Agradecemos a equipe nas principais instalações do Instituto Francis Crick (Instalações de Pesquisa Biológica, In Vivo Imaging e Histopathology Experimental) e Yolanda Saavedra-Torres e Mercedes Sanchez-Garzon, os veterinários da Crick e LRI, respectivamente, por sua valiosa ajuda. Agradecemos ao Dr. W. Gray pela leitura crítica do manuscrito. A DP foi apoiada por uma bolsa de pesquisa não-clínica da EHA. Este trabalho foi apoiado pelo Instituto Francis Crick, que recebe o seu financiamento principal da Cancer Research UK (FC001045), do Conselho de Pesquisa Médica do Reino Unido (FC001045) e do Welcome Trust (FC001045).

Todos os experimentos com animais foram realizados sob a PPL 70/8904, aprovado pelo Ministério do Interior do Reino Unido e de acordo com as diretrizes do Cancer Research UK. O uso de amostras de sangue de cordão umbilical humano (UCB) e leucemia mielóide aguda humana primária (AML) foi aprovado pelo Comitê Ético de East London após o consentimento e foi realizado de acordo com a Declaração de Helsinque. 1. Bioengenharia de andaimes à base de colagénio com células hematopoiéticas humanas e estromal NOTA: Todo o protocolo deve ser realizado em condições estéreis e com material estéril. O meio de cultura celular 1 corresponde ao meio hMSC (MEM-a, P / S e 10% hMSC-FBS); O meio de cultura celular 2 corresponde ao meio CE (M199, 20% de FBS, P / S, 10 mM de HEPES, 50 μg / mL de heparina, 2 mM de glutamina e 50 μg / mL de ECGS) e o meio de cultura de células 3 corresponde ao meio de células hematopoiéticas (H5100 E P / S). <ol><li> Prepare o sangue do cordão umbilical mCélulas ononucleares (CB-MNCs) ou AML primária (MTC de medula óssea ou sangue periférico) usando um gradiente de densidade Ficoll-Paque, de acordo com protocolos bem estabelecidos 53 . <ol><li> Para AML, esvazie as células T usando o anticorpo OKT.3. Incubar 4 μg de OKT.3 por 1 x 10 6 AML MNCs durante 30 min à temperatura ambiente antes de lavar as células em PBS. Se necessário, criopreserve as MNCs em FBS com 10% de DMSO a 2 x 10 8 células por mL. </li></ol></li><li> Preparar culturas de células de hMSC (cultura 1) e CE (meio de cultura 2). Placa de células hMSC (ver Tabela de Materiais ) em frascos de cultura celular regulares em meio hMSC. CE de placa (veja a Tabela de Materiais ) sobre superfícies revestidas com colágeno 1 em meio CE. </li><li> Com 85-90% de confluência celular, remova o meio, lave duas vezes com PBS e adicione solução de tripsina-EDTA (20 μL por cm 2 ). <ol><li> Após 5 min, verifique se as células estão separadas. Recupere as células diluyendo 1:3 com meio de cultura de células. Centrifugar a 300 xg durante 5 min e voltar a suspender no meio correspondente para cada tipo de célula e contar as células usando uma câmara de Neubauer. </li><li> Use células em 2 x 10 6 - 10 7 células por mL. Se ambos os tipos de células precisam ser usados ​​em conjunto, misture as suspensões hMSC e EC em uma proporção de 1: 1. </li></ol></li><li> Transfira a suspensão celular para uma seringa de insulina. </li><li> Usando um bisturi, corte o andaime inicial da esponja de gelatina esterilizada ( por exemplo, gelfoam) (20 mm x 60 mm x 7 mm) em 24 peças de tamanho similar (6,6 mm x 7,5 mm x 7 mm, Figura 1A e B ). </li><li> Reconstitua os andaimes de gelatina por imersão em PBS (5 min). </li><li> Um a um, coloque suavemente os andaimes sobre um tecido estéril para remover o excesso de PBS. Transfira os andaimes para um poço de uma placa de 24 poços (superfície de fixação ultra baixa) e use a seringa para injetar 50 μL contendo 10 células 5 - 10 6 (hMSC alUm ou em combinação com hEC; Figura 1C ). </li><li> Repita o passo 1.7 com cada andaime até que todos os andaimes necessários sejam semeados com células estromadas. </li><li> Incubar durante 1 h dentro de uma incubadora de cultura de células (37 ° C e CO 2 5%). </li><li> Encha cada poço com 3 mL de meio de cultura celular 1 ( Figura 1D ) e retorne os andaimes para uma incubadora de cultura de células (37 ° C e CO 2 5%) para incubação durante a noite. Use o meio de cultura de células 2 se as CE forem usadas nos andaimes. </li><li> Destilar CB-MNCs e isolar células CD34 + deles seguindo um protocolo apropriado de kit de seção CD34 + . Suspenda as células CD34 + selecionadas no meio 3 e conte-as em uma câmara de Neubauer. NOTA: Aqui, as células foram usadas em uma concentração de 2 x 10 6 células por mL. <ol><li> Se forem utilizadas amostras primárias derivadas do paciente com AML, descongelar as células, diluí-las 1:10 em FBS, centrifugá-las por 5 min a 300Xg, ressuspender as células em PBS-2% de FBS, adicionar anticorpo anti-CD3 humano (2 a 4 μg por 10 6 células) e incubar à temperatura ambiente durante 30 min. Centrifugar durante 5 minutos a 300 xg e ressuspender em meio celular hematopoiético suplementado com citocinas (20 ng / mL de fator estimulador de colônias de granulócitos (G-CSF), 20 ng / mL de IL-3 e 20 ng / mL de trombopoietina (TPO)). . </li></ol></li><li> Repita as etapas 1.7 - 1.9, mas neste caso, sinta 1 x 10 5 células hematopoiéticas humanas em vez de componentes estromais, como acima. <ol><li> Encha o poço com 3 mL de meio de cultura de células 3 ( Figura 1D ) e retorne os andaimes para uma incubadora de cultura de células (37 ° C e CO 2 5%) para incubação durante a noite. Use uma mistura 1: 1 de meios de cultura de células 2 e 3 Se ECs forem usados ​​nos andaimes. </li></ol></li><li> Para apenas os andaimes portadores de proteína-2 morfogenética dos ossos humanos recombinantes (rhBMP-2), coloque suavemente os andaimes um a um sobre um tecido estéril para remover o excesso de PBS. Transfira os andaimes para um poço de uma placa de 96 poços ( Figura 1E ) e adicione 5 μL de rhBMP-2, cobrindo completamente o andaime. <ol><li> Adicione 20 μL de trombina seguido de 20 μL de fibrinogênio, cobrindo completamente o andaime cada vez ( Figura 1F ). Repita o procedimento para cada andaime até que todos os andaimes necessários sejam tratados e, em seguida, incubar durante 5 a 10 min a 37 ° C. Verifique se a coagulação se formou com sucesso. </li></ol></li></ol> 2. Implantação cirúrgica de andaimes Bioengineered NOTA: Aqui, foram usados ​​machos ou fêmeas, ratos de NSG de 6- a 12 semanas de idade. Como os animais são imunodeficientes, todos os procedimentos devem ser feitos em condições estéreis. Os passos 2.10 - 2.13 estão relacionados a estratégias de sobrevivência e cuidados pós-cirúrgicos. <ol><li> 60 - 120 min antes da cirurgia, administrar por via subcutânea analgésicos (carprofen, 5 mg / kg de peso corporal / mouse).</li><li> Induzir anestesia em uma câmara com 0,5% de isoflurano e 2 L / min O 2 . Os ratos devem ser monitorados continuamente durante o procedimento. Transfira o animal para a área cirúrgica em posição propensa para ter acesso fácil às costas. Mantenha o animal sob anestesia usando um cone do nariz fornecendo 1,5% de isoflurano e 2 L / min O 2 . Mantenha o mouse sob anestesia durante o procedimento cirúrgico e verifique frequentemente o estado animal. </li><li> Enquanto estiver sob anestesia, use gel oftálmico nos olhos do mouse para evitar a secura e mantenha o mouse a 37 ° C. </li><li> Raspar a área cirúrgica na parte de trás do mouse usando um aparador elétrico. Para esterilizar a pele, mergulhe uma ponta de algodão em clorexidina diluída (diluída 1:10 em PBS) e use esta ponta para limpar a superfície da pele. Repita este procedimento duas vezes. </li><li> Usando fórceps esterilizados e um bisturi (ou tesoura), faça uma incisão total da pele de 0,5 a 0,7 cm antes do posterior. Use a pinça inseridaSob o tecido subcutâneo para fazer um bolso. </li><li> Insira o andaime subcutaneamente, certificando-se de que ele é colocado profundamente no bolso ( Figura 1G e H ). Feche a incisão com cola cirúrgica ( Figura 1I e J ). </li><li> Para tratar a dor pós-cirúrgica, administrar por via subcutânea buprenorfina (0,1 mg / kg de peso corporal). </li><li> Durante a recuperação, coloque o animal do lado em uma gaiola pré-aquecida e monitore a recuperação até observar o comportamento normal. </li><li> Diluir medicação para dor em água (carprofen, 0,1 mg / mL de água) e fornecer aos animais como água potável durante 4 dias após a cirurgia. </li><li> Verifique o animal e a ferida frequentemente durante o período pós-operatório de 48 horas para possíveis efeitos adversos. </li></ol> 3. Tratamentos de mouse, Eutanásia e Recuperação de amostra para imagens NOTA: A análise dos andaimes é realizada entre8 e 24 semanas após a implantação. <ol><li> 60 min antes da imagem, manter o rato implantado quente numa caixa de aquecimento a 37 ° C e administrar por via intravenosa 100 μL de imunoglobulina humana para bloquear locais inespecíficos. </li><li> 30 minutos antes da imagem, administrar por via intravenosa 10 μg (por rato) de anticorpos específicos para rotular as células de interesse. </li><li> 5 minutos antes da imagem, administrar por via intravenosa 15 μL (diluído em 100 μL de PBS) de agente de associação de vasos marcado com fluoróforo de 655 nm (655-VPA) para visualizar estruturas vasculares. </li><li> Eutanizar o mouse através da deslocação cervical. </li><li> Usando tesoura afiada, faça uma incisão longitudinal da pele na parte de trás do mouse, perto do local de implantação original. </li><li> Com a ajuda de pinças e tesouras, separe cuidadosamente a pele da bolsa subcutânea onde o andaime foi implantado. </li><li> Segure o andaime com pinças e explante-o suavemente da pele cortando a membrana residualE um tecido que envolve o andaime com uma tesoura. Veja exemplos de andaimes a serem recuperados na Figura 2 . </li><li> Proteja o andaime com cola adesiva de ação rápida em uma placa de imagem (uma placa de Petri de 35 mm x 10 mm) e encha com solução salina (PBS) à temperatura ambiente. </li><li> Para os andaimes BMP, antes de preencher a placa com PBS, use uma microdrill cirúrgica para diluir a superfície óssea sob microscópio microscópico; Isso permite a visualização de fluoróforos e a captura de imagens de alta resolução. Use as rebarbas de 1,2 ou 1,6 mm, dependendo do tamanho do andaime. NOTA: O usuário perceberá quanto fazer perfuração dependendo da espessura do osso. Em geral, à medida que os andaimes BMP são vascularizados, o osso mudará de cor um pouco e se tornará mais vermelho ao aproximar-se da espessura correta para a imagem. </li><li> Insira a placa no palco do microscópio confocal. </li></ol> 4. Imagens ao vivo usando Microsc de dois fotõesOpy NOTA: Ao usar detectores não-descodificados (NDD), use sempre o controle deslizante NDD para imagens para direcionar a fluorescência para NDD. A configuração do microscópio é fornecida na Figura 3 . <ol><li> Ligue o microscópio e o computador, comece o software clicando em &quot;Iniciar sistema&quot; e vá para o modo &quot;Aquisição&quot;. </li><li> Marque a caixa &quot;Mostrar ferramentas manuais&quot;. No menu &quot;Laser&quot;, acenda &quot;on&quot; o laser de dois fótons e permita que ele se aqueça e se estabilize. </li><li> No menu &quot;Imaging Setup&quot;, ativar simultaneamente &quot;Channel Mode&quot; e &quot;Switch track every Frame&quot;. No menu &quot;Light Path&quot;, selecione &quot;Non Descanted&quot; e &quot;Main Beher Splitter MBS 760+&quot;. Marque para ativar os quatro NDDs e configure a configuração conforme ilustrado na Figura 3 . NOTA: Com esta configuração, o sinal de colágeno de estruturas ósseas (segundoGeração harmônica, SHG) é coletada em 380 a 485 nm, células endotélias humanas FITC-hCD31 + e células hematopoiéticas humanas AF488-hCD45 + a 500-550 nm e 655-VPA a 640 - 690 nm. </li><li> No menu &quot;Canais&quot;, ajuste o &quot;comprimento de onda do laser&quot; para 890 nm e a potência para 50%. Defina o &quot;Ganho (Mestre)&quot; para 500-600, o &quot;Deslocamento Digital&quot; para 0 e o &quot;Ganho Digital&quot; para 15 para cada canal. Ajuste esses valores uma vez que a aquisição tenha começado. </li><li> No &quot;Modo de aquisição&quot;, configure os parâmetros necessários para obter imagens de alta resolução sem danificar o tecido e branquear os fluoróforos. Defina &quot;Modo de digitalização&quot; para &quot;Quadro&quot;, &quot;Tamanho da moldura&quot; para &quot;x512 y512,&quot; Passo de linha &quot;para 1,&quot; Velocidade &quot;para 9,&quot; Número de média &quot;para 8,&quot; Profundidade do bit &quot;para&quot; 8 bits &quot;,&quot; Modo &quot;para&quot; linha &quot;,&quot; Direção &quot;para&quot; bidirecional &quot;e&quot; Método &quot;para&quot; significar &quot;. <ol><li> Defina o &quot;ZoOm &quot;para 1 para a varredura inicial da imagem, e aumentá-la, se necessário, para se concentrar em áreas específicas. </li></ol></li><li> Coloque a placa que contém o andaime no palco do microscópio sob a lente de imersão em água 20X, 1,0 NA e abaixe a lente até que ela toque a solução salina. Define o foco da lente no andaime usando as ocículas do microscópio, usando uma lâmpada como fonte de luz. </li><li> Ative o menu &quot;Z-stack&quot;, selecione a função &quot;Primeiro / Último&quot; e defina o intervalo desejado entre duas fatias sub-seqüenciais ( por exemplo, pilha Z de 2 μm). Mantenha os intervalos constantes dentro da pilha Z. </li><li> Selecione &quot;Live&quot; para criar uma imagem ao vivo da amostra e ajuste o &quot;Ganho Digital&quot; e &quot;Deslocamento Digital&quot; para uma exposição ideal. Para visualizar múltiplos canais ao mesmo tempo, selecione a função &quot;Divisão&quot;. </li><li> No menu &quot;Etapa&quot;, enquanto estiver no modo &quot;Live&quot;, digitalize a imagem e &quot;Marcar&quot; regiões de interEst (ROI), como a localização de células hematopoiéticas humanas e estruturas vasculares. Quando a varredura da amostra estiver completa, mude para o primeiro ROI para iniciar a imagem. </li><li> No modo &quot;Live&quot;, defina a parte superior e inferior da pilha 3D Z em torno da área de interesse usando as funções &quot;Set first&quot; e &quot;Set last&quot;. Uma vez terminado, defina o centro, &quot;C.&quot; Comece a aquisição do ROI com o botão &quot;start experiment&quot;. Veja exemplos de imagens na Figura 4 , Figura 5 e Figura 6 . </li><li> Uma vez concluída a aquisição, salve a imagem na pasta designada. Mude para o próximo ROI e repita o passo 4.10. Uma vez que a experiência esteja completa, remova a placa de imagem do microscópio, remova cuidadosamente a amostra da placa e limpe qualquer cola residual. </li><li> Prepare a amostra para a próxima técnica de análise. </li></ol> 5. Processo de amostraG para histologia e imunossinção NOTA: As amostras são processadas de acordo com o protocolo descrito nas técnicas de laboratório geral da JoVE 54 descrevendo os processos de fixação, incorporação e seccionamento da amostra. As amostras formadoras de osso devem ser tratadas durante 7 dias em um agente de decalcificação baseado em EDTA entre os processos de fixação e incorporação. A solução de bloqueio / permeabilização é tampão de 10 mM de PBS pH 7,4 com 1% de Triton X-100, albumina de soro de bovino a 1% (BSA) e 10% de soro de cabra normal (NGS). <ol><li> Coloque as fatias em xileno durante 10 minutos), o xileno, durante 5 min, 100% de etanol durante 5 minutos, 70% de etanol durante 5 minutos, 50% de etanol durante 5 minutos, e H 2 O durante 5 min. </li><li> Transfira as fatias para uma solução de trabalho anti-antígeno baseada em citrato. </li><li> Cozinhe as fatias por 15 min e deixe esfriar à temperatura ambiente. </li><li> Lave as fatias em solução 10 mM de PBS a pH 7,4 com 1% de Triton X-100 (5 min, 3 vezes). </li><li> Transfira o samPara a solução de bloqueio / permeabilização e incubar durante 30 min. </li><li> Adicionar anticorpo primário diluído em solução de bloqueio / permeabilização e incubar durante a noite a 4 ° C. </li><li> Lave as fatias em solução 10 mM de PBS a pH 7,4 com 1% de Triton X-100 (5 min, 3 vezes). </li><li> Adicione o anticorpo secundário diluído em solução de bloqueio / permeabilização durante 1 h no escuro à temperatura ambiente. </li><li> Lavar com H 2 O (5 min, 3 vezes). </li><li> Para reduzir a fluorescência do fundo, mergulhe as fatias na solução de trabalho do Sudão nobre por 10 min, no escuro e à temperatura ambiente. </li><li> Lave as fatias em H 2 O (5 min, 3 vezes). </li><li> Monte as fatias usando meio de montagem fluorescente com DAPI (0,5 μg / mL). </li><li> Armazene as fatias a 4 ° C e verifique se o meio de montagem está seco antes de realizar imagens fluorescentes. Veja imagens de exemplo na Figura 7 . </li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

<html> Significado do respeito aos métodos existentes: Neste protocolo, descrevemos um método para gerar diferentes microambientes humanizados em camundongos e para visualizar sua arquitetura através de microscopia e histologia de dois fótons. Os dados representativos fornecidos mostram a viabilidade da abordagem, utilizando diferentes células estromadas para engenharia de tecidos humanizados. O protocolo tem aplicações específicas para o estudo de células hematopoiéticas humanas e células derivadas de nódulos da medula óssea em condições normais e patológicas. Essas aplicações incluem o estudo da evolução clonal, triagem de drogas e crosstalk entre HSC humanos e componentes estromais. No campo emergente da engenharia de tecidos, várias abordagens alternativas foram propostas. As abordagens da nota incluem o desenvolvimento de estruturas 3D humanizadas 3D in vitro 55 , 56 , 57 ,S = &quot;xref&quot;&gt; 58 , 59 , 60 , 61 , 62 , 63 e o enxerto ortotópico de andaimes BM humanizados em camundongos 64 . Nossa abordagem tem a vantagem de combinar a complexidade do sistema in vivo com a acessibilidade anatômica fácil do enxerto de tecido humanizado. Modificações e Solução de Problemas: Uma fonte de variabilidade neste protocolo pode ser encontrada na seleção de células usadas para semear os andaimes. Em nosso trabalho, utilizamos os hMSC derivados do BM. No entanto, as células mesenquimais podem ser obtidas a partir de vários tecidos, o que pode mostrar propriedades distintivas dependendo da origem. Portanto, o uso de hMSCs derivados de diferentes órgãos pode ser considerado. No entanto, a sua capacidade de formar tecido ósseo in vivo deve ser testada antes da utilização nesta pEste protocolo usa uma fonte de células endoteliais humanas comercialmente disponível ( ou seja, HUVEC transduzida com E4ORF1). Recentemente, o uso de células endoteliais específicas de órgãos para diferentes propósitos foi relatado 65 , 66 . Além disso, o uso de primarias primárias derivadas do BM poderia representar uma melhoria interessante para o protocolo. Portanto, o uso de diferentes fontes de células endoteliais pode produzir diferentes resultados in vivo . Utilizamos ratos receptores imunocomprometidos NSG para favorecer a implantação de andaimes humanizados e evitar a rejeição tecidual. Não excluímos a possibilidade de usar este protocolo para engenharia de tecidos ectópicos de medula óssea em outras cepas de mouse. De fato, rhBMP-2 pode induzir a formação óssea em diferentes modelos de mamíferos 47 , 48 , 49 , 50 <sup&gt;, 52 . No entanto, as diferenças na viabilidade celular e no transplante a longo prazo provavelmente serão observadas usando diferentes cepas / modelos. O tempo de recuperação do andaime também pode ser flexível, dependendo do propósito final da experiência. No protocolo apresentado, recuperamos amostras às 8 a 12 semanas após a implantação para avaliar o enxerto hematopoiético de longo prazo. Para estudar os primeiros passos da formação de nicho BM humano ( por exemplo, formação de tecido osteocondral 47 ou desenvolvimento vascular), diferentes pontos de tempo podem ser escolhidos. A técnica de imagem ao vivo que descrevemos neste protocolo é indicada para imagens de curto prazo de explantes. O uso de uma câmara equilibrada para manter a temperatura fisiológica, a tensão do oxigênio e a concentração de CO 2 deve ser considerado em casos de imagem de longo prazo, como estudar comportamentos de motilidade. St críticoEps dentro do protocolo: Entre os desafios relacionados ao protocolo, destacamos as habilidades técnicas necessárias para algumas etapas. As células mesenquimatosas e endoteliais devem ser usadas em números de passagem de células baixas; Caso contrário, eles não serão capazes de suportar o enxerto de células hematopoiéticas humanas in vivo ou participar de formação de novo e formação óssea in vivo . Recomendamos o uso de hMSCs e hECs nas passagens 1 - 5. A preparação do andaime e as etapas de semente celular requerem habilidades básicas de cultura celular e conhecimento das propriedades das células específicas usadas no procedimento. O protocolo de cirurgia é bastante direto, mas requer alguma prática. A manutenção de um ambiente asséptico para evitar a contaminação dos andaimes implantados em camundongos imunodeficientes é crucial para garantir o sucesso do experimento. O explante de amostras e a imagem ao vivo requerem prática cirúrgica (especialmente para o uso da microdrill) e conhecimento daSistema de microscópio. Finalmente, processamento de amostras e histologia exigem conhecimento básico das técnicas a serem utilizadas. Limitações da técnica: A abordagem que descrevemos permite a visualização de células hematopoiéticas humanas vivas que semeiam um microambiente humanizado da medula óssea, com células endoteliais humanas formando estruturas vasculares e células mesenquimais formando espaço ósseo / medula óssea. À medida que o tecido é formado in vivo , o andaime de engenharia final ainda será quimérico (humano e murino). Esta questão deve ser levada em consideração, já que o tecido quimérico pode não imitar completamente a complexidade e o meio da medula óssea humana. Os andaimes implantados têm um tamanho limitado (tentamos um máximo de 6,6 x 7,5 x 7 mm) e, portanto, eles são capazes de hospedar um número limitado de células para o xenotransplante. O número absoluto de células recuperadas também será limitado; Assim, o número de andaimes implantados deveSer calculado como uma função do número de células necessárias para a experiência. O aplicativo de imagem que descrevemos é particularmente útil para observar grandes áreas de tecido vivo em profundidades de 150-200 μm da superfície sem interromper a arquitetura e danificar as células. Portanto, não permite a visualização de todo o andaime. Se for necessária uma varredura completa do tecido, as abordagens padrão de imunofluorescência seriam mais apropriadas. Futuras Aplicações: A direção futura desse modelo de bioengenharia seria aumentar a complexidade dos componentes humanos no tecido. O conhecimento e a caracterização do nicho BM humano progrediram nos últimos anos 67 e o protocolo descrito pode ser uma plataforma interessante para estudar a função desses novos componentes celulares e fatores solúveis, bem como seu papel no suporte normal / malignoHSCs formigas. Além disso, a técnica de imagem fornece o potencial de imagem intravítica dos andaimes em estudos longitudinais, o que exigiria melhorias técnicas na imagem dos andaimes em ratos vivos anestesiados, com recuperação pós-cirúrgica. Esta abordagem exigiria etapas adicionais e está atualmente sob investigação no laboratório.

As decisões do destino das células observadas nos compartimentos das células estaminais são rigorosamente reguladas por fatores intrínsecos e extrínsecos. Em particular, agora é amplamente reconhecido que o microambismo do BM desempenha um papel fundamental no controle da mudança em HSCs de um estado quiescente para um estado ativo, bem como em sua decisão de destino de auto-renovação ou diferenciação 1 . Além disso, descobertas recentes indicam que as neoplasias hematológicas afetam a função do microambiente BM, apontando para a existência de crosstalk ativo entre os dois compartimentos 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Apesar dos avanços recentes, muitas questões-chave continuam a ser sobre como a atividade de componentes específicos do nicho de BM contribuem para o comportamento de HSC e para a transformação maligna. O microambiente do BM é um heterogêneo<html> Mistura eneous e complexa de muitos tipos de células diferentes, cada uma com funções especializadas. O abundante componente endotelial (EC) e vascular regulamentações de nutrientes e metabolitos, a entrada e a saída de diferentes células para e do BM, e várias funções de HSC 7 , 8 . As células do estroma mesenquimatosas (MSCs), uma população heterogênea de células estaminais indiferenciadas e progenitores comprometidos através de três linhagens diferentes ( ie osteogênicas, condrogênicas e adipogênicas) são outro componente fundamental do nicho BM. Esses MSCs localizam ambas nas áreas centrais do BM e na proximidade da região endosteal. Eles podem estar associados a estruturas vasculares e estão implicados na regulação da função HSC 9 , 10 , 11 , 12 , 13 ,&quot;&gt; 14 , 15 . Muitos relatórios sugerem que HSCs residem em vários sites definidos dentro da medula e que sua função pode depender de sua localização precisa. A maioria dos conhecimentos atuais sobre HSCs e sua interação com o microambiente BM derivam de estudos murinos 1 . O uso de modelos de xenoenxerto ampliou esse conhecimento para HSCs normais e malignos humanos, injerindo dentro da BM murina de camundongos imunodeficientes 16 , 17 , 18 , 19 , 20 . Embora isso represente um modelo válido, ele ainda apresenta muitos desafios, como a necessidade de condicionar o mouse receptor na maioria dos casos para permitir o acesso e o enxerto HSC humano ou a barreira das espécies cruzadas e sua influência mal compreendida nas interações célula-célula e funções. O uso de anticorpos neutralizantes e ratos geneticamente modificados, juntamente com o xenotransplante, tem sido fundamental para destacar o diálogo complexo que os HSCs humanos estabelecem com seus microambientes. A introdução eo desenvolvimento da microscopia confocal intravital de dois fótons movimentou esses estudos um passo adiante, permitindo a imagem direta, de alta resolução e dinâmica da medula óssea 19 , 20 , 21 , 22 e fornece uma ferramenta poderosa para o funcionamento Caracterização do microambiente BM e seu papel na regulação da função HSC. A fim de contornar alguns dos problemas que surgem nos modelos clássicos de xenotransplante, o conceito de engenharia de uma estrutura BM humanizada foi trazido à tona. Combinando biomateriais e conceitos de implantação celular, os relatórios mostraram a viabilidade de imitar o osso humano mMicroambiente de flecha em regiões heterotópicas 23 , 24 , 25 , 26 , 27 . Isso abre a possibilidade de usar a bioengenharia em modelos de ratos para estudar hematopoiese normal e maligna humana 28 , 29 , 30 , 31 , 32 , 33 , 34 , 35 , 36 , 37 , 38 , 39 , tumorigênese e metástases 40 , 41 , 42 , 43, 44. Com base na experiência anterior na engenharia de tecidos ósseos e imagens in vivo 19 , 22 , 45 , 46 , 47 , 48 , 49 , 50 , 51 , 52 , descrevemos um protocolo para bioengenharia e tecidos organotípicos de BM organiograficos de imagem ao vivo. Essas estruturas são originárias da implantação de células de estroma derivadas de BM humanas em andaimes à base de colágeno subcutaneamente enxertados em camundongos imunodeficientes. Em um relatório anterior, demonstramos que os MSCs humanos asseguram a formação de um microambiente humano adequado para o enxerto de células hematopoiéticas humanas 45 . Além disso, aqui descrevemos como a co-implantação de outro componente celular BM humanoS, como células endoteliais humanas (hEC) e / ou citocinas importantes para a formação óssea ( por exemplo, hBMP2), cooperam com hMSCs para gerar diferentes microambientes humanizados, que podem ser filmados ao vivo in situ .

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1378">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Ficoll-Paque</td>
			<td style="width:277px;">Ge Healthcare</td>
			<td style="width:229px;">17-1440-03</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Cd34 positive selection Kit</td>
			<td style="width:277px;">Stemcell</td>
			<td style="width:229px;">18056</td>
			<td style="width:480px;">Store a 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Magnet</td>
			<td style="width:277px;">Stemcell</td>
			<td style="width:229px;">18000</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Anti-human CD3 antibody, clone OKT-3</td>
			<td style="width:277px;">Bioxcell</td>
			<td style="width:229px;">BE0001-2</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Used for T cell depletion in primary AML samples.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:392px;">Cytokines (IL3, G-CSF, and TPO)</td>
			<td style="width:277px;">PeproTech</td>
			<td style="width:229px;">200-03, 300-23 and 300-18</td>
			<td style="width:480px;">For doing the stock: Dilute each one of the cytokines in 100&#956;L of water and mix them. Add 200&#956;L, do alicuots of 45&#956;L and Store at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">DMSO</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">D4540</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:392px;">FBS</td>
			<td style="width:277px;">Life technologies</td>
			<td style="width:229px;">10270106</td>
			<td style="width:480px;">Heat-inactivate at 56&#176;C during 30 minutes, do aliquots and freeze down. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">MEM-&#945;</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">32571-028</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Myelocult H5100</td>
			<td style="width:277px;">corning</td>
			<td style="width:229px;">5100</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">199</td>
			<td style="width:277px;">Gibco</td>
			<td style="width:229px;">41150-020</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:392px;">hMSC-FBS, Heat-inactivated</td>
			<td style="width:277px;">Gibco</td>
			<td style="width:229px;">12662-029</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">P/S</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">P0781</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">ECGS</td>
			<td style="width:277px;">Millipore</td>
			<td style="width:229px;">02-102</td>
			<td style="width:480px;">Dilute in culture media and use 0.22 mm filter.</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:392px;">HEPES</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">S1558-50ML</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Heparin</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">H3149</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Glutamine</td>
			<td style="width:277px;">Gibco</td>
			<td style="width:229px;">25030</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Collagen 1 coated cell culture plate</td>
			<td style="width:277px;">corning</td>
			<td style="width:229px;">354505</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Trypsin-EDTA solution</td>
			<td style="width:277px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:229px;">25200056</td>
			<td style="width:480px;">Store at -20&#176;C. Warm in 37&#176;C water bath before use.</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:392px;">hMSC</td>
			<td style="width:277px;">Lonza</td>
			<td style="width:229px;">PT-2501</td>
			<td style="width:480px;">Alternatively, hMSCs we also kindly provided by Dr. Dosquet (University Paris Diderot, Paris) from human bone marrow obtained during orthopaedic surgery under ethical approval 10-038 from IRB00006477.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">VeraVec HUVEC endothelial cells</td>
			<td style="width:277px;">Angiocrine bioscience</td>
			<td style="width:229px;">hVera101</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:392px;">Human hematopoietic cells</td>
			<td style="width:277px;"></td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Umbilical Cord blood or primary Acute Myeloid Leukemia (AML) samples were obtained from the Royal London Hospital (London, UK) after informed consent and protocol of use was approved by the East London Ethical Committee and carried out in accordance with the Declaration of Helsinki.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:392px;">Gelfoam, Size 12-7mm</td>
			<td style="width:277px;">Pfizer</td>
			<td style="width:229px;">00009-0315-08</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">PBS</td>
			<td style="width:277px;">Thermo-Fisher</td>
			<td style="width:229px;">10010023</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Surgical material</td>
			<td style="width:277px;">Multiple</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Sterile forceps, tweezers and sharp scissors.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Sterile tissues</td>
			<td style="width:277px;"></td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Heat-sterilize paper tissues.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">1 ml Syringe with needle of 25G</td>
			<td style="width:277px;">Terumo</td>
			<td style="width:229px;">SS+01H25161</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:392px;">Ultra Low Attachment Multiple Well Plates</td>
			<td style="width:277px;">Corning</td>
			<td style="width:229px;">3473 or 3471</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">BMP2</td>
			<td style="width:277px;">Noricum</td>
			<td style="width:229px;">rhBMP-2</td>
			<td style="width:480px;">Dilute at 5 mg/ml in acetic acid 50 mM and store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:392px;">Thrombin</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">T9010</td>
			<td style="width:480px;">Dilute in CaCl2 2%, 500 mL per vial, and store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="62">
			<td height="62" style="height:62px;width:392px;">Fibrinogen</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">F3879</td>
			<td style="width:480px;">Dilute at 4 mg/100 mL in PBS. Store at -20C. Warm before use.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:392px;">Tissue-culture dishes 35 mm x 10 mm</td>
			<td style="width:277px;">Falcon</td>
			<td style="width:229px;">353001</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:392px;">U-Botton 96 well plate</td>
			<td style="width:277px;">Falcon</td>
			<td style="width:229px;">353077</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:392px;">NSG mice</td>
			<td style="width:277px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:229px;">5557</td>
			<td style="width:480px;">NSG mice were a kind gift from Dr Leonard Shultz (The Jackson Laboratory).</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Chlorhexidine</td>
			<td style="width:277px;">G9</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Dilute 1:10 before use</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Carprofen</td>
			<td style="width:277px;">Pfizer</td>
			<td style="width:229px;">Rimadyl</td>
			<td style="width:480px;">5 mg/g of mouse</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:277px;">Alstoe</td>
			<td style="width:229px;">Vetergesic</td>
			<td style="width:480px;">0.1 mg/g of mouse body weight</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:277px;">Abbott</td>
			<td style="width:229px;">B506</td>
			<td style="width:480px;">Induction of anaesthesia 2%, maintenance 1%</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Trimmer</td>
			<td style="width:277px;">Wella</td>
			<td style="width:229px;">Contura HS61</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Surgical glue</td>
			<td style="width:277px;">3M</td>
			<td style="width:229px;">Vetbond</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">carbomer (polyacrylic acid)&#160; as Ophthalmic gel</td>
			<td style="width:277px;">Novartis</td>
			<td style="width:229px;">Viscotears Liquid Gel</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:392px;">Human Normal Immunoglobulin</td>
			<td style="width:277px;">Gammaplex</td>
			<td style="width:229px;">10g vial</td>
			<td style="width:480px;">100 ml/mouse intravenously, 30 min before infusion of specific antibody.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:392px;">NT-QTracker</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">Q21021MP</td>
			<td style="width:480px;">Vessel-pooling agent. Administrate 15 ml/mouse intravenously 5 min before imaging.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">AF488-hCD45</td>
			<td style="width:277px;">Biolegend</td>
			<td style="width:229px;">304017</td>
			<td style="width:480px;">100 ml/mouse intravenously, 30 min before imaging.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">FITC-hCD31</td>
			<td style="width:277px;">BD Pharmigen</td>
			<td style="width:229px;">555445</td>
			<td style="width:480px;">100 ml/mouse intravenously, 30 min before imaging.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Super glue</td>
			<td style="width:277px;">Loctite&#160;</td>
			<td style="width:229px;">Super Glue</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Micro-Drill Kit</td>
			<td style="width:277px;">IDEAL - Fisher Scientific</td>
			<td style="width:229px;">NC9010016</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Microsurgical microscope</td>
			<td style="width:277px;"></td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">No specific brand/company is adviced.</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:392px;">LSM 710 NLO</td>
			<td style="width:277px;">Zeiss</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;">Upright confocal microscope with motorized stage, two-photon laser and 20x 1.0 NA water immersion lens. Alternatively, a microscope with similar specifications could be used.</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:392px;">MaiTai &#8220;High Performance&#8221; fully automated 1-box 517 mode-locked Ti:Sapphire laser with DeepSee dispersion compensation</td>
			<td style="width:277px;">&#160;Spectra-Physics</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Formalin solution, neutral buffered, 10%&#160;</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">HT501128</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Ethanol</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">32294</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Osteosoft</td>
			<td style="width:277px;">Millipore</td>
			<td style="width:229px;">1.01728.1000</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Polysine slices</td>
			<td style="width:277px;">Thermo scientific</td>
			<td style="width:229px;">J2800AMNZ</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:392px;">Antigen unmasking solution</td>
			<td style="width:277px;">Vector</td>
			<td style="width:229px;">H-3300</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C. Dilute 1:100 in H2O for working solution.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Triton 100x</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">T9284</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">A96470</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Normal Goat serum (NGS)</td>
			<td style="width:277px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:229px;">G9023</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Endomucin Antibody</td>
			<td style="width:277px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:229px;">sc-65495</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">hVimentin antibody</td>
			<td style="width:277px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:229px;">sc-6260</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">hCD31 antibody</td>
			<td style="width:277px;">DAKO</td>
			<td style="width:229px;">M0823</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">hCD45 antibody</td>
			<td style="width:277px;">DAKO</td>
			<td style="width:229px;">M0701</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">ADRP (Perilipin2)</td>
			<td style="width:277px;">antibodies-online</td>
			<td style="width:229px;">ABIN283918</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="59" style="height:59px;width:392px;">Goat anti mouse secondary antibodies</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">A11029 or A11005</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:392px;">Goat anti Rabbit secondary antibodies</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">A11037 or A11008</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Goat anti Rat secondary antibodies</td>
			<td style="width:277px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:229px;">A11007 or A21247</td>
			<td style="width:480px;">Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:392px;">Sudan Black</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">S2380</td>
			<td style="width:480px;">Prepare a stock of 1% sudan black in ethanol 70%. Store at RT. Prepare working solution of 0.1% sudan black in ethanol 70% and filter using filter-paper before use.</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:392px;">DAPI</td>
			<td style="width:277px;">Sigma</td>
			<td style="width:229px;">D8417</td>
			<td style="width:480px;">Prepare stock in H20 at 100 mg/mg. Store at 4 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Fluorescent mounting media</td>
			<td style="width:277px;">Dako</td>
			<td style="width:229px;">S3023</td>
			<td style="width:480px;">Add DAPI before use (1:400 from DAPI stock).</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:392px;">Cover glass</td>
			<td style="width:277px;">VWR</td>
			<td style="width:229px;">631-0147</td>
			<td style="width:480px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

bioengineering of humanized bone marrow microenvironments in mouse and their visualization by live imaging

As células estaminais hematopoiéticas humanas (HSCs) residem no nicho da medula óssea (BM), uma rede intrincada e multifatorial de componentes que produzem citoquinas, fatores de crescimento e matriz extracelular. A capacidade de HSCs para permanecer quiescente, auto-renovar ou diferenciar, e adquirir mutações e tornar-se maligno depende das interações complexas que eles estabelecem com diferentes componentes do estômago. Para observar a crosstalk entre HSCs humanos e o nicho de BM humano em condições fisiológicas e patológicas, elaboramos um protocolo para modelar ectopicamente e imagem de um nicho de BM humanizado em camundongos imunodeficientes. Mostramos que o uso de diferentes componentes celulares permite a formação de estruturas humanizadas e a oportunidade de sustentar o enxerto hematopoiético humano a longo prazo. Usando o microscópio de dois fótons, podemos viver a imagem dessas estruturas in situ com a resolução de célula única, fornecendo uma nova e poderosa ferramenta para a caracterização funcional do BM humanoIcroambiente e seu papel na regulação da hematopoiese normal e maligna.

Na Figura 1 , são mostradas imagens representativas dos processos de implantação de células de andaimes e implantação. Na Figura 1C , note que as células são injetadas diretamente no andaime. Na Figura 1G , note que uma incisão é feita na parte de trás do mouse, onde o bolso subcutâneo é criado e o andaime é implantado. A Figura 2 mostra a morfologia bruta de diferentes andaimes implantados em ratos NSG e recuperados após 8 semanas. Observe a leve vascularização em andaimes semeados com hMSC ( Figura 2A ). A co-criação de ECs humanas com hMSCs no andaime permite a formação de vasculatura mais relevante em andaimes ( Figura 2B ). Finalmente, a presença de rhBMP-2 induz a formação óssea. Os andaimes recuperados são maiores neste caso, e são constituídos porTecido semelhante ao dos ossos. A Figura 3 mostra a configuração de configuração do canal no microscópio para imagens ao vivo com NDD (detalhes na legenda da figura). A Figura 4 e o Vídeo 1 mostram células hematopoiéticas humanas em andaimes revestidos com hMSC. Os andaimes foram explantados 8 semanas após a implantação e após a inoculação intravenosa do anticorpo AF488-hCD45 e 655-VPA. Este procedimento permite a visualização de células hematopoiéticas humanas implantadas e a estrutura vascular por microscopia confocal de dois fótons. Neste caso, as imagens mostram vasos sanguíneos (655-VPA) em andaimes e o enxerto a longo prazo de células hematopoiéticas humanas (AF488-hCD45) no parênquima de andaime. A Figura 5 e o Vídeo 2 correspondem a andaimes humanos semeados com hECs e HMSCs. 8 semanas após a cirurgia, os andaimes foram explantados após a administração intravenosaA inoculação do anticorpo FITC-hCD31 e 655-VPA, e as imagens foram adquiridas com um microscópio confocal de dois fótons, conforme mencionado anteriormente. As imagens mostram a participação de hECs na formação de vasos no andaime, resultando em uma vasculatura quimérica murino-humana. A Figura 6A mostra dados representativos da abordagem utilizada para estimular a formação óssea em andaimes MSC. Semelhante às figuras anteriores, 8 semanas após a implantação, a inoculação intravenosa de 655-VPA foi realizada, os andaimes foram recuperados e as imagens foram adquiridas com microscopia confocal de dois fótons. Os andaimes estimulados com rhBMP-2 induzem a formação de tecido ósseo, que pode ser visualizado devido ao SHG (cor ciana nas imagens) provido pelo cálcio no osso. As imagens fornecidas também mostram a formação de cavidades e tecido endosteal vascularizado, que se assemelham muito ao tecido endostetal de BM. Na Figura 6B </sTrong&gt; e Video 3 , os hECs foram co-implantados com hMSCs. Os andaimes foram recuperados após a inoculação intravenosa de anticorpos FITC-hCD31 e 655-VPA, e as imagens de microscopia confocal de dois fotões mostram a participação de hECs na neovascularização em um andaime formador de osso. A Figura 7 mostra imagens representativas da histologia, um procedimento realizado para corroborar resultados previamente descritos. As imagens imunofluorescentes mostram a vasculatura do mouse, hECs, hMSCs e células hematopoiéticas humanas enxertadas de longo prazo nas estruturas de andaimes. Os andaimes recuperados de camundongos foram fixados e utilizados para imunofluorescência. Nos andaimes formadores de osso portadores de RhBMP-2 ( Figura 7D- F ), observe a morfologia do tecido, semelhante à medula óssea madura com tecido adiposo. Neste andaime formador de osso, mostramos que hMSCs são fibroblastos, o que indicaria tEles contribuem para o tecido recém formado como células estromais. Mostramos também a expressão do marcador de adipócitos humanos, o que indicaria que os HMSCs também contribuem para a formação de tecido adiposo. <img alt="figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig1.jpg" /> Figura 1. Imagens representativas dos processos de implantação celular e implantação. A) andaime inicial e seu método de corte usando um bisturi. B) 24 peças obtidas do andaime inicial. C) Método de remoção de células de andaimes usando uma seringa. D) andaimes sem células com meio de cultura, pronto para ser implantado. EF) Passos específicos para os andaimes formadores de osso: E) o andaime é transferido para uma placa de 96 poços, u-bottom e F) imagem representativa do método usado para adicionar rhBMP2, trombina e fibrinogênio ao andaime. GJ) Surgi<html> Procedimento de implantação de cal sob anestesia geral: G) ferida criada no implante de pele e cadáver, H) método de implantação e IJ) procedimento de fechamento de ferida usando cola cirúrgica. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig2.jpg" /> Figura 2. Diferentes Andaimes Recuperados de Ratos. Imagens representativas de andaimes MSC (esquerda), andaimes MSC + EC (meio) e MSC + EC + BMP (andaimes) (direita). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 4 / 55914fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. Configuração do canal. A configuração do filtro do microscópio é mostrada. A) Existem quatro módulos detectores NDD: no primeiro módulo, existem dois cubos de filtro; O segundo e o terceiro módulos possuem um cubo de filtro cada; E o último módulo não tem cubo (não usado). O primeiro tubo fotomultiplicador (PMT) é para o canal distante (640 - 690 nm), refletindo os comprimentos de onda inferiores; Os seguintes são 380 - 485 nm, 500 - 550 nm e 555 - 625 nm (a ordem é sempre dos comprimentos de onda mais baixos para maiores). B) As emissões de fluoróforos detectáveis ​​com as configurações acima (codificadas por cores). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig4.jpg" /> Figura 4. Andaime MSC<html> S Permitir a formação de um nicho para células hematopoiéticas humanas. A) e B) reconstruções em 3D de pilhas Z pós-explante, após inoculação intravenosa com AF488-hCD45 (verde), para rotular células hematopoiéticas humanas e 655-VPA (magenta) m para rotular a vasculatura. As barras de escala representam 20 μm em A e B (painéis superiores) e 5 μm em B (painéis inferiores). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Vídeo 1" src="/files/ftp_upload/55914/55914video1.jpg" /> Vídeo 1. Os andaimes MSC permitem a formação de um nicho para células hematopoiéticas humanas . Reconstrução 3D de células hematopoiéticas humanas (AF488-hCD45) associadas à vasculatura (655-VPA) no andaime MSC (estruturas de colágeno: SHG, ciano). Cada pilha mede 140 x 140 μm.Ef = &quot;http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914video1.mov&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clique aqui para ver este vídeo. (Clique com o botão direito do mouse para baixar.) <img alt="Figura 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig5.jpg" /> Figura 5. ECs humanas participam da formação de embarcações humanizadas em andaimes MSC. Reconstrução 3D de vasculatura (655-VPA) revestida por ECs de origem humana (FITC-hCD31) em mancais MSC + EC. As barras de escala representam 20 μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Vídeo 2" src="/files/ftp_upload/55914/55914video2.jpg" /> Vídeo 2. As CE humanas participam da formação de embarcações humanizadas em andaimes MSC. Reconstrução 3D de CEs humanas (FITC-hCD31) que reveste o va<html> Sculature (655-VPA) em andaimes MSC + EC. Cada pilha mede 240 x 240 μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914video2.mov" target="_blank">Clique aqui para ver este vídeo. (Clique com o botão direito do mouse para baixar.)</a> <img alt="Figura 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig6.jpg" /> Figura 6. Os andaimes portadores rhBMP-2 têm superfícies de osso e vasculatura humanizada semelhante à medula óssea. A) Reconstrução 3D de andaimes MSC + BMP mostrando a formação de estruturas ósseas (SHG-cyan) e vasculatura (655-VPA). As barras de escala representam 100 μm (esquerda), 70 μm (meio) e 50 μm (direita). B) Reconstrução 3D de andaimes MSC + EC + BMP mostrando vasos humanizados (655-VPA) alinhados com CEs humanos (FITC-hCD31). As barras de escala representam 50 μm (esquerda) e 30 μm (meio e direito).14 / 55914fig6large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Vídeo 3" src="/files/ftp_upload/55914/55914video3.jpg" /> Vídeo 3. Os andaimes portadores rhBMP-2 têm superfícies de osso e vasculatura humanizada semelhante à medula óssea. Reconstrução 3D do andaime MSC + VERA + BMP (osso: SHG, vasos: 655-VPA, ECs humanas: FITC-hCD31). Cada pilha mede 600 x 600 μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914video3.mov" target="_blank">Clique aqui para ver este vídeo. (Clique com o botão direito do mouse para baixar.)</a> <img alt="Figura 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55914/55914fig7.jpg" /> Figura 7. Imagens representativas da imunofluorescência realizada em andaimes fixos. AF) Estudos de imunofluorescência realizados para localizar células humanas implantadas iN andaimes. AC) Andaimes implantados com hECs, hMSCs e hHSCs. DF) andaimes formadores de ossos implantados com hECs, hMSCs e hHSCs. Os canais de cor são os seguintes: AD) CE humana (hCD31) e estrutura vascular do mouse (endomucina, ENDOM), BE) hMSCs (hVimentin, hVIM) e células vasculares do mouse (endomucina, ENDOM), C) células hematopoiéticas humanas (hCD45) E vasculatura do mouse (endomucina, ENDOM) e F) proteína relacionada à diferenciação adiposa humana (HADRP) e vasculatura do mouse (endomucina, ENDOM). As barras de escala representam 10 μm (A e C), 20 μm (B e E) e 40 (D e F) μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55914/55914fig7large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Bioengineering of Humanized Bone Marrow Microenvironments in Mouse and Their Visualization by Live Imaging

É apresentado um método para criar e imagem viva diferentes meninos de medula óssea humanizados em camundongos. Com base no nicho de suporte criado por células mesenquimais humanas, a adição de células endoteliais humanas induz a formação de vasos humanos, enquanto que a adição de rhBMP-2 induz a formação de tecido ósseo maduro quimérico humano-rato.

Bioengenharia de microrganismos humanizados de medula óssea no mouse e sua visualização por imagem ao vivo

Human hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow (BM) niche, an intricate, multifactorial network of components producing cytokines, growth ...

bioengineering-humanized-bone-marrow-microenvironments-mouse-their

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

11.6K visualizações.  The Francis Crick Institute.  É apresentado um método para criar e imagem viva diferentes meninos de medula óssea humanizados em camundongos. Com base no nicho de suporte criado por células mesenquimais humanas, a adição de células endoteliais humanas induz a formação de vasos humanos, enquanto que a adição de rhBMP-2 induz a formação de tecido ósseo maduro quimérico humano-rato. 

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Isolation of Human Mesenchymal Stem Cells and their Cultivation on the Porous Bone Matrix

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific biomaterials. This work presents a novel option for the delivery of MSCs from human amniotic membrane (AM-hMSCs) that employs bovine bone matrix Nukbone (NKB) as a scaffold. Thus, the application of MSCs in repair and tissue regeneration processes depends principally on the efficient implementation of the techniques for placing these cells in a host tissue. For this reason, the design of biomaterials and cellular scaffolds has gained importance in recent years because the topographical characteristics of the selected scaffold must ensure adhesion, proliferation and differentiation into the desired cell lineage in the microenvironment of the injured tissue. This option for the delivery of MSCs from human amniotic membrane (AM-hMSCs) employs bovine bone matrix as a cellular scaffold and is an efficient culture technique because the cells respond to the topographic characteristics of the bovine bone matrix Nukbone (NKB), i.e., spreading on the surface, macroporous covering and colonizing the depth of the biomaterial, after the cell isolation process. We present the procedure for isolating and culturing MSCs on a bovine matrix.

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific biomaterials. This work presents a novel option for the delivery of MSCs from human amniotic membrane (AM-hMSCs) that employs the bovine bone matrix Nukbone (NKB) as a scaffold.

Isolamento de mesenquimais humanas células-tronco e seu cultivo na matriz óssea Porous

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific ...

Biologia do Desenvolvimento

Isolating Mesangiogenic Progenitor Cells (MPCs) from Human Bone Marrow

In a research study aimed to isolate human bone marrow (hBM)-derived Mesenchymal Stromal Cells (MSCs) for clinical applications, we identified a novel cell population specifically selected for growth in human serum supplemented medium. These cells are characterized by morphological, phenotypic, and molecular features distinct from MSCs and we named them Mesodermal Progenitor Cells (MPCs). MPCs are round, with a thick highly refringent core region; they show strong, trypsin resistant adherence to plastic. Failure to expand MPCs directly revealed that they are slow in cycling. This is as also suggested by Ki-67 negativity. On the other hand, culturing MPCs in standard medium designed for MSC expansion, gave rise to a population of exponentially growing MSC-like cells. Besides showing mesenchymal differentiation capacity MPCs retained angiogenic potential, confirming their multiple lineage progenitor nature. Here we describe an optimized highly reproducible protocol to isolate and characterize hBM-MPCs by flow cytometry (CD73, CD90, CD31, and CD45), nestin expression, and F-actin organization. Protocols for mesengenic and angiogenic differentiation of MPCs are also provided. Here we also suggest a more appropriate nomenclature for these cells, which has been re-named as "Mesangiogenic Progenitor Cells".

Isolating Mesangiogenic Progenitor Cells MPCs from Human Bone Marrow

Here we describe an optimized, highly reproducible protocol to isolate Mesodermal Progenitor Cells (MPCs) from human bone marrow (hBM). MPCs were characterized by flow cytometry and nestin expression. They showed the ability to give rise to exponentially growing MSC-like cell cultures while retaining their angiogenic potential.

Isolamento de células progenitoras Mesangiogenic (PPM) de humano Medula Óssea

In a research study aimed to isolate human bone marrow (hBM)-derived Mesenchymal Stromal Cells (MSCs) for clinical applications, we identified a novel ...

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. Recent advances in confocal microscopy, combined with the development of numerous fluorophores, have overcome these issues and opened the possibility to study the expression of several genes simultaneously, with a good cellular resolution, in live samples. Live confocal imaging provides plant biologists with a powerful tool to study development, and has been extensively used to study root growth and the formation of lateral organs on the flanks of the shoot apical meristem. However, it has not been widely applied to the study of flower development, in part due to challenges that are specific to imaging flowers, such as the sepals that grow over the flower meristem, and filter out the fluorescence from underlying tissues. Here, we present a detailed protocol to perform live confocal imaging on live, developing Arabidopsis flower buds, using either an upright or an inverted microscope.

Live confocal imaging provides biologists with a powerful tool to study development. Here, we present a detailed protocol for the live confocal imaging of developing Arabidopsis flowers.

Viva Imagem Confocal de Desenvolvimento de Arabidopsis Flores

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

Identification Of Erythromyeloid Progenitors And Their Progeny In The Mouse Embryo By Flow Cytometry

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where they act as front line sentinels of infection and tissue damage. While other immune cells are continuously renewed from hematopoietic stem and progenitor cells (HSPC) located in the bone marrow, a lineage of macrophages, known as resident macrophages, have been shown to be self-maintained in tissues without input from bone marrow HSPCs. This lineage is exemplified by microglia in the brain, Kupffer cells in the liver and Langerhans cells in the epidermis among others. The intestinal and colon lamina propria are the only adult tissues devoid of HSPC-independent resident macrophages. Recent investigations have identified that resident macrophages originate from the extra-embryonic yolk sac hematopoiesis from progenitor(s) distinct from fetal hematopoietic stem cells (HSC). Among yolk sac definitive hematopoiesis, erythromyeloid progenitors (EMP) give rise both to erythroid and myeloid cells, in particular resident macrophages. EMP are only generated within the yolk sac between E8.5 and E10.5 days of development and they migrate to the fetal liver as early as circulation is connected, where they expand and differentiate until at least E16.5. Their progeny includes erythrocytes, macrophages, neutrophils and mast cells but only EMP-derived macrophages persist until adulthood in tissues. The transient nature of EMP emergence and the temporal overlap with HSC generation renders the analysis of these progenitors difficult. We have established a tamoxifen-inducible fate mapping protocol based on expression of the macrophage cytokine receptor Csf1r promoter to characterize EMP and EMP-derived cells in vivo by flow cytometry.

While infiltrating macrophages are continuously recruited to adult tissues from circulating precursors, resident macrophages seed their tissue during development, where they are maintained without further input from progenitors. The progenitors for resident macrophages were recently identified. Here, we present methods for the genetic fate mapping of the resident macrophage progenitors.

Identificação de progenitores eritromoelóides e sua progênie no embrião de mouse por citometria de fluxo

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

In Vitro Ovule cultivo para viver-pilha de imagem do zigoto polarização e padronização do embrião em Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to cleft secondary palate, a common congenital anomaly in humans. Secondary palate fusion has been extensively studied leading to several proposed cellular mechanisms that may mediate this process. However, these studies have been mostly performed on fixed embryonic tissues at progressive timepoints during development or in fixed explant cultures analyzed at static timepoints. Static analysis is limited for the analysis of dynamic morphogenetic processes such a palate fusion and what types of dynamic cellular behaviors mediate palatal fusion is incompletely understood. Here we describe a protocol for live imaging of ex vivo secondary palate fusion in mouse embryos. To examine cellular behaviors of palate fusion, epithelial-specific Keratin14-cre was used to label palate epithelial cells in ROSA26-mTmGflox reporter embryos. To visualize filamentous actin, Lifeact-mRFPruby reporter mice were used. Live imaging of secondary palate fusion was performed by dissecting recently-adhered secondary palatal shelves of embryonic day (E) 14.5 stage embryos and culturing in agarose-containing media on a glass bottom dish to enable imaging with an inverted confocal microscope. Using this method, we have detected a variety of novel cellular behaviors during secondary palate fusion. An appreciation of how distinct cell behaviors are coordinated in space and time greatly contributes to our understanding of this dynamic morphogenetic process. This protocol can be applied to mutant mouse lines, or cultures treated with pharmacological inhibitors to further advance understanding of how secondary palate fusion is controlled.

Here, we present a protocol for live imaging of mouse secondary palate fusion using confocal microscopy. This protocol can be used in combination with a variety of fluorescent reporter mouse lines, and with pathway inhibitors for mechanistic insight. This protocol can be adapted for live imaging in other developmental systems.

Imagem ao vivo do mouse Fusão do palato secundário

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

A RANKL-based Osteoclast Culture Assay of Mouse Bone Marrow to Investigate the Role of mTORC1 in Osteoclast Formation

Osteoclasts are unique bone-resorbing cells that differentiate from the monocyte/macrophage lineage of bone marrow. Dysfunction of osteoclasts may result in a series of bone metabolic diseases, including osteoporosis. To develop pharmaceutical targets for the prevention of pathological bone mass loss, the mechanisms by which osteoclasts differentiate from precursors must be understood. The ability to isolate and culture a large number of osteoclasts in vitro is critical in order to determine the role of specific genes in osteoclast differentiation. Inactivation of the mammalian/mechanistic target of rapamycin complex 1 (TORC1) in osteoclasts can decrease osteoclast number and increase bone mass; however, the underlying mechanisms require further study. In the present study, a RANKL-based protocol to isolate and culture osteoclasts from mouse bone marrow and to study the influence of mTORC1 inactivation on osteoclast formation is described. This protocol successfully resulted in a large number of giant osteoclasts, typically within one week. Deletion of Raptor impaired osteoclast formation and decreased the activity of secretory tartrate-resistant acid phosphatase, indicating that mTORC1 is critical for osteoclast formation.

This manuscript describes a protocol to isolate and culture osteoclasts in vitro from mouse bone marrow, and to study the role of the mammalian/mechanistic target of rapamycin complex 1 in osteoclast formation.

Um baseado em RANKL Osteoclast cultura ensaio de Mouse medula óssea para investigar o papel de mTORC1 na formação de Osteoclast

Osteoclasts are unique bone-resorbing cells that differentiate from the monocyte/macrophage lineage of bone marrow. Dysfunction of osteoclasts may result ...

Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within the bone marrow cavity alongside hematopoietic stem cells (HSCs), which can give rise to red blood cells, immune progenitors, and osteoclasts. Thus, extractions of cell populations from the bone marrow results in a very heterogeneous mix of various cell populations, which can present challenges in experimental design and confound data interpretation. Several isolation and culture techniques have been developed in laboratories in order to obtain more or less homogeneous populations of BMSCs and HSCs invitro. Here, we present two methods for isolation of BMSCs and HSCs from mouse long bones: one method that yields a mixed population of BMSCs and HSCs and one method that attempts to separate the two cell populations based on adherence. Both methods provide cells suitable for osteogenic and adipogenic differentiation experiments as well as functional assays.

In this article, we present methods to isolate and differentiate bone marrow stromal cells and hematopoietic stem cells from mouse long bones. Two different protocols are presented yielding different cell populations suitable for expansion and differentiation into osteoblasts, adipocytes, and osteoclasts.

Isolamento, cultura e diferenciação de células do estroma da medula óssea e osteoclasto progenitores dos ratos

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

Imagem de célula viva de segregação do cromossomo durante a mitose

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Craniofacial Tissues and Undecalcified Bone

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and simple protocol to detect protein expression during craniofacial morphogenesis/pathogenesis using mouse craniofacial tissues as examples. The protocol consists of preparation and cryosectioning of tissues, indirect immunofluorescence, image acquisition, and quantification. In addition, a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues for immunostaining is described, using craniofacial tissues and long bones as examples. Those methods are key to determine the protein expression and morphological/anatomical changes in various tissues during craniofacial morphogenesis/pathogenesis. They are also applicable to other tissues with appropriate modifications. Knowledge of the histology and high quality of sections are critical to draw scientific conclusions from experimental outcomes. Potential limitations of this methodology include but are not limited to specificity of antibodies and difficulties of quantification, which are also discussed here.

Here, we present a detailed protocol to detect and quantify protein levels during craniofacial morphogenesis/pathogenesis by immunostaining using mouse craniofacial tissues as examples. In addition, we describe a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues from young mice for immunostaining.

Preparo tecidual e imunocoloração de tecidos craniofaciais do camundongo e osso não-descalcificado

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and ...