Este trabalho foi apoiado por uma EMBO companheirismo de longo prazo (ABW), a Science Foundation Internacional de Pós-Doutorado Bolsa de Investigação Nacional (ABW), a Max Planck Gesellschaft (ABW, DS, JS, ACO), uma bolsa CAVE-BB (AO), eo Conselho Europeu de Investigação de acordo com as Comunidades Europeias Sétimo Programa-Quadro STG-207634 (DS, ACO). Agradecemos Ravi Desai pelos comentários úteis sobre o manuscrito. Gostaríamos também de agradecer a facilidade de expressão de proteínas MPI-CBG para a produção do fragmento de peixe-zebra Fibronectin1, o MPI-CBG pessoal instalação de peixe para o cuidado e manutenção das nossas linhas de peixe e a facilidade de microscopia de luz MPI-CBG para suporte de imagem.

1. Antes Dissecção <ol><li> No dia antes da dissecação, obter embriões a partir de um dos pares de peixe-zebra incross heterozigóticas para o alelo transgénico. <ol><li> Levante embriões em meio E3 sem azul de metileno a 28 o C até o estágio de blindagem (6 horas pós-fertilização). </li><li> Transferência de embriões em meio E3 sem azul de metileno a 20 o CO / N. Aos 20 o C, os embriões formarão um somite por hora, uma vez que eles atinjam fase tailbud. Após 17-20 h de O / N a 20 ° C, os embriões devem ser em 5 a 8 somito fase na manhã seguinte ao início do protocolo de dissecção. </li></ol></li><li> Montar ferramentas e reagentes necessários para dissecção. <ol><li> Pipeta de vidro polido-Fire para a transferência de embriões e tecido </li><li> Par de uma pinça fina para remoção de córions de embriões </li><li> Sylgard-revestido de 35 mm de prato de dissecação - Pour Sylgard polímero num prato de 35 mm e curar S / N a 37 ° C. Faça a dissecção bem usandouma ponta de agulha para remover uma pequena quantidade de polímero curada. O prato pode ser limpa e subsequentemente reutilizado. </li><li> Afiadas, ferramentas de fio de tungstênio achatadas para manipulação de tecidos PSM </li><li> Micro-bisturi para cortar pedaços desejados de PSM para a cultura </li><li> 35 mm prato de plástico para tripsina incubação </li><li> Meio L15 contendo 10% de soro fetal bovino </li><li> Solução de tripsina / EDTA a 0,25% </li><li> Sigmacoted dicas gel de carregamento para a dispersão </li><li> Placas de Petri de plástico contendo meio E3 sem azul de metileno. </li></ol></li><li> Cubra a assadeira de imagens com fundo de vidro com substrato Fibronectin1 (10 mg / ml em PBS). Deixe prato no banco para cobrir durante a dissecção. </li><li> Use estereoscópio com filtros de fluorescência apropriadas para identificar e embriões transgênicos tipo positivos (fase 5-8 somite). <ol><li> Identificar os embriões transgénicos por análise de mesoderme presomitic (PSM) para expressão YFP sob canal de fluorescência (Figura 1A). Fluorescência shoULD ser visível na região desde o último somite formada para o tailbud. Selecione embriões com sinal mais brilhante; 25% de descendência devem ser embriões portadores homozigóticos 2 cópias do transgene. O número de embriões identificados necessário varia de acordo com a experiência. Um pedaço tailbud dissecados produzirá 1.000 células, em média. Normalmente, alguns embriões positivos adicionais são úteis no caso são feitos erros durante a dissecção. </li><li> Use luz transmitida como uma referência de posicionamento para distinguir qualquer autofluorescência, particularmente na gema de célula, a partir do sinal. </li><li> Transferência de embriões positivos para uma placa de Petri contendo meio de plástico separado E3 sem azul de metileno. </li></ol></li></ol> 2. PSM Dissecção e Dispersão <ol><li> Prepare embriões para dissecção. <ol><li> Sob um microscópio de dissecação, usando uma pinça fina, retire cuidadosamente o córion de cada embrião no meio E3. Cuidado para não danificar o embrião ou interromper o celular gema. </li&gt; <li> Encha Sylgard revestido dissecando prato com meio L15 com soro. Utilizando uma pinça ou outra ferramenta plana, remova as bolhas de ar da superfície do Sylgard. </li><li> Transferência de embriões dechorionated utilizar o vidro pipeta-fogo polido para o prato dissecção. </li><li> Usando as ferramentas de arame, mover todos os embriões para um lado do prato de dissecação. </li></ol></li><li> Dissecar PSM a partir de um único embrião. <ol><li> Orientar um único embrião no seu lado lateral, na pequena bem feito na camada de Sylgard dentro do prato de dissecação (Figura 1B). </li><li> Usando o micro-bisturi, fatia através do embrião e das células gema apenas anterior ao cérebro posterior e pelo pólo ventral do embrião (Figura 1B, pontilhada linha vermelha). </li><li> Retire a peça anterior do embrião a partir do bem, transferindo-o para o lado do prato, e, em seguida, usar as ferramentas de arame para raspar restantes grânulos celulares gema da seção posterior, incluindo o PSM. </li><li>Uma vez que a gema tem sido raspado, achatar e orientar o PSM com a extremidade anterior que aponta para longe do experimentador e posterior que aponta para o experimentador (Figura 1C). </li><li> Se a fina camada de ectoderma não tem puxado para fora por este ponto, use as ferramentas de arame para descascá-lo longe do topo do tecido PSM. </li><li> Usando o micro-corte do bisturi tailbud, a ponta mais posterior da PSM para além da extremidade da notocorda, afastado do resto do tecido (Figura 1C, linha pontilhada vermelha). NOTA: outros pedaços de tecido a partir do PSM, para o PSM exemplo anterior mais perto do último somito formado, pode também ser feita em cultura, dependendo da questão experimental. </li><li> Mova a peça tailbud para um canto do prato longe da área de dissecação. Use as ferramentas de arame para limpar todos os detritos e tecido embrião indesejado do campo de dissecação. </li><li> Repita com a próxima embrião. </li></ol></li><li> Peças Piscina tailbud de múltiplas embryos, dependendo do número de células vai ser necessária para o ensaio. Em média, um único pedaço de tecido tailbud rende 1.000 células. </li><li> Encha vazio de 35 mm de prato plástico com um pequeno volume de tripsina-EDTA. </li><li> Utilizar o vidro pipeta-fogo polido, transferir peças tailbud de dissecar prato em prato contendo tripsina / EDTA. Incubar peças tailbud em tripsina / EDTA durante 20 minutos à temperatura ambiente. </li><li> Enquanto o tecido está a ser incubado em tripsina, remover a solução Fibronectin1 da imagiologia prato de fundo de vidro. <ol><li> Lava-se a solução de vidro 3 vezes com água MilliQ. Use sucção para remover cada lavagem e garantir o prato esteja completamente seco. </li></ol></li><li> Dispersar peças tailbud em meio para a imagem latente. <ol><li> Pipetar 100 mL de meio L15 com soro em imagens prato. </li><li> Utilizando uma ponta de gel revestida, remover os pedaços tailbud de tripsina / EDTA em que um volume pequeno quanto possível. </li><li> Pipetar as peças tailbud para o meio noprato de imagem. Pipetar as peças para cima e para baixo várias vezes para separá-las e suspender as células no meio. Tenha cuidado para não introduzir bolhas de ar. Verifique a existência de aglomerados de células ao microscópio e dispersar mais, conforme necessário. </li><li> Permitir que as células dispersas na suspensão assente em cima do vidro Fibronectin1 revestido durante 20 minutos à temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Adicionar um volume pequeno de meio L15 adicional com soro para as células antes do início de imagem. Tenha cuidado para não perturbar as células resolvido. </li><li> Dada a questão experimental, adicionar qualquer suplemento ou tratamentos com drogas para a cultura. </li></ol> 3. Imagem latente de células dispersas PSM <ol><li> Configure imagem prato em câmara de temperatura na imagem microscópio time-lapse. Definir Warner câmara até à temperatura desejada para a experiência. Permitir prato a equilibrar durante pelo menos 30 min antes de iniciar a aquisição de imagem. Temperatura Crosscheck com sonda de temperatura externa colocada no prato, se necessário. NOTA: Devido aa relação entre a temperatura ea taxa de somitogenesis 21 controle de temperatura estável é essencial para medições precisas de período em células PSM individuais. </li><li> Adquirir imagens de teste do canal de fluorescência para verificar que o tempo de exposição e ganho de fornecer uma grande gama dinâmica das intensidades, sem saturação para assegurar um bom sinal de níveis de ruído. A imagem típica fluorescência adquiridos a partir de células dispersas gerados a partir de nossas linhas usando este protocolo requer 400 ms e 40 ms para uma imagem de luz transmitida com uma câmera EMCCD operando com um ganho EM de 85. Além disso, o ganho de pré-amplificador e velocidade de leitura do câmera também são essenciais para maximizar o sinal sobre o ruído. </li><li> Usando o canal de luz transmitida, escolher campos de células para a aquisição de lapso de tempo. </li><li> Executar protocolo de aquisição de lapso de tempo para período de tempo desejado. <ol><li> Adquirir uma imagem de fluorescência por um campo de luz transmitida e. NOTA: Defina um intervalo entre ro de aquisiçãounds que irá capturar dinâmica temporal sem foto-branqueamento sobre imagem ampliada ou toxicidade induzindo nas células. Este protocolo utiliza um intervalo de 2 min. </li></ol></li><li> Verifique lapso de tempo set-up de vez em quando durante a gravação para garantir que as células permanecem em foco, nenhum software ou hardware erros, etc </li></ol> 4. Processamento de Imagens de Adquiridas Time-lapse Filmes <ol><li> Abrir arquivo de filme para um campo adquirida em um software de processamento de imagem. NOTA: Fiji foi usado para todo o processamento neste protocolo. <ol><li> Dividir transmitida quadros de luz e de fluorescência de um campo para criar 2 pilhas de imagens. </li></ol></li><li> Acompanhe uma única célula no canal de luz transmitida. <ol><li> Coloque um ROI circular (região de interesse) em torno da célula selecionada no primeiro quadro no canal de luz transmitida. NOTA:.. Apenas as células que são saudáveis ​​1 no final da gravação, 2 não se mover para fora do campo, e 3 não entram em contacto com a outra ce.lls são rastreadas. </li><li> Salvar um ROI cada poucos quadros para o gerente de ROI. Acompanhe célula até que o último quadro. </li></ol></li><li> Medir a intensidade usando os ROIs salvos no canal de fluorescência. <ol><li> Selecione a pilha de fluorescência e com o ROIs salvo, use o círculo personalizado interpolador plug-in e macro para medir a intensidade da célula monitorado ao longo do tempo. </li><li> Confira o traço saída da macro. Se o traço qualitativamente captura características da fluorescência de lapso de tempo, exportar os valores para uma planilha do Excel. </li><li> Salvar a lista de ROI para a célula. </li></ol></li><li> Repita rastreamento no canal transmitido e medir no canal de fluorescência para outras células no campo. </li><li> Repita todas as etapas para campos adicionais do experimento. </li></ol>

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Autor Contribuições: ABW desenvolveu e refinou a dispersão, cultura, imagem e protocolos de rastreamento de celular. DS gerou as linhagens transgênicas e supervisionou o projeto do microscópio de fluorescência de lapso de tempo utilizado neste protocolo. AO pioneira iniciais experimentos de prova de princípio para dissociar e células imagem PSM em cultura. JS escreveu a ferramenta plugin do círculo interpolador em Fiji usado para medir a intensidade de fluorescência de filmes de lapso de tempo. ABW e ACO escreveu o manuscrito.

Para estudar um processo celular que ocorre ao longo do desenvolvimento embrionário, os biólogos normalmente utilizam uma abordagem no contexto de todo o embrião. No entanto, para entender completamente como uma única célula se comporta dentro de um período de desenvolvimento, um método para examinar e perturbar as células individuais em isolamento também é altamente benéfico. Ao gerar culturas de células dispersas PSM usando embriões de peixes-zebra transgénicos agora temos uma ferramenta para estudar diretamente a natureza autônoma da célula de oscilações genéticas no relógio da segmentação de uma forma quantitativa. É possível medir a dinâmica das oscilações no nosso repórter fluorescente em centenas de células sob uma variedade de condições. O período observado de células isoladas em cultura é mais longo do que o período somitogenesis no embrião intacto. Observa-se que um explante PSM intactas em cultura também apresenta oscilações mais lentas do que o embrião intacta (dados não apresentados), sugerindo that o período de tempo observado em células isoladas não é simplesmente devido a danos causados ​​por dispersão. Um período variável e amplitude é observado na maior parte de nossa série de tempo de uma única célula. A fonte dessa variabilidade é desconhecida, mas deve revelar detalhes importantes sobre circuitos de ritmo fazendo do relógio da segmentação. Com esse método, podemos estudar os componentes genéticos de segmentação no nível celular e dirigir perguntas que são um desafio para examinar em todo o embrião. Por exemplo, por adição controlada de moléculas sinalizadoras conhecidas encontradas no embrião em desenvolvimento para as culturas, pode-se examinar os efeitos sobre o único oscilador celular PSM em um ensaio robusto e reprodutível. Nosso sistema de cultura PSM abre a porta a uma rigorosa avaliação de quais os fatores que, isoladamente ou em combinação promover oscilações nessas células, quais os fatores que inibem essas oscilações, e para testar a interação entre essas moléculas. Com essas ferramentas em mãos, pretendemosavaliar os modelos existentes das somitogénese que são baseadas em dados de nível de tecido publicados, assim como os resultados de utilização em células individuais para gerar previsões que podem ser testadas em todo o embrião. Para o nosso conhecimento, este é o primeiro protocolo de cultura de células primárias de peixe-zebra para a gravação de lapso de tempo aguda de fluorescência em células individuais; maior desenvolvimento e refinamento deste protocolo é sem dúvida possível. Outros protocolos usam frequentemente embriões de peixes-zebra para gerar linhas celulares estáveis, que podem ser transfectadas com os repórteres e utilizados para imagiologia de longo prazo 27-29. Enquanto linhas estáveis ​​são úteis para a imagem de um processo que não está vinculado ao tempo de desenvolvimento, como o relógio circadiano, a questão da segmentação embrionária requer imagiologia imediato, enquanto as células ainda estão em sua oscilatório, estado progenitor. Uma vez que as células param de oscilação, que assumem um destino celular diferenciada, e quando no tecido, poderá ser incorporado em um somito. É possible que com o fator ou fatores presentes in vitro direito poderíamos gerar PSM-como linhas de peixe-zebra de cultura de células que permanecem oscilatório, permitindo significativamente observações de longo prazo, vários perturbações seqüenciais, ou high-throughput screening. Espera-se que este método de preparação de culturas primárias de células dispersas para imagiologia de lapso de tempo é bem apropriado para o estudo de qualquer processo celular que ocorre dentro de um período de desenvolvimento que não é acessível através de linhas celulares estáveis ​​de peixe-zebra. O isolamento de células-tipos distintos em estágios de desenvolvimento diferentes das linhas repórter transgênicos apropriadas, quer através de dissecação ou através FACS após dissociação embrionário, poderiam fornecer as células iniciais. Alguns otimização das condições de cultivo, guiados pela origem embrionária das células, pode ser necessária. Ao combinar este protocolo flexível e sensível, com o rápido crescimento da coleção de peixes-zebra transgénicoslinhas, esperamos facilitar uma abordagem de desenvolvimento in vitro biologia que é complementar aos métodos genéticos e embriológicas clássicas.

A formação contínua de segmentos ao longo do eixo do corpo de vertebrados, ou somitogénese, é uma evidência de um oscilador espacial e temporal no embrião em desenvolvimento. O mecanismo favorecido controlando somitogenesis é conceitualmente descrito por um &quot;relógio e frente de onda&quot; modelo 1, em que o &quot;relógio&quot;, que consiste de osciladores celulares, agora pensado para ser intracelularmente impulsionada pela expressão rítmica de um conjunto de genes cíclicos 2, carrapatos fora da formação de somitos a partir da mesoderme presomitic (PSM). À medida que o embrião se desenvolve, um amadurecimento &quot;de frente de onda&quot; na PSM se move em conjunto com o tecido regredir para a parte posterior, retardando e prendendo osciladores celulares que passa 3. Em conjunto, este sistema espaçotemporalmente dinâmico é denominado o relógio da segmentação. As abordagens atuais para estudar o relógio período segmentação três níveis crescentes de organização do oscilador genético em células individuais a dia acoplamento locaisa ocorrer entre células e, finalmente, a regulação global da informação posicional no tecido PSM coletiva 4. Estudos anteriores sugerem que a célula-autônoma segmentação oscilador no peixe-zebra é composto de genes e produtos de proteína do her / hes transcrição factorfamily, que são pensados ​​para formar um loop de feedback negativo através da repressão transcricional 5-7. A via de sinalização Delta / Notch sincroniza oscilações entre células vizinhas e regula o período colectiva da população 8-10. Moléculas fgf sinalização produzidas na tailbud aparecem para construir um gradiente entre os PSM do peixe-zebra, e são, assim, a hipótese de contribuir para abrandar e prendendo as células que oscilam na face anterior 11. Até agora, os papéis funcionais de cada uma destas moléculas em somitogénese foram investigados por mutação genética, injecção morfolino, choque térmico sobre-expressão, e antagonista trea drogatamento de componentes de relógio e de sinalização entre as células 5,7,10,12. Usando estas perturbações, função relógio da segmentação foi inferida a partir de descrições de nível de tecido de defeitos somito ea perda de oscilações uniformes na expressão de genes cíclicos como HER1, her7 e delta C. No entanto, quase todos estes dados são a partir de embriões fixas e não conseguem captar com precisão as mudanças que são inerentes à função dinâmica do relógio da segmentação. Mais recentemente, de vários embriões de lapso de tempo de imagem revelou os primeiros mutantes com período oscilador alterada, mas essas observações também foram feitas no nível do tecido 7,13. Assim, não foi observado o comportamento do oscilador de células-autônoma hipótese durante somitogenesis. Instantâneos estáticos de somitogenesis dar uma imagem incompleta, porque, por natureza, o processo é conduzido por um sistema oscilatório. Trabalhos anteriores em células de camundongo e de bico mostrou que os níveis de transcriçãoe aumento de proteína e cair, mas a amostragem uma oscilação de aproximadamente 2 horas a cada 30 ou 45 min necessariamente restringe os dados coletados e, portanto, as conclusões que podem ser extraídas 14,15. Estudo de outros osciladores biológicos, principalmente, relógios circadianos, afastou-se das medições encenadas de expressão gênica e protéica de monitoramento em tempo real usando fluorescente e repórteres bioluminescentes 16,17. Estas ferramentas são essenciais para demonstrar propriedades de clock de 18 células individuais. Um repórter bioluminescente do gene cíclico HES1 foi desenvolvido e brevemente caracterizado nas células do rato PSM individuais 19. O período médio e variação foram calculados para um pequeno número de células, que mostra que as oscilações persistir durante vários ciclos in vitro. No entanto, esses estudos não quantitativamente abordar a estabilidade e robustez da freqüência de oscilação e amplitude, se as células podem entrar espontaneamente ou oscilações de saída,e como as células mantêm as suas relações de fase. Além disso, os efeitos de moléculas de sinalização encontrados no embrião no relógio célula-autónoma não foram directamente testados. Por conseguinte, estas propriedades fundamentais do oscilador de célula única permanecem completamente desconhecido. Recentemente, desenvolveu linhas de peixes transgênicos utilizando BAC recombineering 20 para dirigir Venus (YFP) repórteres de fluorescência de expressão HER1 30. Tais linhas explorar as pistas de regulação do locus cromossômico intacto em que estão inseridas e recapitular a dinâmica temporal e padrão espacial de HER1. Esta descoberta permite o monitoramento em tempo real da expressão do gene no embrião de peixe-zebra desenvolvimento in vivo. Para estudar as propriedades fundamentais das oscilações celulares-autônoma e como tal expressão é regulada ao longo do tempo, que recentemente desenvolveu um método confiável para isolar e gravar a partir de células PSM in vitro. Este protocol descreve como nós utilizamos nossas linhas repórter transgênicos para gerar culturas de células dispersas, a partir do qual podemos caracterizar as oscilações do relógio da segmentação zebrafish em células individuais. Podemos, assim, resolver questões pendentes no campo que não eram acessíveis com a análise de nível de tecido ou estática, bem como manipular diretamente o relógio da segmentação no nível de uma única célula com moléculas de sinalização e inibidores.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Epifluorescence microscope</td>
 <td>Olympus</td>
 <td>Model: SZX16</td>
 <td ></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Epifluorescence microscope</td>
 <td>X-cite Illumination</td>
 <td>Series: 120Q</td>
 <td ></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dissection microscope</td>
 <td>Olympus</td>
 <td>Model: SZX12</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fine forceps no. 55</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11295-51</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass transfer pipettes</td>
 <td>Assistent</td>
 <td>567/2</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>35 mm plastic petri dishes</td>
 <td>Greiner</td>
 <td>627102</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>60 mm plastic petri dishes</td>
 <td>Greiner</td>
 <td>628102</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sylgard polymer</td>
 <td>SASCO</td>
 <td>266727</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Manipulation tools</td>
 <td>Made in-house</td>
 <td></td>
 <td>For description of manipulation tools Ref. 22</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microsurgical knife</td>
 <td>World Precision Instruments</td>
 <td>500249</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>L15 medium</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>57322</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Penicillin/streptomyocin</td>
 <td>PAA</td>
 <td>P11-010</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fetal bovine serum</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>257322</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>0.05% trypsin / 0.02% EDTA</td>
 <td>PAA </td>
 <td>L11-004</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gel loading tips</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>253188</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sigmacote</td>
 <td>Sigma Aldrich</td>
 <td>254589</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette set</td>
 <td>Gilson International</td>
 <td>F167300</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zebrafish Fibronectin1 70 kD fragment</td>
 <td>MPI-CBG protein facility</td>
 <td></td>
 <td>Generated in-house from construct based on previously published work Ref. 23-25</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass bottom imaging dishes</td>
 <td>Mattek (single well)</td>
 <td>P35G-1.5-14-C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass bottom imaging dishes</td>
 <td>Greiner (CellView -multi-well)</td>
 <td>262502</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>E3 medium without methylene blue</td>
 <td>Made in-house</td>
 <td></td>
 <td>From The Zebrafish Book, 5th Ed. Ref. 26 </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Plastic transfer pipettes</td>
 <td>Ratiolab</td>
 <td>260011</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Warner heating/cooling chamber</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>TC-324B/344B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EM-CCD camera</td>
 <td>Andor</td>
 <td>Model: iXOn 888</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td>
 <td>Zeiss</td>
 <td>Model: Axiovert 200M</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td>
 <td></td>
 <td>NeoFluor 40x, NA 0.75</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td>
 <td>Lumencor Light Engine</td>
 <td>Model: Spectra X</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set</td>
 <td>BrightLine HC 575/15</td>
 <td>F39-575</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

generation of dispersed presomitic mesoderm cell cultures for imaging of the zebrafish segmentation clock in single cells

A segmentação é um processo morfogenético periódica e sequencial em vertebrados. Esta formação rítmica de blocos de tecido chamados somitos ao longo do eixo do corpo é a evidência de um oscilador genético padronização do embrião em desenvolvimento. No peixe-zebra, o relógio intracelular segmentação de condução é composta por membros da família de fator de transcrição Ela / Ele é organizado em ciclos de feedback negativo. Geramos linhas recentemente repórter fluorescentes transgénicos para o gene de HER1 cíclico que recapitular o padrão espacio-temporal de oscilações na mesoderme presomitic (PSM). Utilizando estas linhas, foi desenvolvido um sistema de cultura in vitro que permite a análise em tempo real do relógio oscilações de segmentação, dentro de células de PSM individuais isolados. Ao remover o tecido PSM de embriões transgênicos e dispersar as células de oscilação regiões em placas com fundo de vidro, geramos culturas apropriadas para lapso de tempo de imagem de sinal de fluorescência decélulas-relógio individual. Esta abordagem fornece uma estrutura experimental e conceitual para a manipulação direta do relógio da segmentação, com resolução de uma única célula sem precedentes, permitindo que suas propriedades de células-autônoma e em nível de tecido a ser distinguido e dissecados.

Este protocolo produz culturas de células, dispersos, PSM únicos viáveis ​​para lapso de tempo de imagem de sinal de fluorescência (Figura 2). Nossa transgene gera um repórter cujo ciclo de produção e degradação ocorre com dinâmica semelhante ao do gene endógeno de proteína e no embrião, no fim de meia hora. Devido ao seu volume de negócios rápido, o sinal YFP em células individuais devem ser detectados rapidamente para minimizar branqueamento e com uma resolução temporal alta para capturar as características de cada ciclo oscilatório. Além disso, dada a imprecisão relativa do sinal, as condições de cultura e de aquisição ter sido cuidadosamente ajustada para assegurar resultados sensíveis e robustos. Nós encontramos os seguintes fatores a ser importantes na geração de culturas de células ótimas PSM para a imagem: 1. Um substrato ECM usado para o revestimento das placas de cultura com fundo de vidro. 2. Adição de soro para a dissecção e meio de imagem. 3. Dissecção do PSM de embriões identificados tomadas após o acasalamento hetepares rozygous, cuja descendência potencialmente levar 2 cópias do transgene. 4. Aquisição de imagens dentro de uma gama de ampliação óptima, utilizando uma objectiva de maior NA para assegurar a captura eficiente do sinal de fluorescência. 5. Iluminação com uma fonte de luz de estado sólido para minimizar flutuações de intensidade que possam contribuir para o ruído de fundo. 6. Detecção de sinal com uma câmara de alta sensibilidade EM-CCD para maximizar o sinal de leitura. Culturas sub-óptimas irão conter células que não permanecem arredondada e saudável durante a gravação. Colocámos a hipótese de que o substrato de ECM, um fragmento de fibronectin1 zebrafish mantém as células num estado indiferenciado PSM semelhante, em comparação com outros substratos normalmente utilizados como poli-lisina ou laminina. Outros substratos testadas causada células para achatar no vidro e a perda de sinal fluorescente oscilante ao longo da gravação. Nós também descobrimos que a adição de soro para o meio durante a dissecção, dispersãoea gravação foi importante não só para saciar a tripsina usada para dissociação, mas também aumentou a intensidade de fluorescência ao longo do fundo, provavelmente devido à melhoria da viabilidade celular. Para garantir a captação do sinal ideal de células individuais foi utilizada uma objetiva de 40x projetada especificamente para imagens de fluorescência (Zeiss Plano série NeoFluor) com uma NA alto. Descobrimos também que uma fonte de luz de estado sólido, desde a iluminação mais estável do que as lâmpadas de mercúrio tradicionais, o que é fundamental para minimizar as flutuações de fundo que contribuem para imagens ruidosas. Essas modificações são importantes para garantir resultados robustos. Usando este protocolo, esperamos culturas em que a maioria das células de um determinado campo são fluorescentes, em algum momento durante a gravação. Descobrimos que as células fluorescentes normalmente permanecem arredondado e às vezes são bastante móveis durante as gravações. Algumas células, incluindo as células fluorescentes, podem tornar-se apoptótico durante a gravação. Estas células são excluídos de qualquer umnálise. Também excluir as células que entram em contato com outras células ou se mover para fora do campo de visão. Em média, vemos uma redução de 12% no número de células por campo pelo fim da gravação 10 horas tal como medido por contagem do número de células saudáveis ​​no canal de luz transmitida. Esta perda inclui tanto a morte das células e células que foram movidos para fora do campo. Dadas essas ressalvas, podemos, em média, faixa 5 células fluorescentes por campo que permanecem viável e visível, e tipicamente gravar seis campos por condição. Por exemplo, um experimento com 4 condições terá 24 campos de total adquirido e, normalmente, cerca de 30 células rastreadas por condição. Sob condições normais de imagem com meio L15 contendo 10% de soro fetal bovino, descobrimos que as células PSM (n = 101 células de quatro experiências em replicado) pode produzir entre 2 e 7 picos, com a média e o desvio padrão de 3 ± 1 (2 picos ciclos -3). O número de pico média, bem como o percentil 25%, é de 2 picos e o percentil 75% de is três picos. Usando o nosso acompanhamento e análise semi-automatizada, podemos gerar rapidamente intensidade de fluorescência sobre traços de tempo para as células PSM individuais, com um traço representativo célula mostrada na Figura 2C. Estes vestígios matérias pode ser usado para fazer medições quantitativas de propriedades das células PSM oscilatórios, tais como a frequência, a amplitude, o número de ciclos e tempo de picos. <img alt="Figura 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50307/50307fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50307/50307fig1.jpg" /> Figura 1. Identificação de embriões transgênicos e esquemas de sua dissecção. (A) Vista lateral de um embrião de peixe-zebra transgênico expressando YFP fluorescência em fase ~ 5 somite. Imagem é uma sobreposição de luz transmitida e canal de fluorescência. As setas indicam áreas de sinal a partir da ponta da tailbud, durante todo o PSM, em relação a l<html> ast formado somite. Inset mostra um esquema do transgene repórter (para mais informações sobre o seu desenvolvimento e comportamento in vivo referem-se a 30 Soroldoni et al.. (B) Esquema de vista lateral do embrião antes do primeiro corte durante a dissecção. Pontilhada linha vermelha indica o primeiro corte feitos em toda a parte posterior do cérebro, embora a célula gema apenas atrás do tailbud. (C) Representação esquemática de achatada PSM após a remoção de grânulos de vitelo e camada epidérmica, orientada ao longo do eixo ântero-posterior. pontilhada linha vermelha indica o segundo corte para remover a ponta do tailbud para a dispersão e cultura. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50307/50307fig1highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 07fig2.jpg &quot;/&gt; Figura 2. Imagens representativas e os traços de uma única célula em uma cultura PSM dispersa. (A) Montagem de imagens de luz transmitida de uma única célula PSM em uma 6-h de gravação de lapso de tempo. Note-se que a célula permanece arredondada e saudáveis ​​ao longo do curso do registo. (B) correspondente montagem de imagens de fluorescência a partir de uma única célula de PSM. Picos na intensidade da célula são numerados no decurso da gravação. (C) intensidade média ao longo do tempo medido a partir de um ROI colocado nesta célula. Os valores são retirados de cada quadro de um filme com uma taxa de quadros de um por 2 min usando o círculo interpolador plug-in personalizado e macro escrito em Fiji. Picos na intensidade são novamente contados em todo o traçado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50307/50307fig2highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Generation of Dispersed Presomitic Mesoderm Cell Cultures for Imaging of the Zebrafish Segmentation Clock in Single Cells

Somitogenesis é um processo de desenvolvimento rítmico que espacialmente padrões do eixo do corpo de embriões vertebrados. Anteriormente, desenvolvemos linhas de zebrafish transgênicos que usam repórteres fluorescentes para observar os genes cíclicos que impulsionam esse processo. Aqui, a cultura dispersas células destas linhas e imagem suas oscilações ao longo do tempo in vitro.

Geração de Disperso Presomitic mesoderme culturas de células for Imaging da Segmentação Relógio Zebrafish em células individuais

Segmentation is a  periodic and sequential morphogenetic process in vertebrates. This rhythmic  formation of blocks of tissue called somites along the ...

generation-dispersed-presomitic-mesoderm-cell-cultures-for-imaging

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

13.7K visualizações.  Max Planck Institute of Molecular Cell Biology and Genetics.  Somitogenesis é um processo de desenvolvimento rítmico que espacialmente padrões do eixo do corpo de embriões vertebrados. Anteriormente, desenvolvemos linhas de zebrafish transgênicos que usam repórteres fluorescentes para observar os genes cíclicos que impulsionam esse processo. Aqui, a cultura dispersas células destas linhas e imagem suas oscilações ao longo do tempo in vitro. 

Vídeo: Generation of Dispersed Presomitic Mesoderm Cell Cultures for Imaging of the Zebrafish Segmentation Clock in Single Cells

Generation of Human CD40-activated B cells

CD40-activated B cells (CD40-B cells) have been identified as an alternative source of immuno-stimulatory antigen-presenting cells (APC) for cancer immunotherapy 1-3. Compared to Dendritic cells (DCs), the best characterized APC, CD40-B cells have several distinct biological and technical properties. Similar to DCs, B cells show an increased expression of MHC and co-stimulatory molecules (Fig.1b), exhibit a strong migratory capacity and present antigen presentation efficiently to T cells, after stimulation with interleukin-4 and CD40 ligand (CD40L). However, in contrast to immature or mature DCs, CD40-B cells express the full lymph node homing triad consisting of CD62L, CCR7/CXCR4, and leukocyte function antigen-1 (LFA1, CD11a/CD18), necessary for homing to secondary lymphoid organs (Fig.1a) 3. CD40-B cells can be generated without difficulties from very small amounts of peripheral blood which can be further expanded in vitro to very large amounts of highly-pure CD40-B cells (&gt;109 cells per patient) from healthy donors as well as cancer patients (Fig.1c,d) 1,4. 
In this protocol we demonstrate how to obtain fully activated CD40-B cells from human PBMC. Key molecules for the cell culture are CD40 ligand, interleukin-4 (IL-4) and cyclosporin A (CsA), which are replenished in a 3-4 day culture cycle. For laboratory purposes CD40-stimulation is provided by NIH/3T3 cells expressing recombinant human CD40 ligand (tCD40L NIH/3T3) 5. To avoid contamination with non-transfected cells, expression of the human CD40 ligand on the transfectants has to be checked regularly (Fig.2). 
After 14 days CD40-B cell cultures consist of more than 95% pure B cells and an expansion of CD40-B cells over 65 days is frequently possible without any loss of function 1, 4. CD40-B cells efficiently take up, process and present antigens to T cells 6. They do not only prime na&#970;ve, but also expand memory T cells 7,8. CD40-activated B cells can be used to study B-cell activation, differentiation and function. Moreover, they represent a promising tool for therapeutic or preventive vaccination against tumors 9.

In this video we present the ex vivo generation and expansion of human CD40-activated B cells (CD40-B) from peripheral blood mononuclear cells (PBMC) by stimulation with CD40 ligand and interleukin-4.

Geração de humanos CD40-activated células B

CD40-activated B cells (CD40-B cells) have been identified as an alternative source of immuno-stimulatory antigen-presenting cells (APC) for cancer ...

Biologia

Live Imaging of Cell Extrusion from the Epidermis of Developing Zebrafish

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function. Our studies have found that dying cells send signals to their live neighbors to form and contract a ring of actin and myosin that ejects it out from the epithelial sheet while closing any gaps that might have resulted from its exit, a process termed cell extrusion1. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe a method to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis. To visualize extrusion, we inject a red fluorescent protein labeled probe for F-actin into one-cell stage transgenic zebrafish embryos expressing green fluorescent protein in the epidermis and induce apoptosis by addition of G418 to larvae. We then use time-lapse imaging on a spinning disc confocal microscope to observe actin dynamics and epithelial cell behaviors during the process of apoptotic cell extrusion. This approach allows us to investigate the extrusion process in live epithelia and will provide an avenue to study disease states caused by the failure to eliminate apoptotic cells.

Dying cells are extruded from epithelial tissues by concerted contraction of neighboring cells without disrupting barrier function. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe methods to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis at cellular resolution.

Imagens ao vivo de extrusão celular da epiderme de Zebrafish desenvolvimento

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function.  Our studies have found ...

Single Cell Fate Mapping in Zebrafish

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, lymphatic, and blood vessel lineages arise in developing embryos requires fate mapping and lineage tracing of undifferentiated precursor cells. Recently, photoactivatable proteins which include: Eos1, 2, PAmCherry3, Kaede4-7, pKindling8, and KikGR9, 10 have received wide interest as cell tracing probes. The fluorescence spectrum of these photosensitive proteins can be easily converted with UV excitation, allowing a population of cells to be distinguished from adjacent ones. However, the photoefficiency of the activated protein may limit long-term cell tracking11. As an alternative to photoactivatable proteins, caged fluorescein-dextran has been widely used in embryo model systems7, 12-14. Traditionally, to uncage fluorescein-dextran, UV excitation from a fluorescence lamp house or a single photon UV laser has been used; however, such sources limit the spatial resolution of photoactivation. Here we report a protocol to fate map, lineage trace, and detect single labeled cells. Single cells in embryos injected with caged fluorescein-dextran are photoactivated with near-infrared laser pulses produced from a titanium sapphire femtosecond laser. This laser is customary in all two-photon confocal microscopes such as the LSM 510 META NLO microscope used in this paper. Since biological tissue is transparent to near-infrared irradiation15, the laser pulses can be focused deep within the embryo without uncaging cells above or below the selected focal plane. Therefore, non-linear two-photon absorption is induced only at the geometric focus to uncage fluorescein-dextran in a single cell. To detect the cell containing uncaged fluorescein-dextran, we describe a simple immunohistochemistry protocol16 to rapidly visualize the activated cell. The activation and detection protocol presented in this paper is versatile and can be applied to any model system. 
Note: The reagents used in this protocol can be found in the table appended at the end of the article.

A method is described to photoactivate single cells containing a caged fluorescent protein using two-photon absorption from a Ti:Sapphire femtosecond laser oscillator. To fate map the photoactivated cell, immunohistochemistry is used. This technique can be applied to any cell type.

Mapeamento Destino única célula em Zebrafish

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal neurons. In contrast, the adult zebrafish retina possesses the robust ability to spontaneously regenerate any neuronal class that is lost in a variety of different retinal damage models, including retinal puncture, chemical ablation, concentrated high temperature, and intense light treatment 1-8. Our lab extensively characterized regeneration of photoreceptors following constant intense light treatment and inner retinal neurons after intravitreal ouabain injection 2, 5, 9. In all cases, resident M&uuml;ller glia re-enter the cell cycle to produce neuronal progenitors, which continue to proliferate and migrate to the proper retinal layer, where they differentiate into the deficient neurons. 
	We characterized five different stages during regeneration of the light-damaged retina that were highlighted by specific cellular responses. We identified several differentially expressed genes at each stage of retinal regeneration by mRNA microarray analysis 10. Many of these genes are also critical for ocular development. To test the role of each candidate gene/protein during retinal regeneration, we needed to develop a method to conditionally limit the expression of a candidate protein only at times during regeneration of the adult retina. 
	Morpholino oligos are widely used to study loss of function of specific proteins during the development of zebrafish, Xenopus, chick, mouse, and tumors in human xenografts 11-14. These modified oligos basepair with complementary RNA sequence to either block the splicing or translation of the target RNA. Morpholinos are stable in the cell and can eliminate or "knockdown" protein expression for three to five days 12. 
	Here, we describe a method to efficiently knockdown target protein expression in the adult zebrafish retina. This method employs lissamine-tagged antisense morpholinos that are injected into the vitreous of the adult zebrafish eye. Using electrode forceps, the morpholino is then electroporated into all the cell types of the dorsal and central retina. Lissamine provides the charge on the morpholino for electroporation and can be visualized to assess the presence of the morpholino in the retinal cells. 
	Conditional knockdown in the retina can be used to examine the role of specific proteins at different times during regeneration. Additionally, this approach can be used to study the role of specific proteins in the undamaged retina, in such processes as visual transduction and visual processing in second order neurons.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

A method to conditionally knockdown a target protein&#x2019;s expression in the adult zebrafish retina is described, which involves intravitreally injecting antisense morpholinos and electroporating them into the retina. The resulting protein is knocked down for several days, which allows testing the protein&#x2019;s role in the regenerating or intact retina.

Em Eletroporação vivo de Morpholinos na Retina Zebrafish Adulto

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration of adult tissues, such as the heart1, retina2, spinal cord3, optic nerve4, sensory hair cells5, and fins6.
The zebrafish fin is a relatively simple appendage that is easily manipulated to study multiple stages in epimorphic regeneration. Classically, fin regeneration was characterized by three distinct stages: wound healing, blastema formation, and fin outgrowth. After amputating part of the fin, the surrounding epithelium proliferates and migrates over the wound. At 33 &deg;C, this process occurs within six hours post-amputation (hpa, Figure 1B)6,7. Next, underlying cells from different lineages (ex. bone, blood, glia, fibroblast) re-enter the cell cycle to form a proliferative blastema, while the overlying epidermis continues to proliferate (Figure 1D)8. Outgrowth occurs as cells proximal to the blastema re-differentiate into their respective lineages to form new tissue (Figure 1E)8. Depending on the level of the amputation, full regeneration is completed in a week to a month.
The expression of a large number of gene families, including wnt, hox, fgf, msx, retinoic acid, shh, notch, bmp, and activin-betaA genes, is up-regulated during specific stages of fin regeneration9-16. However, the roles of these genes and their encoded proteins during regeneration have been difficult to assess, unless a specific inhibitor for the protein exists13, a temperature-sensitive mutant exists or a transgenic animal (either overexpressing the wild-type protein or a dominant-negative protein) was generated7,12. We developed a reverse genetic technique to quickly and easily test the function of any gene during fin regeneration.
Morpholino oligonucleotides are widely used to study loss of specific proteins during zebrafish, Xenopus, chick, and mouse development17-19. Morpholinos basepair with a complementary RNA sequence to either block pre-mRNA splicing or mRNA translation. We describe a method to efficiently introduce fluorescein-tagged antisense morpholinos into regenerating zebrafish fins to knockdown expression of the target protein. The morpholino is micro-injected into each blastema of the regenerating zebrafish tail fin and electroporated into the surrounding cells. Fluorescein provides the charge to electroporate the morpholino and to visualize the morpholino in the fin tissue.
This protocol permits conditional protein knockdown to examine the role of specific proteins during regenerative fin outgrowth. In the Discussion, we describe how this approach can be adapted to study the role of specific proteins during wound healing or blastema formation, as well as a potential marker of cell migration during blastema formation.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

We describe a method to conditionally knockdown the expression of a target protein during adult zebrafish fin regeneration. This technique involves micro-injecting and electroporating antisense oligonucleotide morpholinos into fin tissue, which allows testing the protein&#x2019;s role in various stages of fin regeneration, including wound healing, blastema formation, and regenerative outgrowth.

Na eletroporação in vivo de Morpholinos no Adulto Regeneração Zebrafish Cauda Fin

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

Geração de camundongos derivadas de células-tronco pluripotentes induzidas

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Monitoring Cell-autonomous Circadian Clock Rhythms of Gene Expression Using Luciferase Bioluminescence Reporters

In mammals, many aspects of behavior and physiology such as sleep-wake cycles and liver metabolism are regulated by endogenous circadian clocks (reviewed1,2). The circadian time-keeping system is a hierarchical multi-oscillator network, with the central clock located in the suprachiasmatic nucleus (SCN) synchronizing and coordinating extra-SCN and peripheral clocks elsewhere1,2. Individual cells are the functional units for generation and maintenance of circadian rhythms3,4, and these oscillators of different tissue types in the organism share a remarkably similar biochemical negative feedback mechanism. However, due to interactions at the neuronal network level in the SCN and through rhythmic, systemic cues at the organismal level, circadian rhythms at the organismal level are not necessarily cell-autonomous5-7. Compared to traditional studies of locomotor activity in vivo and SCN explants ex vivo, cell-based in vitro assays allow for discovery of cell-autonomous circadian defects5,8. Strategically, cell-based models are more experimentally tractable for phenotypic characterization and rapid discovery of basic clock mechanisms5,8-13.
Because circadian rhythms are dynamic, longitudinal measurements with high temporal resolution are needed to assess clock function. In recent years, real-time bioluminescence recording using firefly luciferase as a reporter has become a common technique for studying circadian rhythms in mammals14,15, as it allows for examination of the persistence and dynamics of molecular rhythms. To monitor cell-autonomous circadian rhythms of gene expression, luciferase reporters can be introduced into cells via transient transfection13,16,17 or stable transduction5,10,18,19. Here we describe a stable transduction protocol using lentivirus-mediated gene delivery. The lentiviral vector system is superior to traditional methods such as transient transfection and germline transmission because of its efficiency and versatility: it permits efficient delivery and stable integration into the host genome of both dividing and non-dividing cells20. Once a reporter cell line is established, the dynamics of clock function can be examined through bioluminescence recording. We first describe the generation of P(Per2)-dLuc reporter lines, and then present data from this and other circadian reporters. In these assays, 3T3 mouse fibroblasts and U2OS human osteosarcoma cells are used as cellular models. We also discuss various ways of using these clock models in circadian studies. Methods described here can be applied to a great variety of cell types to study the cellular and molecular basis of circadian clocks, and may prove useful in tackling problems in other biological systems.

Circadian clocks function within individual cells, i.e., they are cell-autonomous. Here, we describe methods for generating cell-autonomous clock models using non-invasive, luciferase-based real-time bioluminescence technology. Reporter cells provide tractable, functional model systems for studying circadian biology.

Monitorização das células-autônomas Ritmos relógio circadiano de expressão genética dos Repórteres Bioluminescência luciferase

In mammals, many aspects of behavior and physiology such as sleep-wake cycles and liver metabolism are regulated by endogenous circadian clocks ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Imagens ao vivo de Apuramento celular por apoptose durante<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogênese

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Efficient Generation Human Induced Pluripotent Stem Cells from Human Somatic Cells with Sendai-virus

A few years ago, the establishment of human induced pluripotent stem cells (iPSCs) ushered in a new era in biomedicine. Potential uses of human iPSCs include modeling pathogenesis of human genetic diseases, autologous cell therapy after gene correction, and personalized drug screening by providing a source of patient-specific and symptom relevant cells. However, there are several hurdles to overcome, such as eliminating the remaining reprogramming factor transgene expression after human iPSCs production. More importantly, residual transgene expression in undifferentiated human iPSCs could hamper proper differentiations and misguide the interpretation of disease-relevant in vitro phenotypes. With this reason, integration-free and/or transgene-free human iPSCs have been developed using several methods, such as adenovirus, the piggyBac system, minicircle vector, episomal vectors, direct protein delivery and synthesized mRNA. However, efficiency of reprogramming using integration-free methods is quite low in most cases.
Here, we present a method to isolate human iPSCs by using Sendai-virus (RNA virus) based reprogramming system. This reprogramming method shows consistent results and high efficiency in cost-effective manner.

Here, we present our established method to reprogram human somatic cells into transgene-free human iPSCs with Sendai virus, which shows consistent outcome and enhanced efficiency.

Eficiente Geração induzida pelo homem células-tronco pluripotentes a partir de células somáticas humanas com Sendai-vírus

A few years ago, the establishment of human induced pluripotent stem cells (iPSCs) ushered in a new era in biomedicine. Potential uses of human iPSCs ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Nefrotoxina microinjeção no peixe-zebra ao modelo de lesão renal aguda

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...