Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu yazıda, klinik öncesi kullanım için onkolitik herpes simpleks virüsünün basit bir büyüme, arınma ve titrasyon yöntemini açıklıyoruz.

Özet

Onkolitik herpes simpleks virüsü (oHSV) gibi onkolitik virüsler (OV'ler), kanser immünoterapisi alanında hızla büyüyen bir tedavi stratejisidir. OHSV de dahil olmak üzere OV'ler, anti-tümör bağışıklığını teşvik ederken kanser hücrelerini (sağlıklı / normal hücreleri koruma) seçici olarak çoğaltır ve öldürür. Bu benzersiz özellikler nedeniyle, oHSV tabanlı tedavi stratejileri, FDA onaylı talimogene laherparevec (T-Vec) dahil olmak üzere, preklinik ve klinik olarak kanserin tedavisi için giderek daha fazla kullanılmaktadır. Büyüme, arınma ve titrasyon, deneysel çalışmalar için kullanılmadan önce oHSV'ler de dahil olmak üzere herhangi bir TV için üç temel laboratuvar tekniğidir. Bu makalede, Vero hücrelerinde oHSV'yi yükseltmek için basit bir adım adım yöntem açıklanmaktadır. İhSV'ler çoğaldıkça Vero hücrelerinde sitopatik etki (CPE) üretirler. Enfekte hücrelerin% 90-100'ü cpe gösterdiğinde, hafifçe hasat edilir, benzonaz ve magnezyum klorür (MgCl2)ile muamele edilir ve sakkaroz-gradyan yöntemi kullanılarak saflaştırmaya tabi tutulur. Saflaştırmadan sonra, enfeksiyöz oHSV sayısı (plak oluşturan birimler veya PTU'lar olarak belirlenir) Vero hücrelerinde bir "plak tahlil" ile belirlenir. Burada açıklanan protokol, hücre kültüründe ve in vivo hayvan deneylerinde in vitro çalışmalar için yüksek titer oHSV stoğu hazırlamak için kullanılabilir.

Giriş

Onkolitik virüsler (OV'ler) kanser immünoterapisinin ortaya çıkan ve benzersiz bir şeklidir. OV'ler seçici olarak tümör hücrelerinin içinde çoğalır ve lyse (normal / sağlıklı hücrelerin idaresi)1 anti-tümör bağışıklığını teşvik ederken2. Onkolitik herpes simpleks virüsü (oHSV), tüm OV'ler arasında en kapsamlı çalışılan virüslerden biridir. Klinikte en uzaktır, Talimogene laherparepvec (T-VEC) ileri melanom tedavisi için ABD'de FDA onayı alan ilk ve tekOV 3. T-VEC'ye ek olarak, genetik olarak tasarlanmış diğer birçok oHSV, farklı kanser türleri 3 , 4 , 5,6,7,8'depreklinik ve klinik olarak test edilmektedir. Mevcut gelişmiş rekombinant DNA biyoteknolojisi, terapötik transgene(ler)3,5için mühendislik yeni oHSV kodlamasının fizibilitesini daha da artırmıştır. Herhangi bir (yeni geliştirilen) oHSV in vitro ve in vivo çalışmalar için test edilemeden önce verimli bir oHSV yayılım, saflaştırma ve titer belirleme sistemi kritik öneme sahiptir. Bu makalede, oHSV büyümesinin (Vero hücrelerinde), saflaştırmanın (sakkaroz-gradyan yöntemiyle) ve titrasyonun (Vero hücrelerinde oHSV plak tahlili ile) basit bir adım adım yöntemi açıklanmaktadır (Şekil 1). Preklinik çalışmalar için yüksek kaliteli bir viral stok elde etmek için herhangi bir Biyogüvenlik Seviye 2 (BSL2) laboratuvar ortamında kolayca benimsenebilir.

Vero, Bir Afrika yeşil maymun böbrek hücre hattı, oHSV yayılma 9 için en sık kullanılan hücre hattıdır9,10,11,12,13 Vero hücreleri kusurlu bir antiviral interferon sinyal yolu vardır14. Interferon genlerinin inaktive stimülatörü (STING) sinyali veren diğer hücre hatları da oHSV büyümesi için kullanılabilir12,13. Bu protokol, oHSV büyümesi ve plak tahlilleri için Vero hücrelerini kullanır. Yayılmadan sonra, oHSV ile enfekte hücreler toplanır, yutulur ve saflaştırmaya tabi tutulur, burada lislenmiş hücreler ilk olarak konak hücre DNA'sını bozmak, nükleik asit-protein toplamasını önlemek ve hücre lisatının viskozitesini azaltmak için benzonaz çekirdeği ile tedavi edilir. Benzonazın uygun aktivasyonu genellikle Mg2 +gerektirdiğinden, bu protokolde 1-2 mM MgCl2 kullanılır15. Benzonazla işlenmiş hücre lisatından konak hücre kalıntıları, yüksek hızlı sakkaroz-gradyan santrifüjlemeden önce seri filtrasyon ile daha da ortadan kalkar. Viskoz% 25 sakkaroz çözelti yastığı, sakkaroz tabakasından daha yavaş bir virüs geçiş hızı sağlamaya yardımcı olur, konak hücre ile ilgili bileşenleri süpernatanta bırakır, böylece saflaştırmayı iyileştirir ve peletteki virüs kaybını sınırlar16. Saflaştırılmış oHSV daha sonra Vero hücreleri üzerinde titratlanır ve viral plaklar Giemsa boyama17 veya X-gal boyama (LacZ kodlama oHSV'leri için)18ile görselleştirilir.

Protokol

1) oHSV büyümesi

NOT: oHSV ile çalışmadan önce kurumsal biyogüvenlik komitesi onayını sağlayın. Bu çalışma 18007 sayılı onaylanmış IBC Protokolü kapsamında gerçeklenmiştır. BSL2 önlemlerini koruyun: virüsle temas eden tüm pipetleri, uçları, tüpleri ve diğer malzemeleri ağartın. Eller BSL2 hücre kültürü başlığından ayrılmadan önce eldivenleri% 70 izopropil alkolle püskürtün. Bir virüsle çalıştıktan sonra ellerinizi her zaman sabunlu suyla iyice yıkayın.

  1. Gün -1, tohum düşük geçişli Vero hücreleri 20 T-150 cm2 şişelerde 7-8 × 106 hücre / şişe yoğunluğunda normal Vero hücre ortamında.
    NOT: Vero ortamı, Dulbecco'nun modifiye kartal ortamı (DMEM) %10 ısı inaktive fetal baldır serumu (IFCS) ile takviye edilmesiyle hazırlanır.
  2. 0. Günde (hücreler% 80-90 birleştiğinde), Vero hücrelerine oHSV inoculum ekleyin.
    1. Virüs inokülumunun hazırlanması
      1. Virüs amplifikasyonu için 0,01 'lik çok miktarda enfeksiyon (MOI) kullanın (MOI, virüsün çoğaltma kapasitesine bağlı olarak 0,01 ila 0,1 arasında değişebilir). 20 şişe için virüs (mL) miktarını hesaplamak için formülü (1) kullanın.
        20 şişe için virüs miktarı (mL) = virüs stoğunun ihtiyaç duyduğu virüs miktarı (pfu)/titer (pfu/mL)(1)
      2. Virüs inoculum hazırlamak için %1 IFCS ile desteklenmiş yüksek glikoz dulbecco fosfat tamponlu salin (DPBS) kullanın (T-150 cm 2 şişe başına7 mL, yani 20 şişe için ~140 mL). Gerekli miktarda oHSV'yi 140 mL yüksek glikoz DPBS/%1 IFCS çözeltisine, girdabı 1 dakikaya ekleyin ve karışımı Vero hücrelerine ek olarak hazır tutun.
    2. T-150 cm2 şişeleri %1 IFCS (10 mL/yıkama) ile desteklenmiş yüksek glikozlu DPBS ile 2x yıkayın. DPBS/%1 IFCS'yi epire edin ve 7 mL virüs inoculum/T-150 cm2 şişe ekleyin.
    3. İnoculumun Vero monolayer üzerinde uygun dağılımı için bir şişe rocker kullanarak şişeleri 5 dakika hafifçe sallayın ve ardından şişeleri 37 °C'de 1,5-2 saat kuluçkaya yatırın. İnkübatör rafın düz olduğundan emin olun.
    4. Inoculum'u çıkarın ve %1 IFCS (25 mL/şişe) ile desteklenmiş DMEM ekleyin. Şişeleri 2-4 gün kuluçkaya yatırın.
  3. Şişeleri günlük %90-100 CPE için kontrol edin (bkz. Şekil 2).
  4. OHSV ile enfekte olmuş Vero hücrelerini hasat edin.
    1. Kültür üstnatantını (~20 mL) her şişeden (her şişede ~5 mL bırakın) 50 mL konik santrifüj tüplerinde veya ortam kabında toplayın.
    2. Hücreleri şişelerin dibinden hafifçe kazımak için bir hücre kazıyıcı kullanın.
      NOT: Hücreler hızla şişelerden çıkmalıdır.
    3. Her şişeye ~15 mL kültür süpernatantını ekleyin (adım 1.4.1'de toplanır) (her şişede ~20 mL hacmini, yani 20 şişe için 400 mL'lik hacim getirir) ve şişelerin altını 10 mL steril serolojik pipet kullanarak birkaç kez hafifçe yıkayın.
      NOT: Kuvvetli bir şekilde boru yapmayın. Tüm hücreleri sağlam tutmayı hedefleyin.
    4. Hücreleri (+ orta) buz üzerinde 50 mL konik santrifüj tüpleri halinde toplayın (20 şişeden 400 mL hasat edilen hücreleri tutmak için 8 tüp kullanın).
    5. Hücreleri 4 °C'de 10 dakika boyunca 300 g'da döndürün ve süpernatantı aspire edin.
    6. 1,25 mL ekleyin (%50) Virüs Arabelleği (VB) ve 1,25 mL (%50) kültür süpernatantı (adım 1.4.1'de toplanır) her santrifüj tüpüne ve her peletin iyice yeniden askıya alın. Yeniden askıya alınan hücreleri sekiz adet 50 mL santrifüj tüpünden bir adet 50 mL konik santrifüj tüpüne aktarın.
      NOT: Tablo 1'deVB çözümünün hazırlanmasına bakın. Vb çözeltisini bir ortam sterilizasyon filtresi kullanarak filtreleyin. Yeniden süspansiyon için T-150 cm 2 şişe başına 0,5 mL VB +0,5 mL süpernatant kullanın, yani 20 şişe (20 mL) için 10 mL VB ve 10 mL kültür süpernatant kullanın.
    7. Yeniden askıya alınan hücreleri kuru buz/%100 etanol kullanarak çıtlatın ve -80 °C'de saklayın.

