이 연구는 후쿠다 의료기술재단(E.T. 및 G.N.)과 JSPS KAKENHI Scientific Research Grant-in-Aid 21K08047(E.T.)의 연구 보조금으로 지원되었습니다.

이 동물 프로토콜은 기관 동물 관리 및 사용 위원회의 승인을 받았으며 도쿄 대학의 동물 실험 및 관련 활동에 대한 규정을 따랐습니다. 본 연구에서는 8-12주 된 수컷 C57/Bl6J 마우스를 사용하였다. 동물은 상업적 출처에서 얻었다( 재료 표 참조). HFpEF의 모델은 앞서 설명한 바와 같이 NG-니트로-L-아르기닌 메틸 에스테르와 함께 15주 동안 고지방 식단을 투여하여 확립되었습니다10.
1. 카테터 준비 및 압력/부피 보정
<ol><li>컨덕턴스 카테터를 생리식염수에 넣고 PowerLab 8/35 및 압력 체적 장치(MPVS 모듈, 재료 표 참조)로 구성된 모듈에 부착합니다.</li>
	<li>MPVS 모듈0에서 미리 결정된 압력(100mmHg 및 100mmHg) 및 부피 매개변수(MPVS 모듈마다 다름)를 기록하여 압력과 부피를 전자적으로 보정합니다(제조업체 지침 참조).</li>
</ol>2. 카테터 삽입을 위한 동물 준비
<ol><li>마취 및 환기<ol><li>삽관 5-10분 전에 에토미데이트 5mg/kg과 우레탄 500mg/kg( 재료 표 참조)을 복강내 주사합니다. 참고: 우레탄은 동물 실험에서 마취제로 효과적이지만 인간에게는 발암성이 있는 것으로 의심됩니다. 따라서 실험 목적 달성을 위해 우레탄이 필요하고 대체 물질이 충분하지 않은 경우 주의해서 다루어야 합니다. 준비 중 장갑과 마스크를 착용하고 흄 후드를 사용하는 것과 같은 적절한 보호 조치가 의무화됩니다. 가능한 대안으로 케타민(80mg/kg, ip)을 사용할 수 있습니다.</li>
		<li>2% 이소플루란으로 미리 포화된 마취실에 마우스를 넣고 마취 유도 시 38°C에서 40°C 사이로 유지되는 예열된 가열 패드로 동물을 옮깁니다.</li>
		<li>수술 부위를 면도하십시오. 그런 다음 베타딘과 알코올을 번갈아 가며 3회 투여하여 수술 부위를 소독합니다.</li>
		<li>목을 가로로 절개(1-2cm)하고 기관 근육을 절제하고 기관을 노출시킵니다. 수술용 2-0 실크 봉합사를 기관 아래에 통과시키고 들어 올린 다음 작은 절개(1-2mm)하여 엽니다.</li>
		<li>기관 내 튜브를 기관에 삽입하고 100% 산소와 2% 이소플루란의 혼합물을 전달하는 인공호흡기에 연결합니다(나중에 0.5%에서 1%로 감소).</li>
	</ol></li>
	<li>중심정맥(CV) 카테터 삽입 및 수액 주입<ol><li>흉쇄유돌근 아래의 내부 경정맥을 찾습니다3.</li>
		<li>10G 바늘에 부착된 PE-30 실라스틱 튜브( 재료 표 참조)로 구성된 중심 정맥 카테터를 경정맥에 삽입합니다.</li>
		<li>3분에 걸쳐 체중 10% 알부민/NaCl의 5-6μL/g의 볼루스 주입을 투여한 후 5-10μL/min의 일정한 주입 속도를 투여합니다. 알림: 이 단계는 마취로 인한 말초 혈관 확장으로 인한 저혈압을 예방하는 데 중요합니다. 내부 경정맥은 흉쇄유돌근과 경동맥 사이에 위치하며 동맥보다 색이 더 어둡습니다.</li>
	</ol></li>
</ol>3. 좌심실 카테터 삽입술(개흉 접근법) 수술
<ol><li>마취된 쥐의 수술 부위를 면도합니다. 그런 다음 베타딘과 알코올을 번갈아 가며 3회 투여하여 수술 부위를 소독합니다.</li>
	<li>발가락 꼬집기를 실시하여 마취 깊이를 확인합니다. 그런 다음 xiphoid 돌기 아래에 수평으로 절개 (2-3cm)하고 뭉툭한 가위를 사용하여 흉벽에서 피부를 분리합니다.</li>
	<li>전기 소작을 사용하여 양쪽에서 흉벽을 측면으로 절단합니다( 재료 표 참조).</li>
	<li>횡격막을 절단하여 심장을 노출시키고 겸자를 사용하여 심장에서 심낭을 부드럽게 제거합니다.</li>
	<li>좌심실(LV)의 정점에 27G 바늘을 삽입하고 천자 구멍을 통해 전도도 카테터를 LV에 역행적으로 삽입합니다.</li>
	<li>사각형 모양의 압력-부피 루프가 생성되도록 카테터 위치를 조정합니다.</li>
	<li>하대정맥(IVC) 폐색 중 PV 루프의 모양을 확인하여 부하 조건의 변화가 발생할 때 카테터가 유두 근육에 닿지 않는지 확인합니다. 알림: 적절한 심장 노출은 절차를 용이하게 하고 명확한 시야를 확보하는 데 도움이 됩니다.</li>
</ol>4. PV 루프 데이터 기록 및 수축기 말기 혈압-부피 관계(ESPVR) 및 이완기 말기 혈압-부피 관계(EDPVR) 결정
알림: IVC 폐색으로 예압을 줄이면 ESPVR 및 EDPVR을 결정할 수 있습니다.
<ol><li>신호 안정화 후(캐뉼레이션 후 5-10분) LabChart 소프트웨어( 재료 표 참조), PowerLab 및 MPVS 모듈을 사용하여 기준선 압력-부피(PV) 루프를 기록하고 분석합니다.</li>
	<li>겸자로 IVC를 압축하여 IVC 폐색을 수행하고 IVC 폐색 중 최소 20회의 심장 주기 동안 PV 루프를 기록합니다. LabChart 소프트웨어를 사용하여 PV 루프의 수축기 말단을 통해 선형 회귀선을 피팅하고 PV 루프의 이완기 말단을 통해 곡선 라인을 피팅하여 EDPVR을 결정하여 ESPVR을 결정합니다. 알림: IVC 폐색 중에 인공호흡기를 중지하여 폐 운동 아티팩트를 방지하십시오. 판쿠로늄(0.5-1mg/kg)과 같은 마비제는 폐 운동이 과도할 때 도움이 될 수 있으며 안정적인 마취면이 확인된 후에만 사용해야 합니다.</li>
</ol>5. 경식도 페이싱
<ol><li>2-Fr 사극 전극 카테터를 식도에 삽입하고 카테터를 펄스 자극기에 연결하고( 재료 표 참조) 심방 포획 임계값을 결정합니다(일반적으로 자극 진폭은 3mA, 펄스 폭은 1ms).</li>
	<li>복강내로 투여되는 20mg/kg의 이바브라딘( 재료 표 참조)을 사용하여 HR을 분당 400회 미만으로 늦춥니다.</li>
	<li>안정화 후 20회/분에서 400비트/분까지 다양한 페이싱 속도로 700회/분(100회/분)의 PV 루프의 연속 심장 사이클을 획득합니다. 각 페이싱 속도에서 5분 동안 주기를 획득합니다.</li>
</ol>6. 식염수 교정 및 대동맥 유량 교정
<ol><li>인공호흡기를 비활성화하고 CV 카테터를 통해 5-10μL의 고긴장성 식염수를 정맥 주사합니다.</li>
	<li>식염수 주입 중 압력 및 부피의 변동을 문서화하고 PowerLab 3,11을 사용하여 Vp 값을 계산합니다.</li>
	<li>식염수 보정을 반복하여 정확도와 재현성을 향상시킵니다.</li>
	<li>볼륨 신호를 방해하지 않도록 마우스를 왼쪽으로 돌립니다.</li>
	<li>Th3에서 Th5 사이의 척추 쪽 측면 개흉술을 하고 집게로 하행 대동맥의 작은 부분을 부드럽게 절개합니다.</li>
	<li>대동맥 위에 혈관 흐름 프로브( 재료 표 참조)를 놓고 심박출량을 측정합니다. 알림: 절대 부피를 정확하게 계산하려면 식염수 교정과 대동맥 유량 교정의 두 가지 유형의 교정을 사용해야 합니다. 과도한 염분 로딩은 수축률의 감소를 초래할 수 있으므로 동물 피험자의 고긴장성 식염수 주입과 관련된 잠재적 위험을 인식하는 것이 중요합니다.</li>
</ol>7. 안락사
<ol><li>연구 후 자궁 경부 탈구를 통해 마취제 과다 복용 하에서 쥐를 안락사시킵니다. 참고: 생명 기능의 완전한 중단을 보장하기 위해, 마취 하에 출혈을 하고 후속 심장 조직을 채취하는 것과 같은 2차 안락사 방법이 사용됩니다.</li>
</ol>

Atrial-pacing 프로토콜을 사용한 HR-Dependent Cardiac Performance 탐색

<ol>
	<li>Backhaus, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise+stress+real-time+cardiac+magnetic+resonance+imaging+for+noninvasive+characterization+of+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction.">Exercise stress real-time cardiac magnetic resonance imaging for noninvasive characterization of heart failure with preserved ejection fraction.</a> Circulation. 143 (15), 1484-1498 (2021).</li><li>Borlaug, B. A., Nishimura, R. A., Sorajja, P., Lam, C. S. P., Redfield, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise+hemodynamics+enhance+diagnosis+of+early+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction.+Circulation.">Exercise hemodynamics enhance diagnosis of early heart failure with preserved ejection fraction. Circulation.</a> Heart Failure. 3 (5), 588-595 (2010).</li><li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., B&#225;tkai, S., David, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats.">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li><li>Cingolani, O. H., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function.">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (6), 2198-2206 (2011).</li><li>Numata, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pacing-controlled+protocol+for+frequency-diastolic+relations+distinguishes+diastolic+dysfunction+specific+to+a+mouse+HFpEF+model.">A pacing-controlled protocol for frequency-diastolic relations distinguishes diastolic dysfunction specific to a mouse HFpEF model.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 323 (3), H523-H527 (2022).</li><li>Pi&#241;a, I. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise+and+heart+failure.">Exercise and heart failure.</a> Circulation. 107 (8), 1210-1225 (2003).</li><li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Minimal+force-frequency+modulation+of+inotropy+and+relaxation+of+in+situ+murine+heart.">Minimal force-frequency modulation of inotropy and relaxation of in situ murine heart.</a> Journal of Physiology. 534 (2), 535-545 (2001).</li><li>Takimoto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frequency-+and+afterload-dependent+cardiac+modulation+in+vivo+by+troponin+I+with+constitutively+active+protein+kinase+A+phosphorylation+sites.">Frequency- and afterload-dependent cardiac modulation in vivo by troponin I with constitutively active protein kinase A phosphorylation sites.</a> Circulation Research. 94 (4), 496-504 (2004).</li><li>Meyer, M., Lewinter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+rate+and+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction:+Time+to+slow+&#946;-blocker+use?+Circulation.">Heart rate and heart failure with preserved ejection fraction: Time to slow &#946;-blocker use? Circulation.</a> Heart Failure. 12 (8), 006213 (2019).</li><li>Schiattarella, G. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitrosative+stress+drives+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction.">Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction.</a> Nature. 568 (7752), 351-356 (2019).</li><li>Abraham, D., Mao, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+pressure-volume+loop+analysis+using+conductance+catheters+in+mice.">Cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).</li><li>Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+catheterization+in+mice+to+measure+the+pressure+volume+relationship:+Investigating+the+Bowditch+effect.">Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch effect.</a> Journal of Visualized Experiments. (100), e52618 (2015).</li><li>Townsend, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+pressure+volume+loops+in+the+mouse.">Measuring pressure volume loops in the mouse.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).</li><li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice.">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), H47 (2000).</li></ol>

경쟁하는 재정적 이익은 없습니다.

우리는 경식도 페이싱의 적용과 압력-부피 관계를 평가하는 방법론을 제시합니다. 운동 과민증은 HFpEF의 주요 특성 중 하나이지만 운동 중 쥐의 심장 기능을 평가하는 데 사용할 수 있는 기술은 없습니다. 우리의 페이싱 프로토콜은 휴식 상태에서는 분명하지 않을 수 있는 이완기 기능 장애를 감지하는 데 유용한 도구를 제공합니다.
정확하고 일관된 품질의 PV 루프를 달성하?...

심부전은 전 세계적으로 입원 및 사망의 주요 원인이며, 박출률이 보존된 심부전(HFpEF)은 모든 심부전 진단의 약 50%를 차지합니다. HFpEF는 이완기 기능 장애 및 운동 내성 장애를 특징으로 하며, 이완기 기능 장애와 같은 관련 혈역학적 이상은 운동 스트레스 혈류역학 검사 또는 MRI 스캔을 통해 명확하게 감지할 수 있습니다 1,2.
그러나 실험 모델에서는 HFpEF와 관련된 생리적 이상을 평가하는 데 사용할 수 있는 양식이 제한적입니다 3,4. 트레드밀 운동 테스트(TMT)는 운동 스트레스 심장 혈류역학을 반영할 수 있는 달리기 시간과 거리를 결정하는 데 사용됩니다. 그러나 이 방법은 체중, 골격근 강도 및 정신 상태와 같은 외부 변수의 간섭에 취약합니다.
이러한 한계를 극복하기 위해 당사는 심박수(HR)를 기반으로 이완기 기능의 미묘하지만 중요한 변화를 감지하는 심방 페이싱 프로토콜을 고안했으며 HFpEF5의 마우스 모델에서 그 유용성을 검증했습니다. 교감신경 및 카테콜아민 반응, 말초 혈관 확장, 내피 반응, 심박수 등 여러 생리학적 요인이 운동 관련 심장 기능에 기여한다6. 그러나 이 중에서도 HR-압력 관계(Bowditch 효과라고도 함)는 심장 생리학적 특징의 중요한 결정 요인으로 알려져 있습니다 7,8,9.
이 프로토콜에는 압력 발달 속도(dp/dt), 수축기 말 압력-부피 관계(ESPVR) 및 이완기 말기 혈압-부피 관계(EDPVR)와 같은 매개변수를 포함하여 수축기 및 이완기 기능을 평가하기 위해 기준선에서 기존의 압력-부피 분석을 수행하는 것이 포함됩니다. 그러나 이러한 매개변수는 고유 심박수의 차이로 인해 동물마다 다를 수 있는 HR의 영향을 받는다는 점에 유의해야 합니다. 또한 마취가 HR에 미치는 영향도 고려해야 합니다. 이를 해결하기 위해 심방 페이싱과 이바브라딘을 동시에 투여하여 HR을 표준화하고 심장 매개변수 측정을 점진적인 심박수로 수행했습니다. 특히, HR 의존적 심장 반응은 HFpEF 마우스와 대조군 마우스를 구별한 반면, 기준선 PV 루프 측정(고유 심박수 사용)에서는 유의미한 차이가 관찰되지 않았습니다5.
이 페이싱 프로토콜은 비교적 복잡해 보일 수 있지만 잘 이해하면 성공률이 90%를 초과합니다. 이 프로토콜은 HFpEF 마우스 모델에서 이완기 기능 장애의 근본적인 메커니즘을 연구하고 이 상태에 대한 새로운 치료법을 개발하는 데 도움이 되는 유용한 방법을 제공할 것입니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2-0 silk suture, sterlie</td>
			<td>Alfresa Pharma Corporation, Osaka, Japan</td>
			<td>62-9965-57</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Fr tetrapolar electrode catheter</td>
			<td>Fukuda Denshi, Japan and UNIQUE MEDICAL, Japan</td>
			<td>custom-made</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albumin Bovine Serum</td>
			<td>Nacalai Tesque, Inc., Kyoto, Japan</td>
			<td>01859-47</td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57/BI6J mouse</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td></td>
			<td>animals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductance catheter</td>
			<td>Millar Instruments, Houston, TX</td>
			<td>PVR 1035</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrical cautery, Electrocautery Knife Kit</td>
			<td>ellman-Japan,Osaka, Japan</td>
			<td>1-1861-21</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Etomidate</td>
			<td>Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japan</td>
			<td>E0897</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass Instrument S44G Square Pulse Stimulator</td>
			<td>Astro-Med, West Warwick, RI</td>
			<td></td>
			<td>Pacing equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Viatris Inc., Tokyo, Japan</td>
			<td>8803998</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ivabradine</td>
			<td>Tokyo Chemical Industory Co., Ltd., Tokyo Japan</td>
			<td>I0847</td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart software</td>
			<td>ADInstruments, Sydney, Australia</td>
			<td>LabChart 7</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MPVS Ultra</td>
			<td>Millar Instruments, Houston, TX</td>
			<td>PL3516B49</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pancronium bromide</td>
			<td>Sigma Aldrich Co., St. Louis, MO</td>
			<td>15500-66-0</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 polyethylene tube</td>
			<td>Bio Research Center&#160; Co. Ltd., Tokyo, Japan</td>
			<td>62101010</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 8/35</td>
			<td>ADInstruments, Sydney, Australia</td>
			<td>PL3508/P</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVR 1035</td>
			<td>Millar Instruments, Houston, TX</td>
			<td>842-0002</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urethane (Ethyl Carbamate)</td>
			<td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan</td>
			<td>050-05821</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular Flow Probe</td>
			<td>Transonic, Ithaca, NY</td>
			<td>MA1PRB</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a pacing-controlled procedure for the assessment of heart rate-dependent diastolic functions in murine heart failure models

박출률이 보존된 심부전(HFpEF)은 이완기 기능 장애와 운동 과민증을 특징으로 하는 질환입니다. 운동 스트레스 혈류역학 검사 또는 MRI를 사용하여 이완기 기능 장애를 감지하고 인간의 HFpEF를 진단할 수 있지만, 이러한 양식은 마우스 모델을 사용한 기초 연구에서 제한적입니다. 트레드밀 운동 테스트는 일반적으로 생쥐에서 이러한 목적으로 사용되지만 그 결과는 체중, 골격근 강도 및 정신 상태에 의해 영향을 받을 수 있습니다. 여기에서는 이완기 기능의 심박수(HR)에 따른 변화를 감지하고 HFpEF의 마우스 모델에서 그 유용성을 검증하기 위한 심방 페이싱 프로토콜에 대해 설명합니다. 이 방법에는 마취, 삽관 및 심방 페이싱과 동시에 압력-부피(PV) 루프 분석을 수행하는 것이 포함됩니다. 이 연구에서는 좌심실 정점 접근법을 통해 전도도 카테터를 삽입하고 심방 페이싱 카테터를 식도에 삽입했습니다. 기준선 PV 루프는 이바브라딘으로 HR을 늦추기 전에 수집되었습니다. PV 루프는 심방 페이싱을 통해 400bpm에서 700bpm 범위의 HR 단위로 수집 및 분석되었습니다. 이 프로토콜을 사용하여 대사 유도 HFpEF 모델에서 HR 의존성 이완기 장애를 명확하게 입증했습니다. 이완 시간 상수(Tau)와 이완기 말기 압력-부피 관계(EDPVR)는 모두 대조군 마우스에 비해 HR이 증가함에 따라 악화되었습니다. 결론적으로, 이 심방 속도 조절 프로토콜은 HR 의존성 심장 기능 장애를 감지하는 데 유용합니다. HFpEF 마우스 모델에서 이완기 기능 장애의 근본적인 메커니즘을 연구하는 새로운 방법을 제공하고 이 상태에 대한 새로운 치료법을 개발하는 데 도움이 될 수 있습니다.

Heart failure represents a leading cause of hospitalization and death across the globe, and heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) accounts for around 50% of all heart failure diagnoses. HFpEF is characterized by diastolic dysfunction and impaired exercise tolerance, and the associated hemodynamic abnormalities, such as diastolic dysfunction, can be clearly detected through exercise-stressed hemodynamic testing or MRI scans1,2.
In experimental models, however, available modalities for assessing the physiological abnormalities related to HFpEF are limited3,4. Treadmill exercise testing (TMT) is used to determine running time and distance, which might reflect exercise-stress cardiac hemodynamics; however, this method is susceptible to interference from extraneous variables such as the body weight, skeletal muscle strength, and mental status.
To circumvent these limitations, we have devised an atrial-pacing protocol that detects subtle but crucial changes in diastolic performance based on the heart rate (HR) and have validated its usefulness in a mouse model of HFpEF5. Several physiological factors contribute to exercise-related cardiac function, including the sympathetic nerve and catecholamine response, peripheral vasodilation, the endothelial response, and the heart rate6. Among these, however, the HR-pressure relationship (also called the Bowditch effect) is known as a critical determinant of cardiac physiological features7,8,9.
The protocol involves performing a conventional pressure-volume analysis at baseline to assess the systolic and diastolic function, including parameters such as the rate of pressure development (dp/dt), the end-systolic pressure-volume relationship (ESPVR), and the end-diastolic pressure-volume relationship (EDPVR). However, it should be noted that these parameters are influenced by the HR, which can vary between animals due to differences in their intrinsic heart rate. Additionally, the effects of anesthesia on the HR should also be considered. To address this, the HR was standardized by administering atrial pacing concomitantly with ivabradine, and cardiac parameter measurements were performed at incremental heart rates. Notably, the HR-dependent cardiac response distinguished HFpEF mice from the control group mice, while no significant differences were observed in the baseline PV loop measurements (using the intrinsic heart rate)5.
While this pacing protocol may seem relatively complicated, its success rate exceeds 90% when it is well understood. This protocol would provide a useful way to study the underlying mechanisms of diastolic dysfunction in HFpEF mouse models and help in the development of new treatments for this condition.

저자 스포트라이트: 새로운 심방 페이싱 접근법을 통해 마우스 모델에서 HR 의존적 심장 기능 조사 

쥐 심부전 모델에서 심박수 의존적 이완기 기능 평가를 위한 속도 제어 절차

The heart rate-related relationship is important for determining cardiac characteristics, particularly, in HFpEF. This protocol aims to assess heart rate-dependent cardiac function. Any experimental models, available modalities for assessing heart rate-related cardiac function, are limited to treadmill exercise testing.The treadmill test, however, is influenced by variables such as body weight. To overcome these limitations, we have developed around atrial-pacing protocol to detect subtle, yet significant changes in the later performance that are linked to heart rate. Our protocol offers a variable tool for identifying cardiac dysfunction, manifested by heart rate changes.It also presents a number approach to studying diastolic dysfunction in mirroring heart failure models, particularly in HFpEF.

기준선 PV 루프 데이터는 그림 1과 표 1에 표시되어 있습니다. 기준선(페이싱이 없는 경우)에서 대조군과 HFpEF 마우스 간에 이완 시간 상수(Tau), 최소 압력 변화율(dP/dt min) 및 EDPVR과 같은 이완기 매개변수에는 큰 차이가 없었습니다. 그러나 HFpEF 마우스는 그림 1에서 볼 수 있듯이 더 높은 혈압과 동맥 탄성(Ea)을 나타냈으며 심실 수축기 동안 ?...

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본 프로토콜은 심부전의 마우스 모델에서 이완기 기능을 평가하는 데 유용한 도구 역할을 하는 경식도 페이싱을 통해 압력-부피 관계를 얻는 방법을 설명합니다.

Heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) is a condition characterized by diastolic dysfunction and exercise intolerance. While ...

심박수 관련 관계는 특히 HFpEF에서 심장 특성을 결정하는 데 중요합니다. 이 프로토콜은 심박수에 따른 심장 기능을 평가하는 것을 목표로 합니다. 심박수 관련 심장 기능을 평가하는 데 사용할 수 있는 모든 실험 모델은 트레드밀 운동 테스트로 제한됩니다.그러나 트레드밀 테스트는 체중과 같은 변수의 영향을 받습니다. 이러한 한계를 극복하기 위해 심방 페이싱 프로토콜을 중심으로 심박수와 관련된 이후 성능의 미묘하지만 중요한 변화를 감지했습니다. 당사의 프로토콜은 심박수 변화로 나타나는 심장 기능 장애를 식별하기 위한 다양한 도구를 제공합니다.또한 미러링 심부전 모델, 특히 HFpEF에서 이완기 기능 장애를 연구하기 위한 여러 접근 방식을 제시합니다.

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Research

JoVE Journal

Biology

A Pacing-Controlled Procedure for the Assessment of Heart Rate-Dependent Diastolic Functions in Murine Heart Failure Models

786 조회수.  The University of Tokyo Hospital. 심박수 관련 관계는 특히 HFpEF에서 심장 특성을 결정하는 데 중요합니다. 이 프로토콜은 심박수에 따른 심장 기능을 평가하는 것을 목표로 합니다. 심박수 관련 심장 기능을 평가하는 데 사용할 수 있는 모든 실험 모델은 트레드밀 운동 테스트로 제한됩니다.그러나 트레드밀 테스트는 체중과 같은 변수의 영향을 받습니다. 이러한 한계를 극복하기 위해 심방 페이싱 프로...

비디오: 저자 스포트라이트: 새로운 심방 페이싱 접근법을 통해 마우스 모델에서 HR 의존적 심장 기능 조사 

Heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) is a condition characterized by diastolic dysfunction and exercise intolerance. While exercise-stressed hemodynamic tests or MRI can be used to detect diastolic dysfunction and diagnose HFpEF in humans, such modalities are limited in basic research using mouse models. A treadmill exercise test is commonly used for this purpose in mice, but its results can be influenced by body weight, skeletal muscle strength, and mental state. Here, we describe an atrial-pacing protocol to detect heart rate (HR)-dependent changes in diastolic performance and validate its usefulness in a mouse model of HFpEF. The method involves anesthetizing, intubating, and performing pressure-volume (PV) loop analysis concomitant with atrial pacing. In this work, a conductance catheter was inserted via a left ventricular apical approach, and an atrial pacing catheter was placed in the esophagus. Baseline PV loops were collected before the HR was slowed with ivabradine. PV loops were collected and analyzed at HR increments ranging from 400 bpm to 700 bpm via atrial pacing. Using this protocol, we clearly demonstrated HR-dependent diastolic impairment in a metabolically induced HFpEF model. Both the relaxation time constant (Tau) and the end-diastolic pressure-volume relationship (EDPVR) worsened as the HR increased compared to control mice. In conclusion, this atrial pacing-controlled protocol is useful for detecting HR-dependent cardiac dysfunctions. It provides a new way to study the underlying mechanisms of diastolic dysfunction in HFpEF mouse models and may help develop new treatments for this condition.

The present protocol describes obtaining the pressure-volume relationship through transesophageal pacing, which serves as a valuable tool in evaluating diastolic function&#160;in mouse models of heart failure.

연구

생물학

Instrument and Animal Preparation for Catheterization in a Murine Heart Failure Model

To begin, place a conductance catheter in normal saline, then connect it to an MPVS module, comprising the PowerLab 8/35 and a pressure volume unit. Electronically calibrate the pressure and volume by recording the predetermined pressure and volume parameters on the MPVS module. For the murine heart failure model, anesthetize the animal, and ensure that the surgical site is adequately shaved and disinfected.Expose the trachea and insert an endotracheal tube into it. Locate the internal jugular vein beneath the sternocleidomastoid muscle. Then insert a central venous catheter consisting of PE10 Silastic connected to a 30 gauge needle into the jugular vein.Administer a bolus infusion of five to six microliters per gram of body weight of 10%Albumin in sodium chloride for about three minutes. Follow this with a constant infusion rate of five to 10 microliters per minute.

쥐 심부전 모델에서 카테터 삽입을 위한 기구 및 동물 준비

Surgical Procedure for Left Ventricular Catheterization (Open Chest Approach) in a Murine Heart Failure Model

To begin, place the anesthetized animal in the surgical area, ensuring that the surgical site is adequately shaved and disinfected. Make a horizontal incision below the xiphoid process, measuring two to three centimeters in length. Then, use blunt scissors to separate the skin from the chest wall.Using electrical cautery, make lateral cuts on both sides through the chest wall. Cut through the diaphragm to expose the heart. Gently remove the pericardium from the heart using forceps.Next, insert a 27 gauge needle into the apex of the left ventricle, then retro greatly insert a conductance catheter into the left ventricle via the puncture hole, and adjust the catheter position until obtaining a square shaped pressure volume loop.

쥐 심부전 모델에서 좌심실 카테터 삽입(개흉 접근법)을 위한 수술 절차

Determining the End-Systolic and End-Diastolic Pressure-Volume Relationships in a Murine Heart Failure Model and Transesophageal Pacing

To begin, place the anesthetized animal in the surgical area, ensuring that the surgical site is adequately shaved and disinfected. Next, properly place the conductance catheter through standard surgical procedures. To record and analyze the baseline pressure volume or PV loop, in the lab chart software, select the baseline parameters, then click the Analyze Now button.Select the baseline option. Open the hemodynamic table and select the average data. Perform inferior vena cava or IVC occlusion by compressing the IVC using forceps.In the software, manually select the point of occlusion of IVC where both left ventricular pressure and volume decrease. Then record the PV loop for at least 20 cardiac cycles while the IVC remains occluded by selecting the occlusion option and then clicking the Analyze Now button. To perform transesophageal pacing, insert a 2-French tetrapolar electrode catheter into the esophagus.Connect the catheter to a pulse stimulator, then proceed to determine the atrial capture threshold. To slow the heart rate below 400 beats per minute, administer 20 milligrams per kilogram of ivabradine intraperitoneally. Following stabilization, acquire 20 continuous cardiac cycles of PV loops while pacing the heart at different rates from 400 to 700 beats per minute.The baseline PV loop data showed no significant differences in diastolic parameters, such as the relaxation time constant, the minimum rate of pressure change, and the end diastolic pressure volume relationship, or EDPVR, between the control and HFpEF mice. However, the HFpEF mice exhibited higher blood pressure and arterial elastins, demonstrating a typical mountain-shaped PV loop during ventricular systole. This PV loop was distinguishable from a spike caused by direct contact of the ventricular muscle on the pressure transducer.Notably, using atrial pacing, the diastolic function could be clearly distinguished between the control and HFpEF mice. In the control group, both the relaxation time constant and EDPVR improved as the pacing rate increased. Whereas in the HFpEF group, both the relaxation time constant and EDPVR worsened as the heart rate increased with atrial pacing.

쥐 심부전 모델 및 경식도 페이싱에서 수축기말 및 이완기 말기 압력-부피 관계 결정

Saline Calibration and Aortic Flow Calibration in a Murine Heart Failure Model

To begin, place the anesthetized animal in the surgical area, ensuring that the surgical site is adequately shaved and disinfected. Catheterize the animal through standard surgical procedures. Next, hold the ventilator and administer 5 to 10 microliters of hypertonic saline solution intravenously through the central venous catheter.During the saline injection, record the changes in pressure and volume, and utilize power lab to calculate the VP value. To avoid disrupting the volume signal, position the mouse on its left side, then make a lateral thoracotomy towards the spine between the third and fifth thoracic vertebrae. Gently dissect a small part of the descending aorta using forceps, then place a vascular flow probe over the aorta to measure the cardiac output.