토끼의 허혈 및 재관류 손상 모델

요약

본 연구는 생존 사례의 경우 좌측 미니 흉곽 절개술 또는 비생존 사례의 경우 정중선 흉골 절개술을 사용하여 토끼의 급성 국소 심근 허혈 및 재관류 손상의 재현성이 높은 동물 모델을 보여줍니다.

초록

여기의 프로토콜은 비생존 및 생존 실험을 위해 토끼에서 제 자리 급성 국소 심근 허혈을 유도하기 위한 간단하고 복제성이 높은 방법론을 제공합니다. 뉴질랜드 성충 토끼는 아트로핀, 아세프로마진, 부토르파놀, 이소플루란으로 진정제를 투여합니다. 동물을 삽관하고 기계 환기 장치를 놓습니다. 정맥 카테터를 변두리 귀 정맥에 삽입하여 약물을 주입합니다. 동물은 헤파린, 리도카인 및 젖산 링거 용액으로 사전 투여됩니다. 혈압 모니터링을 위해 동맥 라인 접근을 위해 경동맥 절단술을 시행합니다. 선택된 생리학적 및 기계적 매개변수는 지속적인 실시간 분석을 통해 모니터링되고 기록됩니다.

동물을 진정시키고 완전히 마취한 상태에서 네 번째 늑간 공간 작은 좌측 흉곽 절개술(생존) 또는 정중선 흉골 절개술(비생존)을 수행합니다. 심낭이 열리고 좌측 전방 하행(LAD) 동맥이 위치합니다.

폴리프로필렌 봉합사는 LAD 동맥의 두 번째 또는 세 번째 대각선 가지 주위를 통과하고 폴리프로필렌 필라멘트는 작은 비닐 튜브를 통해 나사산을 만들어 올가미를 형성합니다. 동물은 30 분 동안 국소 허혈을 겪으며, 올가미를 조여서 LAD를 폐색함으로써 달성됩니다. 심근 허혈은 심외막의 국소 청색증에 의해 육안으로 확인됩니다. 국소 허혈 후에는 합대가 느슨해지고 심장이 다시 관류됩니다.

생존 및 비생존 실험 모두에서 심근 기능은 분수 단축의 심장 초음파(ECHO) 측정을 통해 평가할 수 있습니다. 비생존 연구의 경우, 정점으로 삽입된 좌심실(LV) 카테터를 사용하여 허혈성 부위 및 좌심실 발달 압력(LVDP)에 이식된 3개의 디지털 압전 초음파 프로브를 사용하여 수집된 초음파 측정 데이터를 지속적으로 획득하여 각각 국소 및 전체 심근 기능을 평가할 수 있습니다.

생존 연구의 경우 절개 부위를 봉합하고 흉막 공기 배출을 위해 왼쪽 바늘 흉강천자를 시행하고 수술 후 통증 조절을 달성합니다.

서문

심혈관 질환은 전 세계 주요 사망 원인이며 매년 1,800만 명 이상의 사망에 기여합니다 ^1,2,3. 급성 심근경색(MI)은 혈전이나 죽상종성 플라크 조각이 관상동맥의 혈류를 차단할 때 발생하는 일반적인 의료 응급 상황입니다. 이것은 동맥이 관류되는 영역에서 국소 심근 허혈을 유발합니다.

본 연구는 비생존 및 생존 실험을 위한 토끼 모델에서 제자리 급성 국소 심근 허혈을 생성하기 위해 간단하고 신뢰할 수 있는 방법론을 활용하는 프로토콜을 설명합니다. 이 방법의 초기 목표는 심근 괴사를 조절하고 허혈성 사건 후 허혈성 심장 기능을 증가시키는 미토콘드리아 이식의 효과를 평가하는 것이었습니다. 이전 연구에서는 허혈이 시작되고 산소 공급이 감소한 후 미토콘드리아 변화가 발생하고 고에너지 인산염 수치가 급격히 감소하여 심장 에너지 저장량이 급격히 감소하는 것으로 나타났습니다⁴. 연구자들은 약리학적 중재 및/또는 절차적 기술을 사용하여 허혈 후 기능을 개선하고 심근 조직 괴사를 줄이려고 시도했지만 이러한 기술은 제한된 심장 보호를 제공하고 미토콘드리아 손상 및 기능 장애에 미치는 영향이 최소화되었습니다 ^5,6,7. 우리 연구팀과 다른 연구팀은 이전에 미토콘드리아 손상이 주로 허혈 중에 발생하며, 재관류 중 미토콘드리아 호흡 기능이 보존됨에 따라 수축 회복이 향상되고 심근경색 크기가 감소할 수 있음을 보여주었습니다 ^8,9,10. 따라서 재관류 전에 허혈의 영향을 받지 않는 조직에서 허혈 부위로 미토콘드리아 이식을 하면 심근괴사를 줄이고 심근 기능을 향상시킬 수 있는 대안이 될 것이라는 가설을 세웠다. 여기에서는 이 이론을 테스트하는 데 사용된 프로토콜과 초기 연구 분석에서 얻은 대표 결과를 자세히 설명합니다.

또한 여러 연구자들은 심근 허혈 재관류 손상의 영향을 정의하고 적절한 치료 개입을 확립하는 데 필수적인 다른 주제에 중점을 두었습니다. 이러한 연구 분야 중 하나는 사전 조건화입니다. 심근 허혈성 전처리는 짧은 허혈성 스트레스에 의해 활성화되는 심장 보호 메커니즘으로, 이후 장기간의 허혈 에피소드 동안 심장 세포 괴사 속도를 감소시킵니다. 이러한 메커니즘은 저산소증 또는 관상 동맥 폐색에 의해 활성화될 수 있습니다. Mandel 등은 저산소-고산소 전처리가 산화질소 대사 산물의 균형을 유지하고, 엔도텔린-1 과잉 생산을 감소시키며, 장기 보호를 지원하는 데 도움이 된다는 것을 입증했습니다¹¹. 또한, 원격 허혈성 전처리(remote ischemic preconditioning)의 개념, 즉 단일 장기 전처리가 전신적 보호를 제공하는 현상이 연구되었습니다. Ali 등은 선택적 개방 복부 대동맥류 복원술을 받는 환자에서 자극 역할을 하기 위해 총장골동맥을 간헐적으로 교차 클램핑하여 수행하는 원격 전처리가 수술 후 심근 손상, 심근 경색 및 신장 장애의 발생률을 감소시킨다는 것을 발견했습니다¹².

토끼 모델은 다른 종의 모델에 비해 잠재적인 이점을 제공하며 부정맥 유도, 전역 및 지역 허혈 모델, 심장 수축 연구 등 수십 년 동안 다양한 시나리오에서 사용되어 왔습니다^13,14,15. 토끼의 심장은 개나 돼지의 심장보다 작지만, 훨씬 저렴한 비용으로 쉽게 수술을 할 수 있을 만큼 충분히 크다¹³. 토끼 심장은 인간의 심장과 매우 유사하기 때문에 자주 사용됩니다. 실제로, 그것은 비슷한 신진 대사 속도를 가지고, β-myosin 중쇄를 발현하고, 중요한 심근 크산틴 산화 효소¹⁶을 부족합니다. 국소 심근 허혈을 유도하기 위해 본원에 기술된 기술은 간단하고, 반복 가능하며, 비용 효율적이다. 이 방법은 전신 허혈이 아닌 국소 허혈만 유도되고 필요한 재료가 전문화되지 않기 때문에 비생존 및 생존 사례를 모두 허용합니다. 두 가지 다른 수술 접근법(즉, 흉골 절개술 및 미니 개흉술)을 활용할 수 있으므로 연구 설계 측면에서 작업자와 실험 프로토콜에 더 많은 자유를 제공할 수 있습니다. 또한 이 시술은 심폐 우회술을 사용할 필요가 없습니다. 이러한 맥락에서, 관상동맥 우회술에 대한 최소 침습적 접근법은 다혈관혈관재생술이 필요한 환자들에게 가치 있는 대안이 되었다^17,18. 이 모델은 이러한 접근 방식의 차이점을 연구하고 외과 수련의를 위한 동물 기반 학습 도구를 제공하는 데 사용할 수 있습니다. 또한, 이 모델을 이용하여 심장 카테터 삽입을 수행하는 것은 생리학적 연구 및/또는 수술 훈련에 유용할 수 있다.

우리의 모델은 국소 심근 허혈을 유도하고 이후 경색 크기, 심근 기능 및 세포 변화를 측정하는 것이 중요한 응용 분야에 대한 방법론을 제공합니다. 이 프로토콜을 통해 세포 소기관의 내재화, 산소 소비, 고에너지 인산염 합성, 사이토카인 매개체 및 단백질체 경로의 유도를 조사하여 세포 기능 및 허혈에 대한 적응 및 제안된 치료 개입(즉, 미토콘드리아 이식)의 여러 마커를 평가할 수 있었습니다. 이러한 결과는 심근 에너지, 세포 생존력 및 심장 기능을 보존하는 데 중요하며 허혈 재관류 손상 후 심장 보호 기술을 객관적으로 평가할 수 있습니다. 이 모델은 허혈성 심근 병리학 및 회복 분야에서 유사한 생물학적 경로와 대안을 연구하는 데 사용할 수 있습니다.

이 프로토콜의 목표는 비생존 및 생존 실험을 위해 토끼에서 제자리 급성 국소 심근 허혈을 유도하기 위한 재현성이 높은 방법론을 제공하는 것입니다. 이 모델은 높은 생존율, 낮은 수술 중 사망률, 최소 이환율을 갖는 방법론을 제공한다¹⁹. 급성 국소 심근 허혈에 대한 다른 모델들은 방사성 표지 물질, 조영제, 자기 공명 영상, 또는 컴퓨터 시뮬레이션을 사용하여 기술되었다^20,21,22. 당사의 프로토콜은 비용 효율적이고 일관되게 재현 가능하며 기술 요구가 적기 때문에 수술 전문 지식이 없는 연구자가 수행할 수 있는 신뢰할 수 있고 간단한 방법론을 제공합니다. 이 프로토콜은 좌측 미니 흉곽 절개술을 사용하는 생존 프로젝트 또는 정중선 흉골 절개술을 사용하는 비생존 모델을 수용합니다.

프로토콜

이 조사는 미국 국립보건원(National Institutes of Health)의 동물 관리 및 사용에 관한 지침에 따라 수행되었으며 보스턴 아동 병원의 동물 관리 및 사용 위원회(프로토콜 20-08-4247R)의 승인을 받았습니다. 모든 동물은 실험동물의 관리 및 사용 가이드에 따라 인도적인 보살핌을 받았습니다.

1. 동물 종, 마취제 및 진통제

1. 동물 종: 실험 연구를 위해 뉴질랜드 흰 토끼(야생형 균주, 암컷, 성적으로 성숙한 15-20주, 체중 3-4kg)를 사용합니다.
2. 마취제 및 진통제:
   1. 0.01 mg/kg 근육 주사(IM)의 용량으로 아트로핀을 사용하십시오.
   2. 초기 진정을 위해 0.5mg/kg IM의 용량으로 acepromazine을 사용하고 완전 마취를 위해 0.5mg/kg 정맥 주사(IV)를 사용합니다.
   3. 0.5 mg/kg IM의 복용량에 butorphanol를 사용하십시오.
   4. 유도를 위해 3%의 정밀 기화 시스템 안면 마스크를 통해 이소플루란을 사용한 다음 1%-2%의 삽관, 2L/min의 100%에서 산소(O2), 유지를 위해 1%의 전신 마취를 사용합니다.
   5. 메데토미딘을 0.25mg/kg IM의 용량으로 사용하십시오.
   6. 케타민을 10mg/kg IV의 용량으로 사용하십시오.
   7. 개흉 부위에 3mg/kg IM을 초과하지 않는 용량으로 bupivacaine 늑간 차단술을 사용합니다.
   8. 1-1.5mL/kg IV의 용량으로 1% 리도카인을 사용합니다.
   9. 1-4 μg/kg 펜타닐 경피 패치를 72시간 동안 사용하십시오.

2. 절차 단계(그림 1)

1. 뉴질랜드 흰 성체 토끼를 아트로핀, 아세프로마진, 부토르파놀의 단일 복합 IM 주사로 진정시킵니다. 정밀 기화 시스템 안면 마스크를 통해 3% 이소플루란으로 동물을 유도합니다.
2. 맹검 기관내 삽관 전 준비(즉, 성문 시각화 없이)
   1. 후두경련을 예방하기 위해 후두에 1% 리도카인을 뿌린다.
   2. 치아에서 예측된 카리나까지 토끼 바깥쪽의 기관내관(ETT) 길이를 미리 측정하고 토끼를 목을 뻗은 흉골 누운 자세에 놓습니다.
3. 커프가 달린 소아용 크기(3-0 또는 3-5 내경) ETT로 동물을 1%-2%에서 연속 흡입 마취 하에 1%-2% 및 2L/min에서 100%에서 O₂ 로 삽관합니다.
   1. ETT를 입에 삽입하고 토러스를 지나 인두로 향하게 합니다.
   2. 튜브 끝이 성문에 닿거나 호흡 소리가 손실되어 튜브 끝이 성문 구멍을 통과했음을 나타낼 때까지 ETT를 전진시킵니다.
   3. 호흡음이 회복될 때까지 튜브를 약간 빼냈다가 다시 전진하여 튜브를 제자리에 고정합니다.
4. 기계적 지지대(일회 호흡량: 10mL/kg, 흡기 O 2 분율: 40%, 호흡수: 30-40회/분, 호기말 양압: 5-10cmH₂O)로 동물을 환기시킵니다.
   1. 전신 염증 반응을 유발할 수 있는 고산소증을 방지하기 위해 맥박 산소 측정법으로 측정한 O2 포화도가 92% 이상인 O2 포화도를 달성하기 위해 허용 가능한_FiO2 를 조정합니다.
5. 신체 검사(즉, 청진), 임상 징후(즉, 기관내관 끝의 결로 관찰) 및 객관적인 측정(예: 호기말 이산화탄소)을 통해 ETT의 적절한 배치를 확인합니다.
6. 약 10분 후 토끼에게 메데토미딘을 IM 주사하여 마취와 진통 효과를 동시에 제공합니다.
7. 수술 기간 동안 1% 이소플루란으로 전신 마취를 유지합니다.
8. 22G IV 카테터를 변연 외이정맥에 삽입하고 테이프로 고정하여 주변 IV에 접근합니다.
   참고: 대퇴 정맥은 정맥 접근의 대체 부위로 사용할 수 있습니다.
   1. 아세프로마진 IV와 케타민 IV로 동물을 완전히 마취시킨다.
   2. 절개 전에 1,000U/mL 헤파린을 3mg/kg IV의 용량으로 주사합니다.
      1. 처음에는 1,000U/mL 헤파린을 3mg/kg의 용량으로 투여하고 실험이 끝날 때까지 매시간 다시 투여하여 현재 수술 프로토콜에 따라 >400초의 활성화된 응고 시간을 유지합니다.
   3. 수술 중 심실세동이 발생하는 경우 필요에 따라 1% 리도카인 IV 및/또는 심외막 비동기화 제세동을 투여합니다. 심실세동은 보통 리도카인을 한두 번 복용하면 멈춥니다.
   4. 10mL/kg/h에서 지속적으로 젖산 링거 용액을 관류합니다.
      참고: 투여된 수액의 양이 적고 수술 시간이 짧다는 점을 감안할 때, 이 연구의 생존 연구에 참여한 동물은 발관 전 또는 회복 기간 동안 이뇨가 필요하지 않았습니다. 동물의 폐 상태가 악화되면(즉, 인공호흡기 설정 증가, 청진 시 폐부종의 증거 등) 이뇨가 권장됩니다.
9. 경동맥 절제술을 시행하고 4 또는 5 프랑스 동맥 라인을 배치하여 동맥 혈압(BP)의 수술 중 모니터링을 용이하게 합니다.
   참고: 대퇴 동맥은 동맥 접근의 대체 부위로 사용할 수 있습니다.
10. 지속적인 실시간 분석을 통해 모든 생리적 및 기계적 변수를 모니터링하고 기록합니다.
    1. 경동맥선으로 동맥 혈압을 모니터링하고 면도한 발에 부착된 센서를 통해 맥박 산소 측정법을 사용하여_O2 포화도를 기록합니다.
    2. 3개의 팔다리 리드(I, II, III)와 3개의 계산된 증강 리드(aVL, aVR 및 aVF)가 있는 심전도(ECG)로 모니터링합니다.
       1. 허혈 전 기준선, 허혈 중, 재관류 중, 회복 7-28일 동안 연속적으로 ECG 추적을 기록합니다(생존 연구를 수행하는 경우).
    3. 혈압과 심박수(HR)를 지속적으로 모니터링하여 진정 수준을 모니터링합니다.
    4. 직장 프로브로 온도를 모니터링하십시오.
    5. 왼쪽 흉골 및 정점 보기에서 2D ECHO를 사용하여 생존 및 비생존 사례 모두에서 원하는 시점에서 심근 기능을 평가합니다.
       1. 좌심실 이완기 말단 거리(LVEDD) 및 좌심실 수축기 말단 거리(LVESD)를 측정하고 다음 공식을 사용하여 분획 단축(FS)을 사용하여 심근 기능을 평가합니다.
          일천초분의 일초 = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100
11. 수술 중에는 안정된 심부 체온을 유지하기 위해 순환하는 뜨거운 물 담요 위에 동물을 눕히십시오.
12. 무균 방식으로 동물을 준비하고 드레이프하십시오.
    1. 수술 부위를 면도하고 베타딘과 70% 이소프로필 알코올을 각각 3회씩 바릅니다. 멸균 거즈 패드로 해당 부위를 두드려 말리고 멸균 수건으로 동물 전체를 덮습니다.
13. 좌측 미니 개흉술(생존 연구)
    1. bupivacaine IM으로 미리 결정된 개흉 부위에서 늑간 차단을 수행합니다.
    2. 절개 전에 귓바퀴 정맥을 통해 1% 리도카인 IV를 투여합니다.
    3. 각 갈비뼈의 아래쪽 표면과 평행하게 위치한 신경근 다발을 피하기 위해 다섯 번째 갈비뼈의 윗부분을 따라 네 번째 늑간 공간을 통해 왼쪽 미니 개흉술을 수행합니다.
       1. 심장의 전외측 표면(즉, LAD 대각선 가지의 해부학적 위치)을 가장 잘 시각화하기 위해 전외측 흉곽 절개술을 수행합니다.
       2. 베개나 빈백을 사용하여 토끼의 왼쪽을 약 30° 높이도록 배치합니다.
       3. 토끼의 동측 다리를 머리 위로 고정하여 수술 부위와 갈비뼈 공간 사이에 공간을 만듭니다.
       4. 갈비뼈, 흉골, 견갑골을 포함한 뼈 모양의 랜드마크를 펠트 팁 마킹 펜으로 촉진하고 윤곽을 그립니다. #10 칼날을 사용하여 다섯 번째 갈비뼈 위에 있는 피부를 절개합니다. 절개 부위가 갈비뼈와 평행을 이루는지 확인합니다.
       5. 전기소작술을 사용하여 대흉근과 전방동맥을 나눕니다. 신경 혈관 다발을 보존하기 위해 전기 소작으로 다섯 번째 갈비뼈 바로 위의 해안 간 근육을 나눕니다.
       6. 날카롭거나 뭉툭한 박리로 네 번째 늑간 공간을 통해 흉막 공간으로 조심스럽게 들어갑니다. 갈비뼈 스프레더 또는 흉골 견인기를 삽입할 수 있을 때까지 날카롭거나 뭉툭한 절개로 초기 흉막 절개를 갈비뼈와 평행하게 양방향으로 확장합니다.
    4. 갈비뼈 공간 내에 갈비뼈 스프레더 또는 흉골 견인기를 놓고 심장과 심낭을 적절하게 볼 수 있도록 넓힙니다. DeBakey 집게로 심낭을 들어 올리고 Metzenbaum 가위로 심낭을 엽니다.
    5. LAD 동맥 격리
       1. LAD 동맥의 두 번째 또는 세 번째 대각선 가지를 테이퍼 바늘에 폴리프로필렌 봉합사(3-0)로 둘러쌉니다. 바늘을 제거하고 폴리프로필렌 필라멘트의 양쪽 끝을 작은 비닐 튜브에 끼워 올가미를 만듭니다.
       2. 올가미와 관상동맥 사이에 서약을 놓아 관상동맥이 손상되거나 결찰로 인한 혈관 경련을 일으키는 것을 방지합니다.
          1. DeBakey 집게를 사용하여 직사각형 PTFE 펠트 플레지트(약 7mm x 3mm)를 집습니다. 스네어를 조일 때 격리된 LAD 동맥과 비닐 튜브 사이에 끼워지도록 두 개의 폴리프로필렌 필라멘트 사이에 pledget를 놓습니다.
14. 정중선 흉골 절개술(비생존 연구)
    참고: 정중선 흉골 절개술 접근법은 LVDP 및 초음파 현미경 측정을 통한 보다 침습적인 모니터링을 활용할 수 있는 비생존 사례에 이상적입니다.
    1. 구부러진 Mayo 가위를 사용하여 정중선 흉골 절개술을 수행합니다. 흉골 견인기를 놓고 넓혀 심장과 심낭을 적절하게 시각화합니다.
    2. DeBakey 집게로 심낭을 들어 올리고 Metzenbaum 가위로 심낭을 엽니다.
    3. 3개의 압전 초음파 측정 결정을 배치:
       1. LV의 심외막에 1mm의 작은 절단을 세 번 하여 삼각형의 모서리를 형성합니다. 압전 초음파 측정 결정을 심외막 절단부 안에 놓습니다.
       2. 5-0 폴리프로필렌 U-스티치로 와이어를 심장 표면에 고정합니다. 초음파 측정법을 사용하여 녹음할 때 2-3개의 심장 박동에 걸쳐 정확한 녹음을 할 수 있도록 기계적 환기를 일시 중지하십시오.
          알림: 심장이 섬유화되고 1% 리도카인이 효과적이지 않고 심외막 제세동이 필요한 경우 초음파 마이크로미터를 끄고 데이터 수집 시스템에서 분리하여 전기 입력으로부터 둘 다 보호하십시오.
    4. LAD 동맥 격리:
       1. LAD 동맥의 두 번째 또는 세 번째 대각선 가지를 테이퍼 바늘에 폴리프로필렌 봉합사(3-0)로 둘러쌉니다.
       2. 바늘을 제거하고 폴리프로필렌 필라멘트의 양쪽 끝을 작은 비닐 튜브에 끼워 올가미를 만듭니다.
       3. 올가미와 관상동맥 사이에 서약을 놓아 관상동맥이 손상되거나 결찰로 혈관 경련을 일으키는 것을 방지합니다.
       4. DeBakey 집게를 사용하여 직사각형 PTFE 펠트 플레지트(약 7mm x 3mm)를 집습니다. 스네어를 조일 때 격리된 LAD 동맥과 비닐 튜브 사이에 끼워지도록 두 개의 폴리프로필렌 필라멘트 사이에 pledget를 놓습니다.
    5. LVDP 측정:
       1. LV의 정점에 5-0 폴리프로필렌 U-스티치를 놓고 LV 정점에 11개의 블레이드로 1mm의 작은 절개를 합니다.
       2. 3 프렌치 풍선 카테터를 LV 루멘에 삽입합니다. 카테터를 5-0 폴리프로필렌 U-스티치 봉합사에 묶어 LV에 고정합니다.
       3. 모니터에 연결된 변환기에 카테터를 연결하여 LVDP를 기록합니다. 데이터 수집 시스템을 사용하여 LVDP를 기록합니다(아래 설명 참조). 카테터를 영점 조정하여 3방향 스톱콕을 공중으로 열고 모니터에서 영점 조정하여 혈류역학적 변수를 기록합니다.
    6. 데이터 수집 시스템
       1. 사용 중인 컴퓨터/노트북에서 데이터 수집 시스템( 재료 표 참조)을 시작합니다. 모니터의 전선을 컴퓨터/노트북에 연결합니다.
       2. 데이터 수집 시스템에서 채널 1 을 선택하고 이름을 LVDP로 지정합니다. 모니터를 사용하여 변환기를 영점 조정합니다.
          알림: BP와 HR을 데이터 수집 시스템에 연결하는 경우 와이어를 랩톱에 연결하고 채널을 선택하고 BP를 측정하는 경우 0을 선택하는 것과 동일한 프로세스를 따르십시오.
15. 폴리프로필렌 봉합사 필라멘트를 위로 당기면서 비닐 튜브를 눌러 올가미를 조여 관상동맥을 폐색합니다. 모기 cl로 원하는 조임을amp튜브를 직접 고정하여 제자리에 고정합니다.
16. 심외막의 국소 청색증으로 심근 허혈을 육안으로 확인합니다. 국소 허혈은 ST 세그먼트 및 T파 변화의 존재와 함께 ECG에서도 확인할 수 있습니다.
17. 육안 확인 후 마취 하에 30분 동안 국소 허혈을 유도합니다.
    1. 국소 허혈 중 0분, 10분, 20분, 30분에 생존 및 비생존 사례 모두에 대해 2D ECHO로 FS를 평가합니다.
    2. 비생존 사례에 대한 허혈 전 시간, 심근 허혈 시간 및 허혈 후 시간 동안 LVDP 및 초음파 측정을 지속적으로 평가합니다.
    3. 필요한 경우 폴리프로필렌 봉합사 스티치를 제자리에 두고 동맥을 다시 결찰하여 위험 부위를 묘사합니다. 대동맥을 교차 고정하고 심정지 바늘을 사용하여 대동맥을 통해 Monastral Blue 색소 98%(PBS에서 1:5로 희석)를 주입합니다. 심근의 관류된 부위는 파란색으로 염색되고 위험 부위는 염색되지 않은 상태로 유지됩니다.
    4. HR, BP 및 O₂ 포화도를 지속적으로 모니터링하고 기록합니다.
    5. 동물이 2시간(비생존) 또는 28일(생존) 동안 회복되도록 합니다.
       알림: ECG는 재관류를 확인하는 데 사용할 수 있습니다. 이 연구에서 수행된 실험에서는 볼 수 없었지만 저칼륨혈증은 재관류 중에 종종 발생할 수 있으며 칼륨 조절 또는 적절한 주입으로 교정할 수 있습니다.
18. 절차의 결론
    1. 생존 사례
       1. 생존의 경우 올가미에 사용되는 3-0 폴리프로필렌 실을 자르고 끝을 느슨하게 묶은 다음 제자리에 두십시오. 3-0 폴리프로필렌 실로 위험 부위와 경색 부위를 식별합니다.
       2. 시술이 끝나면 절개 부위를 3 층으로 봉합합니다.
          1. 갈비뼈 주위에 두 개의 2-0 폴리글락틴 910 8자 바늘을 묶어 첫 번째 층을 닫습니다.
          2. 3-0 폴리디옥사논 봉합사로 근육층과 피하층을 매끄럽게 닫습니다.
          3. 5-0 모노필라멘트 봉합사를 사용하여 피하 방식으로 피부를 닫습니다. 동물이 느끼는 자극을 최소화하기 위해 묻힌 러닝 봉합사를 사용하십시오.
       3. 바늘 흉강천자를 시행하여 흉막 공기를 배출합니다.
       4. 수술 후 통증 관리를 용이하게 하기 위해 펜타닐 경피 패치를 72시간 동안 부착합니다.
       5. 수술 후 1주 및 2주 시점에 경흉부 심초음파를 수행하여 FS의 추세를 평가합니다.
       6. 미리 정해진 회복 기간이 지나면 위와 같이 동물을 진정시키고 삽관하고 마취시킨다. 정중 흉골 절개술을 시행합니다. 심낭을 노출시키고 엽니다. 깊은 마취 하에 토끼의 심장을 제거하여 안락사시키고, 동물이 출혈로 숨을 거둘 수 있도록 합니다.
    2. 비생존 사례
       1. 실험 후 깊은 마취를 보장한 후 심장을 완전히 노출시키고 생화학 및 조직 분석을 위해 한 꺼번에 제거합니다. 동물은 배설에 의해 죽습니다.

결과

프로토콜(그림 1)에 따라 심근 허혈은 심외막의 청색증을 직접 시각화하여 즉시 확인되었습니다.

표준 ECG(3개의 사지 리드: I, II, III 및 3개의 계산된 증강 리드: aVL, aVR 및 aVF)는 허혈 전, 허혈 중 및 재관류 시 지속적으로 기록되었습니다(그림 2). ECG는 빈맥, 부정맥(즉, 심실세동), 전도 시스템 결함(즉, 번들 분기 블록), 경색 관련 Q파?...

토론

우리의 프로토콜은 토끼에서 급성 국소 심근 허혈을 수행하기 위한 신뢰할 수 있는 방법론을 보여줍니다. 좌측 미니 개흉술 접근법은 절개 및 관련 통증을 최소화해야 하는 생존 사례에 이상적입니다. 중요한 것은 발관 전에는 이뇨 요법이 필요하지 않았으며, 비생존군에서는 수술 중 사망률이 없었고, 생존군에서는 수술 후 4주에 사망률이 없었다는 점이다. 프로토콜의 설계에 생존이 불가능한 ?...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
#10 blade	Bard Parker	371210
#11 blade	Fisher Scientific	B3L
22 G PIV needle	BD Insyte	381423
Acepromazine	VETONE	NDC 13985-587-50	0.5 mg/kg IM and IV
Aline pressure bag	Infu-Stat	2139
Angiocath	Becton Dickinson	382512
Arterial Catheter	Teleflex	MC-004912
Atropine	Hikma Pharmaceuticals	NDC 0641-6006-01	0.01 mg/kg IM
Betadine and 70% isopropyl alcohol	McKesson	NDC 68599-2302-6
Blood gas machine	Siemens	MRK0025
Bovie	Valleylab	E6008
Bulldog clamps	World Precision Instruments	14119
Bupivacaine	Auromedics	NDC 55150-249-50	3 mg/kg IM
Butorphanol	Roxane	NDC 2054-3090-36	0.5 mg/kg IM
Clear acetate sheet	Oxford Instruments	ID 51-1625-0213
Clipers	Andis	AGC2
DeBakey forceps	Integra	P6280
Echocardiography machine	Philips	IE33 F1
Electrocardiography machine	Meditech	MD908B
Endotracheal tube	Medline	#922774
Fentanyl	West-Ward	NDC 0641-6030-01	1–4 µg/kg transdermal patch
Formaldehyde solution 10%	Epredia	94001
Glass plates	United Scientific	B01MUHX6MR
Heparin Sodium	Sagent	NDC 69-0058-02	1000U in 1 mL 3 mg/kg
Hot water blanket	3M	55577
Isoflurane	Penn Veterinary Supply, INC	NDC 50989-606-15	1%–3%
Ketamine	Dechra	NDC 42023-138-10	10 mg/kg IV
Lab Chart 7 Acquisition Software	Adinstruments
Lactated Ringer's solution	ICUmedical	NDC 0990-7953-09	10 mL/kg/h
Laryngoscope	Welch Allyn	68044
Left ventricule lumen catheter 3Fr	McKesson	385764-EA
Lidocaine (1%)	Pfizer	4276-01	1–1.5 mL/kg IV
LVDP transducer	Edward	PDP-ED
Marking pen	Viscot	1451SR-100 Unsterile
Mayo scissors	Mayo	S7-1098
Medetomidine	Entireoly Pets Pharmacy	NDC 015914-005-01	0.25 mg/kg IM
Metzenbaum scissors	Cole-Parmer	UX-10821-05
Monastra. Blue pigment 98%	Chemsavers	MBTR1100G
Monocryl 5-0	Ethicon	Y463G
Mosquito clamp	Shioda	802N
PDS 3-0	Ethicon	42312201
Piezoelectric sonomicrometry crystals	Sonometrics	Small 2mm round
Plegets	DeRoyal	32-363
Povuine Iodine Prep Solutions	Medline	MDS093940
Precision vaporized system face mask	Yuwell	B07PNH69BF
Prolene 3-0	Ethicon	8665G
Proline 5-0	Ethicon	8661G
Pulse oximetry probe	Masimo	9216-U
Rib spreader	Medline	MDS5621025
S12 Pediatric Sector Probe	Phillips	21380A
Sonomicrometer	Sonometrics	BZ10123724
Sterile gauze	Medline	3.00802E+13
Sterile towels	McKesson	MON 277860EA
Sternal retractor	Medline	MDS5610321
Sutures for closure	J&J Dental	8698G
Telemetriy monitor	Meditech	MD908B
Temperature probe	Omega	KHSS-116G-RSC-12
Triphenyl tetrazolium chloride (1%)	Millipore	MFCD00011963
Ventilator	MedGroup	MSLGA 11
Vicryl 2-0	Ethicon	V635H
Vinyl tubing	ABE	DISW 3001