2) oHSV saflaştırma

  1. Snap-freeze (kuru buzda ve% 100 etanolde)/çözünme (37 °C ılık su banyosunda) hücrelerin üst üste virüs salmasını sağlamak için toplam 3 döngü boyunca 1 dakika boyunca su banyosu sonication takip eder.
    NOT: 40 kHz, 120 V güç kullanarak 1 dakika boyunca sonication gerçekleştirin. Ayarlanabilir bir sonicator mevcut değilse, ultrasonik su banyosu sonicator kullanın. Bölüm 3'te titrasyon için 50 μL aliquot alın, bu da saflaştırma prosedürü sırasında aşağıdaki adımlardan hangisinin potansiyel virüs kaybından sorumlu olduğunu belirlemeye yardımcı olacaktır.
  2. Hücre lisatını Benzonase Nükleaz (175 birim/mL) + 2 mM MgCl2 (1 M stok = 2 μL/mL), girdap ile tedavi edin ve 37 °C'de 30 dakika kuluçkaya yatırın. Tüpü buza yerleştirin ve aşağıdaki adımları 4 °C'de uygulayın.
  3. Düşük hızlı santrifüjleme ile hücre kalıntılarını peletle.
    1. Hücre lisatını 10 dakika boyunca 300 g'da döndürün.
    2. Süpernatantı yeni bir 50 mL konik santrifüj tüpünde toplayın (hücre peletini 0,5 mL VB'de yeniden askıya alın, pelet-1 olarak belirleyin ve adım 2.3.5'te kullanılmak üzere 4 °C'de saklayın; bkz. Şekil 1).
    3. Süpernatantı (adım 2.3.2'de elde edilir) 10 dakika boyunca 500 g'da tekrar döndürün.
    4. Süpernatantı yeni bir 50 mL konik santrifüj tüpünde toplayın (hücre peletini 0,5 mL VB'de yeniden askıya alın, pelet-2 olarak belirleyin ve adım 2.3.5'te kullanılmak üzere 4 °C'de saklayın; bkz. Şekil 1).
    5. Yeniden askıya alınan pelet-1 (2.3.2'den itibaren) ve pelet-2'yi (2.3.4'ten itibaren) yeni bir 1.7 mL santrifüj tüpünde, girdap / sonicate (su banyosu) 2x'te birleştirin ve 10 dakika boyunca 400 g'da döndürün. Süpernatantı toplayın ve adım 2.3.4'te elde edilen üstünlükle birleştirin; Bkz. Şekil 1).
      NOT: 2.4. adımda filtrasyon prosedüründen önce viral toplamayı önlemek için 40 kHz, 120 V güç kullanarak 1 dakika boyunca sonication gerçekleştirin. Bölüm 3'te titrasyon için kombine süperndantin 50 μL aliquot'ını alın.
  4. Aşağıdaki 3 adımlı filtrasyon yöntemini kullanarak birleşik süpernatantı (~21 mL, yani 1,4,6'dan 20 mL, 2,3,2'den 0,5 mL ve 2,3,4'ten 0,5 mL) filtreleyin.
    1. 10 mL şırıng kullanarak (filtreden kolay geçiş için her seferinde 5-7 mL) süpernatanttan 21 mL çizin ve yeni bir 50 mL konik santrifüj tüpüne (TUBE 1olarak etiketlenmiş) yerleştirilen steril 5 μm polivinylidene difluoride (PVDF) membran filtresinden geçirin.
      1. 2.4.1'de boşaltılmış 50 mL konik santrifüj tüpüne 1 mL VB ekleyin (kalan virüs süpernatant miktarını toplamak için), girdap ve TUBE 1'e yerleştirilen aynı 5 μm PVDF filtreden geçirin (toplamı 22 mL filtrata getirin). 2.4.2 adımına geçin.
    2. TUBE 1'den (2.4.1'de olduğu gibi) 22 mL filtrat çekin ve yeni bir 50 mL konik santrifüj tüpüne (TUBE 2 olarak etiketlenmiş) yerleştirilen steril 0,8 μm karışık selüloz ester (MCE) membran filtresinden geçirin.
      1. 2.4.2, girdap adımında boşaltılan TUBE 1'e 1 mL VB ekleyin ve TUBE 2'ye yerleştirilen aynı 0.8 μm MCE filtresinden geçirin (toplam 23 mL filtrat ekleyin). 2.4.3 adımına geçin.
