이 작품은 국립 과학 재단 (CBET 0,846,453)에 의해 부분적으로 지원되었다.

1. 표준 SU - 8 석판술 1을 (이 동영상에 표시되지 않습니다)를 사용하여 실리콘 마스터의 제작. <ol><li> microfluidic 네트워크 및 chemotaxis 챔버를 포함하는 PDMS 금형을 fabricating위한 SU - 8 &quot;마스터&quot;(SU - 8 2025, MicroChem, 뉴턴, MA)를 만드는 표준 SU - 8 석판술 방법을 사용하십시오. 이러한 마스터 금형은 모든 microfabrication 시설 (; 예를 들어, 스탠포드 Microfluidics 주조에서 가공 수 있습니다 <a href="http://thebigone.stanford.edu/foundry/">http://thebigone.stanford.edu/foundry/</a> ). </li><li> 이전 PDMS의 복제, 마스터에서 PDMS의 쉬운 버전을 촉진하기 위하여 진공 소스에 연결된 건조기에 플루오로 실란 수증기에 SU - 8 마스터를 노출. 종이 타월로 플루오로 실란의 드롭을 추가 한 분 진공을 적용합니다. 진공을 제거하고 플루오로 실란의 증착을위한 30 분 수 있습니다. 나중에 사용하기 위해 닫힌 용기에 SU - 8 마스터 보관하십시오. </li></ol> 2. SU - 8 마스터에서 PDMS의 복제 성형 : 유체 층과 제어 계층은 SU - 8 마스터에서 PDMS의 복제 성형에 의해 만들어집니다. <ol><li> 10시 1분 WT에서 PDMS 사전 폴리머와 가교제를 섞습니다. 1 시간 (또는 기포가 PDMS 혼합물에서 제거되기 전까지)에 대한 dessicator의 비율과 데가스. </li><li> 배양 접시에있는 SU - 8 마스터를 놓고 조심스럽게 원하는 두께에 SU - 8 마스터 위에 PDMS 혼합물을 따라줘. </li><li> PDMS와 ° 두 시간 동안 C는 PDMS 치료 80에서 SU - 8 마스터 금형을 포함하고있는 배양 접시를 가열. </li><li> 제거 치료 PDMS - 다루는 열판에서 SU - 8 마스터와 SU - 8 마스터에서 PDMS 금형 껍질. 원하는 구조는 PDMS 금형에 포함됩니다. </li><li> 20 게이지 날이 엔드 바늘을 사용하여 그라데이션 생성기 및 세포 입구에 튜브에 대한 PDMS 금형의 펀치 구멍. </li></ol> 3. PDMS 장치의 결합 : <ol><li> 이소프로판올 및 질소 또는 공기 흐름과 건조와 유리 현미경 슬라이드를 청소합니다. </li><li> PDMS와 플라즈마 애셔에 산소 플라즈마에 유리 슬라이드를 쉽게받을 수 있습니다. </li><li> 유리 슬라이드 접촉에 PDMS 금형 가져와. 65 연락을 슬라이드 및 PDMS 금형을 가열 ° C 15 분. </li></ol> 4. PDMS 장치를 조립 <ol><li> 면도날을 사용하여 45에서 튜브를 잘라 ° 장치에 필요한 올바른 길이 각도. </li><li> 포셉를 사용하는 장치 (예, 콘센트)에 펀치 구멍에 튜브의 한쪽 끝을 넣습니다. </li><li> 포셉 사용하여 튜브의 다른 쪽 끝을에 뭉툭한 30 게이지 바늘을 삽입합니다. </li><li> 모든 나머지 구멍에 대해 단계 4.2를 반복합니다. </li><li> 주사기에서 공기 방울을 제거하기 위해 간병, 3mL 주사기에 chemotaxis 버퍼 (CB)의 1mL를 수집합니다. </li><li> 아울렛 튜브의 한쪽 끝을 바늘로 허브를 수정. </li><li> 바늘 허브에 CB를 추가하고 기포를 제거하기 위해 바늘 허브를 누릅니다. </li><li> 주사기의 끝을 약간 CB 출력을 밀어 공기를 트래핑하지 않고 바늘 허브에 3mL 주사기를 연결합니다. </li><li> 남아있는 모든 바늘 허브가 CB로 가득 때까지 장치를 통해 CB를 밀어. 이것은 기포의 과반수를 제거합니다. </li><li> chemoeffector 테스트되는 적절한 농도를 포함하는 CB 두 500μL 주사기를 입력합니다. 주사기 내용의 작은 방울을 밀어와 바늘 허브에있는 액체에있는 드롭을 감동 첨부하여 공기 방울 형성​​을 제거합니다. </li><li> 마찬가지로 세균의 입구에 CB를 포함한 주사기를 연결합니다. 세균이 장치에 도입하는 경우이 제거됩니다. </li></ol> 5. 높은 운동성이있는 E.의 성장 대장균 <ol><li> E.의 야간 문화를 성장 대장균 잡고 32 ° C에서 tryptone 국물 (TB) 20 ML에 플라스미드 GFP 표현과 RP437. 플라스미드를 유지하기 위해 항생제의 적절한 농도를 추가합니다. 우리의 프로토콜에서는, 우리는 장치의 형광을 기반으로 박테리아를 검출 낮은 사본 플라스미드 pCM182을 사용합니다. E. 들어 대장균, 32에서 성장 문화 ° 운동성 높은 온도에서 낮은이므로 C가 높은 운동성 권장합니다. </li><li> ~ 0.05의 600nm에서 광학 밀도 250 ML Erlenmeyer 플라스크에 TB의 20 ML 문화를 예방하기 위해 야간 문화를 사용합니다. 32에서 흔들림과 문화를 성장 ° C.를 </li><li> 5 분 400 XG에서 저속 원심 분리하여 0.35 ~ 0.45의 OD 600에서 세포를 수확. </li><li> 채널의 중간에 예상되는 농도에서 chemoeffector를 포함하는 CB의 ~ 0.35의 OD 600 세포를 Resuspend. </li><li> GFP - 표현 살 세포 ~ 0.35의 OD 600에서 RFP - 라벨 죽은 세포를 추가합니다. 죽은 (적색) 세포는 모든 마이 그 레이션 흐름 효과로 인해 아니라는 것을 보장하기 위해 내부 통제으로 사용됩니다. </li></ol> 6. 모니터링 chemotaxis <ol><li> 세포 유입 바늘에서 CB의 일부를 제거허브. 세포 현탁액과 리필. </li><li> 부드럽게 resuspended 세포로 50μL 주사기를 입력합니다. 이 단계는 flagella가 가지각색 수로 천천히해야 할 필요와 운동성을 줄일 수 있습니다. </li><li> 으로 단계 단계 4.10에서 설명한 입구 - 바늘 허브에 50μL 주사기를 연결합니다. </li><li> 이미지 수집을위한 고속 카메라가 장착된 형광 현미경의 무대 장치를 놓습니다. 주사기 펌프에 유입 주사기를 (모두 500 μL 그라데이션 주사기와 50 μL 세포 주사기) 장소 및 기울기가 형성되고 세포가 튜브를 통해 흐르는 것을 이러한 흐름을 시작합니다. </li><li> 일단 세포 chemotaxis 챔버를 입력하기 전에 영상 안정화 시스템 ~ 20 분 기다립니다. </li><li> 챔버의 길이를 따라 다른 위치 (다른 노출 시간에 해당)에서 녹색 (라이브)과 빨간색 (죽은) 형광 이미지를 수집합니다. 일반적으로, 우리는 3 초 간격으로 각 지역 100 이미지를 수집합니다. </li></ol> 7. 데이터 분석 : 다음 단계는 모든 상용 이미지 분석 프로그램 (예, ImageJ, Metamorph)를 사용하여 또는 Matlab로 작성된 간단한 코드를 사용하여 수행할 수 있습니다. <ol><li> 이미지 (즉, 설정된 임계값 픽셀 강도 이하 임계값 이상의 강도를 모든 픽셀을 제거)의 배경 픽셀을 제거합니다. 분석이 최소화 소음. </li><li> 이미지의 중심을 결정하는 죽은 세포 (적색 형광)의 위치를​​ 사용합니다. 죽은 세포가 더 chemotaxis를 보여 없기 때문에,이 세포 chemotaxis 챔버를 입력하고 마이 그 레이션의 부재에서 검색된 될 위치를 나타냅니다. </li><li> 이미지에 살고있는 세포를 (녹색 형광) 찾습니다. </li><li> 채널로 이미지를 분할하고 각 채널에 살고있는 세포의 수를 결정합니다. 우리의 이전 작업 3에서 1,050 μm의 넓은 chemotaxis 챔버는 각 ~ 16 μm의 넓은 아르 64 개의 채널로 나뉘어되었다. </li><li> 단계를 모든 이미지에 대해 7.1 7.3를 반복하여 모든 이미지에 걸쳐 각 채널에 대한 전체 셀 개수 합계. 이것은 실험 기간 동안 각 채널에서 검색 전체 셀 개수를 제공합니다. </li><li> 고농도 (오른쪽)과 낮은 농도 (왼쪽)는 죽은 세포의 양쪽에있는 각 셀에가 +1과 -1의 배율을 할당 다음과 같이 마이 그 레이션의 방향을 나타내는 chemotaxis 파티션 계수 (CPC)를 계산 각각. 즉, 그라디언트를 아래로 이동 세포 -1 곱한하는 동안 구배가 1 곱한 것입니다 최대 마이 그 레이션 세포이다. 모든 곱한 값은 최대 추가하고 감지 세포의 총 숫자로 정상화됩니다. 예를 들어, 0.40의 클릭당 비용 (CPC) 값은 전체 세균의 40 % 이상 낮은 농도 측면 (즉, 더 많은 박테리아가 경사도를 이동 감지 것처럼 chemoeffector은 유인이다)보다 높은 농도쪽으로 이동했음을 나타냅니다. </li><li> 세포가 마이 그 레이션하는 거리에 비례 계수에 의해 각 채널에 무게 셀 개수를 다음과 같이 거리에 의해 세포의 마이 그 레이션, 여행 무게 chemotaxis 마이 그 레이션 계수 (CMC)를 계산합니다. 멀리 높은 농도 위치 (채널 64)로 이동 세포가 높은 농도 측면에 중간 이동 하나가 0.5의 가중치를 부여이지만, 하나의 가중치를 부여하고, 세포가 멀리로 이동합니다 낮은 농도의 위치는 -1에 의해 가중치입니다. 모든 가중 셀 카운트를 합계하여 CMC를 생성하는 세포의 숫자를 정상화. </li></ol> 대표 결과 3,4 : 우리가 사용한 microfluidic 장치 (그림 1A)은 E.의 chemotaxis를 조사하기 위해 여기에서 설명한 attractants (아스파르트산, autoinducer - 2)와 repellents (NiSO 4 인돌) 3,4의 그라디언트에서 대장균. prototypical chemotaxis 변형 5 E. 대장균 RP437 표현 GFP는 kanamycin - 살해 E.와 함께 사용했습니다 흐름 효과를 모니터링하는 빨간색 형광 단백질을 표현하는 대장균 TG1 세포. μFlow 장치를 형성 농도 기울기는 그림 1B에 표시됩니다. 셀 입구는 그것을 통해 어떤 흐름과 fluoresscein의 NG / ML이 장치에 설립되었습니다 0 100 안정적인 그라디언트가 있다고하지 않도록 뒤덮인했다. 장치를 통해 픽셀 강도는 플루오레신의 농도 프로파일을 결정하는 데 사용되었다. 데이터들은 chemotaxis 챔버를 입력하면 박테리아가 선형 그라디언트가 발생하는 것을 보여줍니다. 그림 2A와 B는 E.의 형광 이미지를 보여줍니다 아스파르트산 (0 100 μm의)와 NiSO 4 (0 225 μm의)의 기울기에 대한 응답으로 대장균 RP437 마이 그 레이션. 관찰된 이러한 표준 유인에 반응하고 구충제는 것을 예측할 수 있습니다. 그림 3A는 E.의 계량 분포를 보여줍니다 대장균 RP437 농도 기울기의 부재 (즉, 아스파르트산의 NULL 그라데이션)에, 동안그림 3B와 C는 아스파르트산 및 NiSO 4 그라디언트의 분포를 보여줍니다. 이러한 반응의 특이성 (즉, 마이 그 레이션의 편견)은 E.으로 분명하다 대장균 RP437 Δ 타르 변형 (즉, 아스파르트산 및 니켈을 감지 E. 대장균에서 사용되는 타르 chemoreceptor을 부족 변형)은 아스파르트산 또는 NiSO 4 농도 기울기의 존재에 마이 그 레이션에 편견을 설명하지 않습니다. 공간적 분포의 프로필에 확연히 경향도 계산 클릭당 비용 (CPC) 및 CMC의 가치와 일​​치하고 있습니다. E. 마이 그 레이션에 대한 클릭당 비용 (Max) 아스파르트산 또는 NiSO 4 그라디언트에서 대장균 RP437는 각각 0.33와 -0.33입니다. 해당 CMC 값은 각각 0.13와 -0.14입니다. E.과는 대조적으로, 클릭당 비용 (CPC) 및 CMC는 값 아스파르트산 또는 NiSO 4 그라디언트에서 대장균 RP437 Δ 타르 변형은 무시할 수 있습니다. 또한, 아스파르트산의 NULL 그라데이션의 클릭당 비용 (CPC) 및 CMC는 각각 0.03과 0.02,, 그리고 그라디언트의 부재에서 마이 그 레이션에 편견의 부족을 나타냅니다. <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig1a.jpg" alt="그림 1A" /> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig1b.jpg" alt="그림 1B" /> 그림 1. 장치의 약도와 농도 기울기. microfluidic chemotaxis 장치 (A) 도식 표현. 이 장치는 그라디언트 - 혼합 모듈 (20 X 100 X 18750 μm의)와 chemotaxis 관찰 모듈 (20 X 1050 X 11500 μm의)로 구성되어 있습니다. 장치를 입력 두 그라디언트 채널의 폭은 500 μm의 및 세균의 입구의 넓이가 50 μm의집니다. 삽입된 페이지는 신호 분자 (회색)과 그것에 대한 응답으로 마이 그 레이션 박테리아의 그라디언트를 묘사. 죽은 박테리아가 오픈 타원으로 표시됩니다 반면 라이브 세균은 탄탄한 타원으로 그려져있다. (B) 0과 100 NG / ML 플루오레신 사이의 농도 기울기는 장치에 생성하고 형광 현미경을 사용하여 몇 군데했다. 형광 이미지는 30 분 후 인수 및 이미지 분석에 의해 계량되었습니다. <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. E.의 Chemotaxis microfluidic 장치의 대장균 RP437. E. 대장균 RP437은의 구배에 노출되었다 (A) 000-100 μm의 L - aspartate 또는 (B) 0-225 장치 μm의 NiSO 4 사는 박테리아의 마이 그 레이션 (녹색) L - aspartate 방향이나 거리에서 니켈 30 분마다 2.5 초 몇 군데. 죽은 박테리아 (적색)은 장치의 흐름 효과에 대한 컨트롤을 역임했습니다. 이미지 분석 program3을 개발 자체를 사용하여 계량되었습니다. 표시된 데이터는 세 독립적인 실험의 대표 의사 색의 이미지입니다. <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3a.jpg" alt="그림 3A" /> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3b.jpg" alt="그림 3B" /> <img src="/files/ftp_upload/1779/1779fig3c.jpg" alt="그림 3C" /> 그림 3 : 표준 유인과 혐오감으로 마이 그 레이션 프로필 부량. 에 대한 응답으로 microfluidic 장치에 RP437의 공간적 분포 (A) 유니폼을 100 μm의 L - aspartate (예, 아니 그라데이션), aspartate의 (B) 0 100 μm의 기울기, 그리고 NiSO 4 (C) 0 225 μm의 기울기 . 죽은 세포의 분포는 실선으로 표시됩니다, RP437 세포의 분포는 점선으로 표시되며, RP437 EDA + Δ 타르 세포의 분포는 점선으로 표시됩니다. 표시된 데이터는 세 독립적인 실험을 위해 평균입니다.

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	<li>McDonald, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prototyping+of+microfluidic+devices+in+poly(dimethylsiloxane)+using+solid-object+printing.">Prototyping of microfluidic devices in poly(dimethylsiloxane) using solid-object printing.</a> Anal Chem. 74, 1537-1545 (2002).</li><li>Hansen, M. C., Palmer, R. J. J., Udsen, C., White, D. C., Molin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+GFP+fluorescence+in+cells+of+Streptococcus+gordonii+under+conditions+of+low+pH+and+low+oxygen+concentration.">Assessment of GFP fluorescence in cells of Streptococcus gordonii under conditions of low pH and low oxygen concentration.</a> Microbiol. 147, 1383-1391 (2001).</li><li>Englert, D. L., Manson, M. D., Jayaraman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Flow-Based+Microfluidic+Device+for+Quantifying+Bacterial+Chemotaxis+in+Stable,+Competing+Gradients.">A Flow-Based Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable, Competing Gradients.</a> Appl Environ Microbiol. 75, 4557-4564 (2009).</li><li>Englert, D. L., Jayaraman, A., Manson, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microfluidic techniques for the analysis of bacterial chemotaxis. , (2009).</li><li>Mao, H., Cremer, P. S., &amp;amp, M. a. n. s. o. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensitive,+versatile+microfluidic+assay+for+bacterial+chemotaxis.">A sensitive, versatile microfluidic assay for bacterial chemotaxis.</a> PNAS. 100 (9), 5449-5454 (2003).</li></ol>

마오 외 5에서 설명한대로 chemotaxis 파티션 계수 (CPC) 및 chemotaxis 마이 그 레이션 계수 (CMC)을 계산하실 수 있습니다. 세포가 높은 농도 측면에서 감지되는 경우 낮은 농도 측면에서 감지 세포가 -1의 값을 주어진 반면, 그것은, 하나의 값을 주어집니다. 값이 최대 표현하고 클릭당 비용 (CPC)을 생성하는 세포의 총수로 나누어집니다. CPC (긍정적이거나 부정적인)의 신호는 마이 그 레이?...

a microfluidic device for quantifying bacterial chemotaxis in stable concentration gradients

Chemotaxis은 박테리아가 유인 화학 물질의 소스를 접근하거나 혐오감을 화학 물질의 소스를 피할 수 있습니다. 박테리아는 지속적으로 집중하는 현재의 농도를 비교하여 특정 chemoeffectors의 농도를 모니터 앞에서 몇 초를 발견했습니다. 이 비교는 운동의 순 방향을 결정합니다. 여러 경쟁 그라디언트는 종종 자연 속에서 공존하지만, 박테리아 chemotaxis를 조사하는 기존 방법은 attractants과 repellents의 농도 기울기에 대한 응답으로 마이 그 레이션을 quantifying위한 suboptimal 있습니다. 여기, 우리는 박테리아에 chemoeffectors의 정확하고 안정적​​인 농도 기울기를 제시하고 양적 적용된 그라디언트들의 반응을 조사하는 microfluidic chemotaxis 모델의 개발을 설명합니다. 이 장치는 원하는 절대 농도와 기울기 강도의 농도 기울기에 다양한는 쉽게 잘 퍼지는 혼합에 의해 생성하실 수 있습니다. 장치는 응답을 사용하여 증명<em&gt; 대장균</em&gt; RP437 아미노산과 니켈 이온의 그라디언트 수 있습니다.

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A Microfluidic Device for Quantifying Bacterial Chemotaxis in Stable Concentration Gradients

이 프로토콜은 chemoeffectors의 안정적인 농도 기울기에 박테리아 chemotaxis 조사를위한 microfluidic 장치의 개발을 설명합니다.

안정적인 농도 기울기에 박테리아 Chemotaxis을 Quantifying위한 Microfluidic 장치

Chemotaxis allows bacteria to approach sources of attractant chemicals or to avoid sources of repellent chemicals. Bacteria constantly monitor the ...

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Studies of Bacterial Chemotaxis Using Microfluidics - Interview

Microfluidics를 사용하여 세균 Chemotaxis의 연구 - 인터뷰

연구

생물학

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

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We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

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Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously dissected and prepared. The E18 cortex is, upon dissection, immediately dissociated into individual neurons. It is possible to store E18 cortex in Hibernate E buffer containing B27 at 4&deg;C for up to a week before the dissociation is performed. However, there will be a drop in cell viability. Typically we obtain our E18 Cortex fresh. It is transported to the lab in ice cold Calcium free Magnesium free dissection buffer (CMFM). Upon arrival, trypsin is added to the cortex to a final concentration of 0.125%. The cortex is then incubated at 37&deg;C for 8 minutes. DMEM containing 10% FBS is added to the cortex to stop the reaction. The cortex is then centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is removed and 2 ml of Neural Basal Media (NBM) containing 2% B27 (vol/vol) and 0.25% Glutamax (vol/vol) is added to the cortex which is then re-suspended by pipetting up and down. Next, the cortex is triturated with previously fire polished glass pipettes, each with a successive smaller opening. After triturating, the cortex is once again centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is then removed and the cortex pellet re-suspended with 2 ml of NBM containing B27 and Glutamax. The cell suspension is then passed through a 40 um nylon cell strainer. Next the cells are counted. The neurons are now ready for loading into the neuron microfluidic device.

In this video we demonstrate the preparation of E18 Cortical Rat Neurons.

Microfluidic 장치에서 Compartmentalization에 대한 E18 두피 랫 뉴런 준비

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Assessing Neural Stem Cell Motility Using an Agarose Gel-based Microfluidic Device

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is largely due to the difficulty with which one can create a cell-compatible and steady microenvironment using conventional microfabrication techniques and materials. We address this problem via the introduction of a novel microfabrication material, agarose gel, as the base material for the microfluidic device. Agarose gel is highly malleable, and permeable to gas and nutrients necessary for cell survival, and thus an ideal material for cell-based assays. We have shown previously that agarose gel based devices have been successful in studying bacterial and neutrophil cell migration2. In this report, three parallel microfluidic channels are patterned in an agarose gel membrane of about 1mm thickness. Constant flows with media/buffer are maintained in the two side channels using a peristaltic pump. Cells are maintained in the center channel for observation. Since the nutrients and chemicals in the side channels are constantly diffusing from the side to center channel, the chemical environment of the center channel is easily controlled via the flow along the side channels. Using this device, we demonstrate that the movement of neural stem cells can be monitored optically with ease under various chemical conditions, and the experimental results show that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells. Motility of neural stem cells is an important biomarker for assessing cells aggressiveness, thus tumorigenic factor3. Deciphering the mechanism underlying NSC motility will yield insight into both disorders of neural development and into brain cancer stem cell invasion.

We demonstrate that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells(NSCs) using a novel agarose gel based microfluidic device. This technology can be readily adaptable to other mammalian cell systems where cell sources are scarce, such as human neural stem cells, and the turn around time is critical.

아가로 오스 겔 기반 Microfluidic 장치를 사용 신경 줄기 세포의 운동성 평가

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is ...

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Microinjection을 사용하여 안정적인 트렌스​​ 제닉 C. 엘레간스의 생성

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

A Multi-Parametric Islet Perifusion System within a Microfluidic Perifusion Device

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes. The device consists of three layers: first layer contains an array of microscale wells (500 &mu;m diameter and 150 &mu;m depth) that help to immobilize the islets while exposed to flow and maximize the exposed surface area of the islets; the second layer contains a circular perifusion chamber (3 mm deep, 7 mm diameter); and the third layer contains an inlet-mixing channel that fans out before injection into the perifusion chamber (2 mm in width, 19 mm in length, and 500 &mu;m in height) for optimizing the mixing efficiency prior to entering the perifusion chamber. The creation of various glucose gradients including a linear, bell shape, and square shapes also can be created in the microfluidic perifusion network and is demonstrated.

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence imaging of calcium influx and mitochondrial potential changes.

Microfluidic Perifusion 장치 내에서 멀티 파라메 트릭 아일릿 Perifusion 시스템

A microfluidic islet perifusion device was developed for the assessment of dynamic insulin secretion of multiple islets and simultaneous fluorescence ...