Este trabalho foi financiado pela Shriners Children's Boston (B. E. U., K.U., C.L.C.). L.C. é financiado por "La Bourse des Gueules Cassées", "La Bourse Année Recherche" e "La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris". Y.B. é financiado por "La Bourse des Gueules Cassées". Y.B. e I.F.v.R. são financiados pelos Shriners Hospitals for Children (Fellowships ID é #84308-BOS-22 #84302-BOS-21 respectivamente). Este material é parcialmente baseado em trabalho apoiado pela National Science Foundation sob o Grant No. CEE 1941543. O apoio parcial dos Institutos Nacionais de Saúde dos EUA (R01EB028782, R56AI171958 e R01DK114506) é reconhecido com gratidão. A Figura 1 foi criada com BioRender.com.

Os procedimentos foram realizados em ratos Lewis machos com 3 meses de idade, cada um pesando de 300-400 g. Foram incluídos 24 animais, com três condições de punção: 12 ratos foram submetidos à punção da veia caudal sem anestesia (grupo TV sem anestesia) e outros 12 ratos foram anestesiados para serem submetidos à punção da veia caudal (grupo TV com anestesia) e punção da veia peniana (grupo VP com anestesia). Todos os procedimentos foram aprovados e respeitaram as diretrizes da Comissão Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC). Todos os animais foram eutanasiados ao final do estudo (após 1 mês de seguimento) por overdose de dióxido de carbono. Consulte a Tabela de Materiais para obter detalhes relacionados a todos os materiais e instrumentos utilizados neste protocolo.
1. Orientações gerais
<ol><li>De acordo com as diretrizes da IACUC, garantir que o volume máximo de sangue coletado não seja superior a 10% do volume sanguíneo total a cada 2 semanas9. Por exemplo, um rato de 300 g deve ter um volume sanguíneo total de aproximadamente 19,2 mL. No caso de um protocolo que exija quatro coletas de sangue apenas na primeira semana (dia 0, dia 1, dia 3, dia 7), limitar a coleta a um máximo de 250 μL de sangue por amostra.</li>
	<li>Para procedimentos realizados sob anestesia, administrar isoflurano através de vaporizador de precisão para anestesiar o animal. Induzir anestesia em câmara com dose de isoflurano a 3%-5% por 5 min e manter com dose de isoflurano a 1%-3% através de cone nasal durante o procedimento. Ajustar o nível de isoflurano com base na monitorização contínua da frequência respiratória. Verifique se a sedação é suficiente por pinça dos dedos dos pés antes de iniciar o procedimento.</li>
	<li>Não deixe o animal sozinho durante o procedimento ou até que ele tenha recuperado a consciência suficiente para manter a decúbito esternal.</li>
	<li>Após a coleta de sangue, monitorar o animal até a recuperação total antes de devolvê-lo à sua gaiola, e não apresentá-lo à companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. OBS: De acordo com os serviços veterinários, nenhuma medicação para dor pós-procedimento foi necessária após punção da veia caudal ou peniana.</li>
</ol>2. Coleta de sangue da veia peniana
<ol><li>Preparação<ol><li>Preparar os seguintes equipamentos: gaze estéril, luvas, toalhetes com álcool, tubo de coleta de sangue microcapilar EDTA (tampa roxa) e seringa de insulina 30 G (30 U ou 50 U).</li>
		<li>Retirar o rato de sua gaiola e colocá-lo em uma câmara para indução com isoflurano através de um vaporizador de precisão (dose: 3%-5%). Uma vez que o animal esteja sedado, transfira-o para a mesa de procedimentos e deite-o de costas com o nariz colocado no cone nasal para manter a anestesia. Monitorar a frequência respiratória e ajustar o nível de isoflurano de acordo (dose de manutenção: 1%-3%). Verifique se o animal está suficientemente sedado por pinça dos dedos dos pés antes de iniciar o procedimento.</li>
	</ol></li>
	<li>Coleta de sangue<ol><li>Mova o êmbolo para frente e para trás na seringa várias vezes para suavizar a retirada. Crie pressão negativa na seringa puxando o êmbolo para remover alguns microlitros.</li>
		<li>Com a ajuda da mão não dominante, retraia o prepúcio da extremidade do pênis e segure a glande entre o indicador e o polegar, puxando suavemente. A veia peniana dorsal aparecerá como um cordão azul superficial. Veja a Figura 1 e a Figura 2.</li>
		<li>Com o olho da agulha apontado para cima, insira a seringa de insulina na veia em um ângulo de 35°. Uma vez que a agulha tenha entrado na veia, o sangue fluirá para a seringa.</li>
		<li>Retire lentamente o êmbolo da seringa a um ritmo lento e constante para recolher o volume desejado. NOTA: Não retire o êmbolo muito rápido, pois isso fará com que a veia entre em colapso e interrompa o fluxo sanguíneo.</li>
		<li>Se o fluxo sanguíneo diminuir, gire a agulha ligeiramente no sentido horário ou anti-horário.</li>
