우리는 기술 지원을 위해 카린 Winterhalter 및 Kerstin Semmler 감사입니다. 이 작품의 우수성 BrainLinks-BrainTools (EXC 1086) 독일 연구 재단의 클러스터에 의해 지원 되었다.

살아있는 동물을 포함 하는 모든 메서드는 독일 동물 복지 행위에 따라 Regierungspräsidium 프라이부르크에 의해 승인 되었습니다.
1입니다. 준비
<ol><li>디자인과 정도 들고 실리콘 프로브와 전극 커넥터 주입의 과정에서 적절 한 삽입 도구를 구축. 예를 들어 사용자 정의 내장된 삽입 도구에 대 한 그림 1 을 참조 하십시오.</li>
	<li>조심 스럽게 세라믹 밀고 집게를 사용 하 여 포장에서 실리콘 프로브 및 전극 커넥터를 해제 합니다.</li>
	<li>커넥터 보드를 들어올려 고 안전 하 게 악어 클램프 스탠드에 연결 된와 함께 그것을 해결.</li>
	<li>stereoscope를 사용 하 여 삽입 도구 프로브 세라믹 밀고 집게 맞춥니다. 프로브 삽입 도구를 접착제로 cauterizer와 녹 인 파라핀 왁 스의 ~ 2 mm 레이어를 적용 합니다. 이 절차 동안 프로브 정강이 건드리지 않도록 주의.</li>
	<li>표준 접착 테이프를 사용 하 여 삽입 도구의 샤프트에 전극 커넥터를 수정 합니다. 참고는 제조업체에 따라 접지 전선이 이식 전에 전극 커넥터 보드에 납땜을 해야 할 수 있습니다. 주석-납 납땜 (400 ° C)와 함께 적용을 사용 하 여 광택 절연 구리 와이어의 두 개의 짧은 조각에서 단 열을 제거 합니다. 전극 커넥터 보드에 적절 한 슬롯에 접지 전선 땜 납.</li>
	<li>구리 철사의 2 개의 추가적인 조각의 절연을 제거 합니다. 세 번 (1 밀리미터 직경, 2mm 길이) 스테인리스 나사 주위 각 벌 거 벗은 구리 와이어 랩. 플럭스 강철 솔더링에 적합을 적용 하 고 나사 뚜껑의 하단에 구리 철사를 납땜. 있는지 확인 하단의 나사 스레드 남아의 절반 주석 땜 납의 무료.</li>
	<li>표준 멀티 미터를 사용 하 여 와이어와 나사 사이 전기 접점에 대 한 확인.</li>
	<li>70% 에탄올에 침수에 의해 실리콘 프로브와 접지 나사의 정강이 소독 (10 s).</li>
	<li>절반에 플라스틱 파스퇴르 피 펫의 머리를 절단 하 여 프로브 임 플 란 트에 대 한 보호 커버를 준비 합니다.</li>
</ol>2. 이식 수술
<ol><li>수술 도구 (가 위, 뾰족한 집게, 외과 클램프)와 뜨거운 비드 소독 기 소독. 70% 에탄올과 모든 표면을 닦아냅니다.</li>
	<li>3 %isoflurane ~ 1 L/min에 전달 하는 산소에서와 마 취를 유도.<ol>
<li>유지 보수, 1-1.5 %isoflurane 사용 합니다. 참고 isoflurane 농도 외과 공차를 달성 하는 데 필요한 동물 동물에서 달라질 수 있습니다.</li>
		<li>안정적인 수술 공차 동물 발가락 곤란에 응답 하지 못할 때 이루어집니다. 마우스의 호흡 비율을 모니터링 하 고 필요한 경우 isoflurane의 농도 조정 합니다.</li>
		<li>동물의 눈을 밖으로 건조 방지에 연 고를 적용 됩니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>부드럽게 귀 바 외가도에 삽입 하 여 stereotaxic 프레임에 마우스를 탑재 합니다. 일단 마우스의 머리는 귀 바에 의해 안정, 지속적인 isoflurane 배달에 대 한 주 둥이 입 조각 장소. 마우스 패드 또는 수건에 위에 난방 패드를 놓고 buprenorphine를 피하 주사 (0.05-0.1 mg/kg 체중) 수술 후 진통 되도록.</li>
	<li>표준 면도기로 머리를 면도 하 고 70% 에탄올으로 피부를 소독. 수술가 위를 사용 하 여 두개골의 중간 선 따라 피부에 절 개 하 고 수술 클램프를 사용 하 여 피부를 엽니다.</li>
	<li>레벨 bregma 및 람다 stereotaxic 정렬 도구의 도움으로 동물의 머리를 맞춥니다. Bregma 및 람다 사이의 높이 오프셋의 50 µ m 이어야 한다. 또한, 두개골에 bregma에서 깊이 측정 하 여 입장 축 머리에 표면 수준 정의 거리 왼쪽 및 오른쪽 (예를 들어, 왼쪽 1 mm와 bregma의 오른쪽). 필요한 경우 머리의 기울기를 조정 합니다.</li>
	<li>3% 과산화 수소와 함께 머리를 깨끗 하 고 마른 면 물티슈로 닦아 건조.</li>
	<li>Craniotomy bregma 적절 한 stereotaxic 아틀라스12를 사용 하 여 상대적인 위치를 결정 합니다.</li>
	<li>0.9 m m 드릴 머리를 사용 하 여, 지상 및 참조 나사를 소 뇌에 뼈에 두 개의 나사 구멍을 드릴. 또한, 고정 나사에 대 한 1-3 구멍 안정 이식 하는 것이 있다. 앵커 나사 위치는 craniotomy의 위치에 따라 달라 집니다. 해 마에 이식에 대 한 앵커 나사 contralateral 정수 리와 동측 담당에 배치. 적합 한 드라이버를 사용 하 여 뼈에 나사를 삽입 합니다. 알아서 하지 뇌에 침투.</li>
	<li>천천히 주입 측면 주위 직사각형 영역에 드릴으로 두개골을 엷게 해는 craniotomy를 수행 합니다. 멸 균된 인산 버퍼 (PB)와 뼈를 자주 축 축 하 게. 나머지 남았다 두개골을 부드럽게 피어 싱 하 고 괜 찮 아 요 (27 G) 주사 바늘과 핀셋 한 켤레의 도움으로 제거 될 수 있습니다.</li>
	<li>신중 하 게 얇은 (27 G) 주입 바늘 dura mater 피어스. 핀셋의 쌍을 가진 바늘의 팁을 절곡 하 여 작은 고리를 형성 하 고 제거에 대 한 경질을 당겨. PB 뇌 표면 밖으로 건조 하지 않도록 하려면 적용 됩니다.</li>
	<li>Stereotaxic 홀더에 전극 삽입 도구를 탑재 하 고 bregma에 프로브를 0에서 craniotomy를 통해 stereotaxic 좌표에 프로브를 이동 합니다. 천천히 뇌 표면 침투. 프로브 샤프트 구 부 하지 않는 다는 것을 확인 하십시오. 혈관을 통해 이식 하지 마십시오.</li>
	<li>천천히 원하는 깊이 이상 ~ 200 µ m까지 프로브를 낮춥니다. Craniotomy와 정강이의 보호에 대 한 멸 균된 바 셀 린과 실리콘 프로브 커버. 두개골에 고정 나사에 조사 자료를 해결 하기 위해 치과 시멘트를 적용 됩니다.</li>
	<li>시멘트 신청 후 바로, 조사 대상 깊이 천천히 이동. 시멘트의 응용 프로브의 측면 운동 감소 보장 대상 지역에서 최소한의 조직 손상 후 마지막 ~ 200 µ m를 전진. 참고 사용 하는 시멘트의 경화 시간 프로토콜의이 단계에 영향을 수 있습니다. 신속 하 게 시멘트 경화와 함께이 단계를 생략 하 고 직접 실리콘 프로브에 손상을 방지 하기 위해 대상 깊이 조사를 임 플 란 트.</li>
	<li>시멘트는 치료 삽입 도구에서 프로브를 cauterizer와 왁 스를 용 해 하 여 놓습니다.</li>
	<li>삽입 장치에서 커넥터 보드를 놓고 삽입 핸들에 부착 된 악어 클램프를 사용 하 여 두개골에 적당 한 장소에 배치. 해 마에 프로브 주입, 경우 contralateral 정수 리 뼈에 커넥터 보드를 놓습니다. 치과 시멘트를 사용 하 여 두개골에 커넥터 보드를 수정 합니다.</li>
	<li>소 뇌에 있는 두 개의 나사에 연결 된 전선 커넥터 보드의 지상 및 참조 선 땜 납.</li>
	<li>올바른 높이에 보호 커버를 장식 하 고 실리콘 프로브 위에 놓습니다. 커넥터 보드와 두개골 노출된 두개골 주위 피부를 피하고 치과 시멘트를 사용 하 여 표지를 수정 합니다. 이식 사이트 주위 피부를 봉합 일반적으로 필요 하지 않습니다.</li>
</ol>3입니다. 수술 후 회복
<ol><li>최소 2 일 (예: 모든 6 h 낮 동안 및 식 수에 하룻밤 함께 carprofen (4-5 밀리 그램/kg 체중) 피하 모든 24 h buprenorphine의 피하 주사)에 대 한 적절 한 진통 치료를 적용 합니다. 단일 주택 이식의 손상을 방지 하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>적어도 1 주 복구를 허용 합니다. 로컬 동물 복지 가이드라인에 게 문의 하십시오.</li>
</ol>4. 데이터 수집
<ol><li>자유롭게 이동 하는 정류를 통해 연결 하는 적합 한 데이터 수집 시스템을 사용 하 여 마우스에서 기록 LFPs. 1-5 kHz의 샘플링 주파수를 사용 하 여 LFPs를 취득. 높은 샘플링 속도 (20-30 kHz) 단일 단위 방전은 LFP 함께 기록 하는 경우 필요 하다</li>
	<li>오프 라인 분석을 위해 개별 채널의 원시 기록 파일을 저장 합니다.</li>
</ol>5입니다. 조직학
<ol><li>녹음 완료 후 깊이 동물 (예: 2g/kg 몸 무게 우 레 탄 주입 intraperitoneally) anesthetize. 곤란 하 게 발가락에 응답의 부족에 의해 마 취 상태를 확인 합니다.</li>
	<li>얼음 처럼 차가운 인산 염 버퍼 식 염 수 (~ 1 분) 4 %paraformaldehyde (~ 10 분) 표준 intracardial 관류 방법13를 사용 하 여 다음으로 마우스 transcardially perfuse 관류, 전에 전해 lesioning 녹음 사이트의 수에 의해 수행 (예: 10-20 V의 정 전압 최대 1을 적용 하 여 s). 또는, 형광 염료에 적용 칼 팁 이식 식별 추적을 사용할 수 있습니다. 실리콘 감지기의 종류와 최적의 결과 얻기 위해 전극 위치의 식별에 대 한 다양 한 방법을 테스트 하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>뇌 섹션 (~ 100 µ m) 고 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 µ g/mL) 샌드위치 (실 온에서 각 10 분)에 3 개의 세척 단계 다음으로 분할 영역을 얼룩.</li>
	<li>섹션 현미경 슬라이드에, 적용 매체를 포함 한 방울 놓고 커버 슬립으로 섹션을 커버 합니다. 포함 매체 실 온에서 하룻밤 건조 하자.</li>
	<li>Using epifluorescence 또는 confocal 레이저 스캐닝 현미경, 녹음 사이트의 위치를 식별 합니다.</li>
	<li>추가 사용에 대 한 실리콘 감지기의 복구를 시도, 악어 클램프 프로브 잡고과 신중 하 게 납땜 (400 ° C)와 치과 시멘트를 용 해 하 여는 났으며에서 프로브를 놓습니다. 이 절차 동안 프로브 정강이 건드리지 않도록 주의!</li>
	<li>효소 솔루션 다음 뜨거운 증류수 (~ 80 ° C, 15 분)에 프로브를 세척 (1% 증류수, 실 온에서 30 분에에서 Tergazyme)와 다른 세척 증류수 (15 분). 참고 검색 복구 성공률 낮습니다.</li>
</ol>6. CSD 분석
<ol><li>적합 한 분석 환경 (예: 파이썬), 변환으로 정강이 따라 두 번째 공간 파생에 가깝게 하 여 CSD에 개별 칼의 LFP 데이터를 사용 하 여 <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> 어디 LFPn, t는 시간 t 에서 n번째 전극에 LFP 신호 이며 Δz 전극 간 간격. Note는 n-1과 n+ 1 작업, 칼의 처음과 마지막 전극의 CSD 수 없습니다 예상할 수, 프로브 배치 중 고려 주의가 있다. (참조 추가 코드 파일)을 반복 하는 동안 각 전극에 대 한 CSD 신호를 계산 하는 코드의 짧은 세그먼트를 사용 하 여 근사 공식을 구현 합니다.</li>
	<li>추가 분석 (예를 들어, 밴드 패스 필터를 적용 하 여 뇌 진동의 특정 주파수 대역을 공부)에 대 한 획득된 CSD 신호를 사용 합니다.</li>
</ol>

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</ol>

저자는 공개 없다.

증가 증거 hippocampal 신경 회로에서 두뇌 진동 개별 공간 도메인10,,1116발생을 나타냅니다. CSD 분석은 크게 볼륨 전도, 현지 발진 이벤트의 연구에 대 한 중요 한 필수의 영향을 줄일 수 있습니다. 이 비디오와 함께 우리 CSD 데이터의 분석에 대 한 마우스의 해 마에 실리콘 프로브를 이식 하는 가이드를 제공 합니다. 우리는 CA1 및?...

LFP에 진동 정보 신경 회로 의해 처리에 비판적으로 참여 하는. 그들은 주파수, 느린 파도 (~ 1 Hz)에서 빠른 리플 진동 (~ 200 Hz)1의 넓은 스펙트럼을 커버. 고유한 주파수 대역 메모리, 감정 처리와 탐색2,3,,45,,67포함 한 인지 기능으로 연결 됩니다. 신경 세포 막에 걸쳐 전류 흐름 LFP 신호8의 가장 큰 부분을 구성. 입력 셀 (예: glutamatergic 흥분 성의 시 냅 스의 활성화를 통해) 양이온 (충전 나뭇잎 extracellular 매체)로 활성 전류 싱크를 나타냅니다. 반면, 긍정적인 GABAergic 억제 시 냅 스의 활성화에 의해 예를 들면, extracellular 매체의 net 흐름 그 위치에서 활성 전류 소스 묘사. 신경 쌍 극 자에서 전류 싱크 먼 사이트에서 막 요금에 영향을 미치는 전류 보상 때문 수동 소스와 결합 됩니다.
원격 신경 과정에 의해 생산 하는 전기 분야 또한 기록 전극에 상당한 전압 심한 귀 착될 수 있다 하 고 지역 이벤트로 이렇게 거짓으로 간주 될 수 있습니다. 이 볼륨 전도 LFP 신호 해석에 심각한 도전 포즈. CSD 분석 로컬 전류 싱크 및 LFP를 기본 소스에 대 한 정보 신호를 따라서 구성 볼륨 전도8의 영향을 줄이기 위해 수단을 제공 합니다. 해 마 같은 적 층된 구조, 1 차원 CSD 신호 LFP9층 류 평면 수직으로 배열 하는 등거리 전극에서 기록의 두 번째 공간 파생 하 여 얻을 수 있습니다. 상용 선형 실리콘 감지기의 출현 해 마에서 현지 진동 활동 연구를 위한 CSD 메서드를 활용 하는 연구자를 허용 했다. 예를 들어 별개 감마 진동 CA1 지역10층 특정 방식으로 등장할 입증 되었습니다. 또한, CSD 분석이 이랑11주 셀 계층에서 감마 활동의 독립적인 뜨거운 관광 명소를 발견 했다. 중요 한 것은, 이러한 결과 로컬 CSD 하지만 안에 LFP 신호에서만 했다. CSD 분석은 따라서 해 마의 마이크로 회로 작업에 대 한 통찰력을 얻을 수 있는 강력한 도구를 제공 합니다.
이 프로토콜에서 우리 실리콘 프로브 1 차원 CSD 신호를 얻기 위해 포괄적인 가이드를 제공 합니다. 이러한 메서드는 사용자가 지역화 된 진동 이벤트 동작 쥐의 해 마에서 조사를 수 있게 된다.

<table><tbody><tr><td>Crocodile clamp with stand</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D</td><td></td></tr><tr><td>Silicon probe</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-series 32</td><td></td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Varnish-insulated copper wire</td><td>B&amp;uuml;rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Ground screws</td><td>Screws &amp;amp; More GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flux</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic-tipped forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine Wax</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Soldering iron</td><td>Kurtz Ersa</td><td>OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Heat sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic electrode holder</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen concentrator</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical shaver</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Surgical clamps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Sterile cotton wipes</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G injection needle</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffer/phosphate buffered saline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic atlas</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Surgical forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>27G injection needles</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T&amp;amp;M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Recording amplifier</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>USB acquisition board</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Recording cables</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Electrical commutator</td><td>Doric lenses</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Acquisition software</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>allows platform-independent data acquisition</td></tr><tr><td>Computer for data acquisition</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analysis environment</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>allows platform-independent data analysis</td></tr><tr><td>Urethane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Embedding medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Table-top machine for the production of distilled water</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice

로컬 필드 가능성 (LFP) 신경 세포 막에 걸쳐 이온 움직임에서 나온다. LFP 전극에 의해 기록 된 전압 반영 뇌 조직의 큰 볼륨의 총계 전기 분야, 이후 지역 활동에 대 한 정보를 추출은 도전적 이다. 그러나 공부 신경 칩,, 진정으로 지역 행사 및 볼륨 실시 신호 먼 뇌 영역에서 신뢰할 수 있는 구별을 요구 한다. 현재 소스 밀도 (CSD) 분석 전류 싱크 및 소스 전극 주변에 대 한 정보를 제공 하 여이 문제에 대 한 솔루션을 제공 합니다. 뇌 해 마 같은 층 류 cytoarchitecture와 영역, 1 차원 CSD는 LFP의 두 번째 공간 파생을 추정 하 여 얻을 수 있습니다. 여기, 우리는 기록 multilaminar LFPs 사용 하 여 선형 실리콘 프로브 등 해 마에 이식 하는 방법을 설명 합니다. CSD 추적 조사의 개별 정강이 따라 계산 됩니다. 이 프로토콜은 이렇게 자유롭게 이동 하는 쥐의 해 마에서 공간적으로 제한 된 신경 네트워크 진동 해결 하는 절차를 설명 합니다.

그림 1 에서는 실리콘 프로브의 주입에 사용 되는 삽입 도구를 보여 줍니다. 만성 이식된 실리콘에서 녹음 CA1 영역을 대상으로 조사 하 고가 뇌의과 립 세포 층은 그림 2에 표시 됩니다. 우리는 homecage에서 자유로운 이동 하는 동안 프로브 정강이에서 LFPs을 기록 했다. 볼륨 전도의 효과 최소화 하기 위해 얻은 신호 프로브 (<strong ...

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Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

이 프로토콜 로컬 필드 전위 선형 실리콘 프로브 멀티 생크와의 녹음을 설명 합니다. 현재 소스 밀도 분석을 사용 하 여 신호 변환 마우스 해 마에 지역 전기 활동의 개조를 허용 한다. 이 기술을 공간적으로 제한 된 뇌 진동 자유롭게 마우스를 이동에 공부 될 수 있다.

행동 하는 쥐의 해 마에서 진동 제한 공간 기록

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

recording-spatially-restricted-oscillations-hippocampus-behaving

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.8K 조회수.  University of Freiburg. 이 프로토콜 로컬 필드 전위 선형 실리콘 프로브 멀티 생크와의 녹음을 설명 합니다. 현재 소스 밀도 분석을 사용 하 여 신호 변환 마우스 해 마에 지역 전기 활동의 개조를 허용 한다. 이 기술을 공간적으로 제한 된 뇌 진동 자유롭게 마우스를 이동에 공부 될 수 있다.

비디오: Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Hippocampal 쎄타 밴드의 튜닝<em&gt; 체외에서</em&gt; : 격리 된 설치류 Septohippocampal Circuit에서 기록하는 방법론

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

연구

신경과학

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic 쥐 행동에 Hippocampal 세타 진동의 유입

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

급성 마우스 뇌 슬라이스 자발적인 해 마 네트워크 활동을 조사

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

마우스를 면도하는 해마에서 신경 활동을 시각화하기위한 두개골 절제술 절차

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

인지 연구 및 약물 분석을 위한 쥐 뇌의 LFP 기록

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

저자 스포트라이트: 생쥐에서 이중 LFP 기록 프로토콜을 사용하여 뇌 신호에 대한 약물 영향 연구

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex의 Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex(생쥐 해마와 전전두엽 피질의 이중 세포외 기록)

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

<meta charset="utf8"></head><body>Miniscope Imaging을 사용한 Odor Plume Navigation 중 신경 활동 기록

Miniscope Recording Calcium Signals at Hippocampus of Mice Navigating an Odor Plume

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to monitor behavior and record Ca2+ transients in dorsal CA1 stratum pyramidale neurons in the hippocampus (dCA1) in mice navigating an odor plume in a 50 cm x 50 cm x 25 cm odor arena. An epifluorescence miniscope focused through a gradient-index (GRIN) lens imaged Ca2+ transients in dCA1 neurons expressing the calcium sensor GCaMP6f in Thy1-GCaMP6f mice. The paper describes the behavioral protocol to train the mice to perform this odor plume navigation task in an automated odor arena. The methods include a step-by-step procedure for the surgery for GRIN lens implantation and baseplate placement for imaging GCaMP6f in CA1. The article provides information on real-time tracking of the mouse position to automate the start of the trials and delivery of a water reward. In addition, the protocol includes information on using an interface board to synchronize metadata describing the automation of the odor navigation task and frame times for the miniscope and a digital camera tracking mouse position. Moreover, the methods delineate the pipeline used to process GCaMP6f fluorescence movies by motion correction using the NorMCorre algorithm followed by identification of regions of interest with EXTRACT. Finally, the paper describes an artificial neural network approach to decode spatial paths from CA1 neural ensemble activity to predict mouse navigation of the odor plume.

<meta charset="utf8"></head><body>저자 스포트라이트: 실시간 행동 분석을 통한 뇌의 후각 및 공간 정보 처리 이해

This protocol investigates the brain-behavior relationship in hippocampal CA1 in mice navigating an odor plume. We provide a step-by-step protocol, including surgery to access imaging of the hippocampus, behavioral training, miniscope GCaMP6f recording and processing of the brain, and behavioral data to decode the mouse position from ROI neural activity.

냄새 기둥을 탐색하는 생쥐의 해마에서 칼슘 신호를 기록하는 미니스코프

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to ...

행동 하는 쥐의 해 마에서 진동 제한 공간 기록

요약

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Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex의 Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex(생쥐 해마와 전전두엽 피질의 이중 세포외 기록)

Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex의 Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex(생쥐 해마와 전전두엽 피질의 이중 세포외 기록)

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냄새 기둥을 탐색하는 생쥐의 해마에서 칼슘 신호를 기록하는 미니스코프

냄새 기둥을 탐색하는 생쥐의 해마에서 칼슘 신호를 기록하는 미니스코프

냄새 기둥을 탐색하는 생쥐의 해마에서 칼슘 신호를 기록하는 미니스코프