Method Article
Готовый к использованию замороженный запас нейронов является мощным инструментом для оценки синаптических функций. Здесь мы вводим легкую первичную культуру низкой плотности из замороженного материала с использованием 96-луночной пластины.
Нейронная культура является ценной системой для оценки синаптических функций и скрининга лекарств. В частности, культура низкой плотности первичных нейронов гиппокампа позволяет изучать отдельные нейроны или субклеточные компоненты. Мы показали субклеточную локализацию белка в нейроне с помощью иммуноцитохимии, полярности нейронов, синаптической морфологии и изменения его развития с использованием первичной культуры гиппокампа низкой плотности. В последнее время готовые к использованию замороженные запасы нейронов стали коммерчески доступными. Эти замороженные запасы нейронов сокращают время, необходимое для подготовки экспериментов на животных, а также способствуют сокращению числа используемых животных. Здесь мы вводим воспроизводимый метод первичной культуры низкой плотности с использованием 96-луночной пластины. Мы использовали коммерчески доступный замороженный запас нейронов из эмбрионального гиппокампа крысы. Нейроны могут стабильно культивироваться в течение длительного времени без изменений среды путем уменьшения роста глиальных клеток в определенные моменты времени. Этот высокопроизводительный анализ с использованием культуры низкой плотности позволяет воспроизводить оценки синаптической пластичности на основе визуализации.
Разработка экспериментальной системы in vitro, которая может оценивать синаптические функции, участвующие в обучении и памяти, имеет важное значение. Нейронная культура является ценной системой для оценки синаптических функций in vitro. Метод нейрональной культуры был впервые использован в 1980-х годах, а в 1990-х годах была разработана культура низкой плотности первичных нейронов гиппокампа 1,2,3 для изучения отдельных нейронов с точки зрения субклеточной локализации белковых компонентов, торговли белками, полярности нейронов, морфологии позвоночника, развития синапсов и пластичности 4,5,6,7,8 . Тем не менее, есть много шагов, связанных с этой техникой: спаривание животных, рассечение эмбрионов, подготовка сосудов культуры и культивирование клеток в течение 3 недель с изменениями среды один раз в неделю. Кроме того, для этого требуются передовые методики3.
Мы разработали замороженные запасы диссоциированных нейронов гиппокампа из эмбрионов крыс 9,10. Замороженные запасы нейронов готовы к использованию, и для культивирования клеток11,12 не требуется никаких передовых методов. Другими словами, культивирование нейронов из замороженных запасов не зависит от техники экспериментатора. Это устраняет необходимость в экспериментах на животных (например, разрешение на эксперименты на животных, организация беременных животных и вскрытие эмбрионов крыс), тем самым уменьшая количество используемых животных. В последнее время высококачественные, готовые к использованию замороженные запасы нейронов стали коммерчески доступными. Здесь мы использовали коммерчески доступные замороженные запасы с эмбрионального дня (E) 18 крысиного гиппокампа 13,14,15. Культивирование нейронов из замороженного запаса не требует обусловленных глией сред или кокультуры с глиальными клетками. Обычные первичные питательные среды без дополнительной сыворотки могут быть использованы для культивирования клеток; следовательно, мы можем получать воспроизводимые данные. Кроме того, нет необходимости в медиаобмене в течение 3 недель после посева клеток, поскольку рост глиальных клеток уменьшается (рисунок 1).
Дендритные шипы являются постсинаптическим компартментом большинства возбуждающих синапсов. Они содержат рецепторные белки, постсинаптические каркасные белки и актиновые цитоскелетные белки. Мы сосредоточились на актин-связывающем белкедребрине 5,6,7,16,17,18. Дребрин накапливается в головке позвоночника в зрелых нейронах19, и мы сообщали о дребрине как маркере синаптического состояния 15,17,20,21,22,23. Проведя анализ высокого содержания с использованием дребрина в качестве считывания, мы недавно сообщили об ингибирующем воздействии аналогов фенциклидина на Глутаматные рецепторы типа N-метил-D-аспарагиновой кислоты (NMDAR)10 и NMDAR-зависимые эффекты природных соединений и сырых лекарств на синаптические состояния15.