    3. TUBE 2'den 23 mL filtrat çekin (2.4.1'de olduğu gibi) ve yeni bir 50 mL konik santrifüj tüpüne (TUBE 3olarak etiketlenmiş) yerleştirilen steril 0.45 μm PVDF filtreden geçirin.
      1. 2.4.3, girdap adımında boşaltılan TUBE 2'ye 1 mL VB ekleyin ve TUBE 3'e yerleştirilen aynı 0.45 μm PVDF filtresinden geçirin (toplam 24 mL filtrat ekleyin).
        NOT: Bölüm 3'te titrasyon için filtrat 50 μL aliquot alın.
  5. Sakkaroz gradyan yöntemini kullanarak yüksek hızlı santrifüjleme
    NOT: Bu protokolde sabit açılı F13-14x50cy rotor kullanılmıştır. Aşağıdaki adımlara geçmeden önce hem rotor hem de santrifüj 4 °C'de olmalıdır.
    1. Yeni bir 50 mL konik santrifüj tüpüne 10 mL buz gibi, steril filtreli %25 sakkaroz çözeltisi (Hank'in Dengeli Tuz Çözeltisinin 100 mL'sinde 25 g sakkaroz tozu çözülerek hazırlanır) ekleyin.
    2. Yavaşça (3 mL / dak) sakkaroz tabakasının üzerine 24 mL virüs filtratı (adım 2.4.3.1'den elde edilir) ekleyin. Virüs filtratının ve sakkaroz çözeltisinin ayrı katmanlarını korumaya özen edin.
      NOT: Virüs tabakasının 30 mL'ye kadar olan kısmı sakkaroz çözeltisinin 10 mL'sine kadar eklenebilir.
    3. Tüpü 4 °C'de 22.620 g'da 90 dakika santrifüj edin.
    4. Süpernatantı ve sakkaroz tabakasını 50 mL konik santrifüj tüpünden çıkarın.
      NOT: Virüs peleni beyazımsı olmalıdır. Bölüm 3'te titrasyon için süpernatanttan 50 μL aliquot ve sakkaroz tabakasının 50 μL aliquot'ını alın.
  6. Peleti % 10 gliserol / PBS çözeltisinde yeniden askıya alın.
    1. Peleti örtmek için 50 mL konik santrifüj tüpüne 1 mL steril % 10 gliserol (PBS ile seyreltilmiş) ekleyin.
      NOT: Yeniden askıya alınan karışımın miktarı pelet boyutuna bağlı olarak değişebilir (0,8-1,2 mL gibi). Daha küçük bir hacim daha yüksek bir virüs konsantrasyonu sağlar.
    2. 50 mL konik santrifüj tüpünü 2-4 saat boyunca buza yerleştirin. Bu süre zarfında, peletin yerinden edilmesine / yeniden askıya almasına yardımcı olmak için 30 s boyunca her 15 dakikada bir pelet sonatik/girdap.
    3. Yeniden askıya alınan peleti (1 mL% 10 gliserol / PBS + pelet boyutu toplam hacmi ~ 1.3 mL'ye getirecektir) 2 mL mikrosantrifüj tüpünde toplayın. [İsteğe bağlı: Peletin kalan iz miktarını toplamak için aynı 50 mL konik santrifüj tüpüne 0,3 mL daha ekleyin, yukarı ve aşağı borulayın ve toplam hacmi ~1,6 mL'ye getirmek için 2.6.3 adımında yeniden askıya alınan peletle birleştirin.]
      1. 2.6.3 adımındaki süspansiyon bulanık veya bulutluysa (hücre kalıntıları nedeniyle), tüpü 10 dakika boyunca 500 g'da santrifüj edin, süpernatantı yeni bir 2 mL mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve 2.6.4 adımına geçin.
    4. Bölüm 3'te oHSV titrasyonu için 50 μL aliquot alın. Çözeltinin geri kalanını (250 μL/aliquot) vidalı kapaklı steril mikrosantrifüj tüplere (uzun süreli depolama için iyi kapatılmış), snap-freeze'e alın ve kullanıma kadar -80 °C'de saklayın (oHSV titresi belirlendikten sonra deneysel çalışmalara hazır).
      NOT: Virüsle temas eden tüm malzemeler, kaputtan veya bertaraftan çıkarılmadan önce ultraviyole radyasyonla ağartılmalı veya tedavi edilmelidir.

3. oHSV titrasyon ve plak tahlil

  1. Tohum 1.7-1.8 x 105 Vero hücreleri/kuyu vero hücre ortamında 6 kuyulu hücre kültür plakasında (%10 IFCS ile DMEM; bkz. adım 1.1).
    NOT: Hücrelerin kuyu boyunca homojen bir şekilde dağıtıldığından emin olun; kuyuların ortasında hücrelerin birikmesine neden olabilecek plakayı döndürmeyin. Girdabı önlemek için, plakayı yavaşça elle dikey, sonra yatay olarak sallayın ve ardından plakayı inkübatöre hafifçe yerleştirin.
  2. Ertesi gün (hücreler% 70-80 izdiah ulaştığında), kültür ortamını aspire edin ve% 1 IFCS ile desteklenmiş 1 mL / kuyu yüksek glikoz PBS ekleyin. 3.3. adım tamamlanana kadar plakayı hücre kültürü başlığında bırakın.
  3. PBS/%1 IFCS kullanarak 5 mL polipropilen tüplerde virüsü seri olarak seyreltin (Şekil 3).
    NOT: Seri seyreltme için 2.6.4 adımında toplanan 50 μL aliquot'ı kullanın. 1st tüpte (10-3 seyreltme), 1998'de 2 μL virüs ekleyin μL PBS / 1% IFCS, girdap. 2nd tüpte (10-5 seyreltme), PBS/% 1 IFCS, girdap 990 μL'de 1st tüpten 10 μL alın. 3rd tüpte (10-6 seyreltme), 900 μL PBS / % 1 IFCS, girdapta 2nd tüpten 100 μL alın; 10 kat seri seyreltme 10-9 seyreltme kadar devam. Şekil 3'tekiayrıntılara bakın.
  4. PBS/1% IFCS'yi aspire edin ve Vero hücrelerine seri olarak seyreltilmiş virüsün (10-5 ila 10-9'danbaşlayarak) 0,7 mL / kuyu ekleyin.
    NOT: Hücrelerin kurumasına izin vermeyin.
  5. Plakayı oda sıcaklığında 5 dakika boyunca bir rocker üzerinde hafifçe sallayın (virüs inoculumunun homojen dağılımını sağlamak için).
  6. Plakayı 37 °C'de 1,5 saat kuluçkaya yaslanın.
    NOT: Bu kuluçka döneminde, DMEM'de %1 IFCS ile desteklenmiş 1:1000 insan immünoglobulin G (IgG) seyreltilmesini hazırlayın. 6 kuyulu bir plaka için, 12,5 mL hazırlayın, böylece 3,7 adımda 2 mL / kuyu kullanılabilir. Seyreltmeyi, insan IgG'sinde lot varyasyonlarını hesaba katacak şekilde ayarlayın.
  7. Virüs inoculumunu kuyulardan çıkarın ve %1 IFCS ile desteklenmiş DMEM'de %0,1 insan IgG'sinin 2 mL/kuyusunu ekleyin (kültür ortamında oHSV'yi nötralize etmek ve ikincil plak oluşumunu önlemek için). Plakayı 3-4 gün boyunca 37 °C'de kuluçkaya yatırın.
    NOT: Berrak plaklar genellikle 3 gün içinde oluşur.
  8. Plakaları sabitleme ve boyama
    1. Üstnatantı çıkarın ve hücreleri 5 dakika boyunca saf metanol (1 mL / kuyu) içinde sabitleyin. Metanol çıkarın ve plakaların havayla kurumasını bekleyin.
    2. Giemsa lekesini (1:5) deiyonize suyla seyreltin ve kuyu başına 1 mL seyreltilmiş Giemsa lekesi ekleyin. Plakayı oda sıcaklığında 10-15 dakika kuluçkaya yatırın.
    3. Lekeyi çıkarın, musluk suyuyla durulayın ve plakaların havayla kurumasını bekleyin.
    4. Parçalayan bir mikroskop kullanarak plakları sayın.
    5. LacZ ifadeli oHSV'ler için isteğe bağlıdır:
      1. Süpernatantı çıkarın ve hücreleri soğuk% 0.2 glutaraldehit / % 2 paraformaldehit ile oda sıcaklığında 5-10 dakika sabitlayın.
      2. Fiksatif çözeltiyi çıkarın ve hücreleri PBS ile 3x yıkayın.
      3. Hücrelere X-gal çözeltisi ekleyin (1 mL / kuyu) ve plakayı 2 saat boyunca 37 ° C'de kuluçkaya yatırın.
        NOT: X-gal lekesi lekelenme gününde taze olarak hazırlanmalıdır; uzun süreli depolama, rengin solmasına neden olabilir. Tablo 1'deX-gal çözümünün hazırlanmasına bakın.
      4. X-gal lekesini çıkarın ve plakayı musluk suyuyla 1 dakika yıkayın.
      5. Oda sıcaklığında 2 dakika boyunca Nötr Kırmızı çözeltili (1 mL/ kuyu) karşı leke.
        NOT: Tablo 1'deNötr Kırmızı çözeltinin hazırlanmasına bakın.
      6. Plakayı musluk suyu ile 1 dakika yıkayın; plakaların havayla kurumasını bekleyin.
      7. Diseksiyon mikroskobu kullanarak mavi plakları sayın (Şekil 4).
  9. Formül kullanarak titreyi hesaplama (2)
    PFU/mL'de titer (plak oluşturan üniteler) = Plak sayısı/0,7 mL × seyreltme faktörü (2)
    NOT: Örneğin, 10-9 seyreltme kuyusunda 25 plak bulunursa, titre 25/0,7 × 10 9 =35,7 × 109 = 3,57 ×10 10 pfu/mL'dir. Bu, adım 2.6.4'te hazırlanan aliquotların son oHSV titer'ıdır.

Sonuçlar

Tüm protokolün kısa bir özeti Şekil 1'de, oHSV'nin büyümesi, saflaştırılması ve titrasyonunda yer alan kritik adımları temsil eder. Vero hücrelerinde CPE, HSV sonrası enfeksiyon 19.000'de4saat kadar erken tespit edilebilir. Şekil 2, Vero hücrelerinde OHSV enfeksiyonundan sonra üç farklı zaman noktasında CPE'yi göstermektedir. CPE seviyesi zamanla artar. Bu protokolde, genellikle düşük MOI oHSV aşılamasının 48 ...

Tartışmalar

Protokol, düşük geçişli Vero hücrelerinde oHSV'nin büyümesiyle başlar. Vero hücre monolayerinin izdiahı, aşırı büyümüş hücreler Vero hücrelerine oHSV girişini azaltabilecek sıkı lifli yapılar geliştirebileceğinden virüs aşısı sırasında ~% 80 olmalıdır 20. % 90-100 CPE gözlendikten sonra, kültür süpernatantı çıkarılır, hücreler toplanır, VB / supernatant'ta yeniden depolanır (bkz. adım 1.4.6), snap-frozen ve daha sonra saflaştırma için -80 ° C'de s...

Açıklamalar

SDR, Amgen ve ActiVec Inc.'den telif hakkı alan ve EG 427 Bilimsel Danışma Kurulu'nda yer alan Georgetown Üniversitesi ve Massachusetts General Hospital'ın sahibi ve yönettiği onkolitik herpes simpleks virüsleri ile ilgili patentler konusunda ortak bir mucittir. Diğer yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Saha laboratuvarındaki araştırmalar kısmen DOD (W81XWH-20-1-0702) ve Dodge Jones Foundation-Abilene'den gelen fonlar tarafından desteklendi. Samuel D. Rabkin ve Melissa R.M. Humphrey nih (R01 CA160762) tarafından kısmen desteklendi.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
1.7 mL centrifuge tubesSigmaCLS3620
15 mL polypropylene centrifuge tubesFalcon352097
5 mL polypropylene tubesFalcon352063
50 mL polypropylene centrifuge tubesFalcon352098
6-well cell culture platesFalcon353046
Benzonase NucleaseSigmaE8263-25KU
Cell scraperFisher Scientific179693
Dimethyl sulfoxideSigmaD2650-100ML
Dulbecco’s Modified Eagle MediumCorningMT-10-013-CV
Dulbecco’s Phosphate Buffered SalineCorningMT-21-031-CV
Fetal Bovine SerumHycloneSH3007003
Giemsa StainSigmaG3032
GlutaraldehydeFisher Scientific50-262-23
GlycerolSigmaG5516
Hank's Balanced Salt Solution (HBSS)CorningMT-21-021-CV
High-Glucose Dulbecco’s Phosphate-buffered SalineSigmaD4031
Human immune globulinGamastanNDC 13533-335-12
Magnesium chlorideFisher ChemicalM33-500
Media Sterilization filter, 250 mLNalgene, Fisher Scientific09-740-25E
Media Sterilization filter, 500 mLNalgene, Fisher Scientific09-740-25C
Neutral Red solutionSigmaN4638
ParaformaldehydeFisher scientific 15710S
Plate rockerFisher88861043
Potassium FerricyanideSigmaP8131
Potassium FerrocyanideSigmaP9387
Sodium chlorideFisher ChemicalS271-3
Sorvall ST 16R CentrifugeThermoFisher Scientific75004381
Sorvall ST 21R CentrifugeThermoFisher Scientific75002446
Sterile Microcentrifuge Tubes with Screw CapsFisher Scientific02-681-371
SucroseFisher ScientificBP220-1
Syringe Filter, 0.45 PVDFMilliporeSigmaSLHV033RS
Syringe Filter, 0.8 MCEMilliporeSigmaSLAA033SS
Syringe filter, 5 µm PVDFMilliporeSigmaSLSV025LS
T150 culture flaskFalcon355001
Tris-HClMP Biomedicals LLC816116
Ultrasonic water bathBransonCPX-952-116R
X-galCorning46-101-RF

Referanslar

  1. Harrington, K., Freeman, D. J., Kelly, B., Harper, J., Soria, J. -. C. Optimizing oncolytic virotherapy in cancer treatment. Nature Reviews Drug Discovery. 18 (9), 689-706 (2019).
  2. Zhang, S., Rabkin, S. D. The discovery and development of oncolytic viruses: are they the future of cancer immunotherapy. Expert Opinion on Drug Discovery. 16 (4), 391-410 (2021).
  3. Bommareddy, P. K., Peters, C., Saha, D., Rabkin, S. D., Kaufman, H. L. Oncolytic herpes simplex viruses as a paradigm for the treatment of cancer. Annual Review of Cancer Biology. 2 (1), 155-173 (2018).
  4. Peters, C., Rabkin, S. D. Designing herpes viruses as oncolytics. Molecular Therapy-Oncolytics. 2, 15010 (2015).
  5. Nguyen, H. -. M., Saha, D. The current state of oncolytic herpes simplex virus for glioblastoma treatment. Oncolytic Virotherapy. 10, 1-27 (2021).
  6. Koch, M. S., Lawler, S. E., Chiocca, E. A. HSV-1 oncolytic viruses from bench to bedside: an overview of current clinical trials. Cancers. 12 (12), 3514 (2020).
  7. Menotti, L., Avitabile, E. Herpes simplex virus oncolytic immunovirotherapy: the blossoming branch of multimodal therapy. International Journal of Molecular Sciences. 21 (21), 8310 (2020).
  8. Nguyen, H. M., Guz-Montgomery, K., Saha, D. Oncolytic virus encoding a master pro-inflammatory cytokine interleukin 12 in cancer immunotherapy. Cells. 9 (2), 400 (2020).
  9. Agarwalla, P. K., Aghi, M. K. Oncolytic herpes simplex virus engineering and preparation. Methods in Molecular Biology. 797, 1-19 (2012).
  10. Grosche, L., et al. Herpes simplex virus type 1 propagation, titration and single-step growth curves. Bio-protocol. 9 (23), 3441 (2019).
  11. Sutter, S. O., Marconi, P., Meier, A. F. Herpes simplex virus growth, preparation, and assay. Methods in Molecular Biology. 2060, 57-72 (2020).
  12. Froechlich, G., et al. Integrity of the antiviral STING-mediated DNA sensing in tumor cells is required to sustain the immunotherapeutic efficacy of herpes simplex oncolytic virus. Cancers. 12 (11), 3407 (2020).
  13. Froechlich, G., et al. Generation of a novel mesothelin-targeted oncolytic herpes virus and implemented strategies for manufacturing. International Journal of Molecular Sciences. 22 (2), 477 (2021).
  14. Mosca, J. D., Pitha, P. M. Transcriptional and posttranscriptional regulation of exogenous human beta interferon gene in simian cells defective in interferon synthesis. Molecular and Cellular Biology. 6 (6), 2279-2283 (1986).
  15. Gousseinoz, E., Kools, W., Pattnaik, P. Nucleic acid impurity reduction in viral vaccine manufacturing. BioProcess International. 12 (2), 59-68 (2014).
  16. Diefenbach, R. J., Fraefel, C. Herpes simplex virus: methods and protocols. Methods in Molecular Biology. , (2014).
  17. Hadi, A. M., et al. An experimental trial to prepared γ1 34.5 herpes simplex virus 1 immunogene by cloning technique. Systematic Review Pharmacy. 11 (5), 140-149 (2020).
  18. Kuroda, T., Martuza, R. L., Todo, T., Rabkin, S. D. Flip-Flop HSV-BAC: bacterial artificial chromosome based system for rapid generation of recombinant herpes simplex virus vectors using two independent site-specific recombinases. BMC Biotechnology. 6, 40 (2006).
  19. Motamedifar, M., Noorafshan, A. Cytopathic effect of the herpes simplex virus type 1 appears stereologically as early as 4 h after infection of Vero cells. Micron. 39 (8), 1331-1334 (2008).
  20. Blaho, J. A., Morton, E. R., Yedowitz, J. C. Herpes simplex virus: propagation, quantification, and storage. Current Protocols in Microbiology. , 1 (2005).
  21. Malenovska, H. The influence of stabilizers and rates of freezing on preserving of structurally different animal viruses during lyophilization and subsequent storage. Journal of Applied Microbiology. 117 (6), 1810-1819 (2014).
  22. Vahlne, A. G., Blomberg, J. Purification of herpes simplex virus. Journal of General Virology. 22 (2), 297-302 (1974).
  23. Sathananthan, B., Rodahl, E., Flatmark, T., Langeland, N., Haarr, L. Purification of herpes simplex virus type 1 by density gradient centrifugation and estimation of the sedimentation coefficient of the virion. APMIS: Acta Pathologica, Microbiologica, et Immunologica Scandinavica. 105 (3), 238-246 (1997).
  24. Mundle, S. T., et al. High-purity preparation of HSV-2 vaccine candidate ACAM529 is immunogenic and efficacious in vivo. PLoS One. 8 (2), 57224 (2013).
  25. Jiang, C., et al. Immobilized cobalt affinity chromatography provides a novel, efficient method for herpes simplex virus type 1 gene vector purification. Journal of Virology. 78 (17), 8994-9006 (2004).
  26. Grosche, L., et al. Herpes simplex virus type 1 propagation, titration and single-step growth curves. Bio-protocol. 9 (23), 3441 (2019).
  27. Svennerholm, B., et al. Separation of herpes simplex virus virions and nucleocapsids on Percoll gradients. Journal of Virological Methods. 1 (6), 303-309 (1980).
  28. Baer, A., Kehn-Hall, K. Viral concentration determination through plaque assays: using traditional and novel overlay systems. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (93), e52065 (2014).
  29. Miyatake, S., Iyer, A., Martuza, R. L., Rabkin, S. D. Transcriptional targeting of herpes simplex virus for cell-specific replication. Journal of Virology. 71 (7), 5124-5132 (1997).
  30. Fabiani, M., Limongi, D., Palamara, A. T., De Chiara, G., Marcocci, M. E. A novel method to titrate herpes simplex virus-1 (HSV-1) using laser-based scanning of near-infrared fluorophores conjugated antibodies. Frontiers in Microbiology. 8, 1085 (2017).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

mm noloji ve EnfeksiyonSay 171Onkolitik vir ssitopatik etkiHSVvir s b y mesivir s safla t rmasakkaroz gradyan y ntemiplak tahlil

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır