法(例えば、術直後、小動物、麻酔下で周術期採血を行う場合)に信頼できる血液源を可能にする。尾静脈サンプリングと同様に、穿刺部位での損傷は、上記の技術と比較して動物に軽微な全体的な影響を及ぼします8。この方法の論文の目的は、経験の浅い研究者に、状況に応じてシンプルで信頼性の高い採血の選択肢を提供することです(たとえば、麻酔下で行われる手順、雄ラットを含む研究、細い尾静脈を持つ動物)。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 28 G &#189;&#160; Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329424</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>320468</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 L&#160; Microtainer blood collection tubes with K2EDTA</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Sponges</td>
			<td>Curity</td>
			<td>6939</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine</td>
			<td>E-Z Systems</td>
			<td>EZ-190F</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>1403-704-06</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nosecone for Anesthesia</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>EZ-112</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Restraint Cone</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>ST2 52-95-86</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Heated Operating Table (Adjustable)</td>
			<td>Peco Services Ltd</td>
			<td>69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol prep pads</td>
			<td>Simply Medical</td>
			<td>5110</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model

血液サンプルは、さまざまな血液学的パラメータを評価するために、ほとんどの実験動物設計で必要とされます。この論文では、ラットの採血のための2つの手順、外側尾静脈穿刺と背側陰茎静脈穿刺を提示し、これらは他の前述の技術よりも大きな利点を提供します。この研究は、これら2つの手順により、高速サンプリング(10分未満)が可能になり、ほとんどのアッセイ(202 μL±67.7 μL)に十分な血液量が得られることを示しています。背側陰茎静脈穿刺は麻酔下で行う必要がありますが、外側尾静脈穿刺は意識のある拘束された動物に対して行うことができます。
したがって、これら2つの技術を交互に使用すると、どのような状況でも採血が可能になります。動物福祉を確保するために、処置中にオペレーターを支援することが常に推奨されますが、これらの手法では、2人を必要とするほとんどの採血方法とは異なり、オペレーターは1人しか必要としません。さらに、これらの前述の方法(例えば、頸静脈スティック、鎖骨下静脈採血)は、動物への危害または死を避けるために広範な事前訓練を必要とするが、尾静脈および背側陰茎静脈穿刺はめったに致命的ではない。これらすべての理由から、そして文脈に応じて(例えば、雄ラットを含む研究の場合、周術期または術直後の期間中、細い尾静脈を有する動物の場合)、両方の技術を交互に使用して、繰り返し採血を可能にすることができる。

Blood sampling is necessary for most animal studies, both in vivo and in vitro. In rats, as the frequency and amount of blood sampling can be significant, it is helpful to have different alternatives for collection. Various methods have been described in previous studies.
The most commonly used techniques are tail vein puncture and saphenous vein blood draw. Tail vein sampling is suitable for all rat strains. With proper training, the procedure is simple to perform and causes minimal distress to the animal1. Similarly, the saphenous vein blood draw, provided it is done properly, is also a quick and simple collection method. Neither method requires anesthesia, and both allow for repeated draws of small amounts of blood. However, the saphenous vein puncture usually yields a lower blood volume1 and requires the presence of two people to leave one hindlimb exposed for puncture2.
If large amounts of blood need to be collected from a single animal, cardiac puncture or puncture of the vena cava may be used (up to 10 mL of blood can be drawn from a 150 g rat with cardiac puncture2). These techniques require anesthesia and are terminal procedures. The animal must be euthanized after any of these two techniques2. The jugular stick is an alternative that can be used if large amounts of blood need to be collected in a study that has not yet reached its endpoint. However, this technique also requires significant technical skills to avoid harm to the animal; hence, its use should be limited3.
Other techniques, such as the subclavian vein blood draw, do not need the use of anesthetics before blood collection and allow for repeated sampling of small volumes of blood. However, restrained handling and appropriate needle incision are required for this technique. An improper operation may result in animal pain or even mortality, and the training for this method may be fastidious4. 
Other anecdotal procedures include the orbital puncture and the sublingual vein puncture, both of which require an anesthetic, and neither are recommended nor widely used. Though previous studies have shown faster blood collection by orbital puncture than by tail vein puncture, it was found that orbital puncture under diethyl-ether anesthesia was less well tolerated than the latter method (based on the animals' excitation scores and urine production)5. Moreover, this method is highly influenced by the skill of the person who performs the procedure and is mainly performed by experienced veterinarians. Comparably, the sublingual vein puncture is less distressing and is recommended for repeated blood sampling6. However, this technique presents severe adverse effects such as reduced food and water intake, which can lead to the animal's death7. 
This study describes two methods used in our laboratory for repeated blood sampling. Tail vein puncture can be performed on a conscious animal, and the tissue damage and adverse effects are minimal. The modification of this technique in this study includes stabilizing the tail with the index and middle finger, which allows a single operator to perform the blood collection. The dorsal penile vein puncture has already been described for simple intravenous injections. This technique is performed under anesthesia and allows for a reliable blood source in case of difficulties with other methods (e.g., during the immediate postoperative period, with a small animal, when performing perioperative blood draw under anesthesia). Similar to tail vein sampling, the injury at the puncture site will have a minor overall effect on the animal compared to the techniques mentioned above8. The aim of this methods paper is to offer inexperienced researchers simple and reliable blood sampling alternatives according to the context (e.g., for procedures done under anesthesia, for studies including male rats, for animals with thin tail veins).

著者スポットライト:ラットにおける状況依存性の採血方法 

ラットモデルにおける採血のための修正尾静脈および陰茎静脈穿刺

The issue of repeated blood collection methods needs to be addressed since the majority of studies on rats require them. It's important to take into account that a sampling method can be very efficient in a certain context, but become unsuitable for another study. This protocol aims to offer simple and reliable blood sampling alternatives to researchers.Both methods can be done by a single operator and require no extensive prior training, which allows for standardized procedure. When an animal is under anesthesia, the effect of isoflurane can lead to vessel spasm and make the tail vein puncture unsuitable for blood collection. Our protocol offers an alternative in this situation, the penile vein puncture, which presents a better success rate and yields significantly more amounts of blood in less time.

成功は、10分未満(穿刺時間から採血終了まで)に少なくとも100μLの採血を生じる採血として定義され、失敗は、100μL未満の血液を生成するか、必要な血液量を回収するのに10分以上かかる採血として定義されました。サンプルあたり最大250μLの血液が許可されました。統計分析は、多重比較のための一元配置分散分析とカイ二乗検定を使用して実施されました。データは平均値±標準偏差とし?...

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ここでは、ラットモデルに迅速、簡単、信頼性の高い採血の代替手段を提供するためのプロトコルを紹介します。状況に応じて、麻酔下または意識のある動物に対する尾静脈穿刺と、麻酔下での背側陰茎静脈穿刺の3つの異なる採血方法について説明します。

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

ラットに関する研究の大部分がそれらを必要とするので、繰り返される採血方法の問題は対処される必要があります。サンプリング方法は、特定の状況では非常に効率的ですが、別の研究には適さなくなることを考慮に入れることが重要です。このプロトコルは、研究者にシンプルで信頼性の高い採血の選択肢を提供することを目的としています。どちらの方法も1人のオペレーターで実行でき、事前のトレーニングを必要としないため、標準化された手順が可能になります。動物が麻酔下にあるとき、イソフルランの効果は血管のけいれんを引き起こし、尾静脈の穿刺を採血に適さないようにする可能性があります。私たちのプロトコルは、この状況での代替手段である陰茎静脈穿刺を提供し、より良い成功率を示し、より短い時間で大幅に多くの血液を生成します。

modified-tail-vein-penile-vein-puncture-for-blood-sampling-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

2.6K ビュー.  Massachusetts General Hospital. ラットに関する研究の大部分がそれらを必要とするので、繰り返される採血方法の問題は対処される必要があります。サンプリング方法は、特定の状況では非常に効率的ですが、別の研究には適さなくなることを考慮に入れることが重要です。このプロトコルは、研究者にシンプルで信頼性の高い採血の選択肢を提供することを目的としています。どちらの方法も1...

ビデオ: 著者スポットライト:ラットにおける状況依存性の採血方法 

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

医学

Tail Vein Puncture Without Anesthesia

To begin, secure the rat in a plastic restraining cone, enclose the large end of the cone around the base of the tail. Ensure that the animal is comfortable and breathing is unrestricted throughout the procedure. Dip the tail in warm water for about one minute to dilate the vein, and dry the tail with a paper towel.In the restrainer, position the animal facing down with the tail lying on a heating pad. To select the appropriate tail vein for sampling, rotate the entire animal to the right or left side. Use the terminal third of the tail for blood vessel puncturing since the vessels become more superficial in this zone.Wipe the tail with 70%ethanol wipes at the puncture site and place it on the edge of the heating pad, creating an angle in the terminal third of the tail. This brings the vein to the surface and creates more space for taking the sample. For blood sampling, move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe.Secure the tail flat on the heating pad using the non-dominant index and middle finger. Place the middle finger proximally and the index finger distally with the puncture site between these two fingers. Slide the insulin syringe against the index finger with the eye of the needle pointing upward until it is inserted into the vein.This creates an angle of 35 degrees between the needle and the tail. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe from the tail and allow a blood drop to form on the puncture side of the tail. Aspirate this blood to collect a few more microliters of blood, in case of a non-sterile procedure. Apply pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe.After removing the rat from the cone, return it to its cage. The success rates with the tail vein puncture methods were compared with the success rate of the penile vein puncture method under anesthesia. Interestingly, under anesthesia, the tail vein became very unreliable and had a success rate of only 25%The success rates showed almost similar results for the tail vein puncture in conscious rats and the penile vein puncture under anesthesia.The blood sampling was performed in less than six minutes in the tail vein puncture without anesthesia, and the penile vein puncture method under anesthesia, whereas the tail vein puncture method under anesthesia took more than eight minutes due to multiple failures.

麻酔なしの尾静脈穿刺

Drawing Blood from the Penile Vein

Move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe. Retract the foreskin of the anesthetized rat from the end of the penis and hold the glands between the index and thumb pulling gently. The dorsal penile vein will appear as a superficial blue cord.With the eye of the needle pointing upward, insert the insulin syringe into the vein at an angle of 35 degrees. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a slow and steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe. A blood drop will form on the puncture site. Aspirate the drop to collect a few more microliters of blood in case of a non-sterile procedure.Apply light pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe. Place the penis back in its neutral position. After turning off the isoflurane, monitor the rat until complete recovery and return it to its cage.The blood volume collected in the dorsal penile vein puncture method under anesthesia was compared with the blood collected in the tail vein puncture method with and without anesthesia. The result shows that the penile vein puncture method under anesthesia and the tail vein puncture method without anesthesia yielded comparable quantities of blood.