		<li>Retire a seringa. Uma gota de sangue se formará no local da punção, cuja aspiração permitirá a coleta de mais alguns microlitros de sangue no caso de um procedimento não estéril.</li>
		<li>Se a primeira punção falhar, reinsira a agulha mais proximalmente na veia. NOTA: Ao contrário da amostragem da veia caudal, a punção iterativa da veia peniana dorsal geralmente não é bem-sucedida.</li>
		<li>Aplique uma leve pressão no local da punção para parar o sangramento e limpe a área com um novo lenço com álcool.</li>
		<li>Coloque o pênis de volta em sua posição neutra.</li>
		<li>Desligue o isoflurano e monitorize o rato até à recuperação completa. Devolva o rato à sua gaiola.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Punção da veia caudal
<ol><li>Preparação<ol><li>Preparar os seguintes equipamentos: suporte plástico de contenção, gaze estéril, luvas, lenços umedecidos com álcool, tubo de coleta de sangue microcapilar EDTA (tampa roxa) e seringa de insulina 28 G 1/2 (30 U ou 50 U).</li>
		<li>Retire o rato de sua gaiola e prenda-o rapidamente em um cone de contenção de plástico. Feche a extremidade grande do cone em torno da base da cauda. Certifique-se de que o animal esteja confortável e que a respiração seja irrestrita durante todo o procedimento.</li>
		<li>Mergulhe a cauda em água morna (37 °C) por cerca de 1 min para dilatar a veia. Seque o rabo com um papel toalha. Coloque o animal (em seu contenção) de bruços, com a cauda deitada sobre uma almofada de aquecimento.</li>
		<li>Selecione a veia da cauda direita ou esquerda (linha azul) para amostragem girando todo o animal para ambos os lados (isso evita a torção da cauda). Use o terço terminal da cauda para punção dos vasos sanguíneos, uma vez que os vasos se tornam mais superficiais nesta zona. A artéria é ventral e as duas veiaslaterais10.</li>
		<li>Limpe a cauda com lenços umedecidos com etanol 70% no local da punção.</li>
		<li>Coloque a cauda na borda da almofada de aquecimento para criar um ângulo no terço terminal da cauda. Isso traz a veia para a superfície e cria mais espaço para a coleta da amostra.</li>
	</ol></li>
	<li>Coleta de sangue<ol><li>Mova o êmbolo para frente e para trás na seringa várias vezes para suavizar a retirada. Crie pressão negativa na seringa puxando o êmbolo para remover alguns microlitros.</li>
		<li>Com a ajuda do dedo indicador e médio não dominante, prenda a cauda na almofada de aquecimento. Posicionar o dedo médio proximalmente e o indicador distalmente, com o local de punção entre esses dois dedos. Aplique mais pressão no dedo médio do que no indicador para fixar a cauda, ocluindo o vaso apenas proximalmente e permitindo que o sangue se acumule. Veja a Figura 1 e a Figura 3.</li>
		<li>Com o olho da agulha apontado para cima, deslize a seringa de insulina contra o dedo indicador até que ela seja inserida na veia (isso cria um ângulo de 35° entre a agulha e a cauda). Uma vez que a agulha tenha entrado na veia, o sangue fluirá para a seringa. Neste ponto, libere a pressão no dedo indicador e médio para garantir que o fluxo sanguíneo não seja ocluído.</li>
		<li>Retire lentamente o êmbolo da seringa a uma taxa constante para recolher o volume desejado. NOTA: Não retire o êmbolo muito rápido; Isso fará com que a veia entre em colapso e interrompa o fluxo sanguíneo.</li>
		<li>Se o fluxo sanguíneo diminuir, gire a agulha ligeiramente em qualquer direção.</li>
		<li>Retire a seringa da cauda. Uma gota de sangue se formará no local da punção da cauda. A aspiração desse sangue permite a coleta de mais alguns microlitros de sangue no caso de um procedimento não estéril.</li>
		<li>Se a primeira punção falhar, reinsira a agulha mais proximalmente na veia. NOTA: A veia torna-se progressivamente mais profunda à medida que se aproxima da base da cauda. Se não houver fluxo sanguíneo na seringa, aumente o ângulo entre a seringa e a cauda ou gire a agulha.</li>
		<li>Aplique pressão no local da punção para parar o sangramento e limpe a área com um novo lenço com álcool. Retire o rato do cone de plástico e devolva-o à sua gaiola.</li>
	</ol></li>
	<li>Punção da veia caudal sob anestesia<ol><li>Realizar as etapas 2.1.1 e 2.1.2 para indução e manutenção da anestesia.</li>
		<li>Executar as etapas 3.1.3-3.2.7 para coleta de sangue; veja a Figura 1.</li>
		<li>Execute a etapa 2.2.10 para recuperação de animais.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65513/65513fig01.jpg"> Figura 1: Esquema dos diferentes métodos de punção neste protocolo. (A) Punção modificada da veia caudal em animal consciente e contido; (B) punção modificada da veia caudal e punção da veia peniana sob anestesia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65513/65513fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Estudo Comparativo de Técnicas de Coleta de Sangue em Ratos

