JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Метод доставки нервных стволовых клеток, адаптируемых для инъекционных решений или суспензий, через общую сонную артерию (мышь) или внешнюю сонную артерию (крысу) после ишемического инсульта сообщается. Инъекционные клетки широко распределены по всей паренхиме мозга и могут быть обнаружены до 30 г после родов.

Аннотация

Терапия нервной стволовыми клетками (NSC) является новым инновационным методом лечения инсульта, черепно-мозговой травмы и нейродегенеративных расстройств. По сравнению с внутричерепной доставки, внутриартерационной администрации NSCs является менее инвазивным и производит более диффузное распределение NSCs в мозге parenchyma. Кроме того, внутриартеральная доставка позволяет эффект первого прохода в циркуляции мозга, уменьшая потенциал для захвата клеток в периферических органах, таких как печень и селезенка, осложнение, связанное с периферическими инъекциями. Здесь мы подробно методологии, как у мышей и крыс, для доставки NSCs через общую сонную артерию (мышь) или внешней сонной артерии (крысы) в ipsilateral полушария после ишемического инсульта. Используя NSCs с маркировкой GFP, мы иллюстрируем широкое распространение, достигнутое во всем ипсианом полушарии грызунов в 1 г, 1 неделю и 4 недели после доставки постишемических, с более высокой плотностью в или вблизи места ишемической травмы. В дополнение к долгосрочному выживанию, мы показываем доказательства дифференциации Клеток, обозначенных GFP, на 4 недели. Подход внутриартературной доставки, описанный здесь для НСУ, может также использоваться для администрирования терапевтических соединений и, таким образом, имеет широкую применимость к различным моделям травматизма и болезней ЦНС в различных видах.

Введение

Терапия стволовыми клетками (SC) обладает огромным потенциалом в качестве лечения неврологических заболеваний, включая инсульт, травму головы и слабоумие1,,2,,3,,4,,5,,6. Тем не менее, эффективный метод доставки экзогенных ОВ в больной мозг остается проблематичным2,6,7,,8,9,10,11,12,13. SCs поставляется через периферические маршруты доставки, в том числе внутривенные (IV) или внутриперитонные (IP) инъекции, подлежат первому проходу фильтрации в микроциркуляции, особенно в легких, печени, селезенки и мышц8,9 ,139,,14, увеличивая шансы накопления клеток в нецелевых областях. Инвазивный внутрицерковный метод инъекций приводит к локализованному повреждению тканей головного мозга и очень ограниченному распределению ОВ вблизи места инъекции2,,6,,8,,14,,15,,16. Недавно мы создали метод внутриартериальной инъекции на основе катетера для доставки экзогенных нейронных ОВ (НСК), который описан здесь в модели грызунов фокусного ишемического инсульта. Мы вызываем переходные (1 ч) ишемии реперфузии травмы в одном полушарии с помощью силиконовой резиновой покрытием нити захлепыть левой средней мозговой артерии (MCA) в мыши или крысы17,18,19. В этой модели мы воспроизводили примерно 75-85% депрессии мозгового кровотока (CBF) в ipsilateral полушария с лазерным доплером или лазерной пятнышко изображения17,19, уступая последовательного неврологического дефицита17,18,19.

Для экономии времени, видео установлен играть в два раза нормальной скорости и рутинных хирургических процедур, таких как подготовка кожи и раны закрытия с швом и использования и установки моторизованного шприц насоса не представлены. Метод внутриартерационной доставки НСК демонстрируется в контексте окклюзии средней мозговой артерии (МКАД) модели экспериментального инсульта у грызунов. Поэтому мы включаем транзиторную процедуру ишемического инсульта, чтобы потом продемонстрировать, как проводится вторая операция, внутриартеральная инъекция, с использованием предыдущего хирургического участка на том же животном. Осуществимость внутриартературной доставки НСК в моделях грызунов демонстрируется путем оценки распределения и выживаемости экзогенных НСК. Эффективность НСК-терапии для ослабления патологии мозга и неврологической дисфункции будет сообщено отдельно.

протокол

Все процедуры по животным были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными (IACUC) Университета Кентукки, и была приняты надлежащие меры для минимизации стресса или боли, связанных с хирургическим вмешательством.

1. Подготовка инъекционных катетеров и хирургических крючков

  1. Построить инъекционный катетер(рисунок 1). Соберите необходимые материалы, включая: MRE010, MRE025, и MRE050 трубки, 20 G, 26 G и 27 G инъекции иглы (Рисунок 2A), 600 песка наждачной бумагой, суперклей и двухкомпонентной 5-минутной эпоксидной смолы.
    1. Вырезать 20 G и 26 G иглы на 1 см от иглы концентратор и полировать конец на наждачной бумаге(Рисунок 2B). Промыть иглы с 10 мл двойной дистиллированной воды для очистки иглы скважины.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используются два различных дизайна (Рисунок 1) используются. Дизайн 1 имеет один разъем и используется для впрыска растворов или суспензий. Дизайн 2 имеет 20 G и 26 G Luer блокировки разъемы для инъекций клеток (20 G иглы) и флеш мертвого объема (26 G иглы) для обеспечения доставки полного объема НСК-содержащих раствора.
  2. Дизайн 1: Вставьте катетер длиной 3-4 см MRE010 в катетер ДЛИНой 15 см и закрепите суперклеем.
    1. Подключите другой конец трубки MRE025 к сегменту катетера MRE050 и закрепите суперклеем. Вставьте притупленную 20 Г иглу в оставшийся конец катетера MRE050 и закрепите суперклеем(рисунок 1).
    2. Дальнейшее укрепление сайтов соединения с эпоксидным клеем. Эта конструкция катетера является оптимальной для инъекций реагентов (например, химических или лекарственных растворов или других биологических препаратов, таких как цитокины).
  3. Конструкция 2: Вставьте катетер длиной 3-4 см в катетер MRE010 длиной 15 см и закрепите суперклеем.
    1. Подключите другой конец трубки MRE025 к сегменту катетера MRE050 и закрепите суперклеем. Вставьте притупленную иглу 20 G в оставшийся конец катетера MRE050 и закрепите суперклеем.
    2. Вставьте притупленную иглу 26 G в трубку MRE050 возле кончика первой иглы, следуя направлению потока инъекций, и закрепите суперклеем(рисунок 1 и рисунок 2C). Укрепите как иглы, так и сегмент трубки MRE050 с прозрачной эпоксидной смолой(рисунок 2C). Эта конструкция позволяет инъекции раствора транспортного средства через иглу 2 (26 G) после инъекции NSC через иглу 1 (20 G), чтобы промыть мертвый объем в катетер в циркуляцию мозга, достижение более точного контроля объемов инъекций.
    3. Используйте 20 G иглы для инъекций NSC для того, чтобы свести к минимуму ущерб NSCs, которые могут негативно повлиять на жизнеспособность.
  4. После строительства, промыть катетеры с 10 мл двойной дистиллированной воды, а затем 70% этанола, а затем впитать их в 70% этанола на ночь.
  5. Перед операцией удалите катетеры из 70% этанола и заподощите 10 мЛ стерильных PBS и поместите их в автоклаведную хирургическую коробку для хранения и транспортировки.
  6. Подготовка хирургических крючков
    1. Вырезать 1,5- 2 см длиной иглы вал от 27 G иглы, и польский обоих концах на наждачной бумаге до скучной. Затем используйте небольшой гемостатический зажим, чтобы согнуть вал в крючок на одном конце и кольцевая форма на другом конце.
    2. Вставьте 10-15 см в длину MRE025 катетер через кольцо и обеспечить с четкой хирургической лентой(Рисунок 2D). Сделайте еще 2 крючка с помощью того же метода.
    3. Замочите все крючки и катетерные системы в 70% этанола до использования.

2. Подготовка животных: Доставка, жилье, адаптация к окружающей среде

  1. В этом исследовании были использованы самцы и самки мышей C57BL/6 (10-12 недель, n'10/time point) и wistar крыс (10-12 недель, n'10).
  2. Дом их в экологически контролируемых животных виварий с пищей и водой ad libitum.
  3. Позвольте им адаптироваться к окружающей среде по крайней мере за 1 неделю до операции инсульта.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Одна мышь и одна крыса умерли в 1 г после операции инсульта и одна мышь была усыплена на 3 d после инсульта до инъекции НСК по гуманным причинам из-за тяжелого паралича.

3. Культура мыши и крысы нервных стволовых клеток (NSCs)

ПРИМЕЧАНИЕ: NSCs были изолированы и культурные следующие установленный протокол20.

  1. Мыши
    1. Изолировать дикий тип (WT) и GFP-помеченные NSCs из эмбриональной коры E18 от приурочен-беременности женщин C57BL/6 мышей в паре с GFP-положительных мышей мужского пола (B6 ACTb-EGFP). Чтобы определить эмбрионы GFP (Я), наблюдайте за собранными эмбрионами на флуоресценции микроскоп с помощью канала FITC. Эмбрионы GFP (Я) дают зеленый сигнал флуоресценции, в то время как эмбрионы WT показывают только слабую автоматическую флуоресценцию(рисунок 3A).
  2. Крыса
    1. Изолировать НСК из субвентрикулярной зоны (СВЗ) молодых взрослых крыс WT. Этикетка их с DiI незадолго до инъекции в соответствии с инструкциями производителя21.
  3. Культура мыши или крысы NSCs, пока они не развиваются в нейросферы, и прохождение их, когда диаметр сферы достигает около 100 мкм (Рисунок 3B). Используйте НСК для инъекций между проходами 3 и 5.
  4. Проверить их свойства стволовых клеток с помощью эмбриональной панели маркера стволовых клеток (Рисунок 3C).
  5. В день инъекции собирайте сферы НСК и разъединяйте с раствором клеточного отсоединения, приостанавливайте в кальцие и магние ПБС до концентрации 107 клеток/мЛ, и выделяйте на мокрый лед до инъекции.

4. Хирургическая подготовка

  1. Перед операцией отметьте точку на коммерческом шве MCAO серебряной маркерной ручкой на 9 мм (для мыши) или 15 мм (для крыс) от наконечника для хирургического ссылки длины вставки. Автоклав хирургические инструменты (ножницы, щипцы) и инструменты перед каждой операцией, и тепло стерилизовать их в стеклянный шарик стерилизатор между операциями.
  2. Индуцировать анестезию у животных с 5% изофлуран через ингаляцию и поддерживать анестезию с 1-2% изофлуран. Оцените глубину анестезии путем наблюдения за общими состояниями (дыхание, движение усов и спонтанная коррекция осанки тела), рефлектор роговицы и реакция на щепотку ног.
  3. Положите животное на спине на грелку, и подготовить хирургическое место на животных путем отсечения и очистки с бетадин раствор следуют 70% этанола. Защитите глаза животного от высыхания, применив во время операции офтальмологическую мазь (например, искусственную слезоточивую мазь).
  4. У хирургов тщательно скраб руки с бактериозицидным скрабом и носить маску, стерильные перчатки, и чистый лабораторный слой.

5. Операция по окклюзии средней мозговой артерии (MCAO)

ПРИМЕЧАНИЕ: Операции по индуцировать ишемический инсульт в одном полушарии мыши или крысы похожи тем, что шов вводится во внутреннюю сонную артерию (ICA) для окклюде кровотока (Рисунок 4)17,18,19,22. Тем не менее, артерия, выбранная для вставки шва, отличается в зависимости от имеющегося места работы, необходимого для последующей инъекции стволовых клеток. Крыса имеет достаточно места во внешнем сегменте сонной артерии (ЭКА), чтобы разрешить две отдельные, последовательные операции (инсульт и инъекция НСК), но мышь не делает, требуя альтернативного подхода. Инсульт индуцированных изменений мозгового кровотока, мозг инфаркта размера и неврологических дефицитов были зарегистрированы, как и в предыдущих докладах авторов17,18,19.

  1. Чтобы вызвать ишемический инсульт, начните операции на мышах и крысах с разрезом средней линии на области шейки матки, а также изоляцией левой общей сонной артерии (CCA), ECA и ICA(рисунок 4). Упражнение осторожность, чтобы не растягивать, вытеснять или сжать CCA или блуждающего нерва. Поскольку выбор артерий и хирургических шагов отличаются после этого, MCAO хирургии на мышь и крыса будет описана отдельно.
  2. MCAO хирургии на мышке (Рисунок 4A)
    1. Поместите три плетеные 6-0 нейлоновые швы под CCA(Рисунок 4A, шаг 1), и сделать один жесткий хирургический узел, чтобы окклюзии судна как можно дальше от бифуркации, как это возможно, используя проксимальную строку (Рисунок 4A, шаг 2). Обрезать шов концы.
    2. Сделайте slipknot на дистальной стороне CCA (осторожно: не чрезмерно затягивать, как он будет выпущен в шаге 6) и один свободный slipknot между двумя затянутыми узлами(Рисунок 4A, шаг 2).
    3. Вырезать небольшой разрез (я 1'4 - 1/3 окружности) близко к проксимальному узлу на CCA с микросциссорами(рисунок 4A, шаг 3), и тщательно вставьте коммерческий силиконовый резиновый покрытием 7-0 твердых нейлоновых шов(рисунок 4A, шаг 4). Безопасный этот шов с средней строки, ужесточение достаточно (Рисунок 4A, шаг 5), чтобы обеспечить не утечка крови из разреза и не движение силиконовой резины покрытием нейлоновой нити на задний поток из ICA, в то же время позволяет продвижение шва к ECA с нежным толчок пинцетом.
    4. Отпустите верхний (дистальный) slipknot(Рисунок 4A, шаг 6) и заранее нейлоновый шов в ICA, пока его кончик проходит бифуркации на 9 мм (с использованием серебряного маркера на шве в качестве ссылки). Затяните два верхних slipknots для обеспечения шва и предотвращения обратного потока крови.
    5. Снимите нить 1 ч позже(Рисунок 4A, шаг 7) и ligate CCA с помощью среднего узла для предотвращения кровотечения(Рисунок 4A, шаги 5-7 в обратном порядке, окончательные результаты, как видно в шаге 8). Отпустите верхний узел. Закройте рану хирургическим швом 4-0.
  3. MCAO хирургии на крысы (Рисунок 4B)
    1. Поместите два плетеные 6-0 нейлоновых швов под ECA(Рисунок 4B, шаг 1), и сделать один плотный узел в дистальном конце, насколько это возможно(Рисунок 4B, шаг 2).
    2. Поместите зажимы сосуда на ICA и CCA, чтобы окклюзии артериального кровотока(Рисунок 4B, шаг 3). Slipknot может быть использован в качестве альтернативы для судна клип.
    3. Сделайте небольшой разрез на ECA с микросциссорами(рисунок 4B,шаги 3-4), вставьте коммерческую силиконовую резину с покрытием 6-0 нейлоновой нити(рисунок 4B, шаг 5), и закрепите правильно с slipknot на ECA.
    4. Отпустите зажим судна на ICA, заранее нити в ICA до серебряного маркера (15 мм) достигает бифуркации(рисунок 4B, шаг 6), а затем обеспечить шов с2-го узла на ECA(Рисунок 4B, шаг 6).
    5. После 1 ч ишемии, снять эту нить и ligate разрез для предотвращения кровотечения(Рисунок 4B, шаг 7), удалить зажим сосуда из CCA (окончательный результат, как в шаге 8), и закрыть рану с 4-0 хирургического шва.

6. Восстановление

  1. После операции по инсульту поместите животных на грелку до тех пор, пока они полностью не приретают сознание.
  2. Обеспечить анальгезию через подкожную инъекцию. Верните животных в свои домашние клетки с доступом к воде и пищевой рекламе libitum.

7. Внутриартеральная инъекция

  1. Вымойте весь катетер с 70% этанола и замочить на ночь до использования. Непосредственно перед инъекцией подключите замок иглы Luer стерильным шприцем и промойте всю люменную сторону катетерной системы 10 мЛ стерильных PBS.
  2. Временное окно и подготовка к инъекциям НСК
    ПРИМЕЧАНИЕ: Основываясь на опыте и отчетах других исследовательских групп, сроки инъекций НСК имеют решающее значение для выживания как субъектов, так и экзогенных НСЦ. В нашем экспериментальном исследовании, инъекции NSCs на ранних точках времени (в течение первых 6 ч после реперфузии) привели к более высокой смертности. Таким образом, мы протестировали более поздние точки времени инъекций и определили временной промежуток между 2 d (48 h) до 3 d (72 h) после инсульта является безопасным и терпимым для животных, и эффективен в достижении внутрипаренхимального распределения NSCs. Результаты, представленные здесь от животных, полученных НСК инъекции на 3 d после травмы.
    1. Установите скорость инъекции шприца насоса на 20 мл/мин для мышей и 50 мл/мин для крыс. Чрезмерная скорость или продолжительность инъекций может привести к системной перегрузке объема, к которой мыши более уязвимы, чем крысы.
    2. Короче говоря, в 3 д после операции инсульта, анестезировать животных с изофлураном и положите их на грелку.
    3. Вновь открыть рану шейки матки и разоблачить ECA, ICA и CCA снова (Рисунок 5, шаг 1). Как и в операциях инсульта, определить маршрут инъекции на основе вида. Используйте CCA для инъекций НСК в мышь, и ECA длякрысы 23.
  3. Внутриартеральная инъекция через CCA в мыши
    1. Поместите два 6-0 плетеные нейлоновые швы под CCA. Создайте свободный slipknot с каждым из них между бифуркации и нижних узлов от предыдущей операции инсульта(Рисунок 5, шаг 2).
    2. Затяните верхний slipknot, а затем сделать небольшой разрез над нижним узлом(рисунок 5, шаг 3). Вставьте катетер MRE010 через разрез(рисунок 5,шаг 4) и закрепите средним узлом, не блокируя поток впрыска(Рисунок 5,шаг 5). Обратный поток крови должен быть виден в катетере при высвобождении верхнего узла и регулировке положения катетера.
    3. Поместите зажим сосуда на ECA, введите 1 х 106 GFP-NSCs через этот катетер на 20 л/мин в течение 5 минут с помощью насоса шприца, а затем заподлицо с 50-100 мл PBS с той же скоростью.
    4. После инъекции, ligate CCA выше разреза с верхней скольжения узел и снять катетер MRE010(Рисунок 5, шаг 6). Затяните и обрежьте средний узел и верхний узел. Снимите зажим сосуда от ECA. Обратитесь к окончательному изображению на рисунке 5, шаг 7.
    5. Закройте рану хирургическим швом 4-0.
    6. После обеспечения адекватного восстановления на грелке и подкожной обезболивающей инъекции, вернуть животных в их домашнюю клетку.
  4. Внутриартеральная инъекция через ЭКА в крысах
    1. Временно окклюзия ECA и CCA с зажимами сосудов(Рисунок 5, шаг 2).
    2. Сделайте небольшой разрез на проксимальной стороне ECA(рисунок 5,шаг 3), вставьте катетер MRE010 и закрепите узлом(рисунок 5, шаг 4).
    3. Удалите оба зажима сосуда, введите 5 х 106 НСЦ в 100 мл PBS при 50 мл/мин в течение 2 минут, а затем заподлицо с 50-100 мл PBS(Рисунок 5, шаг 5) с той же скоростью, используя моторизованный насос шприца.
    4. После инъекции, окклюзии CCA и ECA с сосудами снова и ligate ECA на проксимальной стороне второго разреза после снятия инъекционного катетера(Рисунок 5, шаг 6).
    5. Удалите два сосуда клипы(Рисунок 5, шаг 7) и закрыть рану с 4-0 хирургического шва.
    6. После обеспечения адекватного восстановления на грелке и подкожной обезболивающей инъекции, вернуть животных в их домашнюю клетку.
  5. Гистологический анализ
    1. Соберите мозги у мышей и крыс, которые получили ишемический инсульт с последующим введением НСЦ или транспортного раствора после эвтаназии и интракардиальной перфузии с 4% параформальдегидом при 1 д (мышь и крыса), 7 d (мышь) и 30 d (мышь) после инъекции. Каждая из этих четырех групп состояла из 5 НСК и 5 транспортных средств, впрыснутых животных.
    2. Исправить мозги на ночь и криоконсервать в 30% сахарозы для 3 d.
    3. Встраивать мозги в OCT, нарезать толщиной 40 мкм, и изучить распределение NSCs после иммуносеи с клеточными специфическими маркерами, в том числе глиальный фибриллярный кислый белок (GFAP, астроциты), Tuj1 (зрелые нейроны), и doublecortin (DCX, незрелые нейроны).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за отсутствия штамма крысы, который выражает GFP, мы использовали DiI, переходный флуоресцентный ярлык, для крыс NSCs, который позволяет только относительно краткосрочные наблюдения. Следовательно, распределение NSC было только расмотрено на 1 d после хода в крысах.

Результаты

GFP-помеченные NSCs были легко обнаружены в ишемическом мозге, в основном в ипсиаманом полушарии, особенно в полутени и вдоль обод травмы (Рисунок 6). Эксперт был однослеп в ходе визуализации и анализа.

Например, в 1 г после инъекции, NSCs были обнаружены в гиппока...

Обсуждение

Терапия стволовыми клетками неврологических заболеваний все еще находится на ранней исследовательской стадии. Одной из основных проблем является отсутствие установленного метода для достаточной доставки НК или НСК в мозг.

Хотя экзогенные CS/NSCs могут быть обнаружены в г...

Раскрытие информации

Ни один.

Благодарности

Это исследование было поддержано следующим образом: AHA Award 14SDG20480186 для LC, Тема инновационная команда Шаньси Университета китайской медицины 2019-ЗН07 для B, и Кентукки спинного мозга и головы травмы научно-исследовательский целевой грант 14-12A для KES и LC.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
20 G needleBecton & DickinsonBD PrecisionGlide 305175preparation of injection catheter
26 G needleBecton & DickinsonBD PrecisionGlide 305111preparation of injection catheter
27 G needleBecton & DickinsonBD PrecisionGlide 305136preparation of injection catheter
4-0 NFS-2 suture with needleHenry Schein Animal Health56905surgery
6-0 nylon sutureTeleflex/Braintree Scientific104-ssurgery
AccutaseSTEMCELL Technologies7922cell detachment solution
bladeBard-Parker10surgery
Buprenorphine-SR LabZooPharmBuprenorphine-SR Lab®analgesia (0.6-1 mg/kg over 3 d)
Calcium/magnisum free PBSVWR02-0119-0500NSC dissociation
DCX antibodyMilliporeAB2253immunostaining
GFAP antibodyInvitrogen180063immunostaining
IsofluraneHenry Schein Animal Health50562-1surgery
MCAO filament for mouseDoccol702223PK5Resurgery
MCAO filament for ratDoccol503334PK5Resurgery
MRE010 catheterBraintree ScientificMRE010preparation of injection catheter
MRE025 catheterBraintree ScientificMRE025preparation of injection catheter
MRE050 catheterBraintree ScientificMRE050preparation of injection catheter
Nu-Tears OintmentNuLife PharmaceuticalsNu-Tears Ointmenteye care during surgery
S&T Forceps - SuperGrip Tips JF-5TC AngledFine Science Tools00649-11surgery
S&T Forceps - SuperGrip Tips JF-5TC StraightFine Science Tools00632-11surgery
SupergluePacer Technology15187preparation of injection catheter
syringe pumpKent ScientificGenieTouchsurgery
Tuj1 antibodyMilliporeMAb1637immunostaining
two-component 5 minute epoxyDevcon20445preparation of injection catheter
Vannas spring scissorsFine Science Tools15000-08surgery
vascular clampsFine Science Tools00400-03surgery
Zeiss microscopeZeissAxio Imager 2microscopy

Ссылки

  1. Wang, Y. Stroke research in 2017: surgical progress and stem-cell advances. The Lancet. Neurology. 17, 2-3 (2018).
  2. Bliss, T., Guzman, R., Daadi, M., Steinberg, G. K. Cell transplantation therapy for stroke. Stroke. 38, 817-826 (2007).
  3. Boese, A. C., Le, Q. E., Pham, D., Hamblin, M. H., Lee, J. P. Neural stem cell therapy for subacute and chronic ischemic stroke. Stem Cell Research & Therapy. 9, 154 (2018).
  4. Kokaia, Z., Llorente, I. L., Carmichael, S. T. Customized Brain Cells for Stroke Patients Using Pluripotent Stem Cells. Stroke. 49, 1091-1098 (2018).
  5. Savitz, S. I. Are Stem Cells the Next Generation of Stroke Therapeutics. Stroke. 49, 1056-1057 (2018).
  6. Wechsler, L. R., Bates, D., Stroemer, P., Andrews-Zwilling, Y. S., Aizman, I. Cell Therapy for Chronic Stroke. Stroke. 49, 1066-1074 (2018).
  7. Muir, K. W. Clinical trial design for stem cell therapies in stroke: What have we learned. Neurochemistry International. 106, 108-113 (2017).
  8. Guzman, R., Janowski, M., Walczak, P. Intra-Arterial Delivery of Cell Therapies for Stroke. Stroke. 49, 1075-1082 (2018).
  9. Misra, V., Lal, A., El Khoury, R., Chen, P. R., Savitz, S. I. Intra-arterial delivery of cell therapies for stroke. Stem Cells and Development. 21, 1007-1015 (2012).
  10. Argibay, B., et al. Intraarterial route increases the risk of cerebral lesions after mesenchymal cell administration in animal model of ischemia. Scientific Reports. 7, 40758 (2017).
  11. Kelly, S., et al. Transplanted human fetal neural stem cells survive, migrate, and differentiate in ischemic rat cerebral cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 11839-11844 (2004).
  12. Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research. Journal of Neuroscience Research. 87, 1718-1727 (2009).
  13. Fischer, U. M., et al. Pulmonary passage is a major obstacle for intravenous stem cell delivery: the pulmonary first-pass effect. Stem Cells and Development. 18, 683-692 (2009).
  14. Misra, V., Ritchie, M. M., Stone, L. L., Low, W. C., Janardhan, V. Stem cell therapy in ischemic stroke: role of IV and intra-arterial therapy. Neurology. 79, 207-212 (2012).
  15. Muir, K. W., Sinden, J., Miljan, E., Dunn, L. Intracranial delivery of stem cells. Translational Stroke Research. 2, 266-271 (2011).
  16. Boltze, J., et al. The Dark Side of the Force - Constraints and Complications of Cell Therapies for Stroke. Frontiers in Neurology. 6, 155 (2015).
  17. Huang, C., et al. Noninvasive noncontact speckle contrast diffuse correlation tomography of cerebral blood flow in rats. Neuroimage. 198, 160-169 (2019).
  18. Wong, J. K., et al. Attenuation of Cerebral Ischemic Injury in Smad1 Deficient Mice. PLoS One. 10, 0136967 (2015).
  19. Zhang, B., et al. Deficiency of telomerase activity aggravates the blood-brain barrier disruption and neuroinflammatory responses in a model of experimental stroke. Journal of Neuroscience Research. 88, 2859-2868 (2010).
  20. Walker, T. L., Yasuda, T., Adams, D. J., Bartlett, P. F. The doublecortin-expressing population in the developing and adult brain contains multipotential precursors in addition to neuronal-lineage cells. The Journal of Neuroscience. 27, 3734-3742 (2007).
  21. Progatzky, F., Dallman, M. J., Lo Celso, C. From seeing to believing: labelling strategies for in vivo cell-tracking experiments. Interface Focus. 3, 20130001 (2013).
  22. Bertrand, L., Dygert, L., Toborek, M. Induction of Ischemic Stroke and Ischemia-reperfusion in Mice Using the Middle Artery Occlusion Technique and Visualization of Infarct Area. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
  23. Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
  24. Chua, J. Y., et al. Intra-arterial injection of neural stem cells using a microneedle technique does not cause microembolic strokes. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31, 1263-1271 (2011).
  25. Potts, M. B., Silvestrini, M. T., Lim, D. A. Devices for cell transplantation into the central nervous system: Design considerations and emerging technologies. Surgical Neurology International. 4, 22-30 (2013).
  26. Duma, C., et al. Human intracerebroventricular (ICV) injection of autologous, non-engineered, adipose-derived stromal vascular fraction (ADSVF) for neurodegenerative disorders: results of a 3-year phase 1 study of 113 injections in 31 patients. Molecular Biology Reports. 46, 5257-5272 (2019).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

160

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены