JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы предоставляем протокол, чтобы запоздало сбить гены, кодирующие внеклеточные матричные белки (ECM) в миобластах C2C12 с использованием мелковолосой (ш) РНК. Ориентируясь на ADAMTSL2 в качестве примера, мы описываем методы проверки эффективности нокдауна на мРНК, белке и клеточном уровне во время дифференциации C2C12 myoblast к дифференциации миотуста.

Аннотация

Внеклеточные матальные белки (ECM) имеют решающее значение для развития скелетных мышц и гомеостаза. Стабильный нокдаун генов кодирования для белков ECM в миобластах C2C12 может быть применен для изучения роли этих белков в развитии скелетных мышц. Здесь мы описываем протокол для истощения белка ECM ADAMTSL2 в качестве примера, используя мелкошерстную РНК (ш) в клетках C2C12. После трансфекции плазмид shRNA, стабильные клетки были отображаются с помощью пуромицицина. Мы далее описываем поддержание этих клеточных линий и фенотипический анализ с помощью экспрессии мРНК, экспрессии белка и дифференциации C2C12. Преимуществами метода являются относительно быстрое поколение стабильных клеток c2C12 нокдауна и надежная дифференциация клеток C2C12 на многоядерные миотубины при истощении сыворотки в среде клеточной культуры. Дифференциация клеток C2C12 может контролироваться с помощью яркой полевой микроскопии и путем измерения уровня экспрессии генов канонических маркеров, таких как миод, миогенин или миозин тяжелой цепи (MyHC), указывающие на прогрессирование дифференциации миобластов C2C12 в миотусы. В отличие от преходящих генов с мелкоинтерферирующей (si) РНК, гены, которые выражаются позже во время дифференциации C2C12 или во время созревания миотубетов, могут быть направлены более эффективно, генерируя клетки C2C12, которые постоянно выражают шРНК. Ограничения метода являются изменчивость в нокдаун эффективности, в зависимости от конкретных shRNA, которые могут быть преодолены с помощью стратегии нокаутгена на основе CRISPR / Cas9, а также потенциальные вне целевых эффектов shRNA, которые должны быть рассмотрены.

Введение

Внеклеточные матричные белки (ECM) обеспечивают структурную поддержку всех тканей, опосредули клеточную связь и определяют судьбу клеток. Формирование и динамическая ремоделирование ECM, таким образом, имеет решающее значение для поддержания ткани и органа гомеостаза1,2. Патологические варианты в нескольких генах кодирования для белков ECM приводят к нарушениям опорно-двигательного опорно-двигательного опорно-двигательного опорно-двигательного опорно-двигательного опере, с фенотипами от мышечной дистрофии до псевдомускулярной сборки3,4. Например, патогенные варианты в ADAMTSL2 вызывают крайне редкое опорно-двигательного расстройства гелеофизики дисплазии, которая представляет собой псевдомышечное строительство, т.е. явное увеличение массы скелетноймышцы 5. Вместе с данными экспрессии генов в мышах и людях, это предлагает роль для ADAMTSL2 в развитии скелетных мышц или гомеостаза6,7.

Протокол, который мы описываем здесь, был разработан для изучения механизма, с помощью которого ADAMTSL2 модулирует развитие скелетных мышц и/или гомеостаза в обстановке клеточной культуры. Мы stably сбил ADAMTSL2 в линии клеток murine C2C12 myoblast. C2C12 myoblasts и их дифференциации в миотубебии является хорошо описанной и широко используемой модели клеточной культуры для деления скелетных мышц и биоинженерии скелетных мышц8,9. Клетки C2C12 проходят различные этапы дифференциации после отмены сыворотки, что приводит к образованию многоядерных миотубеб после 3–10 дней в культуре. Эти шаги дифференциации можно надежно контролировать путем измерения уровней мРНК различных генов маркеров, таких как миод, миогенин, или миозин тяжелой цепи (MyHC). Одним из преимуществ генерации стабильных генных нокдаунов в клетках C2C12 является то, что гены, которые выражаются на более поздних стадиях дифференциации C2C12, могут быть направлены более эффективно, по сравнению с переходным нокдауном, достигнутым мелкой интерферирующей (si) РНК, которая обычно длится 5–7 дней после трансфекции, и зависит от эффективности трансфекции. Вторым преимуществом протокола, как описано здесь, является относительно быстрое поколение партий клеток нокдауна C2C12 с использованием выбора пуромицина. Альтернативы, такие как CRISPR/Cas9-опосредованный ген нокаут или изоляция первичных прекурсоров клеточных клеток скелетных мышц от человеческих или целевых генов недостаточно мышей технически более сложнымили или требуют наличия биопсии мышц пациента или целевого гена недостаточно мышей, соответственно. Однако, подобно другим подходам, основанным на культуре клеток, существуют ограничения в использовании клеток C2C12 в качестве модели для дифференциации скелетных мышечных клеток, таких как двумерный (2D) характер настройки клеточной культуры и отсутствие микроокружения in vivo, которая имеет решающее значение для поддержания недифференцированных клеток прекурсоров скелетных мышц10.

протокол

1. Подготовка шРНК Плазмид ДНК из Escherichia палочки

  1. Поколение клональных бактериальных колоний, несущих плазмиды шРНК
    1. Получить глицерол запасов кишечной палочки проведения целевых конкретных плазмидов shRNA и контроля плазмида из коммерческих источников (Таблица материалов).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Три различных плазмиды shRNA были использованы, ориентированные на различные области мурина Адамцл2 мРНК. Одна шРНК была выбрана для целевой 3'-непереведенного региона (3'UTR) Adamtsl2 для облегчения спасательных экспериментов с выражением плазмидов, кодирующих рекомбинантные полнометражные ADAMTSL2 или отдельные белковые домены ADAMTSL2. Кроме того, в качестве отрицательного контроля была включена плазмида шРНК. Подробная информация о последовательности shRNA приведена на рисунке 1A.
    2. Оттепель shRNA бактериального глицерола бульон при комнатной температуре (RT). Передача 10 л бактериального бульона глицерола на агарную пластину Лурия-Бертани (LB) дополнена 100 мкг/мл ампициллин (LB-Amp).
      ПРИМЕЧАНИЕ: ПЛАСТИНы LB-Amp готовятся путем автоматического автоматического отвлечения 1 л лб среды (для 1 л: 10 г триптона, 5 г дрожжевого экстракта, 10 г NaCl, отрегулируйте рН до 7,0) вместе с 12 г агара. Дайте среде охладиться до 50 градусов по Цельсию и добавить ампициллин (запасраствор: 50 мг/мл в стерильной воде) к конечной концентрации мкг/мл (LB-Amp agar). Немедленно залить 20 мл агара LB-Amp в 10 см Петри блюдо и пусть агар затвердеть перед использованием. 1 L из LB-Amp агар, как правило, достаточно, чтобы залить около 40 10 см Петри блюда. Петри блюда, содержащие LB-Amp агар являются стабильными, по крайней мере один месяц, если храниться запечатаны при 4 градусах в темноте.
    3. Распространение бактерий с стерильным шпателем Drygalski или любой другой подходящий метод для достижения отдельных бактериальных колоний. Инкубировать бактериальные пластины вверх дном ночь при 37 градусах Цельсия.
  2. Плазмидный препарат
    1. На следующее утро, удалить чашку Петри с отдельными бактериальными колониями и хранить при 4 градусах Цельсия, чтобы избежать разрастания бактериальных колоний и формирования спутниковых колоний. Печать чашку Петри, если хранится на ночь или дольше.
    2. Во второй половине дня, добавить 5 мл LB-Amp среде в полипропиленовой бактериальной культуры трубки. Выберите одну бактериальную колонию из чашки Петри, культивируемой на ночь с наконечником пипетки и привить LB-Amp среде путем выброса кончика пипетки в бактериальной культуре трубки, содержащей LB-Amp среде.
    3. Инкубировать бактериальной культуры на ночь в шейкере при 250 об/мин при 37 градусах Цельсия с крышкой свободно прилагается, чтобы обеспечить аэрацию.
    4. Выняйте бактериальной культуры трубки на следующее утро и держать на 4 кВ, чтобы избежать бактериального разрастания. Во второй половине дня, resuspend бактерий путем вихря и передачи 1 мл ночной бактериальной культуры в 50 мл LB-Amp среды в 250 мл конической колбы. Инкубировать на ночь в шейкере при 250 об/мин при 37 градусах Цельсия.
    5. На следующее утро, передача бактерий в 50 мл одноразовых центрифуг и центрифугбактерий на 6000 х г на RT в течение 15 мин. Удалить среду и продолжить с шагом 1.2.6.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если плазмид ДНК не может быть изолирована сразу, удалить LB-Amp среде после шага центрифугации и хранить гранулы бактерий при -20 градусов по Цельсию.
    6. Следуйте инструкциям для плазмид подготовки комплект (миди масштаба) для извлечения плазмид ДНК из бактерий. Оцените качество плазмидной ДНК, измерив соотношение A260/A280 с помощью спектрофотометра.
      ПРИМЕЧАНИЕ: A260/A280 соотношение йgt;1.8 желательно, что свидетельствует о высокой чистоте плазмидной подготовки ДНК. Более низкое соотношение A260/A280 предполагает загрязнение белком или недостаточное удаление ректиров. Возможны дополнительные меры по очистке плазмида.

2. Культирование и трансфекция клеток C2C12 и выбор пуромицина

  1. C2C12 клеточная культура
    1. Оттепель C2C12 клеток(Таблица материалов) быстро в 37 кс водяной бане и залить клетки в стерильной одноразовой 15 мл центрифуги трубки, содержащей 8 мл модифицированного Орел Dulbecco среднего (DMEM) средний дополнен 100 единиц пенициллина и стрептомицина антибиотиков (безсырей DMEM) в клеточной культуре. Центрифуги клетки в течение 3 мин при 160 х г на RT.
    2. Аспирный супернатант и resuspend клеточной гранулы в 10 мл без сыворотки DMEM дополнены 10% плода крупного рогатого скота сыворотки (FBS) (полный DMEM). Передача клеток на 10 см тканевой культуры обработанной пластиковой посудой. Инкубировать клетки в увлажненный инкубатор при 37 градусах По Цельсию в 5% CO2 атмосфере.
    3. На следующий день замените носитель свежим полным DMEM.
    4. Расширьте низкий проход C2C12 клеток на 3-4 10 см блюд. Когда клетки C2C12 достигают 50-60% слияния, аспирируйте средние и промкалывая клетки C2C12 с 10 мл фосфатно-буферного соливого (PBS).
    5. Добавьте 1 мл 0,25% трипсин-ЭДТА и инкубировать в течение 2 мин на RT. Монитор отслоение клеток под микроскопом и продлить время инкубации, если это необходимо, пока большинство клеток отделяются.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Тщательно нажав блюдо может помочь выбить клетки.
    6. Когда большинство клеток отделены, добавить 10 мл полного DMEM к блюду, pipette объем вверх и вниз несколько раз, и передать подвеску ячейки в стерильной одноразовой 15 мл центрифуги трубки. Центрифуги клетки в течение 3 мин при 160 х г на RT. Аспират супернатант и resuspend клеточной гранулы в 2 мл замораживания среды (10% диметил сульфоксид (DMSO) / 90% FBS).
    7. Перенесите два аликвота 1 мл на 10 см в кривиалах. Инкубировать в контейнере для замораживания клеток, наполненном RT изопропанолом, по крайней мере 24 ч в морозильной камере -80 градусов, что приводит к замораживанию около -1 градусов по Цельсию за минуту, чтобы избежать образования кристаллов льда. Хранить клетки для длительного использования в фазе пара жидкого азота.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поставщик рекомендует использовать ячейки C2C12 до прохождения no 15. Опыт авторов также показал, что нижний проход число клеток показали более последовательной и быстрой дифференциации в миотубайс. Важно поддерживать клетки C2C12 при низкой плотности клеток (Злт;50% слияние), чтобы избежать преждевременного начала дифференциации. Дифференцированные или дифференцированные клетки C2C12 не могут быть возвращены в исходное состояние миобласта и должны быть отброшены.
  2. Подготовка клеток C2C12 к трансфекции
    1. Культура недифференцированных c2C12 клеток в 10 см блюдо, пока они не достигнут 50-60% слияния. Аспирируйте средние, промыть C2C12 клетки с 10 мл PBS, и добавить 1 мл 0,25% трипсин-EDTA. Инкубировать в течение 2 мин на RT, контролировать отслоение клеток под микроскопом, и продлить время инкубации, если это необходимо, пока большинство клеток отделяются.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Тщательно нажав блюдо может помочь выбить клетки.
    2. Когда большинство клеток отделены, добавьте 10 мл полного DMEM к блюду и перенесите суспензию клетки в стерильную одноразовую центрифугу 15 мл. Центрифуги клетки в течение 3 мин при 160 х г на RT. Аспират супернатант и resuspend клетки гранулы в 4 мл полного DMEM.
    3. Смешайте 10 злику клеточной подвески с 10 злитровым синим в 1,5 мл реакционной трубки, смешайте путем трубопроката вверх и вниз и тщательно щелкните реакционной трубкой и перенесите ячейки на обратный слайд. Определите номер ячейки/мл с помощью автоматизированного счетчика ячейки.
    4. Разбавить клетки C2C12 до 50 000 клеток/мл и семян 100 000 клеток (2 мл) на скважину в 6 скважине, чтобы достичь слияния около 40-50% после ночного инкубации. Инкубировать клетки в увлажненный инкубатор при 37 градусах По Цельсию в 5% CO2 атмосфере.
  3. Трансфекция клеток C2C12 с плазмидом шРНК с использованием полиэтиленина (PEI) и выбора пуромицина
    1. Подготовка акционерного решения PEI
      1. Растворите 16 мг PEI в 50 мл стерильной дистиллированной воды (концентрация бульонного раствора: 0,32 мг/мл) в стеклянной бутылке для средств массовой информации объемом 50 мл с винтовой крышкой. Инкубировать раствор при 65 градусах по Цельсию на 1 ч и вихрь раствор энергично несколько раз в инкубационный период, чтобы полностью растворить PEI.
      2. Отрегулируйте к pH 8 путем добавлять 15 зл 1N HCl в 50 mL.
        ВНИМАНИЕ: HCl коррозионный. Концентрированный HCl должен быть обработан под капотом дыма. Следователи должны носить соответствующее средства индивидуальной защиты.
      3. Заморозить раствор PEI при -80 градусов по Цельсию на 1 ч с слабо прикрепленной крышкой и быстро оттаять при 37 градусах Цельсия в водяной бане для дальнейшего повышения растворимости. Повторите цикл замораживания-оттепели 3x.
      4. Храните PEI биржевое решение в 0,5 мл aliquots для одноразового использования при -20 градусах Цельсия.
    2. Трансфекция клеток C2C12
      1. Объедините 25,5 л (8,5 л/мкг плазмидной ДНК) из стоесвоего стоек запаса PEI со 100 мл 25 мМ NaCl в реакционной трубке 1,5 мл и инкубируйте в течение 5 мин при 37 градусах Цельсия. Смешайте 3 мкг плазмидной ДНК со 100 зл и 25 мМ NaCl и инкубируйте в течение 5 мин при 37 градусах Цельсия.
      2. Смешайте весь объем разбавленного реагента PEI с разбавленной плазмидой и смешайте, аккуратно прокладывая вверх и вниз. Инкубировать в течение 25 мин при 37 градусах Цельсия.
      3. Во время инкубации, изменить среду C2C12 клеток, предназначенных для трансфекции на DMEM без FBS или антибиотиков.
      4. Добавьте смесь трансфекции PEI/ДНК в клетки C2C12, капля за каплей, и постоянно смешивайте, тщательно перемещая блюдо клеточной культуры. Инкубировать в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия в 5% co2 атмосфере. После 6 ч измените среду для завершения DMEM.
    3. Выбор пуромицина
      1. 24 ч после трансфекции, переключитесь на среду выбора (полный DMEM плюс 5 мкг/мл пуромицин). Продолжайте отбор пуромицина до тех пор, пока не будут получены устойчивые к пуромицину клетки C2C12, что обычно занимает 10–14 дней.
      2. Расширьте устойчивые к пуромицину c2C12 клетки при низкой плотности клеток (злт;50-60% слияния), т.е. для поддержания недифференцированного состояния и криоконсервации 6–10 флаконов для будущих экспериментов, описанных в шагах 2.1.4–2.1.7.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Поддержание пуромицин-устойчивых клеток C2C12 в присутствии 5 мкг/мл пуромицин для обычной культуры клеток и расширения. Тем не менее, пуромицин был опущен в экспериментах дифференциации.

3. Фенотипический анализ дифференциации C2C12

ПРИМЕЧАНИЕ: Методы, описанные ниже, могут быть легко адаптированы для общего фенотипического анализа дифференциации миобластов C2C12 в миотубеты путем изменения специфических антител, используемых в западной промоулянья или генконкретных грунтов, используемых в количественной полимеразе анализ цепной реакции (qPCR).

  1. Протокол дифференциации C2C12 и ярко-полевая микроскопия
    1. Семя 150000 клеток / хорошо в 12 хорошо пластины. Культура пуромицин-устойчивых C2C12 стабильных клеток в 12 хорошо пластины в среде отбора в увлажненный инкубатор при 37 градусов по Цельсию в 5% CO2 атмосфере. Культура C2C12 клетки в полном DMEM, пока они не достигнут 95% слияния.
    2. Чтобы вызвать дифференциацию клеток C2C12, замените полный DMEM сыворотки без DMEM (день 0 дифференциации). Изменение среды каждые два дня и следовать C2C12 миотус формирования с помощью перевернутого яркого поля микроскоп с камерой.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Многие протоколы используют 2% лошадистысы сыворотки, чтобы дифференцировать c2C12 клеток в миотубебии. В руках авторов, удаление сыворотки полностью оказаланалогичный эффект. Инсулин описывается как добавка к среде клеточной культуры для ускорения дифференциации C2C12. Тем не менее, в текущем протоколе, C2C12 клетки надежно дифференцированы в миотубевы в течение 3-5 дней после лишения сыворотки крови и добавление инсулина было сочтено ненужным.
  2. Миозин тяжелой цепи (MyHC) иммуно-пятно для визуализации миотубевейс
    1. Семена 50000 пуромицин-устойчивых C2C12 клеток на камеру в 8 хорошо камеры слайд в 500 л полного DMEM. Культурные клетки до тех пор, пока они не достигнут 95% слияния в полном DMEM (около 24 ч).
    2. Чтобы вызвать дифференциацию, переключитесь с полного DMEM на 500 л dMEM без сыворотки (день 0 дифференциации). В нужное время (ы), аспирировать средние и промыть клетки 3x с 0,5 мл PBS.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните все следующие шаги на RT.
    3. Исправьте клетки с 0,2 мл 4% параформальдегида (PFA), разбавленного в PBS в течение 15 мин. Промыть клетки с 0,5 мл PBS 3x на 5 мин каждый.
      ВНИМАНИЕ: PFA является опасным. Примите соответствующие меры предосторожности и отбросьте раствор параформальдегида в качестве опасных отходов.
    4. Утолить PFA с 0,2 мл 0,5 м глицина в PBS в течение 5 мин. Промыть клетки с 0,5 мл PBS 3x на 5 мин каждый.
    5. Инкубировать клетки с 0,2 мл 0,1% неионических сурфактант / моющее средство (Таблица материалов) в PBS в течение 10 мин, чтобы проницать клеточной мембраны. Блок с 0,2 мл 5% бычьей сыворотки альбумина в PBS для 1 ч. Промыть клетки с 0,5 мл PBS 3x на 5 мин каждый.
    6. Инкубировать клетки с 0,2 мл антител MyHC (1:200 в PBS) для 2 ч. Промыть клетки с 0,5 мл PBS 3x на 5 мин каждый.
    7. Инкубировать клетки с 0,2 мл козьего-анти-мыши родамин красно-конъюгированных вторичных антител (1:200 в PBS). Промыть клетки с 0,5 мл PBS 3x на 5 мин каждый.
    8. После удаления PBS количественно, добавить одну каплю монтажа среды, содержащей 4 ",6-диамидино-2-фенилиндол (DAPI) на камеру. Coverslip и вылечить монтаж среды в соответствии с инструкциями производителя. Печать с лаком для ногтей.
    9. Наблюдайте клетки C2C12 с помощью флуоресцентного микроскопа с помощью соответствующего набора фильтров.
  3. Оценка эффективности нокдауна с помощью количественной реакции полимеразы в реальном времени (qRT-PCR)
    1. Культура C2C12 клеток в условиях дифференциации в 12 пластин, как описано в разделе 3.1.
    2. В нужное время (ы), удалить дифференциациисреды,промыть клетки один раз с 1 мл PBS, и добавить 0,5 мл реагента экстракции РНК ( Таблица материалов ) в скважине. Лизет клетки, тщательно пипетки вверх и вниз и передачи лизата клетки стерильной 1,5 мл реакционной трубки. Изолировать РНК, тщательно следуя протоколу производителя.
      ВНИМАНИЕ: Реагент экстракции РНК содержит фенол. Его следует использовать под капотом дыма. Сбор РНК добычи реагентов отходов и утилизировать в качестве опасных отходов. Следователи должны носить соответствующее средства индивидуальной защиты.
    3. Растворите окончательный гранулы РНК в 20 зл диэтил-пирокарбонат (DEPC) обработанной воды. Определить количество и качество подготовки РНК с помощью спектрофотометра и определить соотношение A260/A280 в качестве меры качества.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Типичная урожайность от 1 скважины из 12 пластины скважины составляет 5-7 мкг общей РНК с соотношением A260/A280 1,8 х 2.
    4. Чтобы переварить остаточную совместно очищенную геномную ДНК, разбавьте 1 мкг РНК в общем объеме 8 злиц очищенной DEPC воды в трубке ПЦР. Добавьте 1 кЛ 10-кратного буфера реакции и 1 кЛ DNase I (1 единица/л)(Таблица материалов)и инкубировать в течение 15 мин. Добавить 1 кЛ стоп-раствора (25 мМ EDTA) и инкубировать при 70 градусах по Цельсию в течение 10 минут.
    5. Для создания cDNA, объединить 10 л DNase обработанных РНК с 10 зл 2x обратной транскриптазы мастер смеси, содержащие обратную транскриптазу, случайные грунтовки, 4 мМ dNTP смесь (1 мМ каждый из dATP, dTTP, dGTP, и dCTP), и обратный буфер реакции транскриптазы. Инкубировать реакцию в термоцикле, используя программу в соответствии с рекомендацией производителя. Разбавить кДНК водой в соотношении 1:5.
    6. Для подготовки реакции qRT-PCR, объедините 5 qL sYBR зеленый qPCR мастер смеси с 0,5 л гена конкретных вперед и обратный грунтовки (запас: 10 мкм), соответственно, и 2 Зл DEPC-обработанной воды на реакцию. Реакция Pipette qPCR в одном колодце пластины qRT-PCR и добавить 2 злиц разбавленной кДН. Настроили три технических репликата для каждой биологической репликации и включите ген домашнего хозяйства, такой как Gapdh или Hprt1.
    7. Усилируйте продукт ПЦР термоциклом qRT-PCR, используя следующую программу: 50 градусов по Цельсию на 2 мин (активация уракила-ДНК гликосилазы) и 95 градусов по Цельсию за 2 мин (активация полимеразы двойного замка), 40 циклов по 95 градусов по Цельсию на 15 с, 60 градусов по Цельсию на 30 с и 72 градуса.
    8. Количественные результаты qRT-PCR с использованием метода DDCt нормализации для домашнего гена, таких как Gapdh или Hprt1.
  4. Оценка эффективности нокдауна по западным промотированием
    1. Семена 300000 пуромицин-устойчивых c2C12 клеток на хорошо в 6 хорошо пластины для западного анализа подись. После 24 ч, изменить средний на сыворотки без DMEM инициировать дифференциацию (день 0 дифференциации).
    2. В нужное время (ы), собрать два 1 мл без сыворотки кондиционированной среде в 1,5 мл реакционную трубку и центрифугу в течение 5 минут при 500 х г на RT, чтобы удалить отдельные клетки и мусор клеток.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг необходим только в том случае, если исследованы белки ECM или другие выделяемые белки в условной среде. Если интересующий белок локализован в цитоплазме или связан мембраной, аспирируй среду клеточной культуры и продолжайте этапы лизиса клетки (3.4.7–3.4.12). Лиза клетки должны быть выполнены параллельно с выпадением белка из сыворотки свободной кондиционированной среде, чтобы свести к минимуму протеолитическую деградацию и другие непредвиденные последствия длительного хранения клеточного слоя.
    3. После центрифугации, передача 1 мл условного среднего в новой 1,5 мл реакционной трубки и осадки белков, добавив 0,391 мл смеси трихлороацетической кислоты (TCA) и неионных сурфакт/моющее средство. Кратко вихрь смеси и инкубировать в течение 10 минут на льду.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте смесь протеинового осадка непосредственно перед использованием, сочетая 0.252 мл 55% TCA и 0.139 мл 1% неионических сурфактант/моющее средство на мл условной среды и вихря кратко. Раствор становится мутным.
      ВНИМАНИЕ: TCA коррозионный и должны быть обработаны надлежащим образом.
    4. Пеллети осажданные белки по цене 16 000 х г в течение 10 мин при 4 градусах Цельсия. Отбросьте супернатант.
      ВНИМАНИЕ: Супернатант содержит TCA и должен быть собран отдельно и утилизирован в качестве опасного материала.
    5. Вымойте протеиновые гранулы 3x с ледяным ацетоном и центрифугой каждый раз по цене 16 000 х г в течение 10 мин при 4 градусах Цельсия.
    6. Воздушно-сухой протеиновый гранулы в течение 3-4 мин на РТ и растворяется в 50 л 1x натрия dodecyl сульфат полиакриламимид гель электрофорекс (SDS-PAGE) образец буфера (50 мм Tris pH 6.8, 2% SDS, 6% глицерол, и 0,004%% % рмофофор синий, добавка с 5%. Отварить образец в течение 5 мин при температуре 95 градусов по Цельсию и использовать для западного blotting для обнаружения желаемого белка цели с помощью стандартных процедур.
      ВНИМАНИЕ: К-Меркаптоэтанол пахучий и токсичный и должен быть обработан в дымовой капот.
    7. Для внутриклеточных и мембранных связанных белков, промыть клеточный слой один раз с 2 мл PBS.
    8. Добавьте 1 мл PBS и выбить клетки, выскабливая их из колодца с помощью скребка клетки. Собирайте клетки в реакционную трубку 1,5 мл и центрифугу при 3420 х г в течение 3 мин при 4 градусах Цельсия. Вымойте клетку гранулы 3x с 1 мл PBS и центрифуги на 3420 х г в течение 3 мин при 4 Градуса Х каждый раз.
    9. Для выщелачивания клеток, повторно приостановить клеточные гранулы в 0,2 мл буфера лисиса (20 мм Tris-HCl pH 7.5, 150 мМ NaCl, 1 мМ Na2EDTA, 1 мМ EGTA, 1% NP40, 1% дезоксихолят натрия, 2,5 мМ пирофосфат натрия, 1 ММ-глицерофосфат, и 1 мМ ортовантоват натрия 3 mM.
    10. Ультрасоникат на 15 с на льду с мощностью 10 на рабочей частоте 23 кГц.
    11. Удалите клеточный мусор центрифугированием при 13 680 х г в течение 20 мин при 4 градусах Цельсия. Соберите супернатант в новой 1,5 мл реакционной трубки и определить концентрацию белка с помощью коммерческого брэдфордского анализа или любого другого подходящего метода.
    12. Для каждого образца смешайте 100 мкг белка с 5-кратным буфером проб SDS-PAGE в общем объеме 60 кл и кипятите в течение 5 мин при температуре 95 градусов по Цельсию. Проанализируйте образцы стандартными западными процедурами промотирования на наличие желаемого целевого белка.

Результаты

Отбор пуромицин-резистентного C2C12 может быть достигнут через 10–14 дней после трансфекции за счет эффективной ликвидации неустойчивых, т.е. нетрансинфицированных клеток(рисунок 1В). Как правило, более 80% клеток отделиться от клеточной культуры блюдо и эти клетки ...

Обсуждение

Мы описываем здесь протокол для стабильного нокдауна белков ECM в миобластах C2C12 и для фенотипического анализа дифференциации миобластов C2C12 в миотубы. Несколько факторов определяют исход эксперимента и должны быть тщательно рассмотрены. Поддержание клеток C2C12 в фазе пролиферации явля?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

D.H. поддерживается Национальными институтами здравоохранения (Национальный институт артрита и заболеваний опорно-мостов, NIAMS, номер гранта AR070748) и семенной фонд от Лени и Питер А. Мая Департамент ортопедии, Icahn школы медицины в Гора Синай.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
AcetoneFisher Chemical191784
AgarFisher BioreagentsBP1423
AmpicillinFisher BioreagentsBP1760-5
Automated cell counter Countesse IIInvitrogenA27977
Bradford ReagentThermo ScientificP4205987
C2C12 cellsATCCCRL-1772
Chamber slidesInvitrogenC10283
ChloroformFisher Chemical183172
DMEMGIBCO11965-092
DMSOFisher BioreagentsBP231-100
DNase I (Amplification Grade)Invitrogen18068015
Fetal bovine serumVWR97068-085
GAPDHEMD MilliporeMAB374
GlycineVWR Life Sciences19C2656013
Goat-anti-mouse secondary antibody (IRDYE 800CW)Li-CorC90130-02
Goat-anti mouse secondary antibody (Rhodamine-red)Jackson Immune Research133389
HClFisher ChemicalA144S
Incubator (Shaker)Denville Scientific Corporation1704N205BC105
MercaptoethanolAmresco, VWR Life Sciences2707C122
Midiprep plasmid extraction kitQiagen12643
Myosin 4 (myosin heavy chain)Invitrogen14-6503-82
Mounting mediumInvitrogen2086310
NaClVWR Life Sciences241
non-ionic surfactant/detergentVWR Life Sciences18D1856500
ParaformaldehydeMP199983
PBSFisher BioreagentsBP399-4
PEIPolysciences23966-1
Penicillin/streptomycin antibioticsGIBCO15140-122
PetridishesCorning353003
Polypropylene tubesFisherbrand149569C
Protease inhibitor cocktail tabletsRoche33576300
PuromycinFisher ScientificBP2956100
PCR (Real Time)Applied Biosystems4359284
Reaction tubesEppendorf22364111
Reverse Transcription Master MixApplied Biosystems4368814
RIPA bufferThermo ScientificTK274910
sh control plasmidSigma-Aldrich07201820MN
sh 3086 plasmidSigma-AldrichTRCN0000092578
sh 972 plasmidSigma-AldrichTRCN0000092579
sh 1977 plasmidSigma-AldrichTRCN0000092582
Spectrophotometer (Nanodrop)Thermo ScientificNanoDrop One C
SYBR Green Reagent Master MixApplied Biosystems743566
Trichloroacetic acidAcros Organics30145369
Trizol reagentAmbion254707
Trypan blueGIBCO15250-061
TryptoneFisher BioreagentsBP1421
Trypsin EDTA 0.25%Gibco-Life Technology Corporation2085459
Water (DEPC treated and nuclease free)Fisher Bioreagents186163
Western blotting apparatusBioradMini Protean Tetra Cell
Yeast extractFisher BioreagentsBP1422

Ссылки

  1. Tanzer, M. L. Current concepts of extracellular matrix. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 11 (3), 326-331 (2006).
  2. Hubmacher, D., Apte, S. S. The biology of the extracellular matrix: novel insights. Current Opinion in Rheumatology. 25 (1), 65-70 (2013).
  3. Sakai, L. Y., Keene, D. R. Fibrillin protein pleiotropy: Acromelic dysplasias. Matrix Biology. 80, 6-13 (2019).
  4. Iozzo, R. V., Gubbiotti, M. A. Extracellular matrix: The driving force of mammalian diseases. Matrix Biology. 71-72, 1-9 (2018).
  5. Le Goff, C., et al. ADAMTSL2 mutations in geleophysic dysplasia demonstrate a role for ADAMTS-like proteins in TGF-beta bioavailability regulation. Nature Genetics. 40 (9), 1119-1123 (2008).
  6. Dubail, J., Apte, S. S. Insights on ADAMTS proteases and ADAMTS-like proteins from mammalian genetics. Matrix Biology. 44-46, 24-37 (2015).
  7. Koo, B. H., et al. ADAMTS-like 2 (ADAMTSL2) is a secreted glycoprotein that is widely expressed during mouse embryogenesis and is regulated during skeletal myogenesis. Matrix Biology. 26 (6), 431-441 (2007).
  8. Khodabukus, A., Baar, K. The effect of serum origin on tissue engineered skeletal muscle function. Journal of Cellular Biochemistry. 115 (12), 2198-2207 (2014).
  9. Bajaj, P., et al. Patterning the differentiation of C2C12 skeletal myoblasts. Integrative Biology. 3 (9), 897-909 (2011).
  10. Mashinchian, O., Pisconti, A., Le Moal, E., Bentzinger, C. F. The Muscle Stem Cell Niche in Health and Disease. Current Topics in Developmental Biology. 126, 23-65 (2018).
  11. Hindi, L., McMillan, J. D., Afroze, D., Hindi, S. M., Kumar, A. Isolation, Culturing, and Differentiation of Primary Myoblasts from Skeletal Muscle of Adult Mice. Bio-protocol. 7 (9), 2248 (2017).
  12. Krauss, R. S., Joseph, G. A., Goel, A. J. Keep Your Friends Close: Cell-Cell Contact and Skeletal Myogenesis. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 9 (2), 029298 (2017).
  13. Lawson, M. A., Purslow, P. P. Differentiation of myoblasts in serum-free media: effects of modified media are cell line-specific. Cells Tissues Organs. 167 (2-3), 130-137 (2000).
  14. Fujita, H., Endo, A., Shimizu, K., Nagamori, E. Evaluation of serum-free differentiation conditions for C2C12 myoblast cells assessed as to active tension generation capability. Biotechnology and Bioengineering. 107 (5), 894-901 (2010).
  15. Cheng, C. S., et al. Conditions that promote primary human skeletal myoblast culture and muscle differentiation in vitro. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 306 (4), 385-395 (2014).
  16. Conejo, R., Valverde, A. M., Benito, M., Lorenzo, M. Insulin produces myogenesis in C2C12 myoblasts by induction of NF-kappaB and downregulation of AP-1 activities. Journal of Cellular Physiology. 186 (1), 82-94 (2001).
  17. Dodds, E., Dunckley, M. G., Naujoks, K., Michaelis, U., Dickson, G. Lipofection of cultured mouse muscle cells: a direct comparison of Lipofectamine and DOSPER. Gene Therapy. 5 (4), 542-551 (1998).
  18. Balcı, B., Dinçer, P. Efficient transfection of mouse-derived C2C12 myoblasts using a matrigel basement membrane matrix. Biotechnology Journal. 4 (7), 1042-1045 (2009).
  19. Xia, D., et al. Overexpression of chemokine-like factor 2 promotes the proliferation and survival of C2C12 skeletal muscle cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research. 1591 (1), 163-173 (2002).
  20. Tapia, O., Gerace, L. Analysis of Nuclear Lamina Proteins in Myoblast Differentiation by Functional Complementation. Methods in Molecular Biology. 1411, 177-194 (2016).
  21. Yamano, S., Dai, J., Moursi, A. M. Comparison of transfection efficiency of nonviral gene transfer reagents. Molecular Biotechnology. 46 (3), 287-300 (2010).
  22. Luo, J., et al. An efficient method for in vitro gene delivery via regulation of cellular endocytosis pathway. International Journal of Nanomedicine. 10, 1667-1678 (2015).
  23. Sandri, M., Bortoloso, E., Nori, A., Volpe, P. Electrotransfer in differentiated myotubes: a novel, efficient procedure for functional gene transfer. Experimental Cell Research. 286 (1), 87-95 (2003).
  24. Yi, C. E., Bekker, J. M., Miller, G., Hill, K. L., Crosbie, R. H. Specific and potent RNA interference in terminally differentiated myotubes. Journal of Biological Chemistry. 278 (2), 934-939 (2003).
  25. Antolik, C., De Deyne, P. G., Bloch, R. J. Biolistic transfection of cultured myotubes. Science's STKE. 2003 (192), 11 (2003).
  26. Shintaku, J., et al. MyoD Regulates Skeletal Muscle Oxidative Metabolism Cooperatively with Alternative NF-kappaB. Cell Reports. 17 (2), 514-526 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

156ADAMTSC2C12

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены