JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этой статье мы представляем протокол внутрижизненной визуализации трансплантированного левого легкого мыши с помощью двухфотонной микроскопии. Это представляет собой ценный инструмент для изучения клеточной динамики и взаимодействий в режиме реального времени после трансплантации легких мышей.

Аннотация

Осложнения после трансплантации легких в значительной степени связаны с реакцией иммунной системы хозяина на трансплантат. Такие иммунные реакции регулируются перекрестными помехами между донорскими и реципиентными клетками. Лучшее понимание этих процессов зависит от использования доклинических моделей на животных и помогает возможность изучать транспортировку иммунных клеток внутри трансплантата в режиме реального времени. Прижизненная двухфотонная микроскопия может быть использована для получения изображений тканей и органов на глубине до нескольких сотен микрон с минимальными фотоповреждениями, что дает большое преимущество перед однофотонной конфокальной микроскопией. Селективное использование трансгенных мышей с экспрессией промотор-специфичных флуоресцентных белков и/или адоптивный перенос флуоресцентных клеток, меченных красителем, во время прижизненной двухфотонной микроскопии позволяет динамически изучать одиночные клетки в их физиологической среде. Наша группа разработала метод стабилизации легких мышей, который позволил нам визуализировать клеточную динамику в наивных легких и ортотопически трансплантированных легочных трансплантатах. Этот метод позволяет детально оценить поведение клеток в сосудистой сети и в интерстиции, а также изучить взаимодействия между различными клеточными популяциями. Эта процедура может быть легко изучена и адаптирована для изучения иммунных механизмов, регулирующих воспалительные и толерогенные реакции после трансплантации легких. Она также может быть расширена до изучения других патогенных легочных заболеваний.

Введение

Трансплантация легких является последним вариантом для многих пациентов, страдающих терминальной стадией легочной болезни; Тем не менее, долгосрочная выживаемость после трансплантации легких является низкой по сравнению с другими трансплантациями солидных органов. Выживаемость в 5 лет составляет всего ~60%-70%1, по сравнению с 80%-90% в сердцах2 и 85%-90% в почках3. Многие осложнения после трансплантации легких, такие как первичная дисфункция трансплантата, антитело-опосредованное отторжение и хроническая дисфункция аллотрансплантата легкого, обусловлены иммунным ответом хозяина на аллотрансплантат. Например, наша группа показала, что нейтрофилы быстро рекрутируются в легочный аллотрансплантат после ишемии-реперфузионного повреждения, вызванного трансплантацией, и образуют динамические кластеры, окружающие моноциты крови4. Перекрестная связь между донорскими и реципиентными клетками ответственна за вредные аллоиммунные реакции 5,6,7, и возможность изучения этих динамических клеточных взаимодействий на живой животной модели бесценна.

Двухфотонная микроскопия позволяет получить прижизненную визуализацию с высоким разрешением на глубинах до нескольких сотен микрон с минимальным фотообесцвечиванием тканей 8,9. Он используется в различных тканях и анатомических участках, включая неокортекс10,11, кожу12,13 и почки14,15. В последнее время он был адаптирован к нестатическим органам, таким как легкие и сердце 4,16,17. В этом протоколе мы описываем технику визуализации стабилизированных, вентилируемых и перфузированных легочных трансплантатов после трансплантации левого легкого мышиной ортотопии. Ключевым преимуществом модели трансплантации является возможность генетически манипулировать донором и реципиентом по отдельности. Отдельные клеточные популяции могут быть визуализированы с помощью трансгенных линий мышей с экспрессией флуоресцентных белков, адоптивным переносом флуоресцентно меченных клеток5 или внутривенным введением флуоресцентно меченных антител для связывания клеточно-специфических маркеров 4,16,17,18.

Для того чтобы стабилизировать легкое во время визуализации, этот протокол включает в себя приклеивание легкого к покровному стеклу, в то время как другие группы описали стабилизацию всасывания с помощью изготовленного на заказ обратимого вакуумного устройства19. Наш протокол имеет ряд преимуществ, в том числе большую площадь визуализации и относительную простоту настройки с использованием общедоступных материалов в лаборатории микроскопии (включая покровное стекло и клей). Поскольку этот метод склеивания ограничивает легкое на верхней поверхности, ожидается, что он уменьшит вентиляционное движение и позволит проводить более глубокую визуализацию. Этот прижизненный метод визуализации позволяет подробно наблюдать за поведением и взаимодействием иммунных клеток в режиме реального времени, что способствует изучению иммунных механизмов, регулирующих воспалительные и толерогенные реакции после трансплантации легких.

протокол

Все процедуры обращения с животными проводились в соответствии с рекомендациями Национального института здравоохранения и использования лабораторных животных и одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию в Медицинской школе Вашингтонского университета.

1. Анестезия и интубация

ПРИМЕЧАНИЕ: Ортотопическая трансплантация левого легкого у мышей выполняется, как описано ранее20,21. Легкие от мышей с массой 20-25 г C57BL/6 (B6) трансплантируются реципиентам B6 соответствующего пола и возраста. В6. Мыши-репортеры LysM-GFP используются в качестве реципиентов для отдельных экспериментов по визуализации инфильтрации нейтрофилов в легочные трансплантаты. Мыши-реципиенты могут быть визуализированы сразу после трансплантации легких.

  1. Повторное обезболивание мышей с помощью внутрибрюшинного введения кетамина (80−100 мг/кг) и ксилазина (8−10 мг/кг). Вводите бупренорфин с пролонгированным высвобождением (0,5-1,0 мг/кг) подкожно для дополнительного контроля боли. Подтвердите достаточную глубину анестезии щипцом для лапы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если время между трансплантацией легких и плановой прижизненной визуализацией составляет менее двух часов, можно повторно дозировать анестетик с 50% от начальной дозы кетамина.
  2. Удалите волосы со всей левой части груди с помощью электрической машинки для стрижки и протрите грудь, чтобы удалить лишние подстриженные волоски.
  3. Нанесите немедикаментозную офтальмологическую мазь на глаза мыши, чтобы предотвратить высыхание роговицы.
  4. Повторно интубируйте мышь оротрахеально с помощью ангиокатетера 20 G, как описано ранее21.
  5. Проветривание комнатным воздухом со скоростью 120 вдохов/мин и дыхательным объемом 0,5 куб. см.
  6. Подавайте 1% изофторана эндотрахеально в течение всей процедуры.
  7. Для визуализации кровеносных сосудов во время визуализации введите 20 мкл нецелевых квантовых точек (q-точек) с длиной волны 655 нм в 50 мкл фосфатно-солевого буфера внутривенно не менее чем за 5 минут до визуализации.

2. Хирургическая подготовка левого легкого к визуализации

  1. Поместите мышь в положение правого бокового пролежня (см. рисунок 1A).
  2. Продезинфицируйте кожу груди смесью 0,75% йода и 70% этанола, три раза.
  3. Повторно откройте левую торакотомию (после трансплантации легкого мыши) через третье межреберье (см. рисунок 1A).
  4. Удалите часть кожи и мягких тканей над левым местом торакотомии размером 1,5 см х 1,5 см (см. рисунок 1В).
  5. Перед резекцией ребер сначала зажмите ребра на ~10 с, чтобы тромбировать любой микроциркуляторный русло и достичь гемостаза (см. Рисунок 1C, D).
  6. Резецируйте части3-5-го ребер, чтобы создать окно визуализации, достаточно большое для выхода легкого (~0,8 см краниокаудально и ~1,0 см в переднезаднем направлении, рис. 1D, E).
  7. Остановите любое дополнительное кровотечение из краев ребер с помощью электрокаутеризации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крайне важно добиться гемостаза в разрезанном крае ребер, чтобы избежать чрезмерной кровопотери в период визуализации.
  8. Подложите небольшую шишку (марлю размером 4 см х 4 см, сложенную в продольном направлении в 3 раза) под правую грудную клетку (см. рисунок 1Е).
  9. С помощью ватных палочек приподнимите легочный трансплантат из грудной клетки и поместите нижнюю часть легкого на полоску марли, пропитанной солевым раствором, размером 1 см x 3 см (см. рисунок 1F).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта полоска марли, пропитанной солевым раствором, предотвращает скольжение легкого, поддерживает влажную среду для легких, защищает легкое от острых краев резецированных ребер и отделяет легкое от сердечной деятельности. После того, как камеру круговой визуализации наложат на легкое (рис. 1G, H, описанные в разделе 3), потери тепла и жидкости из открытой грудной полости должны быть минимальными в течение периода визуализации.