Здесь мы подробно расскажем, как культивировать замороженные запасы нейронов при низкой плотности. Кроме того, мы показываем оценку синаптического состояния на основе визуализации дребрина с использованием 96-луночных пластин.
1. Покрытие пластин
2. Посев клеток
3. Лечение Ара-С
4. Медикаментозное лечение
5. Фиксация
6. Иммуноцитохимия
7. Получение и анализ изображений
Следуя протоколу, нейроны культивировали в 96-луночной пластине в течение 21 дня, а затем обрабатывали глутаматом (рисунок 1). Нейроны развивались нормально без обмена питательной средой в течение 3 недель (рисунок 2). Мы обрабатывали клетки несколькими концентрациями глутамата (1 мкМ, 3 мкМ, 10 мкМ, 30 мкМ и 100 мкМ, разведенные в стерилизованной воде) в течение 10 мин и фиксировали их. Была выполнена иммуноцитохимия, а флуоресцентные изображения дребрина и MAP2 были получены с помощью автоматизированного флуоресцентного микроскопа с камерой sCMOS. Как показано на рисунке 3, дребрин-положительные дендритные шипы четко наблюдаются вдоль MAP2-положительных дендритов. Было показано, что стимуляция глутамата вызывает приток Ca2+ через NMDAR, что вызывает исход дребрина из дендритных шипов, что приводит к снижению плотности кластера дребринов 5,17. Соответственно, мы наблюдали дозозависимое снижение плотности кластера дребрина при стимуляции глутамата10 (рисунок 4). Как показано на рисунке 5, этот метод является высоковоспроизводимым, если в качестве маркера синаптических состояний используется дребрин.
Рисунок 1: Схема метода. Нейроны культивировали в 96-луночной пластине в течение 21 дня, а затем обрабатывали глутаматом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Изображения яркого поля культивируемых нейронов с использованием 96-луночной пластины. Фазоконтрастные изображения были получены с каждой стадии развития (DIV 1, 7, 14, 21) с использованием конфокального количественного изображения цитометра. Шкала: 50 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Репрезентативные изображения иммуноокрашенных культивируемых нейронов. (слева) Объединенные флуоресцентные изображения дребрина (зеленый) и MAP2 (красный). Каждое флуоресцентное изображение дребрина и MAP2 показывалось на средней и правой панелях соответственно. Белые прямоугольники показывают область, увеличенную ниже. Шкала стержней; верхние панели: 50 мкм, нижние панели: 20 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Глутамат-зависимые изменения дозы-ответа в нормализованной плотности кластера дребрина. (A) Репрезентативные флуоресцентные изображения, иммуноокрашенные с использованием дребрина (зеленый) и MAP2 (красный) из скважины, которую обрабатывают 0 мкМ, 10 мкМ и 100 мкМ глутамата (слева направо). Шкала бара: 50 мкм. (B) Плотность кластера дребрина нормализовали на среднее контрольное значение (0 мкМ). 0 мкМ, N = 58 скважин; 1 мкМ, N = 46; 3 мкМ, N = 54; 10 мкМ, N = 45; 30 мкМ, Н = 54; 100 мкМ, N = 55, из 13 экспериментов с использованием разных партий. ** P < 0,01 по сравнению с контролем (0 мкМ) по множественному сравнительному тесту Даннетта после ANOVA. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Глутамат-зависимые изменения дозы-ответа в плотности кластера дребрина. Необработанные данные из шести экспериментов с использованием разных лотов. N = 4 скважины для каждой концентрации (0 мкМ, 3 мкМ, 10 мкМ, 30 мкМ и 100 мкМ). Значения выражены как среднее ± SEM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Применение замороженных запасов нейронов к электрофизиологическим экспериментам. (А) Протокол электрофизиологических экспериментов с использованием пластин микроэлектродной решетки (МЭА). Покрытие: За один день до нанесения покрытия на ячейки каждая 48-луночная пластина MEA была предварительно покрыта раствором полиэтиленимина (PEI: 0,1%) и инкубирована в течение 1 ч при 37 °C. Затем пластину MEA промывали 3 раза стерилизованной водой и сушили в течение 1 ч. Затем пластину MEA держали при 4 °C в течение ночи. Культура высокой плотности: 50 000 клеток / лунка нейронов были покрыты 48-луночными пластинами MEA. Стадию посева клеток выполняли, как описано в разделе 2 вышеописанного протокола. Ламинин (20 мкг/мл) добавляли культуральную среду (добавляли 2 v/v% B-27, 2,5 мМ Glutamax и 100 мкг/мл пенициллина/стрептомицина в нейробазальную среду) использовали для покрытия нейронов. После этого нейроны культивировали при 37 °C, 5% CO2 в питательной среде. Носитель полностью обменивался на DIV 1 с культуральной средой до DIV 3. Ara-C был добавлен при DIV 4 (конечные 0,2 мкМ). Начиная с DIV 5 и далее и 2 раза в неделю, 50% средств массовой информации были изменены с помощью культурной среды. Активность нейронов на каждой лунке пластины MEA регистрировалась с помощью системы MEA. (B) Спонтанная нейронная активность была приобретена при 37 °C при 5% атмосфере CO2 с использованием системы MEA с частотой дискретизации 12,5 кГц/канал при DIV 21. Показаны записи с 4 каналов из 16 каналов в колодце. Для всех записей применялся полосовой фильтр Баттерворта (200-3000 Гц). Наконечники стрел показывают время синхронизированной серийной стрельбы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Критическим шагом в этом методе является размораживание клеточной суспензии. Перенос клеточной суспензии до того, как она станет слишком теплой, очень важен. Однако, чтобы избежать быстрого изменения осмоляльности, не переносите клеточную суспензию на большой объем среды сразу. Каплевидное добавление питательной среды также имеет решающее значение, чтобы избежать резких изменений осмотического давления.
Нейроны могут культивироваться в других сосудах культуры: 24-луночных пластинах, 8-луночных камерах, 60-миллиметровых чашках или зондах MED. Однако в этих случаях конечная концентрация и сроки добавления Ara-C должны быть скорректированы. Кроме того, плотность нейронов необходимо оптимизировать в разных типах экспериментов. Например, культура высокой плотности требуется для электрофизиологических экспериментов, и в этом случае медиаобмен необходим два раза в неделю (рисунок 6). Таким образом, культура низкой плотности требует меньше шагов, чем культура высокой плотности.
Культура нейронов низкой плотности часто требует передовых методов; однако использование готовых к использованию замороженных запасов решает эту проблему. Описанный метод не зависит от мастерства экспериментатора. Качество замороженных продуктов стабильно и может стабильно культивироваться, если они хранятся в жидком азоте и избегают перепадов температуры до 4 лет.
Культивирование клеток в течение 3 недель без среднего обмена ставит вопрос о том, наблюдаются ли значительные изменения осмоляльности или испарение культуральной среды. Однако мы подтвердили, что испарение культуральной среды невелико (скорость восстановления 3,6%). Локализация синаптических белков и морфология нейронов кажутся нормальными через 3 недели. Поэтому 3-недельная культура без медиаобмена не вызывает больших изменений осмоляльности, влияющих на состояние культивируемых нейронов. Хранение пластины в инкубаторе после обработки Ara-C также является важным моментом, который минимизирует испарение.
Нет никаких ограничений в отношении использования замороженных стоковых нейронов. Однако существуют некоторые ограничения метода культуры низкой плотности. Мы подтвердили, что культура низкой плотности может быть применена для морфологического наблюдения нейронов, оценки синаптической функции и трансфекции GFP. Тем не менее, мы не исследовали визуализацию живых клеток. Кроме того, как уже говорилось выше, культура высокой плотности требуется для выполнения электрофизиологии.
Созревание синапсов обычно занимает 3 недели7, и мы не можем подтвердить, что культивируемые нейроны имеют правильные синапсы до конца. Если созревание синапса не будет хорошим через 3 недели, нам придется снова культивировать. Зная качество нейронов до начала экспериментов, мы можем сэкономить эти 3 недели. Поэтому для эффективного проведения экспериментов лучше всего заранее проверить качество нейронов. Замороженные запасы дают возможность заранее проверить качество нейронов. Каждая партия замороженных запасов генерируется из одного помета крыс, и мы можем использовать один из запасов из каждой партии для проверки качества. Дребрин является хорошим маркером для проверки качества нейронов. Как описано, дребрин накапливается в головке позвоночника в зрелых нейронах, и он реагирует на синаптическую стимуляцию. Таким образом, мы можем проверить качество нейронов в замороженных запасах, используя дребрин в качестве маркера.
Этот метод может быть применен для оценки влияния препаратов на синаптическое состояние. Исход дребрина из дендритных шипов происходит на начальных стадиях синаптической пластичности22. Таким образом, обнаружение снижения кластера дребринов, вызванного медикаментозным лечением, показывает, что препарат стимулирует синапс и вызывает синаптическую пластичность. Кроме того, чтобы определить, зависит ли восстановление от NMDAR, полезен эксперимент с использованием 2-амино-5-фосфоновалериановой кислоты (APV, антагонист NMDAR). Используя дребрин в качестве маркера, даже NMDAR-зависимость четко определяется10,15. Описанный метод полезен при скрининге лекарств, фармакологических исследованиях безопасности и оценке синаптической функции.
Томоаки Сирао является генеральным директором AlzMed, Inc. Исследование финансировалось AlzMed, Inc. (500 000 иен в NK для проекта под названием «Высокопроизводительный анализ синаптической функции»).
Мы благодарим Кадзуми Камияму и Манами Каваду за помощь в проведении экспериментов. Эта работа была поддержана JSPS KAKENHI (номер гранта 19K08010 для N.K.) и Японским агентством медицинских исследований и разработок (AMED) (номер гранта JP19bk0104077 и JP22bm0804024 для T.S.).
Name | Company | Catalog Number | Comments |
96 well plate | Zeon Corporation | Gifted | |
96 well plate | greiner | 655986 | |
Anti-drebrin antibody (M2F6) | MBL | D029-3 | Mouse monoclonal (dilution 1:1) |
Anti-MAP2 antibody | Millipore | AB5622 | Rabbit (dilution 1:1000) |
Anti-mouse Alexa Fluor 568 | Thermo Fisher Scientific | A11031 | Dilution 1: 500 |
Anti-rabbit Alexa Fluor | Thermo Fisher Scientific | A11008 | Dilution 1: 500 |
B-27 | Gibco | 17504-044 | 2 v/v% for MEA plates; 50x for normal plates |
Borax | Sigma | B-9876 | Final concentration 12 mM |
Boric acid | WAKO | 021-02195 | Final concentration 50 mM |
Bovine serum albumin | Millipore | 12659-100G | Final concentration: 3% in PBS |
Confocal quantitative image cytometer CellVoyager CQ1 | YOKOGAWA | Phase contrast images | |
Cytosine β-D-arabino-furanoside (Ara-C) | Sigma | C-6645 | Diluted in dH2O (final concentration: 0.2 µM) |
DAPI | FUJIFILM | 340-07971 | Dilution 1:1000 |
GlutaMAX | Gibco | 35050-061 | 2.5 mM for MEA plates; 400x for normal plates |
In Cell Analyzer 2200 | Cytiva | Fluorescence images | |
Laminin | Sigma | 114956-81-9 | Final concentration: 20 µg/mL |
Maestro | Axion Biosystems | MEA recordings | |
MEA plate | Axion Biosystems | M768-tMEA-48W | |
Neurobasal | Gibco | 21103-049 | |
Paraformaldehyde | nacalai tesque | 26126-25 | Final concentration: 4% in PBS |
Penicillin/Streptomycin | Gibco | 15140-122 | 100 U/mL for normal plates |
Penicillin/Streptomycin | nacalai tesque | 26253-84 | 100 µg/mL for MEA plates |
polyethyleimine | Sigma | 9002-98-6 | Final concentration: 0.1% |
Poly-L-lysine | Sigma | P2636 | Diluted in the borate buffer (final concentration: 1 mg/mL) |
SKY Neuron | AlzMed , Inc. | ARH001 | 1.0 x 106 cells/tube |
Sodium azide | FUJIFILM | 195-11092 | 0.1% |
SodiumL(+)-Glutamate monohydrate | WAKO | 194-02032 | Diluted in dH2O (final concentrations: 1 µM, 3 µM, 10 µM, 30 µM, 100 µM) |
Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи
Запросить разрешениеThis article has been published
Video Coming Soon
Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены