Financiamento para compor e publicar este trabalho foi fornecida por meio de vários subsídios e contratos para o Grupo Chironomidae Research (LC Ferrington, Jr., PI) no Departamento de Entomologia da Universidade de Minnesota. Graças a Nathan Roberts para a partilha de fotografias de campo utilizados como figuras no vídeo associado a este manuscrito.

1. Preparação da coleção de campos Suprimentos <ol><li> Determinar o número de amostras SFPE que devem ser coletados com base no desenho do estudo e adquirir um frasco da amostra (por exemplo, 60 ml) para cada amostra. </li><li> Prepare duas etiquetas de data e localidade para cada frasco de amostra. Coloque um no interior do outro e apor para o exterior do frasco. Certifique-se que cada etiqueta data e localidade inclui as seguintes informações: país, estado, município, cidade, corpo água, coordenadas GPS, a data eo nome da pessoa (s) de coletar a amostra. </li><li> Reúna outros materiais e equipamentos (ver Tabela de Específico materiais / equipamentos) específicos. </li></ol> 2. Campo Colecção <ol><li> Segure uma bandeja larval em uma mão e uma peneira na outra. Mergulhe a bandeja larval na água onde SFPE acumulam (por exemplo, acumulação de espuma, senões, vegetação emergente, restos, de volta turbilhões, e ao longo das bordas bancários) (Figura 2A), permitem water, exuviae, e detritos para entrar no tabuleiro larval, e despeje este material através da peneira. Se a amostragem em um sistema lótica, inicia-se na extremidade a jusante do alcance da amostra e trabalhar a montante (Figura 2B). Se a amostragem em um sistema lêntico, começam na linha costeira na direção do vento. <ol><li> Repita o passo 2,1 para 10 min (ou conforme definido para um regime de amostragem específico) dentro de cada alcance amostra pré-definido (normalmente 100-200 m de amostras coletadas a partir de fluxos, mas depende da área total do local de monitorização da água); mover-se entre SFPE áreas de acumulação, conforme apropriado. </li></ol></li><li> Concentra-se os detritos em uma área do crivo usando uma garrafa de esguicho enchido com água a partir do site da amostra e transferir cuidadosamente amostra SFPE frasco de amostra de pré-marcado com o auxílio de uma pinça e um fluxo de etanol a partir de uma garrafa de esguicho. Preencha frasco da amostra com etanol. </li><li> Repita os passos 2.1 e 2.2 para todas as amostras. </li></ol> 3. Amostra Picking NOTA: O restante deste protocolo se refere a uma subamostra SFPE 300 e pode precisar ser modificado para outros tamanhos subamostra. Ver de Bouchard e Ferrington 9 diretrizes subamostragem e frequência de amostragem para adaptar métodos SFPE para cumprir as metas e os recursos específicos do estudo. <ol><li> Alocar um frasco de 1 dram para cada amostra SFPE; preparar um rótulo de data e localidade de colocar dentro de cada frasco e preencher o frasco ¾ cheio com etanol. </li><li> Retire a tampa do frasco da amostra correspondente e verificar se há exúvias de pupa em anexo. Suavemente lavar conteúdos fora da tampa sobre uma placa de Petri utilizando uma garrafa de esguicho cheio com etanol. Localizar e remover o rótulo a partir do interior do frasco de amostra, utilizando uma pinça e lavar suavemente o conteúdo para fora da etiqueta para a placa de Petri. Definir rótulo de lado. </li><li> Transferir o conteúdo do frasco de amostra dentro de um tabuleiro de larvas, lavagem com etanol para se garantir que não haja SFPE permanecem no frasco de amostra. Transferir uma parte do exúvias de pupa, residevido, e etanol a partir da bandeja para a placa de Petri. Certifique-se de que a amostra é coberto em etanol. </li><li> Coloque a placa de Petri sob um microscópio estéreo. Sistematicamente digitalizar o conteúdo da placa de Petri para exúvias de pupa. Pegue tudo exuviae pupa do prato usando uma pinça e coloque dentro do frasco. Não escolher os espécimes que são quebradas (ou seja, não têm, pelo menos, metade do cefalotórax e abdômen), seca, ou comprimido para evitar problemas de identificação posteriores. NOTA: Identificação de espécies, muitas vezes requer que a totalidade da amostra está presente, embora em alguns casos, a identificação de nível género pode ser possível com espécimes parciais. <ol><li> Prato redemoinho e digitalizar para exuviae adicional de pupa, incluindo qualquer que poderia ser preso para os lados do prato, bem como, quaisquer pequenas e translúcidas espécimes que pode não ter ser detectada inicialmente. Repita até que dois exames consecutivos não revelam exúvias de pupa adicional. </li></ol></li><li> Repita os passos 3.3 e3.4 ou até que todos os 300 exúvias de pupa foram colhidos. Quando 300 exúvias de pupa foram colhidos, devolver o resíduo da placa de Petri para a bandeja larval e lavar a placa de Petri com etanol. Em seguida, transferir o resíduo da bandeja larval para o frasco de amostra vazio, adicione o rótulo data e localidade, e colocar a tampa do frasco. Conservar ou alienar resíduo de acordo com protocolos específicos do projeto. </li></ol> 4. Amostra Classificando <ol><li> Despeje tudo pegou exúvias de pupa do frasco etiquetado em uma placa de Petri cheia com etanol suficiente para cobrir apenas espécimes. </li><li> Sob um microscópio estéreo, as amostras separadas em grupos morfológicos distintos (ou seja, morphotaxa) e coloque cada um separadamente morphotaxon em frascos rotulados preenchido 3/4 th cheio com etanol. <ol><li> Utilize características morfológicas externas para separar chironomid morphotaxa. Por exemplo, a partir do cefalotòrax, usar diferenças na presença, tamanho, forma, ecoloração dos tubérculos cefálica, verrugas frontais, sedas frontal e chifre torácica. A partir do abdómen, usar espinhas, hookrows, chagrém, cerdas, e as esporas de segmentos abdominais, para além dos lóbulos anal para a separação morphotaxa (Figura 4A). Veja Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder e Reiss 27 para obter descrições e figuras de características morfológicas adicionais. </li><li> Use etanol adicional se as amostras começam a secar. </li></ol></li></ol> 5. Deslize Montagem <ol><li> Encher um poço de uma placa multi-poços para cada morphotaxon com etanol a 95%. <ol><li> Coloque representações múltiplas (por exemplo, 25% do total) de cada corrediça morphotaxon para ser montado em poços individuais da placa. Permitir espécimes para sentar-se bem por pelo menos 10 min para desidratar suficientemente. </li></ol></li><li> Etiqueta desliza com local adequado, coleta e identificação informatina (Figura 3). </li><li> Colocar a lâmina no microscópio estéreo. NOTA: Um modelo do slide colado na etapa é útil para a colocação consistente. </li><li> Colocar uma gota de Euparal na corrediça; espalhar a Euparal de modo que ele se aproxima do tamanho da lamela. Use ventilação adequada quando se trabalha com Euparal. NOTA: Use ventilação adequada quando se trabalha com Euparal. </li><li> Incorporar um representante do primeiro morphotaxon no Euparal usando uma pinça. NOTA: Para anular o excesso de etanol a partir da amostra, usando uma pinça, bata suavemente espécime no laboratório limpa antes de incorporá-lo em Euparal. </li><li> Separe o cefalotórax do abdômen usando uma pinça de ponta fina e / ou sondas de dissecção (Figura 4A). <ol><li> Dividir o cefalotòrax ao longo da sutura ecdysial (Figura 4B) e abrir a cefalotòrax de modo que as bordas são de sutura em lados opostos (Figura 4C). </li><li> Orientar o cephalothorax de modo que o lado ventral está virada para cima (Figura 4C). </li><li> Posicione o lado dorsal do abdômen para cima; colocar imediatamente abaixo da cefalotòrax (Figura 4C). </li></ol></li><li> Coloque uma lamela sobre o espécime. Segure lamela em um ângulo, com uma borda de tocar a lâmina, e então lentamente mais baixo e soltar a lamela para reduzir a formação de bolhas de ar. Pressione levemente a lamela para achatar o espécime. </li><li> Repita os passos 5.3 a 5.7 para todos os espécimes desidratados. </li></ol> 6. Identificação Género <ol><li> Determinar género de espécimes montados em slides usando um microscópio composto. Identificar as amostras utilizando as teclas ao gênero e diagnósticos em Wiederholm 28 e Ferrington, et al. 5. Se necessário, confirmar a identificação em nível de família usando Ferrington, et al. 5. NOTA: Houve inúmeras descrições genéricas e revisões desde Wiederholm 28 e Ferrington,et al. 5, portanto, essas chaves e diagnósticos são incompletos e precisam ser complementadas com a literatura primária. </li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Os passos mais críticos para a coleção bem-sucedida SFPE amostra, colheita, triagem, montagem slide, e identificação são: (1) a localização de zonas de acumulação SFPE alta na área de estudo durante a coleta de campo (Figura 2A); (2) lentamente digitalizar o conteúdo da placa de Petri para detecção de todas SFPE durante a colheita da amostra; (3) desenvolver a destreza manual necessária para dissecar o cefalotórax do abdômen durante a montagem (Figura 4A) de slides; e (...

Programas de monitorização biológica, que utilizam organismos vivos para avaliar a saúde do meio ambiente, são muitas vezes utilizados para avaliar a qualidade da água ou monitorar o sucesso de programas de restauração do ecossistema. Protocolos Bioavaliação rápidas (RBP) usando assembléias de macroinvertebrados bentônicos têm sido muito populares entre as agências de recursos hídricos do estado desde 1989 1. Os métodos tradicionais de amostragem macroinvertebrados bentônicos para RBPs, tais como o mergulho-net, Surber sampler, e Hess amostrador 2, pode ser tempo- demorado, caro e só pode medir assemblages de um determinado microhabitat 3. Um eficiente, RBP alternativa para gerar informações biológicas sobre um corpo de água particular envolve coleção de Chironomidae exúvias de pupa flutuante superfície (SFPE) 3. O Chironomidae (Insecta: Diptera), vulgarmente conhecida como mosquitos não picam, são moscas holometabolous que normalmente ocorrem em ambientes aquáticos antes de emergir como adultos<html> 60; na superfície da água. A família chironomid é rica em espécies, com cerca de 5.000 espécies descritas em todo o mundo; no entanto, cerca de 20.000 espécies são estimadas a existir 4. Quironomídeos são úteis para documentar água e qualidade do habitat em muitos ecossistemas aquáticos devido à sua elevada diversidade e os níveis de tolerância poluição variáveis ​​5. Além disso, são muitas vezes os macroinvertebrados bentônicos mais abundantes e disseminadas em sistemas aquáticos, tipicamente responsável por 50% ou mais das espécies na comunidade 5,6. Seguindo emergência do adulto terrestre, o exúvias de pupa (cast pele pupa) continua flutuando na superfície da água (Figura 1). Exúvias de pupa se acumulam ao longo das margens ou atrás de obstruções através da ação do vento ou água corrente e pode ser facilmente e rapidamente recolhido para dar uma amostra global de espécies de Chironomidae que surgiram durante o anterior 24-48 h 7. ntent &quot;&gt; A abundância relativa e composição taxonômica da recolhido SFPE reflete a qualidade da água, considerando-se que algumas espécies são muito tolerantes a poluição, enquanto outros são bastante sensíveis 5 O método SFPE tem muitas vantagens sobre técnicas de amostragem chironomid larval tradicionais, incluindo:. (1) mínima , se houver, perturbação do habitat ocorre em uma área de amostragem; (2) as amostras não se concentrar na coleta de organismos vivos, mas a pele não-vivos, então a trajetória da dinâmica da comunidade não seja afectada; (3) a identificação de gênero, e muitas vezes espécie, é relativamente fácil dado as chaves e descrições 3 adequados; (4) a coleta, processamento e identificação de amostras é eficiente e econômica em comparação com os métodos de amostragem tradicionais 3,8,9; (5) exuviae acumulados representam táxons que tenham originado uma vasta gama de micro-habitats 10; (6) o método é aplicável em quase todos os ambientes aquáticos, incluindo córregos e rios, estuários, lakes, lagoas, piscinas naturais e zonas húmidas; e (7) SFPE talvez ser um indicador mais sensível de saúde do ecossistema, uma vez que representam indivíduos que completaram todas as fases imaturas e emergiram com sucesso como adultos 11. O método SFPE não é uma nova abordagem para a coleta de informações sobre as comunidades de quironomídeos. Uso de SFPE foi sugerida pela primeira vez por Thienemann 12 no início de 1900. Uma variedade de estudos têm utilizado SFPE para levantamentos taxonômicos (por exemplo, 13-15), a biodiversidade e estudos ecológicos (por exemplo, 7,16-19), e avaliações biológicas (por exemplo, 20-22). Além disso, alguns estudos têm abordado diferentes aspectos do desenho da amostra, tamanho da amostra e número de eventos de amostra necessários para atingir vários níveis de detecção de espécies ou gêneros (por exemplo, 8,9,23). Estes estudos indicam que relativamente elevadas percentagens de espécies ou gêneros pode ser detectada com effor moderadat ou despesas associadas com o processamento da amostra. Por exemplo, Anderson e Ferrington 8 determinaram que baseado em uma subamostra de 100 contagem, 1/3 menos tempo foi necessário para pegar amostras SFPE em comparação a mergulhar-net amostras. Outro estudo determinou que 04/03 amostras SFPE poderiam ser classificados e identificados para cada amostra dip-net e que as amostras SFPE foram mais eficientes do que as amostras dip-net em espécies de detecção como riqueza de espécies aumentou 3. Por exemplo, em locais com valores de riqueza de espécies de 15-16 espécies, a eficiência dip-líquido médio foi de 45,7%, enquanto as amostras SFPE eram 97,8% eficiente 3. Mais importante, o método SFPE foi padronizado na União Europeia 24 (conhecida como técnica de pupa exuviae Chironomidae (TCP)) e América do Norte 25 para avaliação ecológica, mas o método não foi descrito em pormenor. Uma aplicação da metodologia SFPE foi descrito por Ferrington, et ai. <sup&gt; 3; no entanto, o foco principal desse estudo foi avaliar a eficiência, eficácia e economia do processo de SFPE. O objetivo deste trabalho é descrever todos os passos do método SFPE em detalhe, incluindo a coleta de amostras, processamento laboratorial, montagem slide, e identificação gênero. O público-alvo inclui estudantes de pós-graduação, pesquisadores e profissionais interessados ​​em ampliar esforços tradicionais de monitoramento da qualidade da água em seus estudos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S25309B&#160;</td>
			<td>70-95%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic wash bottles</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0340923B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sample jar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333510B</td>
			<td>Glass or plastic, 60-mL recommended</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Testing sieve</td>
			<td>Advantech</td>
			<td>120SS12F</td>
			<td>125-micron mesh size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Larval tray</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>5524</td>
			<td>White</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass shell vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333926B</td>
			<td>1-dram size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dropper</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>1371110</td>
			<td>30 to 35 drops/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4524</td>
			<td>#5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>741158</td>
			<td>Glass or plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-well plate</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td align="right">144530</td>
			<td>Glass or plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microslides</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3010002</td>
			<td>3 x 1 in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass cover slips</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>12-519-21G</td>
			<td>Circular or square</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euparal mounting medium&#160;</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>6372B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigma pen</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>1154F</td>
			<td>Black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Probe</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>4751</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimberly-Clark Professional&#8482;</td>
			<td align="right">34120</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of chironomidae (diptera) surface-floating pupal exuviae as a rapid bioassessment protocol for water bodies

Protocolos Bioavaliação rápidas usando assembléias de macroinvertebrados bentônicos foram utilizados com êxito para avaliar os impactos humanos sobre a qualidade da água. Infelizmente, os métodos de amostragem tradicionais bentônicos larvais, tais como o mergulho-net, pode ser demorado e caro. Um protocolo alternativo envolve a coleta de Chironomidae pupa exuviae flutuante superfície (SFPE). Chironomidae é uma família rica em espécies de moscas (Diptera) cujos estágios imaturos normalmente ocorrem em habitats aquáticos. Quironomídeos adultos emergem da água, deixando a pele pupa, ou exuviae, flutuando na superfície da água. Exuviae muitas vezes se acumulam ao longo das margens ou atrás de obstruções por acção da corrente de vento ou água, onde podem ser recolhidos para avaliar a diversidade e riqueza chironomid. Chironomidae podem ser utilizados como indicadores biológicos importantes, uma vez que algumas espécies são mais tolerantes à poluição do que outros. Portanto, a abundância e composição de espécies coletadas SFPE relativa de refletiralterações na qualidade da água. Aqui, métodos associados com a coleta de campo, processamento laboratorial, montagem slide, e identificação de chironomid SFPE são descritos em detalhes. Vantagens do método SFPE incluem o mínimo de perturbação em uma área de amostragem, coleta de amostra eficiente e econômica e processamento laboratorial, a facilidade de identificação, aplicabilidade em quase todos os ambientes aquáticos, e uma medida potencialmente mais sensível do estresse do ecossistema. As limitações incluem a incapacidade para determinar a utilização do ambiente larval e incapacidade de identificar exuviae pupa para espécies que não tenham sido associadas com machos adultos.

A Figura 1 ilustra o ciclo de vida Chironomidae; estágios imaturos (ovo, larva, pupa) ocorrem tipicamente dentro, ou estreitamente associados, um ambiente aquático. Após a conclusão da fase de vida larvar, as larvas constrói um abrigo de tubo, e atribui-se com secreções de seda para o substrato circundante e pupation ocorre. Uma vez que o adulto desenvolvimento amadureceu, a pupa liberta-se e nada para a superfície da água onde o adulto pode emergir da exúvias de pupa. O exuviae se enche de ar...

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Use of Chironomidae Diptera Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrates are often used to monitor and assess water quality. An efficient protocol involves collections of Chironomidae surface-floating pupal exuviae (SFPE). Here, techniques for field collection, laboratory processing, slide mounting, and identification of Chironomidae SFPE are described.

Uso de Chironomidae (Diptera) Pupal Exuviae como um Bioavaliação Protocolo Rápido para massas de água de superfície flutuante

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

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Research

JoVE Journal

Environment

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

11.6K visualizações.  University of Minnesota. Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrates are often used to monitor and assess water quality. An efficient protocol involves collections of Chironomidae surface-floating pupal exuviae (SFPE). Here, techniques for field collection, laboratory processing, slide mounting, and identification of Chironomidae SFPE are described.

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Laboratory-determined Phosphorus Flux from Lake Sediments as a Measure of Internal Phosphorus Loading

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) loading from lake sediments can account for a substantial portion of the total P load in eutrophic, and some mesotrophic, lakes. Laboratory determination of P release rates from sediment cores is one approach for determining the role of internal P loading and guiding management decisions. Two principal alternatives to experimental determination of sediment P release exist for estimating internal load: in situ measurements of changes in hypolimnetic P over time and P mass balance. The experimental approach using laboratory-based sediment incubations to quantify internal P load is a direct method, making it a valuable tool for lake management and restoration.
Laboratory incubations of sediment cores can help determine the relative importance of internal vs. external P loads, as well as be used to answer a variety of lake management and research questions. We illustrate the use of sediment core incubations to assess the effectiveness of an aluminum sulfate (alum) treatment for reducing sediment P release. Other research questions that can be investigated using this approach include the effects of sediment resuspension and bioturbation on P release.
The approach also has limitations. Assumptions must be made with respect to: extrapolating results from sediment cores to the entire lake; deciding over what time periods to measure nutrient release; and addressing possible core tube artifacts. A comprehensive dissolved oxygen monitoring strategy to assess temporal and spatial redox status in the lake provides greater confidence in annual P loads estimated from sediment core incubations.

Lake eutrophication is a water quality issue worldwide, making the need to identify and control nutrient sources critical. Laboratory determination of phosphorus release rates from sediment cores is a valuable approach for determining the role of internal phosphorus loading and guiding management decisions.

Determinados pelo Laboratório Fósforo Flux do Lago Sedimentos como medida de Fósforo Interno Carregando

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) ...

Ambiente

The Use of an Automated System (GreenFeed) to Monitor Enteric Methane and Carbon Dioxide Emissions from Ruminant Animals

Ruminant animals (domesticated or wild) emit methane (CH4) through enteric fermentation in their digestive tract and from decomposition of manure during storage. These processes are the major sources of greenhouse gas (GHG) emissions from animal production systems. Techniques for measuring enteric CH4 vary from direct measurements (respiration chambers, which are highly accurate, but with limited applicability) to various indirect methods (sniffers, laser technology, which are practical, but with variable accuracy). The sulfur hexafluoride (SF6)&#160;tracer gas method is commonly used to measure enteric CH4 production by animal scientists and more recently, application of an Automated Head-Chamber System (AHCS) (GreenFeed, C-Lock, Inc., Rapid City, SD), which is the focus of this experiment, has been growing. AHCS is an automated system to monitor CH4 and carbon dioxide (CO2) mass fluxes from the breath of ruminant animals. In a typical AHCS operation, small quantities of baiting feed are dispensed to individual animals to lure them to AHCS multiple times daily. As the animal visits AHCS, a fan system pulls air past the animal&#8217;s muzzle into an intake manifold, and through an air collection pipe where continuous airflow rates are measured. A sub-sample of air is pumped out of the pipe into non-dispersive infra-red sensors for continuous measurement of CH4 and CO2 concentrations. Field comparisons of AHCS to respiration chambers or SF6 have demonstrated that AHCS produces repeatable and accurate CH4 emission results, provided that animal visits to AHCS are sufficient so emission estimates are representative of the diurnal rhythm of rumen gas production. Here, we demonstrate the use of AHCS to measure CO2 and CH4 fluxes from dairy cows given a control diet or a diet supplemented with technical-grade cashew nut shell liquid.

The Use of an Automated System GreenFeed to Monitor Enteric Methane and Carbon Dioxide Emissions from Ruminant Animals

Accuracy and precision of the techniques used to measure methane emissions from ruminant animals are critically important for the success of greenhouse gas mitigation efforts. This manuscript describes the principles and operation of an automated system to monitor methane and carbon dioxide mass fluxes from the breath of ruminant animals.

O uso de um sistema automatizado (GreenFeed) para monitorar entérica de metano e dióxido de carbono As emissões dos ruminantes

Ruminant animals (domesticated or wild) emit methane (CH4) through enteric fermentation in their digestive tract and from decomposition of manure during ...

A CO2 Concentration Gradient Facility for Testing CO2 Enrichment and Soil Effects on Grassland Ecosystem Function

Continuing increases in atmospheric carbon dioxide concentrations (CA) mandate techniques for examining impacts on terrestrial ecosystems. Most experiments examine only two or a few levels of CA concentration and a single soil type, but if CA can be varied as a gradient from subambient to superambient concentrations on multiple soils, we can discern whether past ecosystem responses may continue linearly in the future and whether responses may vary across the landscape. The Lysimeter Carbon Dioxide Gradient Facility applies a 250 to 500 &#181;l L-1 CA gradient to Blackland prairie plant communities established on lysimeters containing clay, silty clay, and sandy soils. The gradient is created as photosynthesis by vegetation enclosed in in temperature-controlled chambers progressively depletes carbon dioxide from air flowing directionally through the chambers. Maintaining proper air flow rate, adequate photosynthetic capacity, and temperature control are critical to overcome the main limitations of the system, which are declining photosynthetic rates and increased water stress during summer. The facility is an economical alternative to other techniques of CA enrichment, successfully discerns the shape of ecosystem responses to subambient to superambient CA enrichment, and can be adapted to test for interactions of carbon dioxide with other greenhouse gases such as methane or ozone.

A CO2 Concentration Gradient Facility for Testing CO2 Enrichment and Soil Effects on Grassland Ecosystem Function

The Lysimeter Carbon Dioxide Gradient Facility creates a 250 to 500 &#181;l L-1 linear carbon dioxide gradient in temperature-controlled chambers housing grassland plant communities on clay, silty clay, and sandy soil monoliths. The facility is used to determine how past and future carbon dioxide levels affect grassland carbon cycling.

A CO<sub&gt; 2</sub&gt; Facility Concentração Gradiente para Teste CO<sub&gt; 2</sub&gt; Enriquecimento do solo e efeitos sobre a função da pastagem de Ecossistemas

Continuing increases in atmospheric carbon dioxide concentrations (CA) mandate techniques for examining impacts on terrestrial ecosystems. Most ...

Preparation and Testing of Impedance-based Fluidic Biochips with RTgill-W1 Cells for Rapid Evaluation of Drinking Water Samples for Toxicity

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity sensor. A monolayer of RTgill-W1 cells forms on the sensing electrodes enclosed within the biochips. The biochips are then used for testing in a field portable electric cell-substrate impedance sensing (ECIS) device designed for rapid toxicity testing of drinking water. The manuscript further describes how to run a toxicity test using the prepared biochips. A control water sample and the test water sample are mixed with pre-measured powdered media and injected into separate channels of the biochip. Impedance readings from the sensing electrodes in each of the biochip channels are measured and compared by an automated statistical software program. The screen on the ECIS instrument will indicate either "Contamination Detected" or "No Contamination Detected" within an hour of sample injection. Advantages are ease of use and rapid response to a broad spectrum of inorganic and organic chemicals at concentrations that are relevant to human health concerns, as well as the long-term stability of stored biochips in a ready state for testing. Limitations are the requirement for cold storage of the biochips and limited sensitivity to cholinesterase-inhibiting pesticides. Applications for this toxicity detector are for rapid field-portable testing of drinking water supplies by Army Preventative Medicine personnel or for use at municipal water treatment facilities.

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial cells for use in a field portable electric cell-substrate impedance sensor. The protocol for running a rapid drinking water toxicity test with the sensor is also described.

Preparação e Teste de impedância baseado em Biochips fluídicas com células RTgill-W1 para avaliação rápida das amostras de água para a toxicidade

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity ...

Protocol for Measuring the Thermal Properties of a Supercooled Synthetic Sand-water-gas-methane Hydrate Sample

Methane hydrates (MHs) are present in large amounts in the ocean floor and permafrost regions. Methane and hydrogen hydrates are being studied as future energy resources and energy storage media. To develop a method for gas production from natural MH-bearing sediments and hydrate-based technologies, it is imperative to understand the thermal properties of gas hydrates.
The thermal properties' measurements of samples comprising sand, water, methane, and MH are difficult because the melting heat of MH may affect the measurements. To solve this problem, we performed thermal properties' measurements at supercooled conditions during MH formation. The measurement protocol, calculation method of the saturation change, and tips for thermal constants' analysis of the sample using transient plane source techniques are described here.
The effect of the formation heat of MH on measurement is very small because the gas hydrate formation rate is very slow. This measurement method can be applied to the thermal properties of the gas hydrate-water-guest gas system, which contains hydrogen, CO2, and ozone hydrates, because the characteristic low formation rate of gas hydrate is not unique to MH. The key point of this method is the low rate of phase transition of the target material. Hence, this method may be applied to other materials having low phase-transition rates.

We present a protocol for measuring the thermal properties of synthetic hydrate-bearing sediment samples comprising sand, water, methane, and methane hydrate.

Protocolo para medir as propriedades térmicas de um sintético areia-água-gás-hidrato de metano Amostra Supercooled

Methane hydrates (MHs) are present in large amounts in the ocean floor and permafrost regions. Methane and hydrogen hydrates are being studied as future ...

Soil Lysimeter Excavation for Coupled Hydrological, Geochemical, and Microbiological Investigations

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled Earth-system processes. Such knowledge is imperative in improving predictions of hydro-biogeochemical cycles, especially under climate change scenarios. We present an experimental method, designed to capture sub-surface heterogeneity of an initially homogeneous soil system. This method is based on destructive sampling of a soil lysimeter designed to simulate a small-scale hillslope. A weighing lysimeter of one cubic meter capacity was divided into sections (voxels) and was excavated layer-by-layer, with sub samples being collected from each voxel. The excavation procedure was aimed at detecting the incipient heterogeneity of the system by focusing on the spatial assessment of hydrological, geochemical, and microbiological properties of the soil. Representative results of a few physicochemical variables tested show the development of heterogeneity. Additional work to test interactions between hydrological, geochemical, and microbiological signatures is planned to interpret the observed patterns. Our study also demonstrates the possibility of carrying out similar excavations in order to observe and quantify different aspects of soil-development under varying environmental conditions and scale.

This study presents an excavation method for investigating subsurface hydrological, geochemical, and microbiological heterogeneity of a soil lysimeter. The lysimeter simulates an artificial hillslope which was initially under homogeneous condition and had been subjected to approximately 5,000 mm of water over eight cycles of irrigation in an 18-month period.

Monólito escavação para Coupled Hidrológicos, geoquímicos e microbiológicos Investigações

Studying co-evolution of hydrological and biogeochemical processes in the subsurface of natural landscapes can enhance the understanding of coupled ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

O uso de um cartucho de filtro para Amostras de filtração de água e extração de DNA Ambiental

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

Protocol for Microplastics Sampling on the Sea Surface and Sample Analysis

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of scientific publications address microplastic pollution of the sea surface. The protocol below describes the methodology for sampling, sample preparation, separation and chemical identification of microplastic particles. A manta net fixed on an &#187;A frame&#171; attached to the side of the vessel was used for sampling. Microplastic particles caught in the cod end of the net were separated from samples by visual identification and use of stereomicroscopes. Particles were analyzed for their size using an image analysis program and for their chemical structure using ATR-FTIR and micro FTIR spectroscopy. The described protocol is in line with recommendations for microplastics monitoring published by the Marine Strategy Framework Directive (MSFD) Technical Subgroup on Marine Litter. This written protocol with video guide will support the work of researchers that deal with microplastics monitoring all over the world.

The protocol below describes the methodology for: microplastics sampling on the sea surface, separation of microplastic and chemical identification of particles. This protocol is in line with the recommendations for microplastics monitoring published by the MSFD Technical Subgroup on Marine Litter.

Protocolo para Microplásticos Amostragem na superfície do mar e análise de amostras

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of ...

Measuring and Mapping Patterns of Soil Erosion and Deposition Related to Soil Carbonate Concentrations Under Agricultural Management

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonate (CaCO3) profiles. The objective is to describe a simple conceptual model and detailed protocol for repeatable field and laboratory measurements of these quantities. Here, accurate elevation is measured using a ground-based differential global positioning system (GPS); other data acquisition methods could be applied to the same basic method. Soil samples are collected from prescribed depth intervals and analyzed in the lab using an efficient and precise modified pressure-calcimeter method for quantitative analysis of inorganic carbon concentration. Standard statistical methods are applied to point data, and representative results show significant correlations between changes in soil surface layer CaCO3 and changes in elevation consistent with the conceptual model; CaCO3 generally decreased in depositional areas and increased in erosional areas. Maps are derived from point measurements of elevation and soil CaCO3 to aid analyses. A map of erosional and depositional patterns at the study site, a rain-fed winter wheat field cropped in alternating wheat-fallow strips, shows the interacting effects of water and wind erosion affected by management and topography. Alternative sampling methods and depth intervals are discussed and recommended for future work relating soil erosion and deposition to soil CaCO3.

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes in elevation are related to changes in near-surface soil carbonates. Repeatable methods for field and laboratory measurements of these quantities and data analysis methods are described here.

Medição e mapeamento de padrões de erosão e deposição relacionadas às concentrações de carbonato de solo sob gestão agrícola

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes ...

A Simple Planting Technique for Re-establishing Trees Where Frequent Inundation Occurs

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with herbaceous plants. This protocol describes a simple, cost-effective tree planting technique needed for restoring degraded Everglade tree islands. The design is patterned after a natural Everglades process that creates floating peat islands, which allows tree survival and growth in flooded conditions and often leads to the development of tree islands. Commercially available peat bags were used as the medium for the growth and establishment of potted native tree saplings. The pop-up configuration floated initially and provided additional elevation to minimize inundation, with a single native tree species sapling and a single tree fertilizer spike. During a 3 year study involving 105 pop-ups, most plants survived (80%) and many thrived. Determining whether this technique can establish trees on a degraded tree island will require longer studies and extensive field tests.

This protocol describes a simple, cost-effective tree planting technique for restoring degraded Everglades tree islands that experience inundation. The design creates an island (pop-up) which floats initially and adds elevation to promote tree survival and growth under flooded conditions.

Uma simples técnica de plantação para restabelecer as árvores onde ocorre a inundação frequente

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with ...