JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Настоящее исследование демонстрирует высоковоспроизводимую животную модель острой регионарной ишемии миокарда и реперфузионного повреждения у кроликов, использующих левую мини-торакотомию для случаев выживания или срединную стернотомию для случаев невыживаемости.

Аннотация

Протокол предоставляет простую, легко воспроизводимую методологию индуцирования острой регионарной ишемии миокарда in situ у кролика для экспериментов без выживания и выживания. Новозеландского белого взрослого кролика усыпляют атропином, ацепромазином, буторфанолом и изофлураном. Животное интубируют и помещают на искусственную вентиляцию легких. Внутривенный катетер вводится в краевую ушную вену для инфузии лекарственных препаратов. Животное предварительно лечат гепарином, лидокаином, лактационным раствором Рингера. Срез сонной артерии проводится для получения доступа к артериальному катетеру для мониторинга артериального давления. Выбранные физиологические и механические параметры контролируются и регистрируются с помощью непрерывного анализа в режиме реального времени.

После того, как животное находится под седативным препаратом и под полным наркозом, выполняется либо торакотомия в четвертом межреберье (выживаемость), либо стернотомия по средней линии (невыживаемость). Вскрывается перикард и располагается левая передняя нисходящая артерия.

Полипропиленовый шов пропускается вокруг второй или третьей диагональной ветви артерии LAD, и полипропиленовая нить продевается через небольшую виниловую трубку, образуя петлю. Животное подвергается 30-минутной регионарной ишемии, достигаемой окклюзией LAD путем затягивания силка. Ишемия миокарда подтверждается визуально регионарным цианозом эпикарда. После регионарной ишемии лигатуру ослабляют, и сердцу дают возможность повторной перфузии.

Как в экспериментах с выживаемостью, так и без выживания функция миокарда может быть оценена с помощью эхокардиографии (ЭХО) для измерения фракционного укорочения. Для исследований, не связанных с выживаемостью, данные сономикрометрии, собранные с помощью трех цифровых пьезоэлектрических ультразвуковых зондов, имплантированных в область ишемии, и давление развития левого желудочка (LVDP) с помощью апикально введенного катетера левого желудочка (ЛЖ) могут быть непрерывно получены для оценки региональной и глобальной функции миокарда соответственно.

Для исследований выживаемости разрез закрывают, выполняют торакоцентез левой иглой для эвакуации воздуха из плевры и достигают послеоперационного контроля боли.

Введение

Сердечно-сосудистые заболевания являются ведущей причиной смерти в мире и ежегодно приводят к более чем 18 миллионам случаев смерти 1,2,3. Острый инфаркт миокарда (ИМ) является распространенным неотложным состоянием, которое развивается, когда тромб или кусочек атероматозной бляшки блокирует кровоток коронарной артерии. Это вызывает регионарную ишемию миокарда на территории, которую перфузирует артерия.

В настоящем исследовании описывается протокол, который использует простую и надежную методологию для создания острой регионарной ишемии миокарда in situ на кроличьей модели для экспериментов без выживания и выживания. Первоначальная цель этого метода состояла в том, чтобы оценить влияние митохондриальной трансплантации на модуляцию некроза миокарда и повышение постишемической функции сердца после ишемического события. Предыдущие исследования продемонстрировали возникновение митохондриальных изменений и быстрое снижение уровня высокоэнергетических фосфатов после начала ишемии и снижение подачи кислорода, что приводит к резкому уменьшениюзапасов сердечной энергии. Исследователи пытались улучшить постишемическую функцию и уменьшить некроз ткани миокарда с помощью фармакологических вмешательств и/или процедурных методов, но эти методы обеспечивают ограниченную кардиозащиту и оказывают минимальное влияние на повреждение и дисфункцию митохондрий 5,6,7. Наша команда и другие ранее показали, что повреждение митохондрий в основном происходит во время ишемии и что сократительное восстановление может быть усилено, а размер инфаркта миокарда уменьшен с сохранением дыхательной функции митохондрий во время реперфузии 8,9,10. Таким образом, мы предположили, что митохондриальная трансплантация из тканей, не затронутых ишемией, в область ишемии до реперфузии обеспечит альтернативный подход к уменьшению некроза миокарда и усилению функции миокарда. В этой статье мы подробно опишем протокол, используемый для проверки этой теории, и репрезентативные результаты, полученные в результате нашего первоначального анализа исследования.

Кроме того, несколько исследователей сосредоточились на других темах, имеющих важное значение для определения влияния ишемически-реперфузионного повреждения миокарда и разработки соответствующих терапевтических вмешательств. Одной из таких областей исследований является предобусловливание. Прекондиционирование ишемии миокарда является кардиопротекторным механизмом, активируемым кратковременным ишемическим стрессом, который приводит к снижению скорости некроза клеток сердца во время последующих эпизодов длительной ишемии. Эти механизмы могут быть активированы либо гипоксией, либо окклюзией коронарных артерий. Mandel et al. продемонстрировали, что гипоксически-гипероксическое прекондиционирование помогает поддерживать баланс метаболитов оксида азота, снижает гиперпродукцию эндотелина-1 и поддерживает защиту органов11. Кроме того, была исследована концепция дистанционного ишемического прекондиционирования, феномена, при котором прекондиционирование одного органа обеспечивает системную защиту. Ali et al. обнаружили, что у пациентов, перенесших плановую открытую операцию по поводу аневризмы брюшной аорты, дистанционное прекондиционирование, выполняемое путем периодического перекрестного пережатия общей подвздошной артерии в качестве стимула, снижало частоту послеоперационного повреждения миокарда, инфаркта миокарда и почечной недостаточности12.

Кроличьи модели обладают потенциальными преимуществами по сравнению с моделями с другими видами и десятилетиями использовались в различных сценариях, включая индукцию аритмий, глобальные и региональные модели ишемии, а также исследования сердечных сокращений, среди прочих13,14,15. Хотя сердце кролика меньше, чем у собаки или свиньи, оно достаточно большое, чтобы легко выполнять хирургические процедуры с гораздо меньшимизатратами. Часто используется кроличье сердце, так как оно очень похоже на человеческое сердце; Действительно, он имеет аналогичную скорость метаболизма, экспрессирует тяжелую цепь β-миозина и не имеет значительной ксантиноксидазы16 миокарда. Описанный здесь метод индуцирования регионарной ишемии миокарда прост, воспроизводим и экономически эффективен. Этот метод допускает как случаи невыживаемости, так и случаи выживания, поскольку индуцируется только регионарная ишемия, а не глобальная, а необходимые материалы не являются специализированными. Могут быть использованы два различных хирургических подхода (например, стернотомия и мини-торакотомия), что обеспечивает оператору и экспериментальным протоколам большую свободу с точки зрения дизайна исследования. Кроме того, процедура не требует использования искусственного кровообращения. В этом контексте минимально инвазивные подходы к аортокоронарному шунтированию стали ценной альтернативой для пациентов, нуждающихся в многососудистой реваскуляризации17,18. Эта модель может быть использована для изучения различий между этими подходами и предоставления инструмента обучения на животных для стажеров-хирургов. Кроме того, катетеризация сердца с использованием этой модели может быть полезна для физиологических исследований и/или хирургической подготовки.

Наша модель предоставляет методологию для приложений, в которых важно индуцировать регионарную ишемию миокарда и впоследствии измерять размер инфаркта, функцию миокарда и клеточные изменения. С помощью этого протокола мы смогли оценить несколько маркеров клеточной функции и адаптации к ишемии и предлагаемому терапевтическому вмешательству (т.е. митохондриальной трансплантации), изучив интернализацию органелл, потребление кислорода, синтез высокоэнергетических фосфатов и индукцию цитокиновых медиаторов и протеомных путей. Эти результаты важны для сохранения энергетики миокарда, жизнеспособности клеток и функции сердца и позволяют объективно оценить кардиопротекторные методы после ишемически-реперфузионного повреждения. Эта модель может быть использована для изучения аналогичных биологических путей и альтернатив в области постишемической патологии миокарда и восстановления.

Целью данного протокола является предоставление высоковоспроизводимой методологии индуцирования острой регионарной ишемии миокарда in situ у кроликов для экспериментов по невыживанию и выживанию. Эта модель обеспечивает методологию с высокой выживаемостью, низкой интраоперационной летальностью и минимальной заболеваемостью19. Другие модели острой регионарной ишемии миокарда были описаны с использованием радиомеченных материалов, контрастных веществ, магнитно-резонансной томографии или компьютерного моделирования20,21,22. Наш протокол обеспечивает надежную и простую методологию, которая является экономически эффективной, стабильно воспроизводимой и имеет низкие технические требования и, таким образом, может быть выполнена исследователями без хирургического опыта. Этот протокол включает в себя либо проект выживания с использованием левой мини-торакотомии, либо модель без выживания с использованием срединной стернотомии.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Это исследование было проведено в соответствии с рекомендациями Национальных институтов здравоохранения по уходу за животными и их использованию и было одобрено Комитетом по уходу за животными и их использованию Бостонской детской больницы (протокол 20-08-4247R). Все животные получали гуманный уход в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию.

1. Виды животных, анестетики и анальгетики

  1. Виды животных: Для экспериментальных исследований используют новозеландских белых кроликов (штамм дикого типа; женский пол; половозрелый возраст 15-20 недель; масса тела 3-4 кг).
  2. Обезболивающие и обезболивающие средства:
    1. Применяют атропин в дозе 0,01 мг/кг внутримышечно (в/м)
    2. Применяют ацепромазин в дозе 0,5 мг/кг в/м для начальной седации и 0,5 мг/кг внутривенно (в/в) для полной анестезии.
    3. Применяют буторфанол в дозе 0,5 мг/кг в/м.
    4. Используйте изофлуран через маску для лица с прецизионным испарением в концентрации 3% для индукции, с последующей интубацией в дозе 1%-2%, кислородом (O2) при 100% при 2 л/мин и общей анестезией в дозе 1% для поддерживающей терапии.
    5. Применяют медетомидин в дозе 0,25 мг/кг в/м.
    6. Применяют кетамин в дозе 10 мг/кг в/в.
    7. Применяют межреберную блокаду бупивакаина в месте торакотомии в дозе не более 3 мг/кг в/м.
    8. Применяют 1% лидокаин в дозе 1-1,5 мл/кг в/в.
    9. Используйте трансдермальный пластырь фентанила в дозе 1-4 мкг/кг в течение 72 ч.

2. Процедурные этапы (рисунок 1)

  1. Усыпляйте новозеландских белых взрослых кроликов однократной комбинированной внутримышечной инъекцией атропина, ацепромазина и буторфанола. Индуцируйте животное 3%-ным изофлураном через маску для лица с прецизионной системой испарения.
  2. Подготовка перед слепой эндотрахеальной интубацией (т.е. без визуализации голосовой щели)
    1. Опрыскайте гортань 1% лидокаином для профилактики ларингоспазма.
    2. Предварительно измерьте длину эндотрахеальной трубки (ЭТТ) на внешней стороне кролика от зубов до прогнозируемого киля и поместите кролика в грудное лежачее положение с вытянутой шеей.
  3. Интубировать животное с помощью манжеты педиатрического размера (внутренний диаметр 3-0 или 3-5) ETT под непрерывным ингаляционным анестетиком в дозе 1%-2% иO2 на 100% при 2 л/мин.
    1. Вставьте ЭТТ в рот и направьте его мимо тора в глотку.
    2. Продвигайте ETT до тех пор, пока кончик трубки не соприкоснется с голосовой щелью или звуки дыхания не исчезнут, указывая на то, что кончик трубки прошел через отверстие глотки.
    3. Слегка оттяните трубку до тех пор, пока звуки дыхания не восстановятся, а затем снова продвиньтесь вперед и закрепите трубку на месте.
  4. Искусственная вентиляция легких (дыхательный объем: 10 мл/кг, фракция вдохаО2: 40%, частота дыхания: 30-40 вдохов/мин, положительное давление в конце выдоха: 5-10 смН2О).
    1. Отрегулируйте FiO2 в соответствии с переносимостью для достижения сатурации O2 более92 %, измеренной с помощью пульсоксиметрии, чтобы предотвратить гипероксию, которая может спровоцировать системную воспалительную реакцию.
  5. Проверьте правильность установки ЭТТ с помощью физикального осмотра (т.е. аускультации), клинических признаков (т.е. наблюдения конденсации на конце эндотрахеальной трубки) и объективных измерений (например, углекислого газа в конце выдоха).
  6. Примерно через 10 мин введите кролику внутримышечную инъекцию медетомидина для обеспечения одновременного обезболивающего и обезболивающего эффектов.
  7. Поддерживайте общую анестезию 1% изофлураном на протяжении всей хирургической процедуры.
  8. Вставьте внутривенный катетер 22 G в краевую ушную вену и закрепите его лентой, чтобы получить периферический внутривенный доступ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Бедренная вена может быть использована в качестве альтернативного места венозного доступа.
    1. Полностью обезболивайте животное ацепромазином в/в и кетамином внутривенно.
    2. Перед разрезом вводят 1000 ЕД/мл гепарина в дозе 3 мг/кг внутривенно.
      1. Вводят 1000 ЕД/мл гепарина в дозе 3 мг/кг первоначально и повторяют дозу каждый час до конца эксперимента, чтобы поддерживать время активированного свертывания крови >400 с, в соответствии с текущим хирургическим протоколом.
    3. При необходимости вводят 1% лидокаин в/или эпикардиальную асинхронную дефибрилляцию, если во время операции возникает фибрилляция желудочков. Фибрилляция желудочков обычно прекращается одной или двумя дозами лидокаина.
    4. Перфузируйте раствор Рингера непрерывно в дозе 10 мл/кг/ч.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Учитывая небольшой объем вводимых жидкостей и короткое время операции, животные в исследованиях выживаемости в этой работе не нуждались в диурезе до экстубации или в период восстановления. Если у животного развивается ухудшение состояния легких (т.е. увеличение настроек аппарата искусственной вентиляции легких, признаки отека легких при аускультации и т.д.), рекомендуется диурез.
  9. Выполните разрез сонной артерии и установите 4 или 5 французских артериальных катетер, чтобы облегчить интраоперационный мониторинг артериального давления (АД).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Бедренная артерия может быть использована в качестве альтернативного места артериального доступа.
  10. Контролируйте и записывайте все физиологические и механические переменные с помощью непрерывного анализа в режиме реального времени.
    1. Контролируйте артериальное АД с помощью сонной артерии и регистрируйте сатурациюО2 с помощью пульсоксиметрии через датчик, размещенный на бритой лапе.
    2. Монитор с электрокардиограммой (ЭКГ) с тремя отведениями конечностей: I, II и III, и тремя вычисленными расширенными отведениями: aVL, aVR и aVF.
      1. Записывайте трассировку ЭКГ на исходном уровне до ишемии, во время ишемии, во время реперфузии и последовательно в течение 7-28 дней восстановления (при проведении исследования выживаемости).
    3. Контролируйте уровень седации путем непрерывного мониторинга АД и частоты сердечных сокращений (ЧСС).
    4. Контролируйте температуру ректальным зондом.
    5. Используйте 2D ЭХО с левой парастернальной и апикальной проекций для оценки функции миокарда в желаемые моменты времени как в случаях выживаемости, так и в случаях невыживаемости.
