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요약

여기 우리는 머리와 목 microvascular 재건에 대 한 학습 모듈로 돼지 우량한 상 복 부 동맥 perforator 플랩의 사용에 대 한 프로토콜을 제시.

초록

라이브 모델을 닮은 인간의 수술 조건 훈련 무료 플랩 수확 하 고 문 합 필요 합니다. 훈련 목적을 위한 동물 모델 되었습니다 사용할 수 년 동안 많은 외과 분야에서. (때문에 그들은 쉽게 하는 절차에 대 한 처리) 여성 사용 요크 셔는 깊은 열 등 한 상 복 부 동맥 perforator 또는 우량한 상 복 부 동맥 perforator 플랩 수확 하 여 머리와 목 재건에 대 한 돼지. 문 합 사이트 (목 피부 결함 또는 tracheal 벽 결함) 일반적인 경 동맥과는 3.5 × 확대 배율 사용 되었다 문 합에 대 한 우리가 사용 하는 실제 생활에서 인간의 경우에 내부 경 정 맥의 절 개를 통해 준비 되었다. 이 절차는 신뢰할 수 있는 학습 모델을 사용 하 여 새로운 훈련 방법 보여 줍니다 고 라이브 시나리오에서 자세한 해부학을 제공 한다. 우리는 수확 하 고는, 혈관 문 합 하 고 결함 사이트에 맞게 플랩 디자인 허 혈 시간에 집중 했다. 이 모델 조직 처리 향상과 적절 한 악기의 사용으로 수 수 반복 여러 번 외과 의사는 인 간에 수술을 시작 하기 전에 완벽 하 게 확신.

서문

재건 수술 머리와 목 악성 질병에 대 한 중요 한 병 적 상태와 관련 된 어려운 절차 이다. Microvascular 무료 플랩 재건 20 년1,2,3에 대 한 재구성에 접근 하는 표준 방식으로 잘 설립 되었습니다. 무료 플랩 전송 큰 환자 인 암 환자에서와 그로 인하여 이전 기술 넘어 질병의 외과 절단의 경계를 밀고 하는 포스트 외상 성 부상에 머리와 목 관리 개선에 중요 한 역할 재생 삶의 질과 더 긴 생존 요금1,2,3. 재건에 대 한 다양 한 플랩 회전, 이식와 플랩 무료 있습니다.

머리와 목 재건에 있는 무료 날개의 역할을 확장 했다. 그것은 작업 하기 가장 어려운 플랩 유능 하 고 섬세 한 처리를 요구입니다. 플랩 실패는 상당한 사망률4,5치명적인 이벤트입니다. 따라서, 상당한 훈련 시간 성공적인 수술 결과3,,45,6,7,8, 필요한 정밀도 개발 하는 데 필요한 9. 같은 수술과 관련 된 가파른 학습 곡선 수 있습니다 환자에 대 한 결과 영향 및 치료 관리3,,45,6,7에 영향을 8,9. 교육 시간 및 새로운 외과 대 한 학습 곡선, 교육 모델을 줄이기 위해 필요한 인간의 생물학 모방을 제공 유사한 수술 필드 조건8.

이 연구의 목적은 활성 방식에서 향상 된 기술 가진 인간 케이스를 닮은 머리와 목 microvascular 재건에 대 한 좋은 교육 모듈로 Porcine의 표시를 보여주는 것입니다.

이 연구 조사는 돼지 모델의 사용 머리와 목 microvascular 재건에 무료 플랩 전송 비용 효율적인 제공 하 고 스트레스 덜 훈련 새로운 동료와 함께 임상 필드 훈련에 안정적으로 보완에 대 한 비슷한 무료 플랩 절차에 대 한 기능입니다. 많은 연구와 다양 한 외과 개조, 예를 들어, 유 방 재건;에 대 한 모델을 교육으로 돼지 사용 되었습니다. 그러나 5 , 돼지 결코 tracheal 협10인해 tracheal 재건에 대 한 우리의 연구를 제외 하 고 머리와 목 재건을 위해 사용 되었습니다.

아이디어는 프레드릭 Bodin7, 누가 유 방 재건에 대 한 비슷한 플랩 설명 후 시작 되었다. Microvascular 훈련의 다른 모듈에 연구를 위한 주요 이점은 활성 livening 모듈과 프로시저의 진짜 즉각적인 결과 이다.

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프로토콜

이 가이드는 학문과 연 세 대학의과 대학, 평가 및 실험 동물 관리 인증 협회에 의해 신임 된 실험실 동물 자원, 연세대 학교 생물 의학 연구소의 부에 의해 승인 국제입니다. 이 연구 관리 및 실험 동물 사용의 연구소의 실험실 동물 자원 위원회에 대 한 지침을 따 랐 다 생명 과학 국가 연구 위원회에. 모든 돼지는 1 주일 전에 작업에 대 한 acclimated 했다.

1입니다. 준비

  1. 물에 무료 일반 마 취 전에 12 h 이상에 대 한 음식 없이 돼지를 유지.
    참고: 6 여성 요크 셔 돼지 25-30 k g 사용 되었다.
  2. 마 취 시작 귀 아래와 뒤 피하 주사 alfaxan (1 mg/kg), xylazine (2 mg/kg), 및 azaperone (2 mg/kg)을 1 cm 길이의 16 게이지 바늘을 사용 합니다.
  3. 목의 앞쪽 중간 및 외과 머리 제거 면도기를 사용 하 여 돼지의 복 벽을 면도.
  4. 22 G 바늘으로 중앙 또는 한계 귀는 auricle의 후부 측면에서 정 맥을 통해 정 맥 (IV) 루트를 확보. IV 라인을 통해 Ketorolac (1 mg/kg)를 주사.
  5. 다음에 아트로핀 (0.04 mg/kg) 1.2에 설명 된 대로 피하 주사. 1.2에 설명 된 대로 피하 주사 cefazolin (30 mg/kg).
  6. 수술 실 테이블 위에 부정사 자리에 누워 돼지를 넣어.
  7. 숨 2 L 돼지 허용 isoflurane 돼지 마 취를 통해 5% 산소의 자발적으로 마스크.
  8. 입을 통해 성 대는 후 두 경을 사용 하 여 노출 하 고 삽 관 법 유도 laryngospasm를 방지 하기 위해 2 %Lidocaine 국 소 솔루션의 두 가지 퍼프 스프레이.
  9. 6.5 m m 튜브 intubate, 그것에 연결 된 바늘 없는 주사기를 사용 하 여 공기의 3-5 mL와 함께 튜브 팔목을 팽창.
    참고: capnometry는 tracheal 튜브, 부분 마 취 기계, 적절 한 위치에 있다 하 고 적절 한 산소의 표시에는 CO2 는 컴퓨터를 다시 수행 합니다.
  10. 2 %isoflurane 삽 관 법 후 마 취를 유지 합니다.
  11. 돼지의 눈에 수 의사 연 고를 사용 하 고 눈 커버 패치 닫습니다.

2. 절차: 접수 사이트

  1. 목과 요오드 기반 스크럽 솔루션 1%로 복 벽을 소독.
  2. 흉 골까지 23 블레이드를 사용 하 여 앞쪽 목에 세로 중간 절 개를 시작 합니다.
  3. 띠 근육 해 부 고 옆으로 켈리 조직 시저와 Lahey 견인을 사용 하 여 그것을 철회.
  4. 첫 번째 링에서 기관 흉부 입구에 노출.
  5. 그런 다음, 일반적인 경 동맥에 문 합에 대 한 내부 경 정 맥 노출 합니다.
  6. 두 번째 또는 세 번째 tracheal 연골, 블레이드 번호 11를 사용 하 여 너비에서 ~ 1 cm에서에서 창을 만듭니다.
  7. 만든 tracheal 결함 통해 endotracheal 튜브 모양과 튜브를 통해 통 기 통풍은 계속 확인 누출 없이 인공 호흡기를 사용 하 여.

3. 절차: 플랩 사이트

참고: 우량한 상 복 부 동맥 perforator (SEAP) 플랩 수확 수 있습니다 수행, 프레드릭 Bodin7에서 설명 하는 방법.

  1. 수술 마커 펜 (그림 1A)에 의해 복 부 상단에 플랩 디자인.
  2. 타원형 피부 절 개를 4 x 3 cm 그려진된 플랩 (그림 1B)의 중간 측에 복 부 벽의 앞쪽 덮개를 23 번 메스를 사용 하 여 만듭니다.
  3. (껍질)에서 곧바로 복직 근육 플랩 덮개는 allis 여 근을 잡고 피부 플랩 하려고 손 찾고 상승 합니다.
  4. 근육 해 부를 수행 하 고 우수한 상 복 부 혈관 (그림 1B)에 손 따라
  5. 지금 23 메스 (그림 1C)을 사용 하 여 디자인된 플랩 (그림 1A)에 가로 피부 절 개를 수행
  6. 우량한 상 복 부 혈관 및 대 comitantes 는 hemostat로 위에 죄 십시오 사용 하 켈리 조직 위는 hemostat 아래 고 3-0 봉합으로는 hemostat 위에 그릇을 위하여. 다음는 hemostat 이륙.

4. 문 합 및 폐쇄

  1. 수술 확대에 넣어.
  2. 1-2 cm 거리 그들 사이 2 개의 hemostats를 사용 하 여 경 동맥 클램프.
  3. 경 동맥 사이 잘라내어 이중 봉합 하 여 우수한 부분을 묶어 사용 마이크로-가 위 없이 돌아다니며 보험.
  4. 경 동맥 및 플랩 동맥 사이의 프레임 없이 더블 클램프를 사용 합니다.
  5. 10-0 봉합 간단한 해석 전체 두께 사용 하 여 문 합을 시작 합니다.
  6. 장소는 처음 두 개의 숙박 봉합 약 120도 그릇의 둘레에 다음 장소 2-3 바늘 사이 떨어져
  7. 클램프를 놓습니다. 만약에 있으면 혈액 돌아다니며 보여 라 사이트에서 비슷한 봉합 할.
  8. 대 comitantes에서 정 맥 역류를 찾습니다.
  9. 문 합 내부 경 정 맥 및 대 comitantes (그림 1D) 4.1-4.7 단계에 설명 된 대로 수행 합니다.
  10. 주사기 바늘 크기 18를 사용 하 여 혈액 방울을 보고 플랩 생존 능력을 보장 하기 위해 피부를 찌 르 기.
  11. Tracheal 창과 SEAP의 근육 근 막 과 그것을 3-0 봉합 사를 사용 하 여 흔들고 봉합을 닫습니다.
  12. Exteriorize 고 봉합 중간 자 궁 경부 피부 절 개 (그림 2A) 하는 SEAP의 피부 노.
  13. 복 부 피부 절 개 (그림 2B)를 닫습니다.

5. 수술 치료

  1. 경향이 위치에 다시 돼지를 얻을.
  2. isoflurane 중지 하 고 호흡기에서 돼지를 유아.
  3. 돼지 동물 케이지에서 복구 절차에서 부드러운 복구를 보장 하기 위해 밀접 하 게 모니터링을 허용 합니다.
  4. (그림 2C) 치유 후 재건 사이트에서 플랩 찾습니다.
  5. (그림 2D) 치유 후 동물에서 기증자 사이트에서 보세요.
  6. 전체 복구까지 150 mL/h의 속도에서 벨의 젖 산을 시작 하 고 0.3 mg buprenorphine 진통에 대 한 관리.
  7. Extubation, 다음 모니터링 돼지 밀접 하 게 위치 하 고 호흡을 유지 하기 위해 충분 한 의식 회복 하 고 마실 수 때까지 자발적으로.
  8. 아니 운영된 동물에서 분리 된 장소에서 수술 후 돼지를 유지.
  9. 1 주 동안 근육 amoxicillin-clavulanate (14 mg/kg)를 시작 합니다.
  10. 1 주 동안 근육 Meloxicam (0.2 mg/kg)를 시작 합니다.

6입니다. 안락사

  1. I.v. (5-10 mL) 통해 propofol 주입 하 여 돼지에 대 한 마 취를 시작 하 고 5 %isoflurane 그것을 유지.
  2. (1.1, 1.2, 1.6-1.10) 단계에 설명 된 대로 돼지를 넣어야.
  3. 40 mmol KCl의 정 맥 주입 하 여 심장 마비를 유도.

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결과

우리는 6 돼지에 절차를 수행: 두 돼지, 두 돼지, 및 두 돼지에 혈관 문 합 장치 테스트 무료 플랩 tracheal 재건에 자 궁 경부 피부 결함 재건. 돼지는 3 개월 동안 감시 되었다 그리고 신경학 상 적자의 임상 흔적이 있었습니다.

허 혈에 대 한 평균 시간 (범위, 35-80 분); 50 분 했다 시간 감소 절차 반복 했다. 6 돼지의 평균 수확 시간 ...

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토론

중요 한 병 적 상태 및 결함 머리에서 발생 하 고 암 환자 수술 관리 동안 목 수 있습니다. Microvascular 무료 조직 전송 대부분의 경우에는 재건을 위한 필수 되고있다. 플랩의 생존 마, 작은 꽃 자루, 촉각 감각, visuospatial 능력, 그리고 외과 의사8에서 우수한 요원 흐름의 처리 정확한 요구는 중요 한 문제 이다. 이러한 기술을 개발, 하나는 광범위 한 연습 훈련 모델3

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공개

저자는 공개 없다.

감사의 말

이 작품은와 기본 과학 연구 프로그램을 통해 국가 연구 재단의 한국 (NRF) 사역의 과학, ICT와 미래 계획 (2015R1C1A1A01051907)에 의해 지원. 이 작품 또한 기본 과학 연구 프로그램을 통해 국가 연구 재단의 한국 (NRF) 과학의 부, 정보 통신 및 미래 계획 (NRF-2016M3A9E9941746)에 의해 자금에 의해 지원 되었다.

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자료

NameCompanyCatalog NumberComments
Pigs XP Bio, Seoul, South Korea
Surgical Hair Removal shaver3M
22 gage catheterB.BRAUN
syring with needle size 18Jung Rim Medical
Intramuscular alfaxanCareside10ml/VAL
IntramuscularxylazineBayer
Intramuscular azaperoneSigma-aldrich34223
Intramuscular atropineDaewon0.5mg/A
Intramuscular cefazolinYuhan1g
intravenous KetorolacHana Pharm30mg
Swine ansthesia maskDRE1392
endotracheal cuff tube 6.5 mmSMITH medical100/150/065
ansthesia MachineDrägerPRIMUS IE
2% lidocaine topical solutionTaejoon
vet ointmentPfizerterramycin figure-materials-1192
eye cover patchInnomedS-universal010S
betadine solution 1%.Korea Pharma
gauze 4*4First Medical22*30CM 320S
blade No. 23Paragon23
lahey retractorV.MuellerSU3960
kelly tissue scissorsSOLCO05-1990
blade No. 11Paragon11
surgical marking penAspen SurgicalRegular #2750
allisV.MuellerSU4055
tie sutureCovideinnon-needle
3.5× surgical loupezeisseyemag smart
double clamp without frameV.MuellerCH7155
microscissorsAESCULAPFD038R
Ringer's lactateDaehan500ml/1bag
amoxicillin–clavulanateIlsung0.6g/V
MeloxicamSamil7.5mg
propofolDong Kook120mg/V
intravenous KCl solutionDaehan20ml/50P
mosquito curvedSOLCO013-0111
mosquito straightSOLCO05-1050
ethilone 10-0 sutureethicone10/0W1756
Vicryl 3-0.ethicone3/0W9890
buprenorphineHanlim0.3mg

참고문헌

  1. Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review. Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).
  2. Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review. Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).
  3. Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps. British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).
  4. Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training. The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).
  5. Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. Porcine model for free-flap breast reconstruction training. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).
  6. Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).
  7. Carey, J. N., et al. Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers. Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).
  8. Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).
  9. Matsumura, N. A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card. Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).
  10. Kim, W. S., et al. Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application. Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).

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