혈관 수갑을 이용한 마우스 이종 자궁 경부 심장 이식

요약

마우스 심장 이식 모델은 이식 면역학을 연구하기 위한 귀중한 연구 도구입니다. 본 프로토콜은 층류 혈류를 허용하기 위해 수혜자의 총 경동맥 및 기증자의 폐동맥 트렁크에 커프를 배치하는 것을 포함하는 마우스 이종 자궁 경부 심장 이식을 자세히 설명합니다.

초록

심장 이식의 뮤린 모델은 허혈-재관류 손상, 이식 후 선천성 및 적응성 면역 반응, 이식 거부에 대한 면역 조절 요법의 영향을 연구하는 데 자주 사용됩니다. 마우스의 이종 자궁 경부 심장 이식은 봉합 된 문합을 사용하여 1991 년에 처음 기술되었으며 이후 커프 기술을 포함하도록 수정되었습니다. 이 수정을 통해 성공률이 향상되었으며 그 이후로 추가 기술 개선을 제안한 여러 보고서가 있었습니다. 그러나, 이식편 문합과 관련된 기술적 어려움으로 인해 보다 광범위한 활용으로의 번역은 여전히 제한적이며, 이는 이식편에 손상을 초래할 수 있는 혈관 문합 비틀림 또는 과도한 장력을 피하기 위해 커프의 적절한 길이와 구경을 달성하기 위해 정밀도가 필요합니다. 본 프로토콜은 혈류의 방향과 정렬하여 수용자의 총 경동맥 및 공여자의 폐동맥 상에 커프를 배치하는 것을 포함하는 마우스에서 이종성 자궁 경부 심장 이식을 수행하기 위한 변형된 기술을 기술한다.

서문

Abbott et al.¹⁹⁶⁴ 년에 쥐에서 이종 복부 심장 이식에 대한 최초의 설명을 발표했습니다. 이러한 수술 기술은 1969 년 Ono et al.에 의해 개선되고 단순화되었습니다². Corry et al. 1973 년에 마우스에서 이종 복부 심장 이식 방법을 처음 기술했다. 이전에보고 된 쥐 모델과 유사하게, 이것은 기증자의 폐동맥의 종단 간 문합에 의한 혈관 재생과 수혜자의 하대 정맥 및 복부 대동맥으로 각각 상행 대동맥에 의한 혈관 재생과 함께 숙주의 복부에 생착하는 것을 포함했다³. 쥐에서의 이종 자궁 경부 심장 이식은 1971 년 Heron에 의해 16 G (1.6 mm 외경) 정맥 내 카테터⁴로 제조 된 테프론 커프를 사용하여 기술되었다. Chen⁵ 와 Matsuura et ^al.6 은 나중에 1991 년 마우스에서 이종 자궁 경부 심장 이식을보고했으며, 그 기술은 주로 재 문합 방법에서 달랐습니다. Chen의 접근법은 기증자의 상행 대동맥을 수혜자의 경동맥으로, 기증자의 폐동맥을 수혜자의 외부 경정맥으로 봉합하는 것을 포함했습니다⁵. 이러한 미세 수술 봉합 문합에 필요한 고급 기술로 인해 높은 성공률을 달성하기 위해서는 상당한 시간과 경험이 필요했습니다. Matsuura et al.은 Heron이 사용한 것과 유사한 비 봉합사 커프 기술을 사용하는 방법을 설명했는데, 이는 커프의 추가 광속 배치를 사용하여 종단 간 문합을 포함했습니다. 그는 22G(외경 0.8mm)과 24G(외경 0.67mm) 정맥 카테터로 테프론 커프스를 만들어 수혜자의 외부 경정맥과 총경동맥 위에 각각 배치^{했습니다6.} 그런 다음이 커프를 기증자의 폐동맥과 대동맥 내부에 배치하고 연결 주위에 봉합사 합자를 묶어 고정했습니다. 이 접근 방식은 성공률 향상으로 이어졌습니다. 가장 중요한 것은 두 자궁 경부 문합을 완료하는 데 필요한 시간이 단축되어 이식편의 온열 허혈 시간이 복부 봉합 방법을 사용하는 시간의 1/3 미만으로 단축되었다는 것입니다. 또한, 커프가 혈관의 외부 표면 주위에 배치되기 때문에 혈관 내강에 이물질이 노출되지 않아 수술 후 혈전증의 가능성을 크게 줄입니다⁷. 한편, 커프 기술의 활용은 봉합을 요구하지 않고 문합 부위의 혈관 주변을지지하여 혈관 재생 후 출혈의 위험을 줄입니다⁶.

이 기술의 수많은 개정이 제안되었습니다. 짧은 길이의 마우스 총 경동맥 (약 5mm)을 수용하기 위해 Tomita et ^al.8은 봉합사를 생략하고 대신 미세한 집게로 커프를 통해 동맥을 직접 당기면서 더 작은 동맥 커프 (외경 0.6mm)로이 기술을 수정했습니다. Wang et al. 기증자의 오른쪽 폐동맥과 수혜자의 오른쪽 총 경동맥에 각각 22G 및 24G 커프를 배치하여이 접근법을 더욱 단순화했습니다⁹. 다양한 보고서에서는 특수 커프, 미세 수술 클램프, 혈관 확장기 및 심근 마비^10,11,12의 사용을 포함하여 이러한 접근 방식에 대한 수정 사항을 설명했습니다. 특히, 이러한 모든 방법은 혈액이 수혜자 총 경동맥에서 기증자 대동맥, 관상 동맥, 관상 동맥으로 흐른 다음 우심방으로 비워지고 폐동맥에서 수혜자 외부 경정맥으로 빠져 나가는 심장을 통한 혈액의 역행 순환을 포함합니다.

복부의 생착과 비교하여 자궁 경부 심장 이식은 여러 가지 이점을 제공합니다. 앞서 언급했듯이 자궁 경부 노출은 더 빠른 혈관 재생과 더 짧은 따뜻한 허혈 시간을 허용합니다⁶. 자궁 경부 방법은 또한 덜 침습적이며 개복술을 피하기 때문에 수술 후 회복 시간이 짧아집니다⁶. 중요한 것은 종단 간 문합 대신 커프가있는 종단 간 문합을 수행 할 수있어 문합 출혈과 같은 합병증의 위험을 줄입니다. 복부 접근법은 또한 복부 대동맥 또는 하대 정맥에서 혈전 합병증이 발생할 위험이 증가하여 척수 허혈 및 뒷다리 마비를 유발합니다. 이식의 표면 자궁 경부 위치는 촉진, 심전도 및 침습적 또는 비 침습적 영상에 의한 이식 생존력 평가에 쉽게 접근 할 수있게합니다. 자궁 경부 이식편은 재관류 후 자발적인 심장 활동을 재개하지만 수혜자의 수축기 및 이완기 매개 변수에는 큰 영향을 미치지 않습니다. 이 모델은 허혈 재관류 손상 및 이식 거부와 같은 이식 후 세포 반응을 연구하는 데 귀중한 통찰력을 제공합니다. 또한 이 모델은 생체 내 이광자 현미경 또는 양전자 방출 단층 촬영(PET) 이미징과 같은 이식 후 이미징을 허용하는 이상적인 접근 방식을 제공합니다. 이를 위해 우리 연구실은 이전에 허혈 재관류 손상 중 및 죽상 경화성 플라크 내에서 백혈구 밀매를 시각화하기 위해 이종 자궁 경부 이식 후 쥐 심장 박동 및 대동맥 궁 이식편을 포함하여 마우스의 움직이는 조직과 장기를 이미지화하는 방법을보고했습니다 13,14,15 . 또한, 그의 표면 위치 및 노출의 용이성 때문에, 이 모델은 심장 재이식에 적합하다¹⁶.

이 보고서는 혈류가 시작되는 혈관에 혈관 커프의 외부 배치와 함께 층류 혈류를 허용하는 기술을 설명합니다. 이것은 한 혈관에서 다음 혈관으로의 혈류의 원활한 전환을 허용하여 원위 혈관 가장자리가 혈관 내강으로 노출되는 것을 방지합니다. 또한이 기술은 기증자 폐동맥이 수혜자에게 혈류를 충분히 되돌릴 수 있도록 이전에 사용 된 20G 커프 대신 더 큰 22G 커프를 사용합니다.

프로토콜

모든 동물 취급 절차는 NIH 실험실 동물 관리 및 사용 지침에 따라 수행되었으며 워싱턴 대학교 의과 대학의 동물 연구위원회의 승인을 받았습니다. C57BL/6(B6) 및 BALB/c 마우스(체중 20-25g)의 심장을 성별이 일치하는 B6 수혜자(6-8주령)에 이식했습니다. 마우스는 상업적 출처로부터 수득하였다( 재료 표 참조). 허혈 재관류 손상과 관련된 세포 반응을 평가하기 위해 동종 이식을 수행하고, 이식 내성 및 거부와 관련된 면역 메커니즘을 조사하기 위해 동종 이식을 수행했습니다. B6 리소자임 M-녹색 형광 단백질(LysM-GFP) 리포터 마우스¹⁷은 원래 캘리포니아 라호야에 있는 라호야 알레르기 및 면역학 연구소의 클라우스 레이(Klaus Ley)에서 얻은 후 당사 시설에서 사육되었으며, 심장 이식편으로의 호중구 침윤을 시각화하기 위한 선택된 실험의 수혜자로 사용되었습니다. 생존 수술은 무균 절차를 사용하여 수행되었습니다.

1. 기증자 절차

1. 케타민 (80-100 mg / kg)과 자일 라진 (8-10 mg / kg) ( 재료 표 참조)을 기증자 마우스에 복강 내 주사하여 마우스를 마취시킵니다. 발가락과 꼬리 꼬집음으로 마취 수술 평면을 확인하십시오.
2. 전기 면도기를 사용하여 가슴과 복부에서 머리카락을 면도하여 수술 부위를 준비하십시오.
3. 100 단위의 헤파린 ( 재료 표 참조)을 음경 정맥 (남성) 또는 외부 경정맥 (남성 또는 여성)에 정맥 주사하십시오.
4. 앞다리가 머리 위로 향하는 앙와위 자세로 마우스를 놓습니다. 수술 용 테이프로 앞다리와 뒷다리를 고정하고 0.75 % 요오드와 70 % 에탄올을 번갈아 가며 피부를 소독하십시오.
5. 배꼽에서 흉골 각도 (3-4cm)까지 절개, 중앙 개복술을 수행 한 다음 각 늑골 가장자리 (양측 2cm)를 따라 양측 개흉술을 시행합니다. 종격동의 완전한 노출을 위해 목 위로 전방 흉벽을 접습니다.
6. 흉선을 절제하고 흉부 내 하대 정맥을 노출시킵니다.
7. 복부 대동맥의 너비를 가로 질러 횡단하여 방혈합니다.
8. 역행 관류의 경우, 앞서 설명한 대로 바늘이 이식편을 향해 우월하게 향하도록 하여^1.5mL의 4°C 식염수를 흉부 하대정맥에 주입합니다.
9. 8-0을 사용하여 상대 정맥을 결찰하십시오. 실크 봉합사와 원위부로 나뉩니다.
10. 하대 정맥을 통해 1.5mL의 4 ° C 식염수를 추가로 주입하여 역행 관류를 반복합니다.
11. 8-0을 사용하여 하대 정맥을 라이게이션 실크 봉합사와 원위부로 나뉩니다.
12. 이식 적출을 위해 대동맥궁과 폐동맥 줄기를 해부하고 둘 다 원위로 횡단합니다. 6-0 실크 봉합사를 사용하여 심장의 뒤쪽 표면에있는 폐정맥을 결찰하고 원위로 나눕니다.
13. 흉강에서 기증자 심장을 제거하여 이식 준비를 수행하십시오. 절제된 심장을 4°C 헤파린화된 식염수로 채워진 플라스틱 용기에 1-2분 동안 넣습니다. 커프 배치를 위해 얼음으로 채워진 멸균 플라스틱 플라스크에 이식편을 옮깁니다(그림 1A).
    알림: 심장 이식편은 기증자 폐동맥 커프를 배치하기 위해 약 5분 동안 플라스크에 남아 있어야 합니다.
14. 기증자 커프를 위해 폐동맥 위에 1mm 길이의 20G 혈관 카테터 (재료 표 참조) 커프를 놓습니다. 가는 집게를 사용하여 동맥 가장자리를 커프 위로 부드럽게 접습니다. 앞서 설명한 대로 10-0 나일론 타이를 사용하여 접힌 용기를 커프에 고정합니다(그림 ^18B, C).
15. 기증자 심장을 헤파린 화 된 식염수 또는 4 ° C의 다른 보존 용액에 보관하십시오.
    참고 : 일부는 장기간 허혈성 보존을 위해 특정 보존 솔루션 (예 : 위스콘신 대학 솔루션)을 선호 할 수 있지만 비용이 많이 들 수 있습니다¹⁹. 식염수는 단기간의 허혈 (<1 h) ²⁰에 적합한 대안 일 수 있습니다. 궁극적으로, 보존 용액의 선택은 실험 설계(²¹)에 의존한다.

2. 수령 절차

1. 케타민 (80-100 mg / kg)과 자일 라진 (8-10 mg / kg)을 마취를 위해 수용자 마우스에 복강 주사합니다. 진통제를 위해 서방성 부 프레 노르 핀 (0.5-1.0 mg / kg)을 피하 주사하십시오. 발가락과 꼬리 꼬집음으로 마취 수술 평면을 확인하십시오.
2. 전기 면도기를 사용하여 자궁 경부에서 머리카락을 면도하여 수술 부위를 준비하십시오. 각막 건조를 방지하기 위해 멸균되고 약용되지 않은 안과 연고를 눈에 바르십시오.
3. 앞다리가 몸에 인접하고 머리가 약간 왼쪽으로 향하는 앙와위 자세로 동물을 놓습니다. 수술 용 테이프로 앞다리와 뒷다리를 고정하십시오. 0.75 % 요오드와 70 % 에탄올을 번갈아 가며 피부를 소독하십시오.
4. 하악골에서 흉골까지 정중선 자궁 경부 절개를하십시오.
5. 오른쪽 흉쇄 유돌근을 횡단시킵니다. 턱밑샘의 우엽을 절제하여 이식 이식을위한 공간을 만듭니다.
6. 6-0 실크 봉합사를 사용하여 근위 외부 경정맥 위에 슬립 매듭을 묶습니다. 원위 외부 경정맥과 인접한 가지를 8-0을 사용하여 결찰 실크 봉합사. 외부 경정맥의 전벽을 가로 질러 가로 절개를하십시오.
7. 근위 외부 경정맥의 가장자리와 밑에있는 조직을 통해 10-0 나일론 봉합사를 배치하여 커프 삽입 중에 정맥을 고정합니다 (그림 1D).
8. 8-0을 사용하여 원위 오른쪽 총 경동맥을 결찰하십시오. 경동맥 분기점보다 열등한 실크 봉합사. 6-0 실크 봉합사를 사용하여 근위 총 경동맥 위에 슬립 매듭을 묶습니다. 봉합사 사이의 말단으로 동맥을 횡단시킵니다.
9. 기증자 커프와 유사하게 0.6mm 길이의 24G 혈관 카테터 커프를 수혜자의 오른쪽 총 경동맥 위에 놓습니다. 가는 집게를 사용하여 동맥 가장자리를 커프 위로 부드럽게 접습니다. 10-0 나일론 넥타이를 사용하여 접힌 용기를 커프에 고정합니다.
10. 기증자 심장을 오른쪽 자궁 경부보다 우위에 놓습니다.
11. 이식하는 동안 몇 분마다 심장 이식편에 차가운 식염수를 떨어 뜨립니다.
12. 10-0 나일론 봉합사를 기증자 대동맥의 가장자리와 밑에있는 조직의 표면 물기를 통해 이식편을 제자리에 고정합니다 (그림 1E).
13. 기증자 대동맥을 0.5 mL의 0.9 % 헤파린 화 식염수로 씻어냅니다.
14. 수혜자의 총 경동맥 커프를 기증자 대동맥에 삽입하십시오. 8-0으로 문합 확보 실크 넥타이 (그림 1F). 대동맥 앵커 봉합사를 제거하십시오.
15. 0.9% 헤파린화된 식염수 0.5mL로 수혜자의 외부 경정맥을 플러싱하여 외부 경정맥을 탈기합니다.
16. 기증자 폐동맥 커프를 수혜자의 외부 경정맥에 삽입하여 폐동맥 문합을 수행하고 8-0으로 고정합니다. 실크 넥타이 (그림 1G). 외부 경정맥 앵커 봉합사를 제거하고 외부 경정맥의 나머지 후벽을 횡단하여 기본 조직에서 이식편을 제거합니다. 접목이 문합의 꼬임이나 비틀림 없이 적절하게 방향이 지정되었는지 확인하십시오.
17. 수혜자의 외부 경정맥에 있는 슬립매듭을 풀고 총경동맥을 풀어 심장 이식편 재관류를 시작합니다(그림 1H).
18. 중단 된 6-0 나일론 봉합사를 사용하여 자궁 경부 피부 절개를 닫습니다.

3. 수술 후 관리

1. 수술 직후 수혜자를 따뜻한 회복실에 넣고 마취에서 완전히 회복될 때까지(약 1시간) 면밀히 모니터링합니다.
2. 수술 후 최소 6 시간 동안 동물을 면밀히 관찰하십시오 (8-72 시간마다) 무기력, 떨림, 급속 호흡 또는 식욕 부진과 같은 비정상적인 행동의 징후가 있는지 확인하십시오.
3. 통증 조절을 위해 진통제를 위해 8-12 시간마다 카프로 펜 (5 mg / kg)을 피하 주사하고 수술 종료 후 24-48 시간 동안 8-12 시간마다 피하 부 프레 노르 핀 (0.05 mg / kg)을 주사하십시오.

4. 심장 이식편에서 백혈구 밀매의 생체 내 이광자 영상

1. 케타민(80-100mg/kg)과 자일라진(8-10mg/kg)을 B6 LysM-GFP 수용자 마우스¹⁷ 2시간 후에 복강내 주사하여 마취를 위한 이식편 재관류 후 2시간 후에 주사합니다.
2. 앞서 설명한 바와 같이 20G 혈관 카테터를 사용하여 구강 기관 삽관을 수행하십시오¹⁸.
3. 마우스 기계식 인공 호흡기에서 혈관 카테터를 튜브에 연결하고 분당 120회 호흡의 속도와 0.5mL¹⁸의 일회 호흡량으로 실내 공기로 환기시킵니다.
4. ^{앞서 설명한} 대로 12μL의 655nm 비표적 양자점(재료 표 참조)을 50μL의 PBS에 현탁하여 정맥내로 주입합니다.
5. 목 절개 부위를 다시 열어 심장 이식편을 노출시킵니다. 마우스를 안정화 챔버에 놓습니다.
6. 조직 접착제의 얇은 링( 재료 표 참조)을 사용하여 좌심실의 자유 벽 부분을 고정하고 상부 챔버 플레이트에 부착된 유리 커버슬립에 적용합니다.
7. 챔버를 이광자 현미경 대물렌즈 아래에 두어 앞서 설명한 대로 이미지와 비디오를 획득합니다(^{도 13}).

결과

이 마우스 자궁 경부 이종 심장 이식 모델은 우리 실험실에서 1,000 건 이상의 이식을 수행하는 데 활용되었으며 생존율은 약 97 %입니다. 성공률은 마우스 ^10,11,20에서 다른 자궁 경부 이종 심장 이식 기술을 사용한 이전 보고서보다 약간 높습니다. 이것은 잠재적으로 수혜자에게 혈류가 충분히 회복되도록 기증자 폐동맥에 배치?...

토론

이 기술을 활용하여 마우스 이종 자궁 경부 심장 이식은 숙련 된 미세 외과 의사가 40 분 이내에, 초급 미세 외과 의사가 약 60 분 안에 수행 할 수 있습니다. 자궁 경부 심장 이식은 수많은 동물 모델에서 연구되었지만, 마우스 모델은 여러 잘 정의 된 유전 균주, 유전 적 변형 능력 및 단일 클론 항체²⁴를 포함한 수많은 시약의 가용성으로 인해 황금 표준으로 남아 있습니다. 여기에...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
6-0 braided silk ties	Henry Schein Inc	7718729
0.75% Providone iosine scrub	Priority Care Inc	NDC 57319-327-0
10-0 nylon suture	Surgical Specialties Corporation	AK-0106
655-nm nontargeted Q-dots	Invitrogen	Q21021MP
70% Ethanol	Pharmco Products Inc	111000140
8-0 braided silk ties	Henry Schein Inc	1005597
Adson forceps	Fine Science Tools Inc	91127-12
BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks)	Jackson Laboratories
Bipolar coagulator	Valleylab Inc	SurgII-20, E6008/E6008B
Carprofen (Rimadyl) injection	Transpharm	35844
Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet	Transpharm	38995/37919
Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software	A&B Software
Dumont no. 5 forceps	Fine Science Tools Inc	11251-20
Fine vannas style spring scissors	Fine Science Tools Inc	15000-03
GraphPad Prism 5.0	Sun Microsystems Inc.
Halsey needle holder	Fine Science Tools Inc	91201-13
Halsted-Mosquito clamp curved tip	Fine Science Tools Inc	91309-12
Harvard Apparatus mouse ventilator model 687	Harvard Apparatus	MA1 55-0001
Heparin solution (100 U/mL)	Abraxis Pharmaceutical Products	504031
Imaris	Bitplane
Ketamine (50 mg/kg)	Wyeth	206205-01
Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification	Leica Microsystems
Moria extra fine spring scissors	Fine Science Tools Inc	15396-00
Ohio isoflurane vaporizer	Parkland Scientific	V3000i
Qdots	ThermoFisher	1604036
S&T SuperGrip Forceps angled tip	Fine Science Tools Inc	00649-11
S&T SuperGrip Forceps straight tip	Fine Science Tools Inc	00632-11
Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride	Hospira Inc	NDC 0409-4888-20
Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators)	Puritan Medical Company LLC	823-WC
Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter	Terumo Medical Corporation	SR-OX2032CA
Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter	Terumo Medical Corporation	R-OX2419CA
ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity)	Thermocare Inc
VetBond	Santa Cruz Biotechnology SC361931	NC0846393
Xylazine (10 mg/kg)	Lloyd Laboratories	139-236