      1. Оцените функцию миокарда с помощью фракционного укорочения (FS), измерив конечное диастолическое расстояние левого желудочка (LVEDD) и конечное систолическое расстояние левого желудочка (LVESD) и используя следующую формулу:
        FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100
  11. Во время операции поместите животное на одеяло с циркулирующей горячей водой, чтобы поддерживать стабильную температуру тела.
  12. Подготовьте и задрапируйте животное стерильным способом:
    1. Побрейте место операции и подготовьте бетадином и 70% изопропиловым спиртом, каждый из которых наносится в трех экземплярах. Промокните участок насухо стерильными марлевыми салфетками и накройте все животное стерильными полотенцами.
  13. Левосторонняя миниторакотомия (исследования выживаемости)
    1. Выполнить межреберную блокаду в заданном месте торакотомии бупивакаином внутримышечно.
    2. Вводят 1% лидокаин в/в через ушную вену перед разрезом.
    3. Выполните левую мини-торакотомию через четвертое межреберье вдоль верхней части пятого ребра, чтобы избежать нервно-мышечного пучка, который расположен параллельно нижней поверхности каждого ребра.
      1. Выполните переднебоковую торакотомию для наилучшей визуализации переднебоковой поверхности сердца (т.е. анатомического расположения диагональных ветвей LAD).
      2. Расположите кролика левым боком, приподнятым примерно на 30°, используя подушку или мешок с фасолью.
      3. Закрепите ипсилатеральную ногу кролика над головой, чтобы освободить место как для операционного поля, так и между реберными пространствами.
      4. Пальпируйте и обведите костные ориентиры, включая ребра, грудину и лопатку, фломастером. Надрежьте кожу над пятым ребром лезвием #10. Следите за тем, чтобы разрез оставался параллельным ребру.
      5. Используйте электрокоагуляцию, чтобы разделить большую грудную мышцу и переднюю зубчатую мышцу. Разделите межприбрежные мышцы прямо над пятым ребром с помощью электрокоагуляции, чтобы сохранить сосудисто-нервный пучок.
      6. Осторожно входите в плевральную полость через четвертое межреберье с резким или тупым рассечением. Расширьте начальный разрез плевры параллельно ребру в обоих направлениях с острым или тупым рассечением до тех пор, пока не будет введен расширитель ребер или стернальный ретрактор.
    4. Поместите расширитель ребер или стернальный ретрактор в реберное пространство и расширьте, чтобы обеспечить адекватную визуализацию сердца и перикардиального мешка. Приподнимите перикард щипцами Дебейки, а перикард раскройте ножницами Метценбаума.
    5. Изоляция артерий LAD
      1. Вторую или третью диагональную ветвь артерии LAD обвести полипропиленовым швом (3-0) на конической игле. Извлеките иглу и проденьте оба конца полипропиленовой нити через небольшую виниловую трубку, чтобы образовалась петля.
      2. Поместите пластырь между петлей и коронарной артерией, чтобы не повредить коронарные артерии и/или не вызвать спазм сосудов при перевязке.
        1. С помощью щипцов Дебейки возьмите прямоугольный войлок из ПТФЭ (примерно 7 мм x 3 мм). Поместите залог между двумя полипропиленовыми нитями так, чтобы он был зажат между изолированной артерией LAD и виниловой трубкой при затягивании малого барабана.
  14. Срединная стернотомия (исследования без выживаемости)
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подход к срединной стернотомии идеально подходит для случаев, не связанных с выживанием, для которых может быть использован более инвазивный мониторинг с помощью LVDP и сономикрометрии.
    1. Выполните срединную стернотомию изогнутыми ножницами Майо. Установите стернальный ретрактор и расширьте его, чтобы обеспечить адекватную визуализацию сердца и перикардиального мешка.
    2. Приподнимите перикард щипцами Дебейки, а перикард раскройте ножницами Метценбаума.
    3. Разместим три пьезоэлектрических кристалла сономикрометрии:
      1. Сделайте три небольших надреза по 1 мм на эпикарде ЛЖ, образуя углы треугольника. Поместите пьезоэлектрические кристаллы сономикрометрии внутрь надрезов эпикарда.
      2. Закрепите провода на поверхности сердца полипропиленовым U-образным швом 5-0. При записи с помощью сономикрометрии приостановите искусственную вентиляцию легких, чтобы обеспечить точную запись в течение двух-трех сердечных сокращений.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Если сердце фибриллирует, 1% лидокаин не эффективен, и необходима эпикардиальная дефибрилляция, выключите сономикрометр и отсоедините его от системы сбора данных, чтобы защитить оба от электрического ввода.
    4. Изоляция артерий LAD:
      1. Вторую или третью диагональную ветвь артерии LAD обвести полипропиленовым швом (3-0) на конической игле.
      2. Извлеките иглу и проденьте оба конца полипропиленовой нити через небольшую виниловую трубку, чтобы образовалась петля.
      3. Поместите пластырь между петлей и коронарной артерией, чтобы не повредить коронарную артерию и/или не вызвать спазм сосудов при перевязке.
      4. С помощью щипцов Дебейки возьмите прямоугольный войлок из ПТФЭ (примерно 7 мм x 3 мм). Поместите залог между двумя полипропиленовыми нитями так, чтобы он был зажат между изолированной артерией LAD и виниловой трубкой при затягивании малого барабана.
    5. Измерение LVDP:
      1. Поместите полипропиленовый U-образный стежок 5-0 в вершину LV. Сделайте небольшой надрез 1 мм лезвием 11 в вершине LV.
      2. Введите 3-х французский баллонный катетер в просвет LV. Закрепите катетер на ЛЖ, завязав его на полипропиленовый U-образный шовный шов 5-0.
      3. Подключите катетер к датчику, подключенному к монитору, для записи LVDP. Запишите LVDP с помощью системы сбора данных (описанной ниже). Обнулите катетер для регистрации гемодинамических параметров, открыв трехходовой запорный кран в воздух и прицелив монитор.
    6. Система сбора данных
      1. Запустите систему сбора данных (см. Таблицу материалов) на используемом компьютере/ноутбуке. Подключите провод от монитора к компьютеру/ноутбуку.
      2. Выберите канал 1 в системе сбора данных и назовите его LVDP. Обнулите датчик с помощью монитора.
        ПРИМЕЧАНИЕ: При подключении БП и ЧСС к системе сбора данных выполните тот же процесс: подключите провод к ноутбуку, выберите Канал и ноль при измерении АД.
  15. Окклюзируйте коронарную артерию, затянув петлю, надавливая на виниловую трубку, одновременно натягивая полипропиленовые нити шовного материала. Поддерживайте желаемую герметичность с помощью зажима от комаров, непосредственно зажимая трубку и фиксируя ее на месте.
  16. Подтверждают ишемию миокарда визуально регионарным цианозом эпикарда. Регионарная ишемия также может быть подтверждена на ЭКГ при наличии сегмента ST и изменениях зубца Т.
  17. После визуального подтверждения индуцируют регионарную ишемию в течение 30 мин под наркозом.
    1. Через 0 мин, 10 мин, 20 мин и 30 мин во время регионарной ишемии оценивают ФС с помощью 2D ЭХО как для случаев выживаемости, так и для случаев невыживаемости.
    2. Непрерывно оценивайте LVDP и сономикрометрию в предишемическом времени, времени ишемии миокарда и постишемическом времени для случаев невыживаемости.
    3. При необходимости разграничьте зону риска, снова перевязав артерию полипропиленовым швом, оставленным на месте. Пережмите аорту и введите пигмент Monastral Blue 98% (разбавленный 1:5 в PBS) через аорту с помощью кардиоплегической иглы. Перфузионные участки миокарда окрашиваются в синий цвет, а область, подверженная риску, остается неокрашенной.
    4. Постоянно контролируйте и регистрируйте ЧСС, АД и насыщениеO2 .
    5. Дайте животному восстановиться в течение 2 ч (невыживаемость) или 28 дней (выживаемость).
      ПРИМЕЧАНИЕ: ЭКГ может быть использована для подтверждения реперфузии. Хотя гипокалиемия не наблюдалась в эксперименте, проведенном в этом исследовании, она часто может возникать во время реперфузии и может быть скорректирована с помощью контроля калия или соответствующей инфузии.
  18. Заключение процедуры
    1. Случаи выживания
      1. В случае выживания обрежьте полипропиленовую нить 3-0, используемую для силка, неплотно свяжите концы вместе и оставьте на месте. Определите зону риска и зону инфаркта полипропиленовой нитью 3-0.
      2. После завершения процедуры закройте разрез в три слоя.
        1. Закройте первый слой, завязав два стежка 2-0 полиглактин 910 в форме восьмерки вокруг ребер.
        2. Закройте мышечный и подкожный слои полидиоксаноновым швом 3-0 на ходу.
        3. Закройте кожу подкожно, используя монофиламентный шов 5-0. Используйте скрытый ходовой шов, чтобы свести к минимуму раздражение, которое чувствует животное.
      3. Откачайте плевральный воздух, выполнив торакоцентез иглой.
      4. Наложите трансдермальный пластырь с фентанилом на 72 часа, чтобы облегчить послеоперационное обезболивание.
      5. Выполните трансторакальную эхокардиографию через 1 неделю и 2 недели после операции, чтобы оценить тенденции в ФС.
      6. После заданного периода восстановления успокоите, интубируйте и обезболивайте животное, как указано выше. Выполнить срединную стернотомию. Обнажают и вскрывают перикардиальный мешок. Усыпите кролика под глубоким наркозом, удалив сердце целиком, позволив животному умереть путем обескровливания.
    2. Случаи, не связанные с выживанием
      1. После эксперимента и убедившись в глубоком обезболивании, полностью обнажите сердце, и удалите его единым блоком для биохимического и тканевого анализа. Животное умирает путем обескровливания.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

В соответствии с протоколом (рис. 1) ишемия миокарда была подтверждена сразу при прямой визуализации цианоза эпикарда.

Стандартные ЭКГ (три отведения: I, II и III и три компьютерных аугментированных отведения: aVL, aVR и aVF) регистрировались непрерывно в преишемию...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Наш протокол демонстрирует надежную методику выполнения острой регионарной ишемии миокарда у кролика. Левосторонняя миниторакотомия идеально подходит для случаев выживания, в которых разрез и связанная с ним боль должны быть сведены к минимуму. Важно отметить, что диуретическая тера...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о каких-либо конфликтах интересов, финансовых или иных.

Благодарности

Оригинальное исследование, в котором использовался этот протокол, было поддержано грантами Национального института сердца, легких и крови HL-103642 и HL-088206

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
#10 bladeBard Parker371210
#11 bladeFisher ScientificB3L
22 G PIV needleBD Insyte381423
AcepromazineVETONENDC 13985-587-500.5 mg/kg IM and IV
Aline pressure bagInfu-Stat2139
AngiocathBecton Dickinson382512
Arterial CatheterTeleflexMC-004912
AtropineHikma PharmaceuticalsNDC 0641-6006-01 0.01 mg/kg IM
Betadine and 70% isopropyl alcoholMcKessonNDC 68599-2302-6
Blood gas machineSiemensMRK0025
BovieValleylabE6008
Bulldog clampsWorld Precision Instruments14119
BupivacaineAuromedicsNDC 55150-249-50 3 mg/kg IM
ButorphanolRoxaneNDC 2054-3090-360.5 mg/kg IM
Clear acetate sheetOxford InstrumentsID 51-1625-0213
ClipersAndisAGC2
DeBakey forcepsIntegraP6280
Echocardiography machinePhilipsIE33 F1
Electrocardiography machineMeditechMD908B
Endotracheal tubeMedline#922774
FentanylWest-WardNDC 0641-6030-011–4 µg/kg transdermal patch
Formaldehyde solution 10%Epredia94001
Glass plates United ScientificB01MUHX6MR
Heparin SodiumSagentNDC 69-0058-021000U in 1 mL 3 mg/kg
Hot water blanket3M55577
IsofluranePenn Veterinary Supply, INCNDC 50989-606-151%–3%
KetamineDechraNDC 42023-138-1010 mg/kg IV
Lab Chart 7 Acquisition SoftwareAdinstruments
Lactated Ringer's solutionICUmedicalNDC 0990-7953-0910 mL/kg/h
LaryngoscopeWelch Allyn68044
Left ventricule lumen catheter 3FrMcKesson385764-EA
Lidocaine (1%)Pfizer4276-011–1.5 mL/kg IV
LVDP transducerEdwardPDP-ED
Marking penViscot1451SR-100 Unsterile
Mayo scissorsMayoS7-1098
MedetomidineEntireoly Pets PharmacyNDC 015914-005-010.25 mg/kg IM
Metzenbaum scissorsCole-ParmerUX-10821-05
Monastra. Blue pigment 98%ChemsaversMBTR1100G
Monocryl 5-0EthiconY463G
Mosquito clampShioda802N
PDS 3-0Ethicon42312201
Piezoelectric sonomicrometry crystalsSonometricsSmall 2mm round
PlegetsDeRoyal32-363
Povuine Iodine Prep SolutionsMedlineMDS093940
Precision vaporized system face maskYuwellB07PNH69BF
Prolene 3-0Ethicon8665G
Proline 5-0Ethicon8661G
Pulse oximetry probeMasimo9216-U
Rib spreaderMedlineMDS5621025
S12 Pediatric Sector ProbePhillips21380A
SonomicrometerSonometricsBZ10123724
Sterile gauzeMedline3.00802E+13
Sterile towelsMcKessonMON 277860EA
Sternal retractorMedlineMDS5610321
Sutures for closureJ&J Dental8698G
Telemetriy monitorMeditechMD908B
Temperature probeOmegaKHSS-116G-RSC-12
Triphenyl tetrazolium chloride (1%)MilliporeMFCD00011963
VentilatorMedGroupMSLGA 11
Vicryl 2-0EthiconV635H
Vinyl tubingABEDISW 3001