<ol>
	<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture.">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).</li><li>Luzzi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collecting+blood+from+rodents:+A+discussion+by+the+Laboratory+Animal+Refinement+and+Enrichment+Forum.">Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus,+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats:+Comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables.">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li><li>Nightingale, C. H., Mouravieff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+and+simple+method+of+intravenous+injection+into+the+laboratory+rat.">Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).</li><li>Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+A+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+isoflurane+anesthesia+on+the+cardiovascular+function+of+the+C57BL/6+mouse.">Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse.</a> ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).</li><li>Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+hemolysis+on+plasma+prothrombin+time+and+activated+partial+thromboplastin+time+tests+using+photo-optical+method.">The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method.</a> Medicine. 96 (38), 7976 (2017).</li><li>Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+haematological+and+clinical+pathology+effects+of+blood+microsampling+in+suckling+and+weaned+juvenile+rats.">Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).</li></ol>

Nenhum dos autores tem conflitos de interesse a declarar.

A punção da veia caudal é um método eficiente para obter sangue de um rato consciente. No entanto, quando um animal está sob anestesia, o efeito do isoflurano pode levar a espasmos vasculares e tornar a punção da veia caudal inadequada11. Como mostrado neste estudo, uma alternativa nessa situação é coletar sangue da veia peniana, que é mais bem sucedida e produz um volume significativamente maior de sangue em menos tempo. É importante lembrar que, no caso de falha com este método na p...

A coleta de sangue é necessária para a maioria dos estudos em animais, tanto in vivo quanto in vitro. Em ratos, como a frequência e a quantidade de coleta de sangue podem ser significativas, é útil ter diferentes alternativas para coleta. Vários métodos foram descritos em estudos anteriores.
As técnicas mais utilizadas são a punção da veia caudal e a coleta de sangue da veia safena. A amostragem da veia da cauda é adequada para todas as estirpes de ratos. Com o treinamento adequado, o procedimento é simples de ser realizado e causa o mínimo de sofrimento ao animal1. Da mesma forma, a coleta de sangue da veia safena, desde que realizada corretamente, também é um método de coleta rápido e simples. Nenhum dos métodos requer anestesia, e ambos permitem coletas repetidas de pequenas quantidades de sangue. No entanto, a punção da veia safena geralmente produz um volume sanguíneo menor1 e requer a presença de duas pessoas para deixar um membro posterior exposto para a punção2.
Se grandes quantidades de sangue precisarem ser coletadas de um único animal, a punção cardíaca ou punção da veia cava pode ser usada (até 10 mL de sangue podem ser retirados de um rato de 150 g com punção cardíaca2). Essas técnicas requerem anestesia e são procedimentos terminais. O animal deve ser sacrificado após qualquer uma dessas duas técnicas2. A haste jugular é uma alternativa que pode ser utilizada caso seja necessário coletar grandes quantidades de sangue em um estudo que ainda não atingiu seu desfecho. No entanto, essa técnica também requer habilidades técnicas significativas para evitar danos ao animal; portanto, seu uso deve ser limitado3.
Outras técnicas, como a coleta de sangue da veia subclávia, dispensam o uso de anestésicos antes da coleta de sangue e permitem a coleta repetida de pequenos volumes de sangue. No entanto, o manuseio restrito e a incisão adequada da agulha são necessários para essa técnica. Uma operação inadequada pode resultar em dor no animal ou mesmo em mortalidade, e o treinamento para esse método pode ser exigente4. 
Outros procedimentos anedóticos incluem a punção orbitária e a punção da veia sublingual, que requerem um anestésico, e não são recomendados nem amplamente utilizados. Embora estudos anteriores tenham mostrado coleta de sangue mais rápida por punção orbitária do que por punção da veia caudal, verificou-se que a punção orbitária sob anestesia com éter dietílico foi menos bem tolerada do que este último método (baseado nos escores de excitação dos animais e na produção de urina)5. Além disso, este método é altamente influenciado pela habilidade da pessoa que realiza o procedimento e é realizado principalmente por veterinários experientes. Comparativamente, a punção da veia sublingual é menos angustiante e é recomendada para repetidas coletas de sangue6. No entanto, essa técnica apresenta efeitos adversos graves, como redução da ingestão de alimentos e água, o que pode levar o animal à morte7. 
Este estudo descreve dois métodos utilizados em nosso laboratório para repetidas coletas de sangue. A punção da veia caudal pode ser realizada em um animal consciente, e os danos teciduais e efeitos adversos são mínimos. A modificação dessa técnica neste estudo inclui a estabilização da cauda com o dedo indicador e médio, o que permite que um único operador realize a coleta de sangue. A punção da veia peniana dorsal já foi descrita para injeções intravenosas simples. Essa técnica é realizada sob anestesia e permite uma fonte de sangue confiável em caso de dificuldades com outros métodos (por exemplo, durante o período pós-operatório imediato, com um pequeno animal, ao realizar a coleta de sangue perioperatória sob anestesia). Semelhante à amostragem da veia caudal, a lesão no local da punção terá um efeito global menor sobre o animal em comparação com as técnicas mencionadasacima8. O objetivo deste artigo de métodos é oferecer aos pesquisadores inexperientes alternativas simples e confiáveis de coleta de sangue de acordo com o contexto (por exemplo, para procedimentos feitos sob anestesia, para estudos incluindo ratos machos, para animais com veias finas da cauda).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 28 G &#189;&#160; Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329424</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>320468</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 L&#160; Microtainer blood collection tubes with K2EDTA</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Sponges</td>
			<td>Curity</td>
			<td>6939</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine</td>
			<td>E-Z Systems</td>
			<td>EZ-190F</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>1403-704-06</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nosecone for Anesthesia</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>EZ-112</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Restraint Cone</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>ST2 52-95-86</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Heated Operating Table (Adjustable)</td>
			<td>Peco Services Ltd</td>
			<td>69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol prep pads</td>
			<td>Simply Medical</td>
			<td>5110</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model

Amostras de sangue são necessárias na maioria dos desenhos experimentais em animais para avaliar vários parâmetros hematológicos. Este trabalho apresenta dois procedimentos para coleta de sangue em ratos: a punção lateral da veia caudal e a punção da veia peniana dorsal, que oferecem vantagens significativas em relação a outras técnicas descritas anteriormente. Este estudo mostra que esses dois procedimentos permitem uma amostragem rápida (menos de 10 min) e produzem volumes sanguíneos suficientes para a maioria dos ensaios (202 μL ± 67,7 μL). A punção da veia peniana dorsal deve ser feita sob anestesia, enquanto a punção lateral da veia caudal pode ser feita em um animal consciente e contido.
A alternância dessas duas técnicas, portanto, possibilita a coleta de sangue em qualquer situação. Embora seja sempre recomendado que um operador seja assistido durante um procedimento para garantir o bem-estar animal, essas técnicas exigem apenas um único operador, ao contrário da maioria dos métodos de coleta de sangue que exigem dois. Além disso, enquanto esses métodos descritos anteriormente (por exemplo, bastão jugular, coleta de sangue da veia subclávia) requerem treinamento prévio extensivo para evitar danos ou morte do animal, a punção da veia caudal e da veia peniana dorsal raramente é fatal. Por todas essas razões, e de acordo com o contexto (por exemplo, para estudos incluindo ratos machos, durante o período perioperatório ou pós-operatório imediato, para animais com veias caudais finas), ambas as técnicas podem ser usadas alternadamente para permitir repetidas coletas de sangue.

Blood sampling is necessary for most animal studies, both in vivo and in vitro. In rats, as the frequency and amount of blood sampling can be significant, it is helpful to have different alternatives for collection. Various methods have been described in previous studies.
The most commonly used techniques are tail vein puncture and saphenous vein blood draw. Tail vein sampling is suitable for all rat strains. With proper training, the procedure is simple to perform and causes minimal distress to the animal1. Similarly, the saphenous vein blood draw, provided it is done properly, is also a quick and simple collection method. Neither method requires anesthesia, and both allow for repeated draws of small amounts of blood. However, the saphenous vein puncture usually yields a lower blood volume1 and requires the presence of two people to leave one hindlimb exposed for puncture2.
If large amounts of blood need to be collected from a single animal, cardiac puncture or puncture of the vena cava may be used (up to 10 mL of blood can be drawn from a 150 g rat with cardiac puncture2). These techniques require anesthesia and are terminal procedures. The animal must be euthanized after any of these two techniques2. The jugular stick is an alternative that can be used if large amounts of blood need to be collected in a study that has not yet reached its endpoint. However, this technique also requires significant technical skills to avoid harm to the animal; hence, its use should be limited3.
Other techniques, such as the subclavian vein blood draw, do not need the use of anesthetics before blood collection and allow for repeated sampling of small volumes of blood. However, restrained handling and appropriate needle incision are required for this technique. An improper operation may result in animal pain or even mortality, and the training for this method may be fastidious4. 
Other anecdotal procedures include the orbital puncture and the sublingual vein puncture, both of which require an anesthetic, and neither are recommended nor widely used. Though previous studies have shown faster blood collection by orbital puncture than by tail vein puncture, it was found that orbital puncture under diethyl-ether anesthesia was less well tolerated than the latter method (based on the animals' excitation scores and urine production)5. Moreover, this method is highly influenced by the skill of the person who performs the procedure and is mainly performed by experienced veterinarians. Comparably, the sublingual vein puncture is less distressing and is recommended for repeated blood sampling6. However, this technique presents severe adverse effects such as reduced food and water intake, which can lead to the animal's death7. 
This study describes two methods used in our laboratory for repeated blood sampling. Tail vein puncture can be performed on a conscious animal, and the tissue damage and adverse effects are minimal. The modification of this technique in this study includes stabilizing the tail with the index and middle finger, which allows a single operator to perform the blood collection. The dorsal penile vein puncture has already been described for simple intravenous injections. This technique is performed under anesthesia and allows for a reliable blood source in case of difficulties with other methods (e.g., during the immediate postoperative period, with a small animal, when performing perioperative blood draw under anesthesia). Similar to tail vein sampling, the injury at the puncture site will have a minor overall effect on the animal compared to the techniques mentioned above8. The aim of this methods paper is to offer inexperienced researchers simple and reliable blood sampling alternatives according to the context (e.g., for procedures done under anesthesia, for studies including male rats, for animals with thin tail veins).

Autor em destaque: métodos de coleta de sangue dependentes do contexto em ratos 

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

The issue of repeated blood collection methods needs to be addressed since the majority of studies on rats require them. It's important to take into account that a sampling method can be very efficient in a certain context, but become unsuitable for another study. This protocol aims to offer simple and reliable blood sampling alternatives to researchers.Both methods can be done by a single operator and require no extensive prior training, which allows for standardized procedure. When an animal is under anesthesia, the effect of isoflurane can lead to vessel spasm and make the tail vein puncture unsuitable for blood collection. Our protocol offers an alternative in this situation, the penile vein puncture, which presents a better success rate and yields significantly more amounts of blood in less time.

O sucesso foi definido como uma coleta de sangue que produziu pelo menos 100 μL de sangue em menos de 10 min (desde o momento da punção até o final da coleta de sangue), e falha foi definida como uma coleta de sangue que produziu menos de 100 μL de sangue ou levou mais de 10 min para recuperar o volume de sangue necessário. Foi permitido um máximo de 250 μL de sangue por amostra. As análises estatísticas foram realizadas utilizando-se o teste ANOVA one-way para comparações múltiplas e o teste qui-quadrado. O...

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Aqui, apresentamos um protocolo para oferecer alternativas rápidas, fáceis e confiáveis de coleta de sangue para o modelo de rato. Descrevemos três diferentes métodos de coleta de sangue de acordo com o contexto: punção da veia caudal sob anestesia ou em um animal consciente e punção da veia peniana dorsal sob anestesia.

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

A questão dos métodos repetidos de coleta de sangue precisa ser abordada, uma vez que a maioria dos estudos em ratos os exige. É importante levar em conta que um método de amostragem pode ser muito eficiente em um determinado contexto, mas se tornar inadequado para outro estudo. Este protocolo visa oferecer alternativas simples e confiáveis de coleta de sangue aos pesquisadores.Ambos os métodos podem ser feitos por um único operador e não requerem treinamento prévio extensivo, o que permite um procedimento padronizado. Quando um animal está sob anestesia, o efeito do isoflurano pode levar ao espasmo do vaso e tornar a punção da veia caudal inadequada para a coleta de sangue. Nosso protocolo oferece uma alternativa nessa situação, a punção da veia peniana, que apresenta melhor taxa de sucesso e produz significativamente mais quantidades de sangue em menos tempo.

modified-tail-vein-penile-vein-puncture-for-blood-sampling-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

2.6K visualizações.  Massachusetts General Hospital. A questão dos métodos repetidos de coleta de sangue precisa ser abordada, uma vez que a maioria dos estudos em ratos os exige. É importante levar em conta que um método de amostragem pode ser muito eficiente em um determinado contexto, mas se tornar inadequado para outro estudo. Este protocolo visa oferecer alternativas simples e confiáveis de coleta de sangue aos pesquisadores.Ambos os métodos podem ser feitos por um único operador e não requerem treinamento prévio extensivo,...