O estudo foi apoiado pelo Ministério da ciência e tecnologia (projeto mais 105-2221-E-400-001) e os institutos nacionais de saúde pesquisa (projeto BN-105-PP-10), Taiwan.

o cuidado Animal institucional e uso Comitê dos institutos nacionais de pesquisa de saúde em Taiwan aprovaram todos os protocolos animais.
 1. indução de modelo diabético no masculino adulto Sprague - Dawley (SD) ratos <ol><li>remover pelotas de comida de rato da gaiola para ratos de SD rápido macho (300-350 g) para 6 h antes da indução de STZ.</li>
	Buffer de <li>preparar citrato de sódio (0,1 M, pH 4.5).
	<ol><li>Dissolver 1,05 g ácido cítrico monoidratado (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; Astyanax peso 210.14) em 50 mL de água para fazer uma solução de ácido cítrico 0,1 M destilada.</li>
		<li>Dissolver 1,47 g citrato trissódico dihidratado (C 8 H 5 O 7 at 3 · 2 H 2 O; Astyanax peso 294.12) em 50 mL água destilada água para fazer uma solução de citrato de sódio 0,1 M.</li>
		<li>Adicionar 25 mL de solução de ácido cítrico a 25 mL de solução de citrato de sódio. Monitorar o pH do tampão de citrato de sódio (pH 4.5) usando um medidor de pH. 
		Nota: A reserva é feita isotônica por adição de um volume adequado de solução de citrato de sódio 0,1 M.</li>
	</ol></li> <li>STZ dissolver em tampão de citrato de sódio 0,1 M para produzir um 50 mg/mL solução STZ. 
	Nota: A solução STZ é sensível à luz, portanto, cobrir a solução STZ com folha de alumínio e usar dentro de 15-20 min.</li>
	<li>Desenhar a solução STZ 50mg/kg em uma seringa de insulina ou tuberculina 1 mL com agulha de 26 a 28-calibre. Limpe o local da injeção com um pad de etanol e injetar a solução STZ intraperitonealmente o quadrante inferior direito do abdômen para não danificar órgãos abdominais. </li> <li>Fornecer ratos com água de 10% de sacarose como a fonte de água exclusiva para 48 h após a injeção de STZ para prevenir hipoglicemia.</li></ol>
 2. confirmação do Diabetes em ratos induzido por STZ <ol><li>Monitor a concentração de glicose plasmática jejum de todos os ratos injetados por STZ post 72 h com um medidor de glicose.
	<ol><li>Rápido os ratos diabéticos induzido por STZ para 15 h antes de medir o jejum nível de glicose do sangue.</li>
		<li>Conter os ratos em um saco de contenção e expor as caudas para coleta de sangue durante as medições de glicose do sangue.</li>
		<li>Usar uma lanceta de sangue para picar a ponta da cauda para obter uma pequena gota de sangue. Coloque a gota de sangue em uma tira de teste de glicose. Gravar os níveis de glicose do plasma jejum. 
		Nota: O medidor de glicose detecta e exibe o nível de glicose no sangue em unidades de mg/dL. Excluir os ratos com níveis de glicose jejum abaixo de 150 mg/dL após 2 semanas da STZ-indução.</li>
	</ol></li></ol> 3. Avaliação da neuropatia diabética periférica em ratos diabéticos <ol><li>avaliar a alodinia mecânica com eletrônica von Frey.
	<ol><li>Resposta de retirada de pata de ratos diabéticos habituate STZ induzida em uma gaiola em um piso de malha de metal de diâmetro 1cm por 30 min antes de avaliando o hind.</li>
		<li>Usar uma sonda de von Frey eletrônico com ponta rígida (0,8 mm de diâmetro) para aplicar manualmente a pressão à superfície plantar da pata traseira dos ratos e aumentar gradualmente a pressão até que uma resposta de retirada de pata é vista.</li>
		<li>Gravar a pressão que mostra sobre o sistema e repita a medição 5 vezes por rato, com um intervalo de 30 s entre cada medição.</li>
	</ol></li> <li>Avaliar a hiperalgesia térmica com um prato quente.
	<ol><li>Se habituar os ratos diabéticos induzido por STZ na chapa quente (24 ± 0,5 ° C) por 10 min antes de avaliar a resposta de dor.</li>
		<li>Remover e colocar os ratos volta em suas gaiolas depois de habituação, aqueça a chapa e manter a chapa &#39; temperatura s 55 ± 0,5 ° C.</li>
		<li>Coloque o rato sobre a chapa aquecida ao iniciar simultaneamente o cronômetro.</li>
		<li>Quando o rato exibe comportamentos distintos, tais como lamber o hind pata ou anormalmente flicking o hind pata, parar o cronômetro e grava a latência de retirada. 
		Nota: Se um rato não expressa comportamentos distintos após 20 s (tempo de corte 20 s), terminar o teste de placa quente e retire a chapa do rato.</li>
	</ol></li></ol> 4. Na Vivo Bloqueio de condução com o transdutor de HIFU do nervo Nota: O experimento na vivo começa na semana 5 após injeção de STZ 50mg/kg.
<ol><li>Executar procedimentos animais antes de bloquear dos CMAPs com sonication HIFU.
	<ol><li>Esterilizar os instrumentos cirúrgicos (bisturi, tesouras, pinças e gancho de vidro) em um autoclave antes da cirurgia.</li>
		<li>Anestesiar os ratos com injeção intraperitoneal de tiletamina/eficiente mistura (40 mg/kg) e xilazina (10mg/kg) ou através da inalação de 1,75% de isoflurano através de vaporizador de isoflurano. Coloque os ratos em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura do corpo.</li>
		<li>Posicionar os ratos para cirurgia em prostração ventral. Aplica a pomada. Estique a perna do rato e beliscar a superfície plantar do pé com unhas para determinar a profundidade da anestesia. Se os ratos mostram respostas de retirada, aplicar anestesia adicional.</li>
		<li>Remover os pelos da coxa e abaixe para trás os ratos com uma tosquiadeira elétrica. Aplique iodo líquido com gaze limpa no local cirúrgico e circularmente, mover a gaze para o exterior do local cirúrgico. Use uma compressa embebida em álcool para limpar o iodo líquido com o mesmo movimento circular. Esta experiência é realizada no site da esquerda e direita cirúrgica. Repita o procedimento em outro local cirúrgico quando executar o próximo passo do processo.</li>
		<li>Use uma tesoura cirúrgica estéril ou bisturi para fazer uma incisão da pele na coxa dorsal. Use uma tesoura cirúrgica romba cuidadosamente separe o tecido debaixo da pele e proteger a pele com pele ganchos. O fêmur pode ser visto dentro dos músculos.</li>
		<li>Usar a tesoura para separar cuidadosamente os músculos paralelos ao fêmur até as fibras do nervo ciático de meio da coxa que são incorporadas nos músculos são visíveis. Com cuidado, usar um gancho de vidro para separar o nervo ciático do meio da coxa dos músculos e tecidos conectivos circundantes.</li>
	</ol></li> <li>Posicionar o nervo ciático na zona focal HIFU usando um fixador de nervo sob medida ( Figura 1 e Figura 3). 
	Nota: O fixador de nervo sob medida consiste de 3 componentes ( Figura 3). Todos os componentes são feitos de polimetilmetacrilato (PMMA), transparente. A rosca externa da estrutura superior do componente é 2,5 milímetros de altura e M10XP0.7 ( Figura 4A). O poço central é um 4.0 mm de diâmetro do furo através da componente eu. A abertura do fundo do poço é selada por uma folha de fita. O diâmetro do slot é 1,2 mm e a distância entre o plano central do slot e a superfície superior do componente I é 3,1 mm. II componente consiste em um corpo principal, quatro patas e a estrutura de fundo ( Figura 4B). A rosca interna da estrutura inferior é de 2,5 milímetros de altura e M10XP0.7 para caber o segmento externo do componente eu. O diâmetro do furo central é o mesmo que o poço central de componente eu. As dimensões do corpo principal são 32 mm de diâmetro e 5,4 mm de espessura. Quatro pernas simetricamente são implantadas. Duas pernas curtas idênticas são projetadas para alinhamento e duas pernas longas idênticas trabalham para prender na componente III. O diâmetro externo e a altura do componente III são 41 mm e 9,2 mm. A rosca interna é M36XP1.0 e o furo é 27,5 mm de diâmetro (< forte classe = "xfig"> Figura 4). O cone é um cone oco com a abertura superior de 84 mm de diâmetro e a abertura inferior de 27,5 mm de diâmetro. A altura é de 57,5 mm ( Figura 5A).
	<ol><li>Antes do experimento, mergulhe o fixador de nervo sob medida de acrílico em solução de água sanitária para 30-60 min, seguido por imersão em água estéril.</li>
		<li>Usando um gancho de vidro, levante o nervo cuidadosamente e colocá-lo na ranhura do componente I.</li>
		<li>Componente de parafuso II a componente I. preenchimento central bem do componente com Ringer &#39; s solução para preservação de propagação e nervo ultra-sônica.</li>
		<li>Parafuso componente III para o cone de habitação HIFU. Componente de doca III com componente II por entre as quatro pernas do componente II. 
		Nota: O centro geométrico de três componentes e o transdutor estão alinhados. A distância entre o nervo e o transdutor é igual ao comprimento focal, que garante que o nervo está dentro da zona focal HIFU.</li>
	</ol></li> <li>Inserir um par de agulhas de acupuntura na origem do nervo ciático e o outro par no músculo gastrocnêmio. Conecte cada par de agulhas para o sistema de aquisição de eletrofisiologia através de um cabo coaxial elétrico ( Figura 1). 
	Nota: Em uma extremidade do cabo são dois clipes jacaré para juntar duas agulhas separadamente e na outra extremidade do cabo é um conector BNC para ligar o sistema. Os pares de agulhas de acupuntura funcionam como estimulantes eletrodos no nervo ciático e os eletrodos de gravação no músculo gastrocnêmio.
	<ol><li>Definir a taxa de amostragem e largura de banda do sistema de aquisição de eletrofisiologia para 50 kHz e 70 Hz - 3 kHz, respectivamente. Aplicar um estímulo máximo supra com uma largura de pulso de 0,1 ms para os eletrodos de estimulação na origem do nervo ciático.</li>
		<li>Gravar os CMAPs de eletrodos a gravação e amplificar os CMAPs com o amplificador incorporado no sistema de aquisição de eletrofisiologia. 
		Nota: Utilize o amplificador incorporado no sistema de aquisição de eletrofisiologia para amplificar os sinais nervosos e gravar os CMAPs dos eléctrodos de gravação com o sistema de aquisição de eletrofisiologia.</li>
	</ol></li> <li>Usar um transdutor HIFU comercial 2,68 MHz para suprimir os CMAPs em ratos neuropáticas diabéticos. 
	Nota: As especificações do transdutor são descritas da seguinte forma: uma tigela de elemento único esférica com diâmetro de abertura de 6 cm e distância focal de 5 cm e uma zona de elipsoide focal de 4 mm de profundidade e 0,8 mm de largura em espaço livre.
	<ol><li>Mergulhar o cone esférico, o transdutor HIFU e o cone de cobrem no tanque cheio de água desgaseificada. Coloque o transdutor HIFU no cone da esférico e fixar a tampa do cone para a abertura superior do cone esférico de 6 parafusos ( Figura 5B). Depois que as bolhas no cone esférico são expelidas naturalmente devido à baixa densidade de bolhas em comparação com água, sele a abertura front-end do cone por uma fita grossa transparente 0,03 mm. Componente de parafuso III sobre o espremedor esférico.</li>
		<li>Tirar o transdutor HIFU com o cone esférico e o componente III do tanque de água desgaseificado. 
		Nota: A água de osmose reversa utilizada no estudo é a água purificada pelo processo de osmose reversa. A água de osmose reversa é fervida para expelir o gás. Após arrefecimento, a água desgaseificada é obtida em um tanque selado individual.</li>
	</ol></li> <li>Colocar o componente eu para o espaço entre o nervo e o músculo cuidadosamente e posicione o nervo a lacuna do componente I. executar as etapas 4.2.3 e 4.2.4 para garantir que o nervo está dentro da zona focal do HIFU ( Figura 3A < / forte >).</li>
	<li>Link um gerador de função e um amplificador de potência de radiofrequência. Ligue o amplificador de potência para o transdutor HIFU para geração do feixe de HIFU. Defina manualmente a saída de tensão do gerador de função para o HIFU transdutor através do amplificador de potência. Manualmente desliga o gerador de função, quando terminar o tempo de exposição de HIFU. Observar o tempo usando um timer. 
	Nota: A intensidade e a energia do feixe HIFU utilizado neste estudo são 2.810 W/cm 2 e 84 J/mm 2, respectivamente.</li>
	<li>Simultaneamente, fornecer o estímulo através do sistema de aquisição de eletrofisiologia (passo 4.3) e feixe HIFU através do sistema de HIFU (etapa 4.6) ao nervo ciático enquanto gravava os CMAPs. Gradualmente aumentar a exposição HIFU no nervo ciático de 3 s, 5 s, 8 s até observa-se diminuição ou inibição da amplitude do CMAPs.
	<ol><li>Registro os CMAPs uma vez por segundo durante a entrega de HIFU o feixe. Depois de observar a mudança na amplitude de CMAPs, desligue o sistema HIFU e manualmente, clique no ícone do registro do software de aquisição de eletrofisiologia para registro CMAPs cada 2 min nos primeiros 10 min, cada 5 min em consecutivo 30 min e a cada 10 minutos na última fase até o tempo de gravação atinge 2 h.</li>
	</ol></li> <li>Componente separado II e III do fixador nervo ( Figura 3) para remover o transdutor HIFU do local da incisão. Componente separado II e para liberar o nervo ciático protegido. Sutura do local cirúrgico do rato diabético por suturas de catgut crómico 4-0 depois de gravar os CMAPs. Aplica iodo líquido para o sítio cirúrgico para prevenir a infecção.
	<ol><li>Coloque as gaiolas na rampa de aquecimento e deixe que os ratos recuperar em suas gaiolas antes de retorná-los para as instalações de animais. Fornecer os ratos com ibuprofeno em água potável para 3 dias ou injeção intraperitoneal de buprenorfina (0,05 - 0,1 mg/kg).</li>
	</ol></li> <li>Inserir eletrodos estimulantes e gravação na origem do nervo ciático e os músculos gastrocnêmio de ratos anestesiados de neuropáticas diabéticos, conforme descrito nas etapas 4.1.2 e 4.3 nos dias 7, 14 e 28 após o inicial sonication HIFU. Repita as etapas para 4.3.1 4.3.2.
	<ol><li>Coloque as gaiolas na rampa de aquecimento e deixe que os ratos recuperar em suas gaiolas antes de mover as gaiolas para as instalações de animais.</li>
	</ol></li> <li>Eutanásia em ratos após o experimento. Coloque o rato em uma câmara de dióxido de carbono. Espere cerca de 5 min para os ratos parar de respirar. Certifique-se de que o coração parou de bater.</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Supressão parcial e temporária de action potentials dos nervos neuropáticas de ratos diabéticos na vivo e ocorrência instantânea do efeito de bloqueio após o tratamento de HIFU, que ambos foram observados. O estudo de acompanhamento de 28 dias na CMAPs demonstrou que um bloqueio seguro de condução do nervo pode efectuar-se em uma exposição adequada de HIFU. Como resultado, o protocolo acima do tratamento HIFU pode fornecer uma solução alternativa para o bloqueio reversível da condução dos nervos ...

Medicações orais, acupuntura1, e de estimulação elétrica nervosa2 têm sido utilizados para o tratamento da polineuropatia diabética dolorosa. No entanto, os efeitos secundários dos medicamentos orais, operação invasiva de acupuntura e estimulação elétrica nervosa dificultam a eficácia terapêutica e aderência do paciente. Bloco de ultra-som de nervos periféricos em modelos animais foi investigado por décadas3,4,5. A condução de em vitro nervos ciático do grande sapo verde foi inibida reversível após o tratamento de pulsos de 10-20 da exposição de ultra-som para 0,4 - 1,0 s6. Um fator de bloquear a condução nervosa é o aumento de temperatura induzido por ultrassom7. Para pacientes com polineuropatia, a supressão dos potenciais de ação muscular composto (CMAPs) realizou-se no nervo peroneal exposto ao ultra-som de baixa intensidade para min 28. O tempo de recuperação completa foi dentro de 5 min.
Recentemente, a Food and Drug Administration dos Estados Unidos aprovaram HIFU como um tratamento não invasivo para miomas uterinos9, palliations dor de metástases ósseas10, e câncer de próstata11. Um transdutor HIFU emite raios acústicos fora do corpo, e os feixes transmitem em várias mídias de tecido e convergem para o tumor do alvo no foco. A zona focal é imediatamente formada para gerar efeitos localizados em tumores de destino sem danificar os tecidos circundantes. HIFU também tem sido aplicada para inibir a condução nervosa ou causar denervação de nervo em experimentos na vivo de normal de ratos Sprague-Dawley (SD)12. Além disso, os efeitos a curto e a longo prazo de HIFU neuropática nervos foram investigadas13. Resultados anteriores demonstraram que o bloco permanente ou reversível da condução nervosa sensorial poderia ser alcançado por HIFU com parâmetros apropriados. Além de aplicações analgésicas, HIFU pode ser usado como uma ferramenta para investigar a contribuição relativa dos componentes periféricos e centrais de bloqueio de condução do nervo para a pesquisa básica de Neurologia e desenvolvimento de medicamentos para as dores. Portanto, carece de uma plataforma de tecnologia bloqueio HIFU específica para nervos periféricos em modelos animais. O objetivo deste artigo é demonstrar os procedimentos para bloquear parcialmente ou completamente aos potenciais de ação dos nervos periféricos em ratos neuropáticas diabéticos por HIFU. Estabeleceram-se modelos do rato diabético e avaliação dos sintomas neuropáticas periféricas. Uma plataforma HIFU e processos experimentais específicos para tratamento de nervos ciático de ratos são apresentados.

<table><tbody><tr><td>streptozotocin</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>citric acid monohydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>trisodium citrate dihydrate</td><td>Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td>glucose meters</td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>electronic von Frey device</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr><tr><td>hot plate</td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac MP36 acquisition system</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HIFU transducer</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>function generator</td><td>Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td>power amplifier</td><td>Electronics &amp;amp; Innovation</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Rats&amp;nbsp;</td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube vet ointment</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>isoflurane vaporizer</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Restraint bag (Decapicones)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

an ultrasonic tool for nerve conduction block in diabetic rat models

Bloqueio de condução do nervo com um transdutor de ultra-som centradas em intensidade elevada (HIFU) tem sido realizado recentemente em modelos animais diabéticos e normais. HIFU reversível pode bloquear a condução dos nervos periféricos sem danificar os nervos, enquanto usando um parâmetro apropriado ultra-sônico. Bloco parcial e temporário dos potenciais de ação dos nervos mostra que HIFU tem potencial para ser um tratamento clínico útil para alívio da dor. Este trabalho demonstra os procedimentos para suprimir os potenciais de ação dos nervos neuropáticas em ratos diabéticos na vivo usando um transdutor HIFU. O primeiro passo é gerar ratos neuropáticas diabéticos macho adulto por injeção de estreptozotocina (STZ). O segundo passo é avaliar a neuropatia diabética periférica em ratos diabéticos induzido por STZ por uma sonda de von Frey eletrônico e um prato quente. A etapa final é recorde na vivo extracelular potenciais de ação do nervo exposto a sonication HIFU. O método mostrou aqui pode beneficiar o estudo das aplicações analgésicas de ultra-som.

O estudo na vivo demonstrou que, com uma dose HIFU de 3 sonication s em uma intensidade de 2.810 W/cm2, os CMAPs foram suprimidos por 20% da linha de base, mas eles foram completamente recuperados após 30 min (Figura 2A, diamantes) e foram quase constante no período de 28 dias (Figura 2B, diamantes). Para a exposição HIFU de s 5 na mesma intensidade, os CMAPs diminuíram para 65,4% (9,5%) da linha de base ...

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An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Este trabalho apresenta a metodologia de aplicação de alta intensidade com foco ultra-som para bloquear os potenciais de ação dos nervos neuropáticas diabéticos.

Um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

an-ultrasonic-tool-for-nerve-conduction-block-in-diabetic-rat-models

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.3K visualizações.  National Health Research Institutes. Este trabalho apresenta a metodologia de aplicação de alta intensidade com foco ultra-som para bloquear os potenciais de ação dos nervos neuropáticas diabéticos.

Vídeo: An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Rapid Determination of the Thermal Nociceptive Threshold in Diabetic Rats

Painful diabetic neuropathy (PDN) is characterized by hyperalgesia i.e., increased sensitivity to noxious stimulus, and allodynia i.e., hypersensitivity to normally innocuous stimuli1. Hyperalgesia and allodynia have been studied in many different rodent models of diabetes mellitus2. However, as stated by B&ouml;lcskei et al, determination of "pain" in animal models is challenging due to its subjective nature3. Moreover, the traditional methods used to determine behavioral responses to noxious thermal stimuli usually lack reproducibility and pharmacological sensitivity3. For instance, by using the hot-plate method of Ankier4, flinch, withdrawal and/or licking of either hind- and/or fore-paws is quantified as reflex latencies at constant high thermal stimuli (52-55 &deg;C). However, animals that are hyperalgesic to thermal stimulus do not reproducibly show differences in reflex latencies using those supra-threshold temperatures3,5. As the recently described method of B&ouml;lcskei et al.6, the procedures described here allows for the rapid, sensitive and reproducible determination of thermal nociceptive thresholds (TNTs) in mice and rats. The method uses slowly increasing thermal stimulus applied mostly to the skin of mouse/rat plantar surface. The method is particularly sensitive to study anti-nociception during hyperalgesic states such as PDN. The procedures described bellow are based on the ones published in detail by Alm&aacute;si et al 5 and B&ouml;lcskei et al 3. The procedures described here have been approved the Laboratory Animal Care and Use Committee (LACUC), Wright State University.

Here, we describe a rapid reliable and simple procedure to determine the lowest temperature at which rats or mice show nocifensive behavior, i.e. the thermal nociceptive threshold (TNT). This method applies a slowly increasing thermal stimulus allowing precise and reproducible estimation of TNTs with minimum, if any, stress to the animals.

Determinação rápida do limiar térmico nociceptivo em ratos diabéticos

Painful diabetic neuropathy (PDN) is characterized by hyperalgesia i.e., increased sensitivity to noxious stimulus, and allodynia i.e., hypersensitivity ...

Neurociência

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

O ciático Nervo cuffing Modelo de Dor Neuropática em Ratos

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Medicina

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and latency detect chronic axon loss and demyelination, respectively. Axonal excitability techniques &#34;by threshold tracking&#34; expand upon these measures by providing information regarding the activity of ion channels, pumps and exchangers that relate to acute function and may precede degenerative events. As such, the use of axonal excitability in animal models of neurological disorders may provide a useful in vivo measure to assess novel therapeutic interventions. Here we describe an experimental setup for multiple measures of motor axonal excitability techniques in the rat ulnar nerve.
The animals are anesthetized with isoflurane and carefully monitored to ensure constant and adequate depth of anesthesia. Body temperature, respiration rate, heart rate and saturation of oxygen in the blood are continuously monitored. Axonal excitability studies are performed using percutaneous stimulation of the ulnar nerve and recording from the hypothenar muscles of the forelimb paw. With correct electrode placement, a clear compound muscle action potential that increases in amplitude with increasing stimulus intensity is recorded. An automated program is then utilized to deliver a series of electrical pulses which generate 5 specific excitability measures in the following sequence: stimulus response behavior, strength duration time constant, threshold electrotonus, current-threshold relationship and the recovery cycle.
Data presented here indicate that these measures are repeatable and show similarity between left and right ulnar nerves when assessed on the same day. A limitation of these techniques in this setting is the effect of dose and time under anesthesia. Careful monitoring and recording of these variables should be undertaken for consideration at the time of analysis.

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Axonal excitability techniques provide a powerful tool to examine pathophysiology and biophysical changes that precede irreversible degenerative events. This manuscript demonstrates the use of these techniques on the ulnar nerve of anesthetized rats.

Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Estabelecer um modelo de Mouse de uma neuropatia de pura fibra pequena com o ultrapotente agonista do Receptor transitório potencial Vanilloid tipo 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Modified Spared Nerve Injury Surgery Model of Neuropathic Pain in Mice

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular mechanism of neuropathic pain in mice and rats. Currently, there are two types of SNI model, one to cut and ligate the common peroneal and the tibial nerves with intact sural nerve, which is defined as SNIs in this study, and another to cut and ligate the common peroneal and the sural nerves with intact tibial nerve, which is defined as SNIt in this study. Because the sural nerve is purely sensory whereas the tibial nerve contains both motor and sensory fibers, the SNIt model has much less motor deficit than the SNIs model. In the traditional SNIt mouse model, the common peroneal and the sural nerves are cut and ligated separately. Here a modified SNIt surgery method is described to damage both common peroneal and sural nerves with only one ligation and one cut with a shorter procedure time, which is easier to perform and reduces the potential risk of stretching the sciatic or tibial nerves, and produces similar mechanical hypersensitivity as the traditional SNIt model.

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo de cirurgia de lesão nervosa poupada modificada de dor neuropática em camundongos

The modified surgery is a simplified method for mouse or rat spared nerve injury model that requires only one ligation and one cut to injure both common peroneal and sural nerves.

Modelo de cirurgia de lesão nervosa poupada modificada de dor neuropática em camundongos

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular ...

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

Preparação do Nervo Ciático de Ratos para Neurofisiologia Ex Vivo

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Open-Source Real-Time Closed-Loop Electrical Threshold Tracking for Translational Pain Research

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in acute and chronic pain conditions. This produces abnormal ongoing activity or reduced activation thresholds to noxious stimuli. Identifying the cause of this increased excitability is required for the development and validation of mechanism-based treatments. Single-neuron electrical threshold tracking can quantify nociceptor excitability. Therefore, we have developed an application to allow such measurements and demonstrate its use in humans and rodents. APTrack provides real-time data visualization and action potential identification using a temporal raster plot. Algorithms detect action potentials by threshold crossing and monitor their latency after electrical stimulation. The plugin then modulates the electrical stimulation amplitude using an up-down method to estimate the electrical threshold of the nociceptors. The software was built upon the Open Ephys system (V0.54) and coded in C++ using the JUCE framework. It runs on Windows, Linux, and Mac operating systems. The open-source code is available (<a data-saferedirecturl="https://www.google.com/url?q=https://github.com/Microneurography/APTrack&amp;source=gmail&amp;ust=1680789829274000&amp;usg=AOvVaw0nMk9J_EI2jUn8SlmC5JJm" href="https://github.com/Microneurography/APTrack" target="_blank">https://github.com/Microneurography/APTrack</a>). The electrophysiological recordings were taken from nociceptors in both a mouse skin-nerve preparation using the teased fiber method in the saphenous nerve and in healthy human volunteers using microneurography in the superficial peroneal nerve. Nociceptors were classified by their response to thermal and mechanical stimuli, as well as by monitoring the activity-dependent slowing of the conduction velocity. The software facilitated the experiment by simplifying the action potential identification through the temporal raster plot. We demonstrate real-time closed-loop electrical threshold tracking of single-neuron action potentials during&#160;in vivo&#160;human microneurography, for the first time, and during&#160;ex vivo&#160;mouse electrophysiological recordings of C-fibers and A&#948;-fibers. We establish proof of principle by showing that the electrical threshold of a human heat-sensitive C-fiber nociceptor is reduced by heating the receptive field. This plugin enables the electrical threshold tracking of single-neuron action potentials and allows the quantification of changes in nociceptor excitability.

APTrack is a software plugin developed for the Open Ephys platform that enables real-time data visualization and the closed-loop electrical threshold tracking of neuronal action potentials. We have successfully used this in microneurography for human C-fiber nociceptors and mouse C-fiber and A&#948;-fiber nociceptors.

Rastreamento de limiar elétrico de circuito fechado em tempo fechado de código aberto para pesquisa translacional da dor

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in ...

Um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos

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