Ссылки

  1. Selvin, E., Erlinger, T. P. Prevalence of and risk factors for peripheral arterial disease in the United States: Results from the National Health and Nutrition Examination Survey, 1999-2000. Circulation. 110 (6), 738-743 (2004).
  2. Bolli, R., et al. Myocardial protection at a crossroads: The need for translation into clinical therapy. Circulation Research. 95 (2), 125-134 (2004).
  3. Cohn, J. N., et al. Report of the National Heart, Lung, and Blood Institute Special Emphasis Panel on Heart Failure Research. Circulation. 95 (4), 766-770 (1997).
  4. Rousou, A. J., Ericsson, M., Federman, M., Levitsky, S., McCully, J. D. Opening of mitochondrial KATP channels enhances cardioprotection through the modulation of mitochondrial matrix volume, calcium accumulation, and respiration. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 287 (5), H1967-H1976 (2004).
  5. Rao, V., et al. Insulin cardioplegia for elective coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 119 (6), 1176-1184 (2000).
  6. Vinten-Johansen, J., Zhao, Z. Q., Jiang, R., Zatta, A. J. Myocardial protection in reperfusion with postconditioning. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 3 (6), 1035-1045 (2005).
  7. Wakiyama, H., et al. Selective opening of mitochondrial ATP-sensitive potassium channels during surgically induced myocardial ischemia decreases necrosis and apoptosis. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 21 (3), 424-433 (2002).
  8. Chen, Q., Moghaddas, S., Hoppel, C. L., Lesnefsky, E. J. Reversible blockade of electron transport during ischemia protects mitochondria and decreases myocardial injury following reperfusion. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 319 (3), 1405-1412 (2006).
  9. Lesnefsky, E. J., et al. rather than reperfusion, inhibits respiration through cytochrome oxidase in the isolated, perfused rabbit heart: Role of cardiolipin. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 287 (1), H258-H267 (2004).
  10. McCully, J. D., Rousou, A. J., Parker, R. A., Levitsky, S. Age- and gender-related differences in mitochondrial oxygen consumption and calcium with cardioplegia and diazoxide. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (3), 1102-1109 (2007).
  11. Mandel, I. A., et al. Influence of hypoxic and hyperoxic preconditioning on endothelial function in a model of myocardial is-chemia-reperfusion injury with cardiopulmonary bypass (Experimental study). International Journal of Molecular Sciences. 21 (15), 5336(2020).
  12. Ali, Z. A., et al. Remote ischemic preconditioning reduces myocardial and renal injury after elective abdominal aortic aneurysm repair: A randomized controlled trial. Circulation. 116, 98-105 (2007).
  13. Pogwizd, S. M., Bers, D. M. Rabbit models of heart disease. Drug Discovery Today: Disease Models. 5 (3), 185-193 (2008).
  14. Tanaka, K., Hearse, D. J. Reperfusion-induced arrhythmias in the isolated rabbit heart: characterization of the influence of the duration of regional ischemia and the extracellular potassium concentration. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 20 (3), 201-211 (1988).
  15. Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacology & Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
  16. Gupta, M. P. Factors controlling cardiac myosin-isoform shift during hypertrophy and heart failure. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 43 (4), 388-403 (2007).
  17. Lapierre, H., Chan, V., Sohmer, B., Mesana, T. G., Ruel, M. Minimally invasive coronary artery bypass grafting via a small thoracotomy versus off-pump: A case-matched study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 40 (4), 804-810 (2011).
  18. Aubin, H., Akhyari, P., Lichtenberg, A., Albert, A. Additional right-sided upper "half-mini-thoracotomy" for aortocoronary bypass grafting during minimally invasive multivessel revascularization. Journal of Cardiothoracic Surgery. 10, 130(2015).
  19. Hu, N., et al. Ligation of the left circumflex coronary artery with subsequent MRI and histopathology in rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (6), 838-844 (2010).
  20. Sievers, R. E., et al. A model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion in the rat. Magnetic Resonance in Medicine. 10 (2), 172-181 (1989).
  21. Rodríguez, B., Trayanova, N., Noble, D. Modeling cardiac ischemia. Annals of the New York Academy of Sciences. 1080, 395-414 (2006).
  22. Sinusas, A. J., et al. Quantification of area at risk during coronary occlusion and degree of myocardial salvage after reperfusion with technetium-99m methoxyisobutyl isonitrile. Circulation. 82 (4), 1424-1437 (1990).
  23. Masuzawa, A., et al. Transplantation of autologously derived mitochondria protects the heart from ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 304 (7), H966-H982 (2013).
  24. Pombo, J. F., Troy, B. L., Russell, R. O. J. Left ventricular volumes and ejection fraction by echocardiography. Circulation. 43 (4), 480-490 (1971).
  25. McCully, J. D., Wakiyama, H., Hsieh, Y. J., Jones, M., Levitsky, S. Differential contribution of necrosis and apoptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 286 (5), H1923-H1935 (2004).
  26. Masuzawa, A., et al. Transplantation of autologously derived mitochondria protects the heart from ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 304 (7), 966-982 (2013).
  27. Abarbanell, A. M., et al. Animal models of myocardial and vascular injury. Journal of Surgical Research. 162 (2), 239-249 (2010).
  28. Pirat, B., et al. A novel feature-tracking echocardiographic method for the quantitation of regional myocardial function: Validation in an animal model of ischemia-reperfusion. Journal of the American College of Cardiology. 51 (6), 651-659 (2008).
  29. Verdouw, P. D., vanden Doel, M. A., de Zeeuw, S., Duncker, D. J. Animal models in the study of myocardial ischaemia and ischaemic syndromes. Cardiovascular Research. 39 (1), 121-135 (1998).
  30. Bolukoglu, H., et al. An animal model of chronic coronary stenosis resulting in hibernating myocardium. The American Journal of Physiology. 263, H20-H29 (1992).
  31. Heyndrickx, G. R., Millard, R. W., McRitchie, R. J., Maroko, P. R., Vatner, S. F. Regional myocardial functional and electrophysiological alterations after brief coronary artery occlusion in conscious dogs. Journal of Clinical Investigation. 56 (4), 978-985 (1975).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

JoVE201

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены