이 작품은 EMBO 장기 교제 (ABW)에 의해 지원되었다, 국립 과학 재단 (National Science Foundation) 국제 박사 학위 취득 후 연구 활동 (ABW), 막스 플랑크 먼 (ABW, DS, JS, ACO), 파고-BB의 교제 (AO), 및 (ACO DS) 유럽 공동체 일곱 번째 프레임 워크 프로그램 STG-207634에서 유럽 연구위원회. 우리는 원고에 도움이 코멘트 라비 데 사이 감사합니다. 우리는 또한 제브라 피쉬 Fibronectin1 조각, 관리 및 우리의 물고기 라인과 영상 지원을위한 MPI-CBG 광학 현미경 시설의 유지 보수를 위해 MPI-CBG 물고기 시설 직원의 생산을위한 MPI-CBG 단백질 발현 시설 감사의 말씀을 전합니다.

1. 해부하기 전에 <ol><li> 해부 전날, 유전자 변형 대립 유전자의 이형 제브라 피쉬 쌍의 incross에서 배아를 얻을 수 있습니다. <ol><li> 28 ℃로 메틸렌 블루없이 E3 매체에 배아를 인상 방패 단계 (6 시간 포스트 수정)까지. </li><li> 20 O CO / N.에 메틸렌 블루없이 E3 매체 이식란 그들은 tailbud 단계에 도달하면 20 ℃로, 배아는 시간 당 1 체절을 형성 할 것이다. 20 O C에서 17 ~ 20 시간의 O / N 후, 배아는 해부 프로토콜의 시작 부분에 다음 아침을 무대 5 ~ 8 체절에 있어야합니다. </li></ol></li><li> 도구와 해부에 필요한 시약을 조립합니다. <ol><li> 배아 조직의 전송을위한 화재 광택 유리 피펫 </li><li> 배아 chorions의 제거를위한 미세 집게의 쌍 </li><li> 해부 용 실 가드 코팅 된 35-mm 요리 - 35mm 접시에 실 가드 폴리머를 붓고 37 ℃에서 O / N을 치료 사용하여 잘 해부를 확인경화 폴리머의 작은 양을 제거하는 니들 팁. 요리 청소 이후에 다시 사용할 수 있습니다. </li><li> PSM 조직 조작 깎아 평평 텅스텐 와이어 도구 </li><li> 문화 PSM의 원하는 조각을 절단 마이크로 메스 </li><li> 트립신 배양을위한 35-mm 플라스틱 접시 </li><li> 10 % 소 태아 혈청을 함유 L15 매체 </li><li> 0.25 % 트립신 / EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) 솔루션 </li><li> 분산에 대한 Sigmacoted 젤 로딩 팁 </li><li> 메틸렌 블루없이 E3 매체를 포함하는 플라스틱 배양 접시. </li></ol></li><li> Fibronectin1 기판 (PBS에서 10 ㎍ / mL)로 유리 바닥 이미징 접시를 커버. 해부 동안 코트에 벤치에 접시를 남겨주세요. </li><li> 식별 할 수있는 적절한 형광 필터 및 정렬 긍정적 인 형질 전환 배아 (5 ~ 8 체절 단계)과 입체경을 사용합니다. <ol><li> 형광 채널에서 YFP 식에 대한 presomitic 중배엽 (PSM) (그림 1A)를 검사하여 유전자 변형 배아를 식별합니다. 형광 소자민련은 tailbud의 마지막 형성 체절에서 지역에서 볼 수. 밝은 신호 배아를 선택; 자식의 25 %는 유전자의 두 사본을 들고 동형 접합 배아해야한다. 필요한 확인 된 배아의 수는 실험에 따라 달라집니다. 하나 해부 tailbud 조각은 평균 1,000 세포를 얻을 것입니다. 일반적으로 몇 가지 추가 양의 배아는 경우 오류가 해부하는 동안 만들어 유용하다. </li><li> 신호에서, 특히 노른자 셀에, 어떤 형광도를 구분하는 위치 기준으로 전송 된 빛을 사용합니다. </li><li> 메틸렌 블루없이 E3 매체를 포함하는 별도의 플라스틱 페트리 접시에 긍정적 인 배아를 전송합니다. </li></ol></li></ol> 2. PSM 해부 및 분산 <ol><li> 해부 배아를 준비합니다. <ol><li> 해부 현미경, 미세 집게를 사용하여 조심스럽게 E3 매체의 각 배아에서 융모막을 제거합니다. 배아를 손상 시키거나 노른자 셀을 방해하지 않도록주의하십시오. </lI&gt; <li> 기입 혈청 L15 매체와 요리를 해부 실 가드 코팅. 집게 또는 다른 평면 도구를 사용하여, 실 가드의 표면에서 공기 방울을 제거합니다. </li><li> 해부 접시에 화재 광택 유리 피펫을 사용하여 dechorionated 배아를 전송합니다. </li><li> 와이어 도구를 사용하여 해부 접시의 한쪽이 배아를 이동. </li></ol></li><li> 하나의 배아에서 PSM을 해부하다. <ol><li> 동양 아니라 해부 접시 (그림 1B) 내에서 실 가드 층에서 만든 작은에서의 측면에 하나의 배아. </li><li> 배아와 노른자 셀을 통해 마이크로 메스, 조각을 사용하면 단지 후뇌와 (빨간색 점선 그림 1B) 태아의 복부 극을 통해 전방. </li><li> 접시의 측면에 멀리 이동, 우물에서 배아의 앞쪽 부분을 제거하고 PSM 등의 후방 부에서 떨어져 남은 노른자 세포 과립을 긁어 와이어 도구를 사용합니다. </li><li>노른자가 긁어되면, 평평하고 멀리 실험에서 가리키는 앞쪽 끝이 PSM 및 실험 (그림 1C)을 향하는 후방 방향. </li><li> 외배엽의 얇은 층이 키워드 뽑아되지 않으면 멀리 PSM 조직의 위로부터 박리 와이어 도구를 사용한다. </li><li> 마이크로 메스를 사용하여 멀리 조직 (빨간 점선 그림 1C)의 나머지 tailbud, 척색의 끝을지나 PSM의 가장 뒤 끝을 잘라. 참고 : PSM에서 조직의 다른 부분, 예를 들어 전방 PSM에 가까운 마지막 체절 형성에, 또한 실험 질문에 따라, 문화에 가지고 갈 수있다. </li><li> 멀리 해부 영역에서 요리의 한 구석에 tailbud 조각을 이동합니다. 해부 필드에서 이물질 및 원치 않는 배아 조직을 취소 선 도구를 사용합니다. </li><li> 다음 배아와 반복합니다. </li></ol></li><li> 여러 전자 풀의 tailbud 조각mbryos, 실험을 위해 요구 될 것이다 얼마나 많은 셀에 따라. 평균적으로, tailbud 조직의 한 조각은 1,000 세포를 얻을 수 있습니다. </li><li> 트립신-EDTA의 작은 볼륨 빈 35 mm 플라스틱 접시를 채우십시오. </li><li> 화재 광택 유리 피펫을 사용하여, 트립신 / EDTA를 포함하는 접시에 요리를 해부에서 tailbud 조각을 전송합니다. 실온에서 20 분 동안 트립신 / EDTA에 tailbud 조각을 품어. </li><li> 조직이 트립신 배양되는 동안, 바닥이 유리로 된 영상 접시에서 Fibronectin1 솔루션을 제거합니다. <ol><li> 를 MilliQ 물 유리에서 3 번 솔루션을 씻으십시오. 각 세척을 제거하고 접시가 완전히 건조하기 위해 흡입을 사용합니다. </li></ol></li><li> 이미징 매체에 tailbud 조각을 분산. <ol><li> 영상 접시에 혈청 L15 매체 100 μl를 피펫. </li><li> 코팅 젤 팁을 사용하여 가능한 한 작은 볼륨에서 트립신 / EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산)에서 tailbud 조각을 제거합니다. </li><li> 매질에 tailbud 조각 피펫영상 요리. 따로 따로 휴식 및 매체에 세포를 일시 중단 위아래로 여러 번 조각을 피펫. 공기 방울을 도입하지 않도록주의하십시오. 현미경으로 세포 덩어리를 확인하고 필요에 따라 더 분산. </li><li> 현탁액의 분산 된 세포가 실온에서 20 분 동안 Fibronectin1 코팅 유리에 정착 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 촬상을 시작하기 전에 세포 혈청 추가적인 L15 매체의 작은 양을 추가. 침전 된 세포를 방해하지 않도록주의하십시오. </li><li> 실험 질문을 감안할 때, 문화에 보완 또는 약물 치료를 추가합니다. </li></ol> 분산 된 PSM 세포의 3. 영상 <ol><li> 시간 경과 영상 현미경에 온도 챔버에서 영상 요리를 설정합니다. 실험 원하는 온도에 워너 챔버를 설정합니다. 요리 이미지 수집을 시작하기 전에 적어도 30 분 동안 평형을 허용합니다. 필요한 경우 외부 온도 프로브를 비교 검토 온도는 접시에 배치. 참고 : 인해온도와 somitogenesis 속도 21 안정적인 온도 제어의 관계는 하나의 PSM 세포주기의 정확한 측정을 위해 필수적입니다. </li><li> 노출 시간 및 이득이 소음에 좋은 신호를 확인하기 위해 채도하지 않고 강도의 큰 동적 범위를 제공하는 것을 확인하기 위해 형광 채널에서의 테스트 이미지를 취득. 이 프로토콜을 사용하여 우리의 선에서 생성 된 분산 세포에서 얻은 전형적인 형광 이미지 (85)의 EM 게인에서 작동 EMCCD 카메라로 전송 된 광 이미지를 400 밀리, 40 밀리 초를 필요로합니다.에서 또한, 프리 앰프 이득 및 판독 속도 카메라는 노이즈에 신호를 극대화하는 것이 필수적이다. </li><li> 전송 된 광 채널을 사용하여, 시간 경과 수집을위한 세포의 필드를 선택합니다. </li><li> 시간의 원하는 기간 동안 시간 경과 수집 프로토콜을 실행합니다. <ol><li> 하나의 전송 빛과 필드 당 하나의 형광 이미지를 획득. 참고 : 인수 소유주 사이의 간격을 설정세포의 확장 된 이미지 또는 유도 독성에 사진을 표백하지 않고 시간적 역학을 캡처합니다 unds. 이 프로토콜은 2 분 간격을 사용합니다. </li></ol></li><li> 세포가없는 소프트웨어 또는 하드웨어 오류 등을 초점에 남아 있는지 확인하기 위해 녹화 중 가끔 시간 경과 셋업을 확인 </li></ol> 획득 시간 경과 영화 4. 이미지 처리 <ol><li> 오픈 동영상 이미지 처리 소프트웨어에서 취득한 필드 파일. 참고 : 피지는이 프로토콜의 모든 처리를 위해 사용되었다. <ol><li> 분할 이미​​지의 2 스택을 생성하는 하나의 필드에서 빛과 형광 프레임을 전송. </li></ol></li><li> 전송 된 광 채널에서 단일 셀을 추적 할 수 있습니다. <ol><li> 투과광 채널에서의 첫 번째 프레임에서 선택된 셀의 주위에 원형 ROI (관심 영역) 배치. . NOTE :. 1 기록의 끝에 건강한 남은 세포,이 필드의 외측으로 이동하지 않고,도 3은 다른 세륨과 접촉하지 않는다.LLS는 추적됩니다. </li><li> 투자 수익 (ROI)에게 ROI 관리에 대한 모든 몇 프레임을 저장합니다. 마지막 프레임까지 셀을 추적 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 형광 채널에 저장된 개의 ROI를 이용하여 강도를 측정한다. <ol><li> 형광 스택을 선택하고 저장된의 ROI로, 시간이 지남에 따라 추적 된 셀의 세기를 측정하도록 지정 동그라미 인터폴 플러그 및 매크로를 사용한다. </li><li> 매크로의 출력 추적을 확인합니다. 추적이 질적으로 형광 시간 경과의 기능을 캡처하면, Excel 워크 시트에 값을 보냅니다. </li><li> 셀에 대한 투자 수익 (ROI) 목록을 저장합니다. </li></ol></li><li> 전송 채널에서 추적하고 현장에서 다른 세포에 형광 채널에서 측정을 반복합니다. </li><li> 실험에서 추가 필드의 모든 단계를 반복합니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Cooke, J., Zeeman, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+clock+and+wavefront+model+for+control+of+the+number+of+repeated+structures+during+animal+morphogenesis.">A clock and wavefront model for control of the number of repeated structures during animal morphogenesis.</a> J Theor Biol. 58, 455-476 (1976).</li><li>Oates, A. C., Morelli, L. G., Ares, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterning+embryos+with+oscillations:+structure,+function+and+dynamics+of+the+vertebrate+segmentation+clock.">Patterning embryos with oscillations: structure, function and dynamics of the vertebrate segmentation clock.</a> Development. 139, 625-639 (2012).</li><li>Dequeant, M. L., Pourquie, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segmental+patterning+of+the+vertebrate+embryonic+axis.">Segmental patterning of the vertebrate embryonic axis.</a> Nat Rev Genet. 9, 370-382 (2008).</li><li>Oates, A. C., Gorfinkiel, N., Gonzalez-Gaitan, M., Heisenberg, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+approaches+in+developmental+biology.">Quantitative approaches in developmental biology.</a> Nat Rev Genet. 10, 517-530 (2009).</li><li>Oates, A. C., Ho, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hairy/E(spl)-related+(Her)+genes+are+central+components+of+the+segmentation+oscillator+and+display+redundancy+with+the+Delta/Notch+signaling+pathway+in+the+formation+of+anterior+segmental+boundaries+in+the+zebrafish.">Hairy/E(spl)-related (Her) genes are central components of the segmentation oscillator and display redundancy with the Delta/Notch signaling pathway in the formation of anterior segmental boundaries in the zebrafish.</a> Development. 129, 2929-2946 (2002).</li><li>Lewis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autoinhibition+with+transcriptional+delay:+a+simple+mechanism+for+the+zebrafish+somitogenesis+oscillator.">Autoinhibition with transcriptional delay: a simple mechanism for the zebrafish somitogenesis oscillator.</a> Curr Biol. 13, 1398-1408 (2003).</li><li>Schroter, C., Oates, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segment+Number+and+Axial+Identity+in+a+Segmentation+Clock+Period+Mutant.">Segment Number and Axial Identity in a Segmentation Clock Period Mutant.</a> Curr Biol. 20, 1254-1258 (2010).</li><li>Riedel-Kruse, I. H., Muller, C., Oates, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchrony+dynamics+during+initiation,+failure,+and+rescue+of+the+segmentation+clock.">Synchrony dynamics during initiation, failure, and rescue of the segmentation clock.</a> Science. 317, 1911-1915 (2007).</li><li>Ozbudak, E. M., Lewis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signalling+synchronizes+the+zebrafish+segmentation+clock+but+is+not+needed+to+create+somite+boundaries.">Notch signalling synchronizes the zebrafish segmentation clock but is not needed to create somite boundaries.</a> PLoS Genet. 4, e15 (2008).</li><li>Herrgen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intercellular+Coupling+Regulates+the+Period+of+the+Segmentation+Clock.">Intercellular Coupling Regulates the Period of the Segmentation Clock.</a> Curr Biol. 20, 1244-1253 (2010).</li><li>Sawada, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fgf/MAPK+signalling+is+a+crucial+positional+cue+in+somite+boundary+formation.">Fgf/MAPK signalling is a crucial positional cue in somite boundary formation.</a> Development. 128, 4873-4880 (2001).</li><li>Giudicelli, F., Ozbudak, E. M., Wright, G. J., Lewis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Setting+the+tempo+in+development:+an+investigation+of+the+zebrafish+somite+clock+mechanism.">Setting the tempo in development: an investigation of the zebrafish somite clock mechanism.</a> PLoS Biol. 5, e150 (2007).</li><li>Herrgen, L., Schroter, C., Bajard, L., Oates, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+embryo+time-lapse+imaging+of+zebrafish+development.">Multiple embryo time-lapse imaging of zebrafish development.</a> Methods Mol Biol. 546, 243-254 (2009).</li><li>Hirata, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillatory+expression+of+the+bHLH+factor+Hes1+regulated+by+a+negative+feedback+loop.">Oscillatory expression of the bHLH factor Hes1 regulated by a negative feedback loop.</a> Science. 298, 840-843 (2002).</li><li>Maroto, M., Dale, J. K., Dequeant, M. L., Petit, A. C., Pourquie, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchronised+cycling+gene+oscillations+in+presomitic+mesoderm+cells+require+cell-cell+contact.">Synchronised cycling gene oscillations in presomitic mesoderm cells require cell-cell contact.</a> Int J Dev Biol. 49, 309-315 (2005).</li><li>Reppert, S. M., Weaver, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+circadian+timing+in+mammals.">Coordination of circadian timing in mammals.</a> Nature. 418, 935-941 (2002).</li><li>Welsh, D. K., Imaizumi, T., Kay, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+reporting+of+circadian-regulated+gene+expression+by+luciferase+imaging+in+plants+and+mammalian+cells.">Real-time reporting of circadian-regulated gene expression by luciferase imaging in plants and mammalian cells.</a> Methods Enzymol. 393, 269-288 (2005).</li><li>Soroldoni, D., Oates, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+transgenic+reporters+of+the+vertebrate+embryo's+Segmentation+Clock.">Live transgenic reporters of the vertebrate embryo's Segmentation Clock.</a> Curr Opin Genet Dev. 21, 600-605 (2011).</li><li>Masamizu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+the+somite+segmentation+clock:+revelation+of+unstable+oscillators+in+the+individual+presomitic+mesoderm+cells.">Real-time imaging of the somite segmentation clock: revelation of unstable oscillators in the individual presomitic mesoderm cells.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 103, 1313-1318 (2006).</li><li>Soroldoni, D., Hogan, B. M., Oates, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+and+efficient+transgenesis+with+meganuclease+constructs+in+zebrafish.">Simple and efficient transgenesis with meganuclease constructs in zebrafish.</a> Methods in molecular biology. 546, 117-130 (2009).</li><li>Schroter, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+zebrafish+somitogenesis.">Dynamics of zebrafish somitogenesis.</a> Dev Dyn. 237, 545-553 (2008).</li><li>Picker, A., Roellig, D., Pourquie, O., Oates, A. C., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+micromanipulation+in+zebrafish+embryos.">Tissue micromanipulation in zebrafish embryos.</a> Methods in molecular biology. 546, 153-172 (2009).</li><li>Mould, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+multiple+integrin+beta1+homologs+in+zebrafish+(Danio+rerio).">Identification of multiple integrin beta1 homologs in zebrafish (Danio rerio).</a> BMC Cell Biol. 7, 24 (2006).</li><li>Mould, A. P., Koper, E. J., Byron, A., Zahn, G., Humphries, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+ligand-binding+pocket+of+integrin+alpha5beta1+using+a+gain-of-function+approach.">Mapping the ligand-binding pocket of integrin alpha5beta1 using a gain-of-function approach.</a> Biochem J. 424, 179-189 (2009).</li><li>Zhao, Q., Liu, X., Collodi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+characterization+of+a+novel+fibronectin+in+zebrafish.">Identification and characterization of a novel fibronectin in zebrafish.</a> Exp Cell Res. 268, 211-219 (2001).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+The+zebrafish+book+:+a+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+(Brachydanio+rerio).">In The zebrafish book : a guide for the laboratory use of zebrafish (Brachydanio rerio).</a> , (1993).</li><li>Vallone, D., Santoriello, C., Gondi, S. B., Foulkes, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+protocols+for+zebrafish+cell+lines:+maintenance+and+transfection.">Basic protocols for zebrafish cell lines: maintenance and transfection.</a> Methods Mol Biol. 362, 429-441 (2007).</li><li>Carr, A. J., Whitmore, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+of+single+light-responsive+clock+cells+reveals+fluctuating+free-running+periods.">Imaging of single light-responsive clock cells reveals fluctuating free-running periods.</a> Nat Cell Biol. 7, 319-321 (2005).</li><li>Whitmore, D., Foulkes, N. S., Sassone-Corsi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+acts+directly+on+organs+and+cells+in+culture+to+set+the+vertebrate+circadian+clock.">Light acts directly on organs and cells in culture to set the vertebrate circadian clock.</a> Nature. 404, 87-91 (2000).</li><li>Soroldoni, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Doppler+effect+in+embryonic+pattern+formation.">A Doppler effect in embryonic pattern formation.</a> Science. 345, 222-225 (1126).</li></ol>

저자 포스트 : ABW 개발 및 분산, 문화, 이미징 및 세포 추적 프로토콜을 정제. DS는 트랜스 제닉 라인을 생성하고이 프로토콜에서 사용되는 저속 형광 현미경의 디자인을 감독. AO는 해리 초기의 원리 증명 실험을 개척와 문화 이미지 PSM 세포. JS는 시간 경과 영화에서 형광 강도를 측정하는 데 사용되는 피지의 원 보간 플러그인 도구를 썼다. ABW와 ACO는 원고를 썼다.

배아 발달의 과정을 통해 일어나는 세포 과정을 연구하기 위해, 생물 학자들은 일반적으로 전체 배아의 맥락에서 접근 방식을 사용합니다. 그러나, 완벽하게 하나의 세포가 발달 시간 내에 작동하는 방식을 이해하기 위해, 검사 및 격리에 각각의 세포를 교란 할 수있는 방법은 매우 유용합니다. 형질 전환 제브라 피쉬 배아를 사용하여 분산 된 PSM 세포 배양을 생성하여 우리는 이제 직접 정량적 인 방법으로 분할 시계 유전 진동의 세포 자율적 인 특성을 연구 할 수있는 도구가 있습니다. 그것은 다양한 조건 하에서 세포 수백 트립 형광 리포터에서 진동의 역학을 측정 할 수있다. 문화에서 하나의 세포의 관찰 기간은 그대로 배아에서 somitogenesis 기간보다 더 길다. 우리는 문화에 그대로 PSM 이식편도 그쪽을 제안, 그대로 배아 (데이터가 표시되지 않음)보다 느리게 진동을 나타내는 것을 관찰T 고립 된 세포에서 관찰 된 이상 기간이 분산 손상 단순히 때문이 아니다. 가변주기와 진폭은 우리 단세포 시계열의 대부분에서 관찰된다. 이 변화의 원인은 알 수 있지만, 분할 시계의 속도 결정 회로에 대한 중요한 정보를 공개해야한다. 이 방법으로 우리는 전체 태아 검사에 도전하는 유전자 세포 수준에서 분할의 구성 요소 및 주소 문제를 공부할 수 있습니다. 예를 들어, 우리의 문화에 배아에서 발견 알려진 신호 전달 분자의 제어뿐만 아니라, 우리는 강력하고 재현 분석에서 하나의 PSM 휴대 발진기에 미치는 영향을 조사 할 수 있습니다. 우리의 PSM 문화 시스템은 이러한 진동을 억제하는 요인이 무엇인지, 혼​​자, 인자, 또는 조합이 세포의 진동을 촉진 무엇의 엄격한 평가에 문을 열고, 같은 분자 사이의 상호 작용을 테스트 할 수 있습니다. 손에 이러한 도구를 사용, 우리가 목표로전체 배아에서 시험 될 수 예측을 생성하기 위해 하나의 셀에서 출판 조직 수준의 데이터뿐만 아니라, 이용 실적에 기초 somitogenesis의 기존 모델을 평가한다. 우리의 상식으로,이 단일 세포에서 형광의 급성 시간 경과 기록에 대한 최초의 제브라 피쉬의 기본 세포 배양 프로토콜입니다; 이 프로토콜의 추가 개발 및 개선을 할 수 의심의 여지가있다. 다른 프로토콜들은 종종 기자 형질 장기 촬상 27-29 사용될 수 안정된 세포주를 생성하기 위해 제브라 피쉬 배아를 사용한다. 안정적인 라인 등의 일주기 시계로 개발 타이밍에 연결되지 않은 프로세스를 이미징 유용하지만 세포가 진동, 전구 상태에 아직도있는 동안, 배아 분할의 문제는 즉시 영상을 필요로한다. 세포는 진동을 중지하면, 그들은 조직에서, 체절에​​ 통합 될 때 분화 된 세포의 운명을 가정합니다. 그것은 PO이다오른쪽 인자 또는 관내에 존재하는 요인과 우리가 크게 장기 관찰, 여러 개의 연속 교란, 또는 높은 처리량 검사를 가능하게 진동 남아있을 PSM 같은 제브라 피쉬의 세포 배양 라인을 생성 할 수 있음을 ssible. 우리는 시간 경과 이미징에 분산 된 세포의 차 문화를 준비하는이 방법은 안정 제브라 피쉬의 세포 라인을 사용하여 가까이하지 않는 개발 기간 내에 발생하는 세포 과정의 연구에 적합합니다 기대합니다. 해부를 통해 또는 FACS를 통해 하나의 해당 유전자 변형 기자 라인에서 뚜렷한 발달 단계에서 서로 다른 세포 유형의 분리는 배아 분리 한 후, 시작 세포를 제공 할 수 있습니다. 세포 배아 기원에 의해 안내 배양 조건, 몇몇 최적화가 요구 될 수있다. 형질 전환 제브라 피쉬의 빠르게 성장하는 컬렉션이 유연하고 민감한 프로토콜을 결합하여라인, 우리는 고전적인 유전 학적 방법을 보완 체외 발달 생물학의 접근을 용이하게하는 것을 희망한다.

척추 동물의 몸 축, 또는 somitogenesis 따라 세그먼트의주기적인 형성, 배아의 공간과 시간 발진기의 증거입니다. somitogenesis을 제어 애용기구는 개념적 이제 세포 내 환상 유전자 2 ​​세트의 리듬 표현에 의해 구동되는 것으로 생각 셀룰러 발진기 이루어진 &quot;시계&quot;, 형성 떨어져 틱 상기 &quot;시계 및 파면&quot;모델 1에 의해 설명된다 의 somites presomitic 중배엽 (PSM)에서. 배아 발달로, PSM의 성숙 &quot;파면&quot;는 둔화 있고 그것을 통과 세포 발진기를 체포, 후방을 향해 되돌아가는 조직과 협력하여 이동합니다. 함께,이 시공간 동적 시스템 분할 시계라고합니다. 분할 시계 범위에서 현지 커플 링 번째로 하나의 세포에있는 유전자 발진기에서 조직의 세 증가 수준을 공부하는 현재의 접근 방식에서 세포 그리고 마지막으로 집단 PSM 조직 4 위치 정보의 글로벌 규제 사이에 발생합니다. 이전 연구는 제브라 피쉬의 셀 자치 분할 발진기는 전사 억제 5-7을 통해 음의 피드백 루프를 형성하기 위해 생각됩니다 factorfamily 그녀 / HES 전사에서 유전자와 단백질 제품으로 구성하는 것이 좋습니다. 델타 / 노치 신호 전달 경로가 이웃하는 셀 사이의 진동을 동기화하고 인구의 8-10 집단 기간을 조절한다. tailbud에서 생산 FGF 신호 전달 분자는 제브라 피쉬의 PSM에 걸쳐 그라데이션을 구축하기 위해 나타나고, 이에 따라 전방 (11)에 진동 세포를 둔화 및 체포에 기여하는 가정합니다. 지금까지 somitogenesis에서 이러한 분자의 각각의 기능적인 역할은 유전자 변이, 모르 폴리 노 주입, 열 충격을 통해 표현하고 길항제 약물 세차장에 의해 조사 된시계의 구성 요소와 세포 5,7,10,12 사이의 신호의 tment. 이러한 섭동을 사용하여 분할 시계 기능은 조직 수준의 체절 결함의 설명과 HER1, her7, 델타 같은주기 유전자의 발현에 균일 한 진동의 손실에서 유추 된 C. 그러나, 거의 모든 데이터는 고정 된 배아에서하고 정확하게 분할 클록의 역동적 함수에 내재 된 변경을 캡처하지 못한다. 최근 여러 배아 시간 경과 영상은 변경된 발진기 기간이 첫 번째 돌연변이를 밝혀 왔지만, 이러한 관찰은 또한 조직 수준 7,13에서 만들어졌다. 따라서, somitogenesis 동안 가정 세포 자치 발진기의 동작은 관찰되지 않았습니다. 본질적으로, 프로세스가 진동 시스템에 의해 구동되기 때문 somitogenesis의 정적 스냅 샷은 불완전한 그림을 제공합니다. 마우스와 병아리 세포의 이전 작업은 보여 주었다 성적 수준단백질의 상승 및 하강하지만, 약 2 시간의 진동마다 30 ~ 45 분을 샘플링은 반드시 수집 된 데이터와 14, 15을 그릴 수있는, 따라서 결론을 제한합니다. 다른 생물 발진기의 연구는, 특히, 일주기 시계는 실시간 형광 및 발광 생물 기자 (16, 17)를 사용하여 모니터링 멀리 유전자 및 단백질 발현의 단계적 측정에서 이동했습니다. 이러한 도구는 하나의 셀 (18)의 시계 속성을 보여 필수적입니다. HES1주기 유전자의 발광 생물 기자 개발 간단히 하나의 마우스 PSM 셀 (19)을 특징으로하고있다. 평균주기 및 차이는 진동이 시험관 내에서 여러 사이클 지속되었음을 보여 세포의 소수에 대해 계산 하였다. 그러나, 이들 연구는 정량적으로 세포가 저절로 시작하거나 종료 진동 할 수 있는지 여부, 오실레이터 주파수 및 진폭의 안정성과 견고성을 해결하지 않았다방법 및 세포는 그들의 위상 관계를 유지한다. 또한, 세포 자치 시계의 배아에있는 신호 분자의 효과를 직접 테스트 된 것은 아닙니다. 따라서, 단일 세포 발진기의 이러한 근본적인 특성은 전혀 알려지지 남아있다. 우리는 최근에 HER1 식 (30)의 금성 (YFP) 형광 기자를 구동하기 위해 BAC의 recombineering (20)를 이용하여 형질 전환 어류 라인을 개발했습니다. 이러한 라인은 매립 및 시간적 역학 HER1의 공간적 패턴을 다시 요약되는 본래 염색체 유전자좌의 규제 신호를 악용. 이 획기적인 생체 현상 제브라 피쉬 배아에서 유전자 발현의 실시간 모니터링을 허용한다. 기본적인 세포 자율 진동의 특성과 방법 등의 표현이 시간이 지남에 따라 규제를 연구하기 위해, 우리는 최근 체외에서 PSM 세포에서 분리하여 기록 할 수있는 신뢰할 수있는 방법을 개발했다. 이 프로토COL은 우리가 하나의 셀에 제브라 피쉬 분할 시계의 진동 특성을 할 수있는 분산 된 세포 배양을 생성하기 위해 유전자 변형 기자 라인을 활용 한 방법을 설명합니다. 우리는 따라서 뛰어난 정적 또는 조직 수준 분석 접근 없었던 분야의 문제뿐만 아니라 직접 신호 분자와 억제제와 단일 세포 수준에서 세그멘테이션 시계를 조작을 해결할 수있다.

<table><tbody><tr><td>Epifluorescence microscope</td><td>Olympus</td><td>Model: SZX16</td><td></td></tr><tr><td>Epifluorescence microscope</td><td>X-cite Illumination</td><td>Series: 120Q</td><td></td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>Olympus</td><td>Model: SZX12</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps no. 55</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Glass transfer pipettes</td><td>Assistent</td><td>567/2</td><td></td></tr><tr><td>35 mm plastic petri dishes</td><td>Greiner</td><td>627102</td><td></td></tr><tr><td>60 mm plastic petri dishes</td><td>Greiner</td><td>628102</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard polymer</td><td>SASCO</td><td>266727</td><td></td></tr><tr><td>Manipulation tools</td><td>Made in-house</td><td></td><td>For description of manipulation tools Ref. 22</td></tr><tr><td>Microsurgical knife</td><td>World Precision Instruments</td><td>500249</td><td></td></tr><tr><td>L15 medium</td><td>Invitrogen</td><td>57322</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/streptomyocin</td><td>PAA</td><td>P11-010</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Invitrogen</td><td>257322</td><td></td></tr><tr><td>0.05% trypsin / 0.02% EDTA</td><td>PAA</td><td>L11-004</td><td></td></tr><tr><td>Gel loading tips</td><td>Fisher Scientific</td><td>253188</td><td></td></tr><tr><td>Sigmacote</td><td>Sigma Aldrich</td><td>254589</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette set</td><td>Gilson International</td><td>F167300</td><td></td></tr><tr><td>Zebrafish Fibronectin1 70 kD fragment</td><td>MPI-CBG protein facility</td><td></td><td>Generated in-house from construct based on previously published work Ref. 23-25</td></tr><tr><td>Glass bottom imaging dishes</td><td>Mattek (single well)</td><td>P35G-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>Glass bottom imaging dishes</td><td>Greiner (CellView -multi-well)</td><td>262502</td><td></td></tr><tr><td>E3 medium without methylene blue</td><td>Made in-house</td><td></td><td>From The Zebrafish Book, 5th Ed. Ref. 26 </td></tr><tr><td>Plastic transfer pipettes</td><td>Ratiolab</td><td>260011</td><td></td></tr><tr><td>Warner heating/cooling chamber</td><td>Warner Instruments</td><td>TC-324B/344B</td><td></td></tr><tr><td>EM-CCD camera</td><td>Andor</td><td>Model: iXOn 888</td><td></td></tr><tr><td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td><td>Zeiss</td><td>Model: Axiovert 200M</td><td></td></tr><tr><td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td><td></td><td>NeoFluor 40x, NA 0.75</td><td></td></tr><tr><td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td><td>Lumencor Light Engine</td><td>Model: Spectra X</td><td></td></tr><tr><td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td><td>BrightLine HC 575/15</td><td>F39-575</td><td></td></tr></tbody></table>

generation of dispersed presomitic mesoderm cell cultures for imaging of the zebrafish segmentation clock in single cells

분할은 척추 동물의주기 순차적 형태 발생 과정이다. 몸의 축을 따라 somites라는 조직의 블록이 리듬 형성은 배아를 패터닝 유전 발진기의 증거입니다. 제브라 피쉬에서, 세포 내 시계 구동 조각은 음의 피드백 루프로 구성 그녀 / 신은 전사 인자 가족의 구성원으로 구성되어 있습니다. 우리는 최근 presomitic 중배엽 (PSM)의 진동의 시공간적 패턴을 요점을 되풀이주기 유전자 HER1에 대한 형질 전환 형광 기자 라인을 생성했다. 이러한 라인을 사용하여, 우리는 하나의 절연 PSM 세포 내에 분할 클록 진동의 실시간 분석을 허용 시험 관내 배양 시스템을 개발 하였다. 유전자 변형 배아에서 PSM 조직을 제거하고 유리 바닥 요리에 영역을 진동 세포를 분산함으로써, 우리는 형광 신호의 시간 경과 이미징에 적합한 문화를 생성각각의 시계 세포. 이 방법은 세포 자치와 조직 수준의 속성을 구분하고 해부 할 수 있도록 전례없는 단일 셀 해상도로 분할 시계의 직접 조작에 대한 실험과 개념적 프레임 워크를 제공합니다.

이 프로토콜은 형광 신호의 시간 경과 영상 (그림 2)을 위해 실행 가능한, 분산, 하나의 PSM 세포의 문화를 생산하고 있습니다. 우리의 유전자는 그 사이클 생산 및 분해 시간 반 정도의 배아에서 내인성 유전자와 단백질과 유사한 역학 발생하는 기자를 생성합니다. 그것의 빠른 회전율로, 하나의 세포에서 YFP 신호는 표백을 최소화하기 위해 신속하게 감지하고 각각의 진동주기의 기능을 캡처하는 높은 시간 해상도를해야합니다. 또한, 신호의 상대적 어스레 제공, 문화 및 인수 조건은 신중하게 민감하고 강력한 결과를 보장하기 위해 조정되었다. . 유리 바닥 문화 요리 코팅에 사용되는 1 ECM 기판 : 우리는 이미징을위한 최적의 PSM 세포 배양을 생성에 중요한 것은 다음과 같은 요소를 발견했습니다. 2. 해부 및 영상 매체에 혈청의 추가. 상대 HETE 후 촬영 확인 된 배아에서 PSM의 3. 해부누구의 자손 잠재적으로 유전자의 두 사본을 가지고 rozygous 쌍. 형광 신호의 효율적인 캡쳐를 보장하기 위해 높은 NA 대물 렌즈를 사용하여 최적의 배율 범위 내의 4. 이미지 수집. 5. 배경 잡음에 기여할 수있는 강도 변동을 최소화하기 위해 고체 광원과 조명. 6. 고감도 EM-CCD 카메라와 신호 검출 신호 판독을 극대화 할 수 있습니다. 차선의 문화는 기록을 통해 둥근과 건강을 유지하지 않는 세포를 포함합니다. 우리는 우리의 ECM 기판, 제브라 피쉬 fibronectin1의 조각이 폴리 라이신 또는 라미닌과 같은 다른 일반적으로 사용되는 기판에 비해, 미분화 PSM 같은 상태로 세포를 유지한다는 가설을 세웠다. 우리가 다른 기판은 테스트 셀 기록의 과정을 통해 유리와 형광 발진 신호의 손실에 평탄화시킨다. 우리는 또한 발견 해부 동안 혈청 배지에 첨가, 분산,녹화뿐만 아니라 분리에 사용되는 트립신을 해소하는 것이 중요했다, 또한 성능이 향상된 세포 생존 가능성이 배경 위에 형광 강도를 증가. 하나의 세포에서 최적의 신호 캡처를 보장하기 위해 우리는 높은 NA와 특히 형광 이미징 (혈구 계획 NeoFluor 시리즈)를 위해 디자인 된 40 배 목표를 사용했습니다. 우리는 또한 고체 광원 잡음이 이미지에 기여 배경 변동을 최소화하는 것이 중요합니다 기존의 수은 램프,보다 안정적인 조명을 한 것으로 나타났습니다. 이러한 수정은 강력한 결과를 보장하는 것이 중요합니다. 이 프로토콜을 이용하여 우리가 예상 관련 분야에서 다수의 셀을 기록하는 동안 어느 시점에서 형광성되는 배양. 우리는 형광 세포는 일반적으로 녹음하는 동안 때로는 매우 운동성이 둥근 남아있는 것을 발견. 형광 세포를 포함하여 몇 가지 세포는, 촬영시 세포 사멸 될 수 있습니다. 이 세포는 어떤에서 제외됩니다(분석). 우리는 또한 다른 세포와 접촉 세포를 제외하거나 시야 밖에서 이동합니다. 투과광 채널에서 건강한 세포의 수를 계수함으로써 측정 평균적으로, 우리는 10 시간의 기록에 의한 단부 필드 당 세포 수의 12 % 감소를 참조. 이 손실은 세포의 죽음과 필드 밖으로 이동 한 세포가 모두 포함됩니다. 이러한주의 사항을 감안할 때 우리는 평균적으로 일반적으로 트랙 5 형광 실행 가능하고 그대로 표시 필드 당 세포 및이 조건에 6 필드를 기록 할 수 있습니다. 예를 들어, 4 조건 실험은 총 24 개 분야는 일반적으로 조건 당 30 추적 세포를 취득해야합니다. 10 % 소 태아 혈청을 함유 L15 배지로 표준 촬상 조건 하에서, 우리는 PSM 세포 (4 실험적 반복 실험에서 N = 101 세포) 3 ± 1 피크 (2의 평균 및 표준 편차와 함께, 2 및 7 피크 사이 생산할 수있는 것을 발견 -3 회). 중간 피크 개수뿐만 아니라, 25 % 백분위,이 피크와 75 %의 백분위 I이다3 피크에요. 우리 반자동 추적 및 분석을 사용하여, 우리는 신속도 2c에 도시 된 대표적인 셀 추적과 함께, PSM 개별 셀에 대한 시간 트레이스 위에 형광 강도를 생성 할 수있다. 이러한 것의 트레이스는 그런 주파수, 진폭,주기 수, 및 피크의 타이밍으로서 진동 PSM 세포의 성질의 정량적 측정을 위해 사용될 수있다. <img alt="그림 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50307/50307fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50307/50307fig1.jpg" /> ~ 5 체절 단계에서 YFP의 형광을 발현하는 형질 전환 제브라 피쉬 배아의 자신의 해부의 형질 전환 배아 및 회로도 그림 1. 확인. (A) 측면보기. 이미지가 전송 빛과 형광 채널의 오버레이입니다. 화살표는 L 향해 PSM 걸쳐 tailbud의 끝에서 시작하는 신호의 부분을 나타낸다<html> AST 체절을 형성했다. 삽입은 개발 및 생체 내 행동에 대한 자세한 내용은 Soroldoni 등. 30을 참조하십시오. 첫 해부하는 동안 절단하기 전에 배아의 측면보기의 (B) 도식. 빨간 점선 라인은 첫 번째 컷을 나타냅니다 (리포터 유전자의 개략도를 보여줍니다 다만 tailbud 노른자 과립과의 전후방 축을 따라 중심의 표피 층의 제거 다음 평평 PSM의. (C) 개략도 뒤에 노른자 셀. 빨간 점선 라인은 팁을 제거하는 두 번째 컷을 표시하지만, 후뇌에 걸쳐 만든 분산과 문화에 대한 tailbud의. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50307/50307fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 07fig2.jpg &quot;/&gt; 그림 2. 분산 PSM 문화에서 하나의 세포에서 대표 이미지와 흔적. (A) 몽타주의 6 시간 시간 경과 기록에서 하나의 PSM 셀의 빛 이미지를 전송. 셀이 기록의 과정에 걸쳐 둥근 건강한 유지됩니다. (B) 하나의 PSM 세포에서 형광 이미지의 몽타주 대응. 셀의 강도 피크 기록의 과정을 통해 번호가 매겨집니다.이 셀에 배치 된 투자 수익 (ROI)에서 측정 한 시간에 (C) 평균 강도. 값은 피지로 작성 원 보간 플러그인 및 사용자 지정 매크로를 사용하여 2 분마다 하나의 프레임 속도로 영화의 모든 프레임에서 가져옵니다. 강도의 피크가 다시 추적을 통해 번호가 매겨집니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50307/50307fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Generation of Dispersed Presomitic Mesoderm Cell Cultures for Imaging of the Zebrafish Segmentation Clock in Single Cells at JoVE.com

Generation of Dispersed Presomitic Mesoderm Cell Cultures for Imaging of the Zebrafish Segmentation Clock in Single Cells

Somitogenesis는 리듬 발달 과정입니다 공간적 패턴 척추 동물의 태아의 몸 축. 이전에, 우리는이 과정을 드라이브주기 유전자를 관찰하는 형광 기자를 사용하여 형질 전환 제브라 피쉬 라인을 개발했다. 여기, 우리의 문화는 체외에서 시간이 지남에 따라이 라인 및 이미지 자신의 진동을 세포를 분산.

단일 세포의 Zebrafish의 분할 시계의 이미징을위한 분산 Presomitic 중배엽 세포 배양의 생성

Segmentation is a  periodic and sequential morphogenetic process in vertebrates. This rhythmic  formation of blocks of tissue called somites along the ...

generation-dispersed-presomitic-mesoderm-cell-cultures-for-imaging

Research

JoVE Journal

Biology

13.7K 조회수.  Max Planck Institute of Molecular Cell Biology and Genetics.  Somitogenesis는 리듬 발달 과정입니다 공간적 패턴 척추 동물의 태아의 몸 축. 이전에, 우리는이 과정을 드라이브주기 유전자를 관찰하는 형광 기자를 사용하여 형질 전환 제브라 피쉬 라인을 개발했다. 여기, 우리의 문화는 체외에서 시간이 지남에 따라이 라인 및 이미지 자신의 진동을 세포를 분산. 

비디오: Generation of Dispersed Presomitic Mesoderm Cell Cultures for Imaging of the Zebrafish Segmentation Clock in Single Cells

Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish embryos, injection of plasmid DNA results in mosaic expression, allowing for the visualization of single cells or small clusters of cells 1 . We describe how injection of plasmid DNA encoding membrane-targeted Green Fluorescent Protein (mGFP) under the control of a ubiquitous promoter can be used for imaging cells undergoing neurulation. Central to this protocol is the methodology for imaging labeled cells at high resolution in sections and also in real time. This protocol entails the injection of mGFP DNA into young zebrafish embryos. Embryos are then processed for vibratome sectioning, antibody labeling and imaging with a confocal microscope. Alternatively, live embryos expressing mGFP can be imaged using time-lapse confocal microscopy. We have previously used this straightforward approach to analyze the cellular behaviors that drive neural tube formation in the hindbrain region of zebrafish embryos 2. The fixed preparations allowed for unprecedented visualization of cell shapes and organization in the neural tube while live imaging complemented this approach enabling a better understanding of the cellular dynamics that take place during neurulation.

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early embryo is the ability to image cells at high resolution. We describe here a technique for labeling single cells or small clusters of cells in whole zebrafish embryos with membrane-targeted Green Fluorescent Protein.

Zebrafish의 Hindbrain에 라벨 부착 및 이미징 셀

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish ...

연구

신경과학

Isolation and Characterization of Single Cells from Zebrafish Embryos

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been described at the morphological level, little is known about the molecular basis of cellular changes that occur as the organism develops. With recent advancements in microfluidics and multiplexing technologies, it is now possible to characterize gene expression in single cells. This allows for investigation of heterogeneity between individual cells of specific cell populations to identify and classify cell subtypes, characterize intermediate states that occur during cell differentiation, and explore differential cellular responses to stimuli. This study describes a protocol to isolate viable, single cells from zebrafish embryos for high throughput multiplexing assays. This method may be rapidly applied to any zebrafish embryonic cell type with fluorescent markers. An extension of this method may also be used in combination with high throughput sequencing technologies to fully characterize the transcriptome of single cells. As proof of principle, the relative abundance of cardiac differentiation markers was assessed in isolated, single cells derived from nkx2.5 positive cardiac progenitors. By evaluation of gene expression at the single cell level and at a single time point, the data support a model in which cardiac progenitors coexist with differentiating progeny. The method and work flow described here is broadly applicable to the zebrafish research community, requiring only a labeled transgenic fish line and access to microfluidics technologies.

This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells.

분리 및 Zebrafish의 배아에서 단일 세포의 특성

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been ...

발생학

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To understand the behavior of neural progenitor cells in the complex in vivo environment, time-lapse live imaging of neural progenitor cells in an intact brain is critically required. In this video, we exploit the unique features of zebrafish embryos to visualize the development of forebrain neural progenitor cells in vivo. We use electroporation to genetically and sparsely label individual neural progenitor cells. Briefly, DNA constructs coding for fluorescent markers were injected into the forebrain ventricle of 22 hours post fertilization (hpf) zebrafish embryos and electric pulses were delivered immediately. Six hours later, the electroporated zebrafish embryos were mounted with low melting point agarose in glass bottom culture dishes. Fluorescently labeled neural progenitor cells were then imaged for 36hours with fixed intervals under a confocal microscope using water dipping objective lens. The present method provides a way to gain insights into the in vivo development of forebrain neural progenitor cells and can be applied to other parts of the central nervous system of the zebrafish embryo.

The present video demonstrates a method which takes advantage of the combination of electroporation and confocal microscopy to perform live imaging on individual neural progenitor cells in the developing zebrafish forebrain. In vivo analysis of the development of forebrain neural progenitor cells at a clonal level can be achieved in this way.

개발 Zebrafish Forebrain에 Clonally 관련 신경 전구 세포의 시간 경과 라이브 영상

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To ...

A Versatile Mounting Method for Long Term Imaging of Zebrafish Development

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. In particular, posterior body elongation is an essential process in embryonic development by which multiple tissue deformations act together to direct the formation of a large part of the body axis. In order to observe this process by long-term time-lapse imaging it is necessary to utilize a mounting technique that allows sufficient support to maintain samples in the correct orientation during transfer to the microscope and acquisition. In addition, the mounting must also provide sufficient freedom of movement for the outgrowth of the posterior body region without affecting its normal development. Finally, there must be a certain degree in versatility of the mounting method to allow imaging on diverse imaging set-ups. Here, we present a mounting technique for imaging the development of posterior body elongation in the zebrafish D. rerio. This technique involves mounting embryos such that the head and yolk sac regions are almost entirely included in agarose, while leaving out the posterior body region to elongate and develop normally. We will show how this can be adapted for upright, inverted and vertical light-sheet microscopy set-ups. While this protocol focuses on mounting embryos for imaging for the posterior body, it could easily be adapted for the live imaging of multiple aspects of zebrafish development.

Here, we present a versatile mounting method that allows for the long-term time-lapse imaging of the posterior body development of live zebrafish embryos without perturbing normal development.

Zebrafish의 개발의 장기 이미징을위한 다목적 장착 방법

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. ...

Multi-Photon Time Lapse Imaging to Visualize Development in Real-time: Visualization of Migrating Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos

Congenital eye and craniofacial anomalies reflect disruptions in the neural crest, a transient population of migratory stem cells that give rise to numerous cell types throughout the body. Understanding the biology of the neural crest has been limited, reflecting a lack of genetically tractable models that can be studied in vivo and in real-time. Zebrafish is a particularly important developmental model for studying migratory cell populations, such as the neural crest. To examine neural crest migration into the developing eye, a combination of the advanced optical techniques of laser scanning microscopy with long wavelength multi-photon fluorescence excitation was implemented to capture high-resolution, three-dimensional, real-time videos of the developing eye in transgenic zebrafish embryos, namely Tg(sox10:EGFP) and Tg(foxd3:GFP), as sox10 and foxd3 have been shown in numerous animal models to regulate early neural crest differentiation and likely represent markers for neural crest cells. Multi-photon time-lapse imaging was used to discern the behavior and migratory patterns of two neural crest cell populations contributing to early eye development. This protocol provides information for generating time-lapse videos during zebrafish neural crest migration, as an example, and can be further applied to visualize the early development of many structures in the zebrafish and other model organisms.

A combination of the advanced optical techniques of laser scanning microscopy with long wavelength multi-photon fluorescence excitation was implemented to capture high-resolution, three-dimensional, real-time imaging of neural crest migration in Tg(sox10:EGFP) and Tg(foxd3:GFP) zebrafish embryos.

실시간으로 개발을 시각화 하기 위해 다중 광자 시간 경과 영상: 마이그레이션 Zebrafish 태아 신경 크레스트 셀의 시각화

Congenital eye and craniofacial anomalies reflect disruptions in the neural crest, a transient population of migratory stem cells that give rise to ...

Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the developing zebrafish brain (Gutzman et al, 2008). Such analysis affords a new understanding of the underlying cell biology required for development of the 3D structure of the vertebrate brain, and significantly increases our ability to study neural tube morphogenesis. The embryonic zebrafish brain is shaped beginning at 18 hours post fertilization (hpf) as the ventricles within the neuroepithelium inflate. By 24 hpf, the initial steps of neural tube morphogenesis are complete. Using the method described here, embryos at the one cell stage are injected with mRNA encoding membrane-targeted green fluorescent protein (memGFP). After injection and incubation, the embryo, now between 18 and 24 hpf, is mounted, inverted, in agarose and imaged by confocal microscopy. Notably, the zebrafish embryo is transparent making it an ideal system for fluorescent imaging. While our analyses have focused on the midbrain-hindbrain boundary and the hindbrain, this method could be extended for analysis of any region in the zebrafish to a depth of 
80-100 &mu;m.

In this video, we demonstrate a method by which to analyze the developing vertebrate brain in live zebrafish embryos at single cell resolution by confocal microscopy. This includes the method by which we inject the single-cell zebrafish embryo and subsequently mount and image the developing brain.

공촛점 현미경으로 Zebrafish 배아 뇌 영상 라이브

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the ...

생물학

Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in an intact and developing vertebrate. However, the detailed imaging of the morphologies of distinct cell types and subcellular structures is limited in whole mounts. Therefore, we established an efficient and easy-to-use protocol to culture live primary cells from zebrafish embryos and adult tissue.
In brief, 2 dpf zebrafish embryos are dechorionated, deyolked, sterilized, and dissociated to single cells with collagenase. After a filtration step, primary cells are plated onto glass bottom dishes and cultivated for several days. Fresh cultures, as much as long term differenciated ones, can be used for high resolution confocal imaging studies. The culture contains different cell types, with striated myocytes and neurons being prominent on poly-L-lysine coating. To specifically label subcellular structures by fluorescent marker proteins, we also established an electroporation protocol which allows the transfection of plasmid DNA into different cell types, including neurons. Thus, in the presence of operator defined stimuli, complex cell behavior, and intracellular dynamics of primary zebrafish cells can be assessed with high spatial and temporal resolution. In addition, by using adult zebrafish brain, we demonstrate that the described dissociation technique, as well as the basic culturing conditions, also work for adult zebrafish tissue.

We present an efficient and easy-to-use protocol for preparing primary cell cultures of zebrafish embryos for transfection and live cell imaging as well as a protocol to prepare primary cells from adult zebrafish brain.

문화와 Zebrafish 기본 세포의 Transfection

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in ...

A 3-D Tail Explant Culture to Study Vertebrate Segmentation in Zebrafish

Vertebrate embryos pattern their major body axis as repetitive somites, the precursors of vertebrae, muscle, and skin. Somites progressively segment from the presomitic mesoderm (PSM) as the tail end of the embryo elongates posteriorly. Somites form with regular periodicity and scale in size. Zebrafish is a popular model organism as it is genetically tractable and has transparent embryos that allow for live imaging. Nevertheless, during somitogenesis, fish embryos are wrapped around a large, rounding yolk. This geometry limits live imaging of PSM tissue in zebrafish embryos, particularly at higher resolutions that require a close objective working distance. Here, we present a flattened 3-D tissue culture method for live imaging of zebrafish tail explants. Tail explants mimic intact embryos by displaying a proportional slowdown of axis elongation and shortening of rostrocaudal somite lengths. We are further able to stall axis elongation speed through explant culture. This, for the first time, enables us to untangle the chemical input of signaling gradients from the mechanistic input of axial elongation. In future studies, this method can be combined with a microfluidic setup to allow time-controlled pharmaceutical perturbations or screening of vertebrate segmentation without any drug penetration concerns.

Here, we present the protocol for 3-D tissue culture of the zebrafish posterior body axis, enabling live study of vertebrate segmentation. This explant model provides control over axis elongation, alteration of morphogen sources, and subcellular resolution tissue-level live imaging.

얼룩말피에서 척추동물 세분화를 연구하는 3-D 꼬리 이식 문화

Vertebrate embryos pattern their major body axis as repetitive somites, the precursors of vertebrae, muscle, and skin. Somites progressively segment from ...

Preparation of Single-Somite Explants from Zebrafish Embryos

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular prepatterns determine the initial length-scale of somites, mechanical processes have been implicated in setting their final size and shape. To better understand the intrinsic material properties of somites, a method is developed to culture single-somite explant from zebrafish embryos. Single somites are isolated by first removing the skin of embryos, followed by yolk removal and sequential excision of neighboring tissues. Using transgenic embryos, the distribution of various sub-cellular structures can be observed by fluorescent time-lapse microscopy. Dynamics of explanted somites can be followed for several hours, thus providing an experimental framework for studying tissue-scale shape changes at single-cell resolution. This approach enables direct mechanical manipulation of somites, allowing for dissection of the material properties of the tissue. Finally, the technique outlined here can be readily extended for explanting other tissues such as the notochord, neural plate, and lateral plate mesoderm.

We present a protocol for isolating single somites from zebrafish embryos, the dynamics of which can be followed in culture for several hours by fluorescence time-lapse microscopy, thus providing a methodology to quantify tissue-scale shape changes at single-cell resolution.

The body axis of vertebrate embryos is periodically subdivided into 3D multicellular units called somites. While genetic oscillations and molecular ...

<meta charset="utf8"></head><body>제브라피시 배아를 위한 개선된 Multiview Light Sheet Microscopy 프로토콜

Light Sheet Microscopy Imaging and Mounting Strategies for Early Zebrafish Embryos

Light sheet microscopy has become the methodology of choice for live imaging of zebrafish embryos over long time scales with minimal phototoxicity. In particular, a multiview system, which allows sample rotation, enables imaging of entire embryos from different angles. However, in most imaging sessions with a multiview system, sample mounting is a troublesome process as samples are usually prepared in a polymer tube. To aid in this process, this protocol describes basic mounting strategies for imaging early zebrafish development between the 70% epiboly and early somite stages. Specifically, the study provides statistics on the various positions the embryos default to at the 70% epiboly and bud stages within the chorion. Furthermore, it discusses the optimum number of angles and the interval between angles required for imaging whole zebrafish embryos at the early stages of development so that cellular-scale information can be extracted by fusing the different views. Finally, since the embryo covers the entire field of view of the camera, which is required to obtain a cellular-scale resolution, this protocol details the process of using bead information from above or below the embryo for the registration of the different views.

<meta charset="utf8"></head><body>저자 스포트라이트: 고해상도 멀티뷰 광시트 현미경을 위한 제브라피시 배아 장착 전략 — 이미징 및 이미지 재구성 기법

A sample preparation strategy for imaging early zebrafish embryos within an intact chorion using a light-sheet microscope is described. It analyzes the different orientations that embryos acquire within the chorion at the 70% epiboly and bud stages and details imaging strategies for obtaining cellular-scale resolution throughout the embryo using the light-sheet system.

Light sheet microscopy has become the methodology of choice for live imaging of zebrafish embryos over long time scales with minimal phototoxicity. In ...