3. Подготовка камеры визуализации

ПРИМЕЧАНИЕ: Камера визуализации изготавливается по индивидуальному заказу (см. Рисунок 2A). Эта камера визуализации состоит из опорной пластины и верхней пластины, между которыми размещается мышь и фиксируется на месте подпружиненными болтами с обеих сторон (рис. 2B). Верхняя пластина содержит круглый вырез диаметром ~2 см. В это отверстие на передней стороне верхней пластины помещено черное уплотнительное кольцо соответствующего размера, которое защищает линзу объектива (рис. 2C). Защитное стекло размером 24 мм x 50 мм приклеивается к задней части верхней пластины с помощью высоковакуумной смазки, которая создает водонепроницаемое уплотнение. Это покровное стекло будет служить окном для визуализации, прилипая к легкому внизу и удерживая среду визуализации (т.е. воду) над ней. Следите за тем, чтобы вакуумная смазка не попадала внутрь круглого окна изображения. Покровное стекло будет заменяться для каждого нового эксперимента с визуализацией. Опорная плита нагревается до 35-37 °C с помощью термопарного датчика температуры (рис. 2A).

  1. Поместите интубированную мышь на опорную пластину камеры визуализации открытой левой грудной клеткой вверх (см. рис. 1G, H). Закрепите мышь шелковой лентой на морде, передних лапах и хвосте (см. рисунок 1H и рисунок 2A).
  2. Нанесите клей на нижнюю сторону покровного стекла, прикрепленного к верхней пластине (серый круг на рисунке 2C, низ), оставив в центре круг без клея размером 0,8-1,0 см.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Существует компромисс между размером бесклеевого круга и количеством артефакта движения; Таким образом, рекомендуется, чтобы круг не превышал 1,0 см в диаметре.
  3. Опустите верхнюю пластину до тех пор, пока покровное стекло не соприкоснется с легким, при этом клей коснется поверхности легкого (см. Рисунок 1G).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Левое легкое будет приклеено к покровному стеклу с чистым, не содержащим клея кругом посередине, который является областью, которая будет изображена.
  4. Приложите покровное стекло к легкому и надуйте легкое на 1-2 с, чтобы участок клея прилип к окружающим тканям. Выполните надувание легких, окклюзируя трубку оттока от эндотрахеальной трубки мыши к аппарату искусственной вентиляции легких.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не надувайте легкое дольше 1-2 секунд, так как это может вызвать чрезмерную баротравму.
  5. Слегка отступите от верхней пластины, чтобы уменьшить давление на легочную ткань. Следите за тем, чтобы область легкого в пределах окна визуализации не перемещалась при вентиляции.
  6. Закрепите оба конца верхней пластины, закрепив гайку с накатанной головкой на каждом болте (см. рис. 2B).

4. Двухфотонная визуализация

ПРИМЕЧАНИЕ: Для прижизненной микроскопии следует использовать вертикальный микроскоп с неподвижным истоликом и объективом для погружения в воду с 20-кратной или 25-кратной >1,0-кратной числовой апертурой (NA). Ниже приведена конфигурация, использованная в этом исследовании для B6 - B6. Трансплантат левого легкого LysM-GFP с мечением кровеносных сосудов q-точкой 655 нм. При применении этого протокола настройка микроскопа, лазеров и дихроичных фильтров может быть адаптирована в зависимости от потребностей конкретного эксперимента и используемых флуоресцентных репортеров.

  1. Поместите всю камеру визуализации вместе с интубированной мышью-реципиентом (левое легкое B6, пересаженное в B6. LysM-GFP с q-точками с длиной волны 655 нм) на предметный столик микроскопа (см. рис. 2A).
  2. Используйте дихроичные фильтры с длинами волн 480 нм, 560 нм и 635 нм, которые будут соответствующим образом отделять сигналы от репортера GFP, q-точек и сигнала генерации второй гармоники (ГВГ) (445 нм), генерируемого коллагеном. Эти фильтры могут быть адаптированы в зависимости от конкретного эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сигнал ГСП, генерируемый коллагеном, разграничивает темные кратерообразные структуры, которые представляют собой альвеолярные воздушные пространства (см. белые стрелки на рисунке 3).
  3. Установите титан-сапфировый фемтосекундный импульсный лазер на 890 нм (в ближнем инфракрасном диапазоне) для возбуждения. Используйте минимально возможную мощность лазера для достижения достаточного сигнала.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Настройки лазера должны быть отрегулированы в соответствии с конкретным экспериментом, чтобы максимизировать разделение сигнала.
  4. Нанесите ~1 мл воды, чтобы полностью покрыть защитное стекло на верхней пластине, которое будет удерживаться на месте с помощью уплотнительного кольца и вакуумного уплотнения защитного стекла на верхней пластине (см. Рисунок 1G и Рисунок 2C).
  5. Используйте 20-кратный объектив для погружения в воду >1.0 NA на микроскопе. Убедитесь, что объектив адаптирован в соответствии с конкретным экспериментом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Больший NA позволяет собирать больше света, повышать контрастность и детализировать изображения. Цели погружения в воду предпочтительны, так как вода или буфер более совместимы с биологическими тканями.
  6. Опустите объектив микроскопа в воду и сфокусируйтесь на поверхности легкого.
  7. Активируйте нагреватель опорной плиты и поддерживайте температуру на уровне 35-37 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если есть опасения по поводу неспособности поддерживать температуру тканей или адекватной перфузии легкого, можно подключить два дополнительных резистера для нагрева верхней пластины в дополнение к опорной пластине (см. дополнительный рисунок 1).
  8. Приобретайте стеки изображений с помощью программного обеспечения для сбора изображений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что во время съемки в комнате полностью темно, что может включать в себя использование плотных штор/жалюзи и стратегическое покрытие всех источников света.

5. Получение видео

ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие параметры могут быть адаптированы в зависимости от конкретного эксперимента. Шаги 5.1-5.3 описывают конкретные параметры, используемые для B6 - B6. Трансплантация левого легкого мышам Lysm-GFP, которую можно использовать в качестве справочного руководства.

  1. С помощью двунаправленного сканера со скоростью передачи видео установите размеры сканирования x-y на 512 x 512 пикселей.
  2. С помощью шагового блока xyz можно получить покадровую запись 21-шагового z-стека с 10-кадровым усреднением на шаг. Для получения каждого стека требуется около 20 секунд, что включает в себя время, необходимое для усреднения кадров, шагового двигателя для перемещения и проверки его положения, а также задержку в 100 мс.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Двунаправленный сканер на микроскопе, использованном в этом исследовании, работает со скоростью видео 30 кадров в секунду. Это может отличаться в зависимости от конкретной конфигурации микроскопа.
  3. Получите 80 последовательных z-стеков для получения покадровой визуализации миграции лейкоцитов в тканевой паренхиме. Это занимает около ~27 минут при 20 с/стек.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер стека, усреднение кадров, мощность лазера и общая продолжительность покадровой записи должны быть сведены к минимуму, чтобы предотвратить чрезмерное воздействие лазера на ткани. Если используемые флуоресцентные репортеры яркие (т.е. GFP) и мощность лазера низкая, то повторение 21-ступенчатого z-стека со средним значением 10 кадров, 512 x 512 пикселей, с интервалом 20 секунд в течение ~27 мин, хорошо переносится мышью. Если требуется более длительная визуализация, время сбора данных на стек должно быть увеличено, чтобы общая лазерная экспозиция оставалась неизменной (т.е. 1 мин на стек в течение ~1,5 ч). Эти настройки необходимо будет оптимизировать в зависимости от используемых флуоресцентных репортеров.
  4. Усыпьте мышь в конце получения изображения. Для усыпления мышь обезболивают кетамином (80−100 мг/кг) и ксилазином (8−10 мг/кг) с последующим вывихом шейки матки. Обычные препараты для визуализации легко сохраняют жизнеспособность мыши в течение 2 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы продлить этот период, может потребоваться дополнительный прием жидкости, анестезия изофлураном и внимание к регулированию температуры.
  5. Полный рендеринг видео с помощью Imaris. Также можно использовать другое программное обеспечение для обработки изображений (например, ImageJ).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изображения могут быть обработаны после получения изображения с использованием повышения контрастности, сглаживания и арифметики каналов для устранения перекрестных помех каналов.

Результаты

После 1 ч хранения холодом при температуре 4 °C мы ортотопически пересадили левое легкое от мыши B6 в B6. LysM-GFP мышь4, а затем была проведена прижизненная двухфотонная визуализация, как описано выше. Мы проводили визуализацию в два временных момента после тран?...

Обсуждение

Двухфотонное возбуждение было впервые описано в ее докторской диссертации Марией Гёпперт-Майер в 1931 году, которая позже получила Нобелевскую премию по физике за описание структуры ядерной оболочки22,23. Традиционная флуоресцентная мик?...

Раскрытие информации

Авторы не сообщают о каких-либо соответствующих разоблачениях.

Благодарности

Эта работа поддержана грантами NIH 1P01AI11650 и Фонда Барнс-Еврейской больницы. Мы благодарим Центр визуализации In Vivo в Медицинской школе Вашингтонского университета.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.75% povidone-iodineAplicareNDC 52380-0126-2For disinfectant
1-inch 20G IV catheterTerumoSROX2025CAFor endotracheal tube (ETT)
1-inch silk tapeDurapore3M ID 7100057168To secure mouse in position
20x water immersion long objective lensOlympusN20X-PFH
3M Vetbond glueMedi-Vet.com10872To glue coverglass to lung
655 nm non-targeted quantum dotsThermoFisherQ21021MPFor labeling of blood vessels
70% ethanolSigma AldrichEX0281For disinfectant
Argent High Temp Fine Tip Cautery PenMcKesson231
Black O ring (2 cm)Hardware storeN/AFor custom-built imaging chamber
Bolt (2)Hardware storeN/AFor custom-built imaging chamber
Brass thumb nut (2)Hardware storeN/AFor custom-built imaging chamber
Buprenorphine 1.3 mg/mLFidelis Animal HealthNDC 86084-100-30For pain control
Chameleon titanium-sapphire femtosecond pulsed laserCoherentN/A
Cover glass (24 mm x 50 mm)Thomas Scientific1202F63For custom-built imaging chamber
Curved mosquito clamp (1)Fine Science Tools13009-12
Dual channel heater controllerWarner InstrumentsTC-344B
Fine scissors (1)Fine Science Tools15040-11
Fixed-stage upright microscopeOlympusBX51WI
Gauze (cut to 1 cm x 3 cm)McKesson476709To place under left lung
High vacuum greaseDow CorningN/ATo adhere coverglass onto top plate
Isoflurane 1%Sigma Aldrich26675-46-7For anesthesia
Ketamine hydrochloride 100 mg/mLVedcoNDC 50989-996-06For anesthesia
Metal sheet (3 cm x 7 cm)Hardware storeN/AFor custom-built imaging chamber
Pointed cotton-tipped applicatorsSolon56225To manipulate lung and for blunt dissection
Power Pro Ultra clipperOster078400-020-001
Puralube Vet eye ointmentMedi-Vet.com11897To prevent eye dessiccation
Small animal ventilatorHarvard Apparatus55-0000
Straight forceps (1)Fine Science Tools91113-10
Three channel shutter driverUniblitzVMM-D3Resonant scanner
x.y.z optical stepper motorPrior ScientificOptiScan II
Xylazine 20 mg/mLAkornNDC 59399-110-20For pain control

Ссылки

  1. Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-eighth adult lung transplantation report - 2021; Focus on recipient characteristics. J Heart Lung Transplant. 40 (10), 1060-1072 (2021).
  2. Khush, K. K., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: 37th adult heart transplantation report-2020; focus on deceased donor characteristics. J Heart Lung Transplant. 39 (10), 1003-1015 (2020).
  3. Wang, J. H., Skeans, M. A., Israni, A. K. Current status of kidney transplant outcomes: Dying to survive. Adv Chronic Kidney Dis. 23 (5), 281-286 (2016).
  4. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  5. Li, W., et al. Bronchus-associated lymphoid tissue-resident Foxp3+ T lymphocytes prevent antibody-mediated lung rejection. J Clin Invest. 129 (2), 556-568 (2019).
  6. Kurihara, C., et al. Crosstalk between nonclassical monocytes and alveolar macrophages mediates transplant ischemia-reperfusion injury through classical monocyte recruitment. JCI Insight. 6 (6), e147282 (2021).
  7. Spahn, J. H., et al. DAP12 expression in lung macrophages mediates ischemia/reperfusion injury by promoting neutrophil extravasation. J Immunol. 194 (8), 4039-4048 (2015).
  8. Miller, M. J., Wei, S. H., Parker, I., Cahalan, M. D. Two-photon imaging of lymphocyte motility and antigen response in intact lymph node. Science. 296 (5574), 1869-1873 (2002).
  9. Cahalan, M. D., Parker, I., Wei, S. H., Miller, M. J. Two-photon tissue imaging: seeing the immune system in a fresh light. Nat Rev Immunol. 2 (11), 872-880 (2002).
  10. Svoboda, K., Helmchen, F., Denk, W., Tank, D. W. Spread of dendritic excitation in layer 2/3 pyramidal neurons in rat barrel cortex in vivo. Nat Neurosci. 2 (1), 65-73 (1999).
  11. Helmchen, F., Svoboda, K., Denk, W., Tank, D. W. In vivo dendritic calcium dynamics in deep-layer cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (11), 989-996 (1999).
  12. Ng, L. G., et al. Visualizing the neutrophil response to sterile tissue injury in mouse dermis reveals a three-phase cascade of events. J Invest Dermatol. 131 (10), 2058-2068 (2011).
  13. Lammermann, T., et al. Neutrophil swarms require LTB4 and integrins at sites of cell death in vivo. Nature. 498 (7454), 371-375 (2013).
  14. Ashworth, S. L., Sandoval, R. M., Tanner, G. A., Molitoris, B. A. Two-photon microscopy: visualization of kidney dynamics. Kidney Int. 72 (4), 416-421 (2007).
  15. Zhang, K., et al. In vivo two-photon microscopy reveals the contribution of Sox9(+) cell to kidney regeneration in a mouse model with extracellular vesicle treatment. J Biol Chem. 295 (34), 12203-12213 (2020).
  16. Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. J Clin Invest. 122 (7), 2499-2508 (2012).
  17. Nava, R. G., et al. Two-photon microscopy in pulmonary research. Semin Immunopathol. 32 (3), 297-304 (2010).
  18. Li, W., et al. Necroptosis triggers spatially restricted neutrophil-mediated vascular damage during lung ischemia reperfusion injury. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (10), e2111537119 (2022).
  19. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nat Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  20. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nat Protoc. 4 (1), 86-93 (2009).
  21. Okazaki, M., et al. A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation. Am J Transplant. 7 (6), 1672-1679 (2007).
  22. Grzybowski, A., Pietrzak, K. Maria Goeppert-Mayer (1906-1972): two-photon effect on dermatology. Clin Dermatol. 31 (2), 221-225 (2013).
  23. Göppert-Mayer, M. Uber Elementarakte mit zwei Quantensprüngen. Ann Phys. 401 (3), 273-294 (1931).
  24. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nat Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  25. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  26. Diaspro, A., et al. Multi-photon excitation microscopy. Biomed Eng Online. 5, 36 (2006).
  27. Williams, R. M., Piston, D. W., Webb, W. W. Two-photon molecular excitation provides intrinsic 3-dimensional resolution for laser-based microscopy and microphotochemistry. FASEB J. 8 (11), 804-813 (1994).
  28. Denk, W., et al. Anatomical and functional imaging of neurons using 2-photon laser scanning microscopy. J Neurosci Methods. 54 (2), 151-162 (1994).
  29. Chtanova, T., et al. Dynamics of neutrophil migration in lymph nodes during infection. Immunity. 29 (3), 487-496 (2008).
  30. von Bruhl, M. L., et al. Monocytes, neutrophils, and platelets cooperate to initiate and propagate venous thrombosis in mice in vivo. J Exp Med. 209 (4), 819-835 (2012).
  31. Stanciu, S. G., et al. Experimenting liver fibrosis diagnostic by two photon excitation microscopy and Bag-of-Features image classification. Sci Rep. 4, 4636 (2014).
  32. Hsiao, C. Y., et al. Improved second harmonic generation and two-photon excitation fluorescence microscopy-based quantitative assessments of liver fibrosis through auto-correction and optimal sampling. Quant Imaging Med Surg. 11 (1), 351-361 (2021).
  33. Schafer, S. T., et al. An in vivo neuroimmune organoid model to study human microglia phenotypes. Cell. 186 (10), 2111-2126 (2023).
  34. Theer, P., Hasan, M. T., Denk, W. Two-photon imaging to a depth of 1000 microm in living brains by use of a Ti:Al2O3 regenerative amplifier. Opt Lett. 28 (12), 1022-1024 (2003).
  35. Headley, M. B., et al. Visualization of immediate immune responses to pioneer metastatic cells in the lung. Nature. 531 (7595), 513-517 (2016).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. Am J Pathol. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nat Protoc. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  38. Fiole, D., et al. Two-photon intravital imaging of lungs during anthrax infection reveals long-lasting macrophage-dendritic cell contacts. Infect Immun. 82 (2), 864-872 (2014).
  39. MacLean, A. J., et al. Secondary influenza challenge triggers resident memory B cell migration and rapid relocation to boost antibody secretion at infected sites. Immunity. 55 (4), 718-733 (2022).
  40. Abdulreda, M. H., et al. High-resolution, noninvasive longitudinal live imaging of immune responses. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (31), 12863-12868 (2011).
  41. Camirand, G. New perspectives in transplantation through intravital microscopy imaging. Curr Opin Organ Transplant. 18 (1), 6-12 (2013).
  42. Camirand, G., et al. Multiphoton intravital microscopy of the transplanted mouse kidney. Am J Transplant. 11 (10), 2067-2074 (2011).
  43. Celli, S., Albert, M. L., Bousso, P. Visualizing the innate and adaptive immune responses underlying allograft rejection by two-photon microscopy. Nat Med. 17 (6), 744-749 (2011).
  44. Hsiao, H. M., et al. Spleen-derived classical monocytes mediate lung ischemia-reperfusion injury through IL-1beta. J Clin Invest. 128 (7), 2833-2847 (2018).
  45. Li, W., et al. Resolvin D1 prevents injurious neutrophil swarming in transplanted lungs. Proc Natl Acad Sci U S A. 120 (31), e2302938120 (2023).
  46. Li, W., et al. Ferroptotic cell death and TLR4/Trif signaling initiate neutrophil recruitment after heart transplantation. J Clin Invest. 129 (6), 2293-2304 (2019).
  47. Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-Brief report. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (5), 1030-1036 (2018).
  48. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  49. Garcia, J. A., Cardona, S. M., Cardona, A. E. Analyses of microglia effector function using CX3CR1-GFP knock-in mice. Methods Mol Biol. 1041, 307-317 (2013).
  50. Kim, Y. M., Jeong, S., Choe, Y. H., Hyun, Y. M. Two-photon intravital imaging of leukocyte migration during inflammation in the respiratory system. Acute Crit Care. 34 (2), 101-107 (2019).
  51. Bajpai, G., et al. Tissue resident CCR2- and CCR2+ cardiac macrophages differentially orchestrate monocyte recruitment and fate specification following myocardial injury. Circ Res. 124 (2), 263-278 (2019).
  52. Adamo, L., et al. Myocardial B cells are a subset of circulating lymphocytes with delayed transit through the heart. JCI Insight. 5 (3), e134700 (2020).
  53. Lohmeyer, J., Friedrich, J., Rosseau, S., Pralle, H., Seeger, W. Multiparameter flow cytometric analysis of inflammatory cells contained in bronchoalveolar lavage fluid. J Immunol Methods. 172 (1), 59-70 (1994).
  54. Neupane, A. S., et al. Patrolling alveolar macrophages conceal bacteria from the immune system to maintain homeostasis. Cell. 183 (1), 110-125 (2020).
  55. McDonald, B., et al. Intravascular danger signals guide neutrophils to sites of sterile inflammation. Science. 330 (6002), 362-366 (2010).
  56. Zipfel, W. R., et al. Live tissue intrinsic emission microscopy using multiphoton-excited native fluorescence and second harmonic generation. Proc Natl Acad Sci U S A. 100 (12), 7075-7080 (2003).
  57. Borriello, L., Traub, B., Coste, A., Oktay, M. H., Entenberg, D. A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung. J Vis Exp. (173), e62761 (2021).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены