Este estudo foi financiado pelo Instituto Nacional sobre Abuso de Drogas concede DA 006.886 (MOW) e DA 032.270 (DJB).

O máximo cuidado deve ser tomado para manter as condições de assepsia (conforme descrito no Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório 9) durante a preparação para a realização e o procedimento a seguir. O protocolo a seguir é de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e foi aprovado pelo Animal Care e Use Comitê Institucional, da Universidade Rutgers. Estima-se que os procedimentos subsequentes irão requerer 3-6 horas para completar. Implantação da Matriz Microwire: <ol><li> Animais lugar sob anestesia, utilizando 50 mg / kg de pentobarbital de sódio (ip) e administrar 10 mg / kg de atropina, nitrato de metilo (IP; glicopirrolato pode ser substituído) e 0,25 mg de penicilina (300.000 U / mL im) para manter a função respiratória e prevenir a infecção , respectivamente. Nota: Com o comprimento de 3-6 horas da cirurgia de implantação, pentobarbital de sódio é usado porque é eficaz em termos de custos e limita a exposição humana aanestésicos (como pode ocorrer com o uso prolongado de anestésicos de gás) enquanto continua a fornecer anestesia de longa duração. A substituição de outros anestésicos é aceitável. </li><li> Verifique se a anestesia começou a produzir efeitos utilizando o teste de cauda pitada antes de prosseguir. </li><li> Conforme necessário, dar injecções de cloridrato de cetamina (60 mg / kg IP) e pentobarbital de sódio (5-10 mg / kg IP) alternando para manter a anestesia durante toda a cirurgia. </li><li> Raspar o couro cabeludo com uma lâmina de bisturi n º 22. </li><li> Desinfetar o couro cabeludo raspado com iodopovidona. </li><li> Dê injeções subcutâneas de bupivacaína (~ 1 mg / kg SC, distribuídos por quatro locais de injecção) para anestesiar localmente no couro cabeludo. Permitir 5-10 min para o anestésico local para fazer efeito. </li><li> Coloque um lubrificante oftalmológico sobre os olhos para manter a umidade durante a anestesia. </li><li> Fixe o animal para as barras de ouvido e nariz braçadeira de um aparelho estereotáxico. </li><li> Use marcos visuais (por exemplo, uma barra horizontal na sterquadro eotaxic) para aproximadamente nível da cabeça do animal. Este passo só é feito para aproximadamente nível do crânio. </li><li> Realizar uma incisão ao longo da linha média do couro cabeludo utilizando uma lâmina de bisturi # 11 montado sobre um suporte de bisturi. A incisão deve se estender a partir de apenas atrás das orelhas para a parte posterior do osso nasal. </li><li> Usando uma espátula de dissecação, limpar o crânio de todo o tecido restante até dois sulcos lateral do crânio e do cume posterior do crânio foram alcançados. </li><li> Puxe a pele ao redor da incisão usando um número de hemostats (6x). </li><li> Limpe o crânio de qualquer sangue e deixe-a secar. Se ocorrer alguma hemorragia restante, encerrar o sangramento residual com uma ferramenta de cauterização pequeno. Assegurar que o crânio permanece limpo e seco permite que o acrílico dental utilizado em passos subsequentes para se ligar ao crânio permanentemente. </li><li> Mark bregma e lambda (Figura 2D), interpolando a intersecção das suturas do crânio. Um mic dissecandoroscope é necessário marcar com precisão estas posições. </li><li> Prenda um pequeno objecto pontiagudo (por exemplo, um pino ou dental broca) para um braço estereotáxico e abaixá-lo para determinar a dorsal / ventral (DV) de coordenadas do bregma e lambda. </li><li> Ajustar a braçadeira até que o nariz coordena o DV para bregma e lambda são de 100 mm (0,1 mm), de um ao outro. </li><li> Uma vez nivelado, gravar o anterior / posterior (AP), medial / lateral (ML) e DV coordenadas bregma, juntamente com a posição do grampo de nariz. Checar as coordenadas de precisão, como o restante da cirurgia depende da precisão dessas coordenadas. </li><li> Use as coordenadas medidas para calcular o ML e coordenadas AP para os quatro cantos do &quot;janela crânio&quot; em relação ao bregma (isto é craniotomia, Figura 1). A janela de crânio é um retângulo precisamente posicionado através do qual a matriz microfio vai passar. </li><li> Use as coordenadas calculadas para marcar ocoordena janela crânio no crânio usando um acessório estereotáxica pontiagudo e caneta de tinta. Para obter marcas precisas, aplicam-se apenas uma pequena quantidade de tinta para a ponta do instrumento de marcação com um aplicador de algodão. </li><li> Broca para fora da janela do crânio através da remoção do osso de uma série de pequenas camadas. <ol><li> Comece por perfuração dos cantos marcados da janela onde as marcas foram colocadas. </li><li> Em seguida, conecte os cantos e delinear a janela. </li><li> Por fim, limpar a área dentro do contorno até a profundidade de dura-máter. O furo tem de ser mais largo (isto é, chanfrada) abaixo das camadas superficiais do crânio para garantir que a janela mantém uma largura apropriada de cima para baixo. </li></ol></li><li> Use micropinças para remover cuidadosamente chips de qualquer osso remanescente, detritos, ou dura-máter dentro da janela do crânio. Este passo é extremamente importante, uma vez que estes bits de material pode comprometer a integridade da matriz durante a descida. Depois de limpo, deve-se manter ªe janela úmido com solução salina bacteriostática para o restante da cirurgia. </li><li> Coloque marcas no crânio por 5 parafusos de crânio e um fio terra (Figura 1). Estas posições irão variar consoante a região do cérebro alvo. O andar de entrada será mais seguro se um parafuso é colocado em cada um dos cinco ossos do crânio. Coloque ambos os parafusos do crânio e fio terra em locais que não interfiram com a colocação disposição microfio. </li><li> Faça furos para os parafusos do crânio e aperte os parafusos no lugar. Os parafusos devem ser reduzidos até que apenas 3-4 tópicos estão mostrando (ou, se estiver usando diferentes dos recomendados parafusos, profundo o suficiente para atravessar a espessura do crânio para promover a estabilidade matriz, mas não muito profunda, de modo a danificar córtex). Limpe as roscas dos parafusos após a colocação. </li><li> Faça um furo para o fio terra. Abaixe o fio lentamente (mais de 1-2 min) para o DV-alvo coordenar e fixar o fio no lugar usando o acrílico dental. </li><li> Adicionar acrílico em torno dos tópicosdos parafusos do crânio. Antes de a seca de acrílico, remova qualquer excesso de cimento que corre para longe do fio terra ou parafusos do crânio. Permita 15 minutos para o acrílico dental para secar / endurecer. </li><li> Anexar a matriz para o braço estereotáxico. Nível da matriz e orientá-lo para que ele irá diretamente passar dos limites da janela do crânio. </li><li> Coloque salina na janela do crânio de modo a que fique ao nível do crânio. Abaixe a matriz até que ele cria uma covinha na solução salina. Este coordenar é usado como nível crânio para a matriz. Utilize este valor para calcular a coordenada DV final do array. </li><li> Abaixe o array lentamente até atingir coordenar a sua DV final. Pare cada 1mm de abaixamento e esperar durante vários minutos a fim de permitir que o tecido cerebral de se recuperar de ondulações e dissolva a porção de fundo do polietileno glicol (PEG) na matriz (PEG é utilizada para manter temporariamente os fios na sua conformação ao mesmo tempo reduzindo , e dissolve-se lentamente na solução salina). </li><li> Quando a matriz é 1 milímetrolonge do alvo, abaixá-lo mais lentamente até que o objectivo final seja alcançado. Baixando a 0,1-0,2 mm de cada vez antes de permitir que o tecido em repouso por um período de 5 min destina-se a manter o tecido no local alvo, bem como as conexões sinápticas proximais. Se o equipamento estiver disponível, reduzindo a precisão da matriz pode ser auxiliada usando um manipulador motorizado. </li><li> Dissolver o restante PEG e usar acrílico dental para cimentar os microfios no lugar. Adicionar várias camadas de cimento para garantir que os fios são seguras e, em seguida, permitir que 15-20 minutos para que o cimento endurece antes de prosseguir. Isso garante que os fios não será empurrado da sua colocação definitiva. </li><li> Construir o restante headstage do animal usando o acrílico dental. Use o acrílico para encerrar os parafusos crânio, fio terra, e conector para os microfios. Permitir que o chapéu acrílico para endurecer suficientemente antes de prosseguir. </li><li> Suturar a incisão no couro cabeludo com suturas absorvíveis e administrar 2 ml of soro fisiológico bacteriostático (sc) para restabelecer a hidratação de uma cirurgia. </li><li> Remover o animal a partir das barras de ouvido e colocar o assunto em uma área limpa. Observar o animal com frequência durante a recuperação pós-operatória até a termorregulação e locomoção se recuperaram. Após a recuperação da anestesia, mover o animal para habitação única para o restante da recuperação pós-cirúrgica. </li><li> Dê animais monitorização pós-operatória diária e cuidados nos dias após o procedimento. A recuperação deste procedimento é o ideal quando sete ou mais dias são permitidos. </li><li> Dê animais injeções de carprofeno (5mg/kg) e enrofloxacina (5-10 mg / kg) ou seus equivalentes durante a recuperação de acordo com o esquema recomendado pelo veterinário responsável. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

Os autores não têm concorrentes interesses financeiros para divulgar.

Gravações extracelulares representam uma técnica experimental poderosa que pode ser incorporado em quase qualquer preparação experimental em neurociência. Os fios que foram implantados em matrizes organizados pode ser rastreada como os seus veios passam através do cérebro e para a sua zona alvo (Figura 5A). Quando uma lesão pequena, pós-experimental é criada na ponta microfio não isolados para criar um pequeno depósito de ferro a partir do fio de aço inoxidável, pode-se marcar com precis?...

Registros eletrofisiológicos permitirá aos cientistas estudar as propriedades elétricas das células biológicas. No sistema nervoso central, onde impulsos elétricos servir como um mecanismo de sinalização, essas gravações são de particular importância para a compreensão da função neural 1-2. Durante as gravações unitárias em comportando animais, um microeletrodo que foi inserido no cérebro é capaz de registrar as mudanças na geração de um neurônio de potenciais de ação ao longo do tempo. Embora muitas técnicas permitem gravar a atividade cerebral, unidade única eletrofisiologia é um dos métodos mais precisos, permitindo resolução no nível neurônio único. Quando um elevado grau de especificidade espacial é desejada, microfios pode ser usado para atingir ou núcleos sub-conjuntos de células dentro do brain3 discretas. Gravações de uma única Unidade também se beneficiam com alta resolução temporal como gravações são precisos ao nível do microssegundo. E, in vivo agravações vigília permitir interações circuito intactas, com o meio natural de aferentes e eferentes projeções, química sistêmica e influências hormonais e parâmetros fisiológicos. Os sinais neurais são derivados de entrada sensorial, comportamentos motores, o processamento cognitivo, neuroquímica / farmacologia, ou alguma combinação. Assim, a segregação de sensoriais, motoras, cognitivas e químicos influências exige experiências bem concebidas com contingências e controles eficazes que podem permitir a avaliação de cada uma das influências acima mencionadas. Ao todo, as gravações em animais se comportando permitir experimentadores para observar a integração de múltiplas fontes de informação dentro de um circuito em funcionamento e para derivar um modelo mais abrangente de função do circuito. Gravações de uma única Unidade também sofrem de uma série de desvantagens do que qualquer pesquisador deve estar ciente. Em primeiro lugar, as gravações podem ser difíceis de realizar. De facto, as propriedades de the amplificadores headstage e os microfios implantados que permitem a especificidade espacial e temporal nessas gravações também faz gravações suscetíveis à influência de sinais elétricos estranhas (ou seja, &quot;ruído&quot; elétrico). Assim, a capacidade de resolver problemas em um sistema eletrofisiológico exige uma compreensão técnica dos princípios e aparelhos eletrofisiológicos bem desenvolvida. É também importante notar que, em certas circunstâncias, os sinais eléctricos registados em gravações extracelulares podem representar a soma de vários sinais neurais. Além disso, a generalização de actividade de uma única unidade de actividade da população de uma região alvo muitas vezes pode ser limitada pelo grau de heterogeneidade celular dentro da região alvo (mas ver Cardin 4). Por exemplo, os eléctrodos podem ser inclinados para a gravação de neurónios de saída de grande amplitude no lugar de outras células. A interpretação das gravações unitárias é aumentadacombinando gravações com outras técnicas, incluindo, mas não limitado a, eléctrico (ortodrômica ou antidrômica), estimulação química (por exemplo, iontoforese ou receptor designer) ou optogenetic 4, inativações neurais temporários, exames sensório-motores 5, os procedimentos de desconexão, ou imuno-histoquímica 3. No protocolo que se segue, enumerar os materiais e as medidas necessárias para implantar uma matriz microfio organizado no rato (embora o protocolo pode ser adaptado para o uso em outras espécies). O procedimento e estilo de matrizes fixos utilizados em nosso laboratório têm demonstrado confiança para gravações longitudinais e pode sustentar gravações do mesmo neurônio para ao longo do tempo de um mês 6-8. Isso faz com que este procedimento ideal para examinar as respostas fásicas aos estímulos experimentais, mudanças plásticas nas respostas neurais, ou mecanismos de aprendizagem e motivação.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

Em gravações eletrofisiológicas vivo no acordado, comportando animais fornecem um método poderoso para a compreensão da sinalização neural ao nível de uma única célula. A técnica permite que pesquisadores para examinar temporal e regionalmente padrões de disparo específicas, a fim de correlacionar os potenciais de ação gravadas com o comportamento em curso. Além disso, as gravações unitárias podem ser combinados com uma infinidade de outras técnicas, a fim de produzir explicações abrangentes da função neural. Neste artigo, descrevemos a anestesia e preparação para a implantação microfio. Posteriormente, enumerar os equipamentos necessários e passos cirúrgicos para inserir de forma precisa uma matriz microfio em uma estrutura alvo. Por fim, descrevemos brevemente o equipamento usado para gravar a partir de cada eletrodo individual na matriz. Os conjuntos de microfios fixos descritos são bem adaptados para a implantação crónica e permitir a gravação de dados longitudinais neurais em quase qualquer preparati comportamentaisna. Discutimos traçando trilhas de eletrodos para triangular as posições microfios, bem como maneiras de combinar implantação microfio com técnicas de imuno-histoquímica, a fim de aumentar a especificidade anatómica dos resultados gravados.

A lista de equipamentos utilizados por este laboratório para a gravação de sinais eletrofisiológicos podem ser encontrados na Tabela 3. Após a recuperação da cirurgia,-unidades individuais são registrados conectando um headstage de ganho unitário no conector implantado. Este andar de entrada é ligado através de um cabo a um comutador, o qual é capaz de rotação livre, sem quebras na gravação electrofisiológico através da utilização de anéis deslizantes eléctricos. O comutador permit...

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Implantar matrizes organizados de microfios para utilização em gravações eletrofisiológicas unitárias apresenta uma série de desafios técnicos. Métodos para a realização desta técnica e os equipamentos necessários são descritos. Além disso, discute-se o uso benéfico de matrizes microfios organizados para gravar a partir de sub-regiões neurais distintos, com alta seletividade espacial.

Um Procedimento para Implantação de Arrays organizado de microfios para gravações a única unidade em Awake, comportando-se Animais

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K visualizações.  Rutgers, the State University of New Jersey.  Implantar matrizes organizados de microfios para utilização em gravações eletrofisiológicas unitárias apresenta uma série de desafios técnicos. Métodos para a realização desta técnica e os equipamentos necessários são descritos. Além disso, discute-se o uso benéfico de matrizes microfios organizados para gravar a partir de sub-regiões neurais distintos, com alta seletividade espacial. 

Vídeo: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Fabricação de eletrodos e Implantação de Aplysia californica Para gravações multi-canal neural e muscular na Intact, Animais Livremente Behaving

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Neurociência

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Única unidade de In vivo Gravações do quiasma óptico de rato

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Labeling fluorescentes retrógrada Permite alvejado Extracelular Gravação Single-unidade dos neurônios identificados<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Concepção e montagem de um Microdrive Ultra-leve motorizada para doenças crônicas Recordings Neurais em Pequenos Animais

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dois registros eletrofisiológicos de sinapticamente evocadas Respostas astroglial e neuronal em fatias hipocampais agudas

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Gravações simultâneas de longo prazo em dois estágios de processamento neuronal em comportar abelhas

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Um Processo de Implantação de uma Câmara Spinal para Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Criação de Imagens do Cordão do rato Spinal

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Investigar as representações do objeto no fluxo Dorsal de Visual de Macaque usando gravações unitárias

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Mapeamento cerebral por fMRI em tempo real em animais

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedimento de craniotomia para visualizar atividades neuronais no hipocampo de ratos comportadores

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...