Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Hemorajik şok, ciddi yaralanan hastalarda şiddetli bir komplikasyondur, bu da yaşam tehdidi altındaki oksijen alt kaynağına yol açar. Hemodinamik ve mikrodolaşım serebral oksijenasyon ile yönlendirilen domuzlarda kan çekilme yoluyla hemorajik şok vermek için standartlaştırılmış bir yöntem sunuyoruz.

Özet

Hemorajik şok ciddi yaralanma ile ilgili ölüm için ana nedenleri arasında yer alıyor. Dolaşım hacmi ve oksijen taşıyıcıları kaybı yetersiz oksijen kaynağı ve geri dönüşümsüz organ yetmezliği neden olabilir. Beyin sadece sınırlı tazminat kapasiteleri uygular ve özellikle şiddetli hipoktik hasar riski yüksektir. Bu makalede, hesaplanan kan çekilme yoluyla bir domuz modelinde yaşam tehdit hemorajik şok tekrarlanabilir indüksiyon gösterir. Biz titrat şok indüksiyon yakın kızılötesi spektroskopinin güdümlü ve genişletilmiş hemodinamik izleme sistemik dolaşım yetmezliği, yanı sıra serebral mikrodolaşım oksijen tükenmesi görüntülemek için. Öncelikle şok indüksiyon için önceden tanımlanmış kaldırma hacimleri odaklanmak benzer modellerde, bu yaklaşım makro-ve mikrodolaşım sonucu başarısızlık yoluyla bir titrasyon vurgular.

Giriş

Büyük kan kaybı yaralanmalara bağlı ölümlerin ana nedenleri arasında1,2,3. Dolaşım sıvısı ve oksijen taşıyıcıları kaybı hemodinamik başarısızlık ve şiddetli oksijen sıkıntısı yol açar ve geri dönüşümsüz organ yetmezliği ve ölüme neden olabilir. Şok şiddeti seviyesi hipotermi, koagulopati ve asidozun4gibi ek faktörlerden etkilenir. Özellikle beyin, ama aynı zamanda böbrekler yüksek oksijen talebi nedeniyle tazminat kapasitesi eksikliği ve yeterli anaerobik enerji jenerasyonunun yetersizliğini5,6. Terapötik amaçlar için, hızlı ve acil eylem önemli. Klinik uygulamada, dengeli bir elektrolit çözeltisi ile sıvı resüsitasyon tedavi için ilk seçenektir, kırmızı kan hücresi konsantreleri ve taze dondurulmuş plazma yönetimi takip. Trombosit konsantreleri, katekolaminler ve koagülasyon optimizasyonu ve asit-baz durumu, sürekli travma sonrasında normal fizyolojik koşulları yeniden kazanmak için tedaviyi destekler. Bu kavram hemodinamik ve makrodolaşım restorasyonuna odaklanır. Çeşitli çalışmalar, ancak, mikrodolaşım perfüzyon makrodolaşım ile aynı anda kurtarmaz gösterir. Özellikle Serebral perfüzyon bozulmaya devam eder ve daha fazla oksijen sıkıntısı7,8ortaya çıkabilir.

Hayvan modellerinin kullanımı bilim adamlarının yeni veya deneysel stratejiler kurmasını sağlar. Domuzlar ve insanların karşılaştırılabilir anatomisi, Homoloji ve fizyolojisi belirli patolojik faktörler üzerinde sonuçlar sağlar. Her iki türün benzer metabolik sistemi ve farmakolojik tedavilere tepkisi vardır. Bu küçük hayvan modelleri ile karşılaştırıldığında büyük bir avantaj nerede kan hacmi farklılıkları, hemodinamik, ve Genel Fizyoloji neredeyse imkansız bir klinik senaryo taklit yapmak9. Ayrıca, yetkili tıbbi ekipman ve sarf malzemeleri kolayca domuz modellerinde kullanılabilir. Ayrıca, bir genetik ve fenotiplerin yüksek çeşitlilik sağlar ve maliyet azaltma10ticari tedarikçiler, domuz elde etmek kolayca mümkündür. Damar kanülasyon yoluyla kan çekilme modeli oldukça yaygındır11, 12,13,14,15.

Bu çalışmada, hemodinamik başarısızlık ve serebral oksijenasyon bozukluğu tam bir titrasyon ile arteriyel kan çekme yoluyla hemorajik şok indüksiyon kavramını genişletir. Kardiyak endeks ve ortalama arter basıncı, serebral bölgesel oksijenasyon doygunluğu8' in önemli ölçüde bozulmasına neden olduğu gösterilmiştir temel değerin% 40 ' inin altına düştüğünde hemorajik şok elde edilir. Nabız kontur kardiyak çıkış (PiCCO) ölçümü sürekli hemodinamik izleme için kullanılır. İlk olarak, sistem ekstrasküler akciğer suyu içeriğinin kardiyak indeksi ve küresel end-diyastolik hacim hesaplanması sağlayan transpulmoner termodilüsyon ile kalibre edilmelidir. Daha sonra, sürekli kardiyak endeksi nabız kontur analizi ile hesaplanır ve aynı zamanda nabız basıncı ve kontur hacmi varyasyonu gibi dinamik ön yükleme parametreleri sağlar.

Bu teknik, klinik ve deneysel ayarlarda iyi kurulmuştur. Yakın kızılötesi spektroskopisi (NıRS), gerçek zamanlı olarak serebral oksijen kaynağında yapılan değişiklikleri izlemek için klinik ve deneysel olarak kurulmuş bir yöntemdir. Kendinden yapışan sensörler sol ve sağ alnına bağlı ve serebral ön korteks içinde non-invazif olmayan serebral oksijenasyon hesaplayın. Kızılötesi ışığın iki dalga boyu (700 ve 900 Nm) korteks dokusundan yansıtıldıktan sonra sensörler tarafından yayılan ve algılanır. Serebral oksijen içeriğini değerlendirmek için, arteriyel ve venöz kanın katkıları 1:3 içinde hesaplanır ve 5 s aralıklarla güncellenir. 1-4 cm derinliği hassasiyeti, kafatası kızılötesi ışığa saydam olmasına rağmen, nüfuz edilen dokudan (örn. deri ve kemik) üstel olarak azalır ve etkilenir. Teknik, deliryum veya hipoxik serebral yaralanma gibi olumsuz sonuçlara neden olan hastaları önlemek için hızlı terapötik eylemleri kolaylaştırır ve kardiyak çıkış bozukluğu durumunda hedef parametre olarak hizmet verir16,17. Deneysel şok sırasında her iki tekniklerin kombinasyonu makrodolaşım tam bir titrasyon yanı sıra, serebral mikrodolaşım bozukluğu, bu yaşam tehdit etkinliği incelemek için sağlar.

Protokol

Bu protokoldeki deneyler devlet ve kurumsal hayvan bakım Komitesi tarafından onaylandı (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Almanya; Başkan: Dr. Silvia Eisch-Wolf; referans numarası: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). denemeler, In vivo deneyler (gelmek) yönergelerine ilişkin Hayvansal araştırma raporlaması uyarınca gerçekleştirilmiştir. Çalışma planlanan ve Kasım 2015 ve Mart 2016 tarihleri arasında gerçekleştirildi. Genişletilmiş literatür araştırması sonrasında, domuz modeli hemorajik şok için iyi kurulan bir model olarak seçildi. Protokole 28 ± 2 kg ortalama ağırlığına sahip yedi anesteziye sahip erkek domuz (sus Scrofa Domestica) ve 2-3 aylık bir yaş dahil edildi. Hayvanlar devlet ve kurumsal hayvan bakımı Komitesi tarafından tavsiye edilen yerel bir doğurmak tarafından bakım edildi. Hayvanlar, stres en aza indirmek için mümkün olduğunca uzun süre bilinen ortamında tutulur. Gıda, ama su reddedildi 6 deneme planlanan önce h, aspirasyon riskini azaltmak için. Temsili saat kursu Şekil 1' de görüntülenir.

1. anestezi, entübasyon ve mekanik havalandırma

  1. Ketamin kombine enjeksiyon ile sedate domuzlar (4 mg · kg-1) ve azaperone (8 mg · kg-1) boyun veya gluteal kas intramusküler enjeksiyon için bir iğne ile (1,2 mm). Sedasyon ayarlarına gelene kadar hayvanların istikrarlı kalmasını sağlayın.
    Dikkat: Hayvanları ele aldığınızda eldiven kesinlikle gereklidir.
  2. Yatıştırıcı hayvanları laboratuara taşıyınız.
    Not: Hayvanlar derin uykuda düşmek ve onlar taşıma kafesi içine kaldırıldıkları gibi, normal kullanım sırasında uyanık değil. Bu ortamda, taşıma süresi, hayvan taşımacılığı için özel bir minibüs ile yaklaşık 20 dakika oldu.
  3. Periferik oksijen doygunluğunu (SpO2) bir sensörle, gelmeden hemen sonra domuz kuyruğuna veya kulağına kırpılmış şekilde izleyin.
  4. Renksiz dezenfeksiyon tentürü ile cildi dezenfekte edin ve bir periferik ven kateteri (1,2 mm) kulak damarına takmadan önce 3 dakika bekleyin. Daha sonra, fentanil İntravenöz enjeksiyon (4 μg · kg-1) ve propofol (3 mg · kg-1) ile anesteziye neden olur.
  5. Tüm refleksleri yok ve spontan nefes süresi dolduğunda, bir sedye üzerinde sırtüstü pozisyonda domuzları yerleştirin ve bandaj ile düzeltin.
    Not: Anestezi yeterli düzeyde bir göz kapağı refleks yokluğunda ve dış uyaranlara diğer reaksiyonlar deneyimli bir araştırmacı tarafından teyit edilmelidir.
  6. Bir köpek havalandırma maskesi (Boyut 2) ile hemen noninvaziv ventilasyona başlayın. Aşağıdaki havalandırma parametrelerini kullanın: inspiratuar oksijen fraksiyonu (FIO2) = 1,0; Solunum hızı = 14-16 Min-1; Peak inspiratuar basınç < 20 cm H2o, pozitif uç-sona erme BASıNCı (Peep) = 5 cm h2o.
  7. Sürekli olarak fentanil infüzyon (0.1-0.2 μg · kg-1· h-1) ve propofol (8-12 mg · kg-1· h-1) ile anestezi sağlayın ve dengeli elektrolit çözeltisi (5 ml · kg-1· h-1) infüzyon başlatın.
  8. Bir kas gevşetme uygulaması ile endotrakeal entübasyonu kolaylaştırmak (Atracurium 0,5 mg · kg-1).
  9. Ortak bir Endotrakeal Tüp (ID 6-7) ve introtübasyon ile hava yolunun entübasyonu yoluyla güvenliğini sağlayın. Ortak bir laringoscope ile bir Macintosh Blade (boyut 4) kullanın. İki kişi prosedürü kolaylaştırır.
    1. Kişi 1: bir doku parçası ile dil dışında düzeltmek ve diğer el ile burnu açın.
    2. Kişi 2: bir laringoskopisi gerçekleştirin.
    3. Kişi 2: epiglot görünüme geldiğinde, laringoskopu ventriküler olarak taşıyın. Epiglot 'i kaldırın ve ses kablolarının görünür olduğundan emin olun.
      Not: Epiglot dorsally hareket etmez, yumuşak Palatine sopa ve tüp ucu tarafından seferber olabilir. Alternatif olarak, başka bir boyuta sahip bir bıçak (3 veya 5) veya tipi (Miller blade) kullanılabilir.
  10. Tüp ses kablolarından dikkatlice taşıyın.
    Not: Trakea 'nın en dar noktası ses tellerinin seviyesinde değil, subglottic. Tüp ekleme mümkün değilse, tüp döndürmek veya daha küçük bir tüp kullanmak deneyin.
  11. İntroç 'yi tüpten çekin, 10 ml hava ile manşonu engellemek için 10 mL şırıngayı kullanın ve manşet basıncını bir manşet yöneticisiyle kontrol etme (30 cm H2O).
  12. Tüp bir ventilatöre bağlandıktan sonra mekanik ventilasyona başlayın (Peep = 5 cm H2O; gelgit hacmi = 8 ml · kg-1; FiO2 = 0,4; ilham-to-sona erme oranı = 1:2; Solunum hızı = değişken bir End-tidal CO2 ≪ 6 kPa ulaşmak için).
    Not: Serebral perfüzyon üzerindeki herhangi bir solunum etkisini minimize etmek için CO2 dalgalanması kaçının.
  13. Tüp konumunun, CO2 ' nin kapnografi yoluyla düzenli ve periyodik olarak inhalasyonu ile doğru olduğundan emin olun ve auscultation ile çift taraflı havalandırmayı kontrol edin.
    Not: Tüp yanlış yerleştirilmişse, mide içine hava enflasyonu hızlı bir şekilde karın duvarında görünür bir çıkıntı oluşturur, kapnografi kurulmadan önce bile. Bu durumda, tüpün değiştirilmesi ve gastrik bir tüpün yerleştirilmesi kesinlikle gereklidir.
  14. İki kişi ile, reflü ve kusma önlemek için mide içine mide tüp yerleştirin.
    1. Kişi 1: bir doku parçası ile dil dışında düzeltmek ve diğer el ile burnu açın.
    2. Kişi 2: domuz larinks bir laringoskopisi gerçekleştirin.
    3. Kişi 2: özofagus görselleştirin.
    4. Kişi 2: mide sıvısı boşaltılana kadar bir çift Magill forseps ile özofagus içinde mide tüpü Itin.
      Not: Bazen, görselleştirme kolay değildir. Bu durumda, laringoskopu tüp için dorsal taşıyın ve özofagus açmak için ventriküler itin. Prosedür sırasında, Hayvan vücudu hipotermi önlemek için battaniyeler ile kaplıdır. Hayvanın vücut sıcaklığı azalırsa, fizyolojik düzeyde sıcaklığı stabilize etmek için bir ısıtma sistemi kullanın ( malzeme tablosunabakın). Vücut sıcaklığı PiCCO ekranında görüntülenir.

2. enstrümantasyon

  1. Damar kateterizasyonu için femoral alandaki kıvrımları düzeltmek için arka bacakları geri çekmek için bandajlar kullanın.
  2. Aşağıdaki materyalleri hazırlayın: bir 5 mL şırınga, 1 10 mL şırınga, 1 50 mL şırınga, bir Seldinger iğne, introer Kılıf (2 mm, 2,7 mm, 2,7 mm), kılıflar için kılavuz telleri, üç liman (2,3 mm, 30 cm) olan merkezi bir venöz kateter ve bir PiCCO kateter (1,67 mm, 20 cm).
  3. İnguinal alanı renkli dezenfeksiyon ile dezenfekte edin, 2 dakika bekleyin ve dezenfeksiyonu steril bir doku ile silin. Bu prosedürü 3x olarak tekrarlayın. Üçüncü kez sonra dezenfeksiyonu kaldırmayın.
  4. Tüm kateterleri tuz çözeltileri ile doldurun.
  5. Ultrason sondasına Ultrason jeli uygulayın. Steril bir Fenestre asmak ile inguinal alanı kapak ve ultrason ile sağ femoral damarlarını tarayın. Arter ve ven18arasında ayrım yapmak için Doppler tekniğini kullanın.
  6. Parlak kırmızı titreşimli kan, talip iğne pozisyonunu doğrular. Şırıngayı çıkarın ve kılavuz teli sağ femoral arter içine takın.
  7. Sağ femoral ven boyuna ekseni görselleştirin ve 5 mL şırınga ile kalıcı aspirasyon altında Seldinger iğne takın.
  8. Koyu kırmızı nonpulsating venöz kan aspirate.
  9. Doğru femoral arter eksenel görselleştirin ve prob 90 ° döndürerek arter uzunlamasına bir görünüme geçin.
  10. 5 mL şırınga ile kalıcı aspirasyon altında Seldinger iğne ile ultrason görselleştirme altında sağ femoral arter delinme.
    Not:     ultrason güdümlü Seldinger tekniği önemli ölçüde düşük kan kaybı, doku travması ve zaman tüketimi vasküler erişim diğer yöntemlerden daha ile ilişkilidir19,20.
    1. Eğer farklı damarlarda iğne doğru pozisyon belirli için kurulamaz, kan probları almak ve bir kan gazı analizörü ile kan gazı içeriği analiz ( malzeme tablosunabakın). Yüksek oksijen seviyesi arter kanının iyi bir işaretidir ve düşük oksijen seviyesi venöz kanın bir işaretidir.
  11. Şırınga bağlantısını kesdikten ve Seldinger iğnesini geri çektikten sonra, Merkezi venöz kateter için kılavuz teli sağ femoral ven içine takın.
  12. Doğru tel konumunu kontrol etmek için ultrason ile hem sağ gemiler görselleştirin.
  13. Arteryel introer kılıfını (2 mm) kılavuz teli üzerinde sağ arter içine itin ve pozisyonu kan aspirasyonu ile sabitleyin.
  14. Merkezi venöz hattı sağ femoral ven içine konumlandırmak için Seldinger tekniğini kullanın. Tüm limanları aspirate ve tuz çözeltisi ile temizler.
  15. Seldinger tekniğinde diğer introer kılıfları sol femoral arter (2,7 mm) ve femoral ven (2,7 mm) içine eklemek için sol inguinal tarafta aynı prosedürü gerçekleştirin.
  16. İnvaziv hemodinamik ölçümleri için sağ arteriyel introer kılıfını ve Merkezi venöz kateteri iki dönüştürücü sistemiyle bağlayın ve uygun değerleri elde etmek için her iki dönüştürücüyü de kalp seviyesine yerleştirin.
  17. Her iki dönüştürücülerin üç-yönlü-stopcocks atmosferine açık, işletim talimatında reçete olarak 0 için sistemleri kalibre etmek için açın.
    Not: Her türlü hava kabarcıklarının ve kan lekelerinin makul değerler elde edilmesini önlemek için kesinlikle gereklidir.
  18. Periferik ven anestezi korumak için tüm infüzyon Merkezi venöz hattına geçin.
  19. Temel değerleri alın (hemodinamik, spirometri, NıRS (bkz. Bölüm 4) ve PiCCO (Bölüm 3 ' ü bakınız) 15 dakika sonra iyileşme.
  20. Hemorajik şok başlatın (bkz. Bölüm 5).

3. PiCCO ölçümü

Not: PiCCO donanımları için malzeme tablosunabakın.

  1. PiCCO kateteri sağ arteriyel introer kılıfına takın.
    Not: Klinik tıpta, PiCCO kateterleri doğrudan Seldinger tekniği ile yerleştirilir. Bununla birlikte, introkör kılıfı aracılığıyla yerleştirme da mümkündür.
  2. Kateteri PiCCO sisteminin arter teli ve arteriyel dönüştürücü ile doğrudan PiCCO bağlantı noktasına bağlayın. Ardından, 2,17 adımda açıklandığı gibi yeniden kalibre.
  3. PiCCO sisteminin venöz ölçüm birimini sol venöz introer kılıf ile bağlayın.
    Not: Venöz ve arteriyel probları birbirlerinden bazı mesafeden bağlamak gerekir. Aksi takdirde, ölçüm rahatsız edilecektir, çünkü venöz sisteme soğuk tuz çözeltisi uygulanması arteriyel ölçümü etkileyecektir. PiCCO hakkında daha fazla bilgi için bkz: Mayer ve Suttner21.
  4. PiCCO sistemini açın ve yeni bir hastanın ölçüldüğünü onaylayın.
  5. Hayvanın boyutu ve ağırlığı girin ve yetişkinler için kategori geçiş.
  6. Protokol adını ve KIMLIĞINI girin ve Exitgirin.
  7. Enjeksiyon hacmini 10 mL 'ye ayarlayın.
    Not: Seçilen enjeksiyon çözeltisi hacmi değişebilir. Daha yüksek bir hacim ölçülen değerleri daha geçerli yapar. Tekrarlayan uygulama yoluyla herhangi bir hemodilüsyon etkilerini önlemek için küçük bir hacim seçti.
  8. Merkezi venöz basıncı girin.
  9. Atmosfere üç yönlü stopkoku açın, sistem kalibrasyonu için sıfır tıklayın ve Çıkıştıklayın.
  10. Sürekli kardiyak çıkış ölçümünü sonraki açıklandığı gibi kalibre edin ve TD (termodilüsyon) üzerine tıklayın. 10 mL 'Lik bir şırınga içinde 4 °C sıcaklıkta fizyolojik tuz çözeltisi hazırlayın ve Başlat'a tıklayın.
  11. Venöz ölçüm birimine hızlı ve istikrarlı bir şekilde 10 mL soğuk tuz çözeltisi enjekte edin ve ölçüm tamamlanana kadar bekleyin ve sistem bir yineleme ister.
  12. Üç ölçüm tamamlanana kadar bu yordamı yineleyin.
  13. Sistem tüm parametrelerin ortalamasını hesaplamak ve Çıkıştıklayın edelim.
  14. Tam Kalibrasyondan sonra ölçümü hemen başlatın. Şok indüksiyonu izlemek için PiCCO türetilen parametre kardiyak indeksi odaklanmak.

4. serebral bölgesel oxygenation doygunluk

Not: Ekipman için serebral bölgesel oksijenasyon izlemek için, malzeme tablosunabakın.

  1. Tek kullanımlık jilet ve su ile domuz alnını tıraş ve domuz alnına NıRS için iki Self-yapışaklı sensörler ( malzeme tablosunabakın) sopa.
  2. Ön amplifikatörü monitöre bağlayın ve sensör kablosu konektörlerini ön amplifikatörle renk kodlu olarak bağlayın.
  3. Preamp kilitleme mekanizmasını kapatın ve sensörleri sensör kablolarına takın.
    Not: Gerçek zamanlı verileri kaydetmek için, NıRS monitörünüze bir USB flash sürücü bağlanması gerekir.
  4. Monitörü açın, Yeni hastayatıklayın, çalışmanın adını girin ve bitti'ye tıklayın.
  5. Gelen sinyali kontrol edin. Sinyal kararlı olduğunda, taban çizgisi menüsünü tıklayın ve temel çizgileri ayarla'ya tıklayın. Taban çizgisi zaten girilmişse, Evet 'i tıklatarak ve olay işaretinitıklatın, yeni taban çizgisini onaylayın.
  6. Klavyede ve sonraki olayile ok düğmelerini içeren olayı seçti; olay 3 Indüksiyon seçin ve olay Seçtuşuna basın.
    Not: Daha fazla bilgi gerekiyorsa, NıRS sisteminin kullanım kılavuzuna bakın22.

5. hemorajik şok Indüksiyon

  1. Sol introer kılıfı bir ağaç yolu stopcock ile bağlayın. Üç yönlü stopkoku bir bağlantı noktası bir 50 ml şırınga ve bir boş infüzyon şişesi ile bağlayın.
    Not: Alternatif olarak, çekilen kan daha sonra autotransfusion için citrated torbalarda toplanabilir. Bu, kontrollü kan çekilmesinin önemli bir avantajı.
  2. Tam hemodinamik parametreleri ölçün ve belgeleyin ve kalp indeksinin% 40 'ini ve hemodinamik hedefler olarak ortalama arter basıncını hesaplayın. 4,6 adımda açıklandığı gibi NıRS sisteminde olay 93 kan kaybı ayarlayın.
    Not: Kalp indeksi ve ortalama arter basıncı temel değerin% 40 altında düşerse hemorajik şok elde edilir. Önemli bir serebral bölgesel oksijenasyon doygunluğu (crSO2)% 20 düşüş mikrodolaşım bozukluğu tasvir etmek için tercih edilir. Bu elde etmek için Ortalama kan kaybı 25-35 mL yelpazesine içinde yatıyor · kg-1.
  3. Şırınga içine kan 50 mL aspirate ve üç yönlü stopcock geçiş. Kanı boş şişeye itin.
  4. Kaldırılan kan hacmine dikkat edin.
  5. Arter kan basıncını, kardiyak indeksi ve crSO2 ' i yakından izleyin. Hedef kan basıncı ve kardiyak indeksi elde edilinceye kadar kan çekilmesini tekrarlayın (20-30 dk sonra).
  6. 97 olay ayarlamak NıRS cihazda hipotansiyon adım 4,6 ' de açıklandığı gibi.
    Not: Çok çabuk kan çekmeyin, çünkü bu hemen kardiyo-dolaşım yetmezliği riskini taşımaktadır. Şok indüksiyon prosedürü bitirdikten sonra, hayvanlar çeşitli terapötik girişimler için kullanılabilir.

6. deney ve ötenazi sonu

  1. 0,5 mg fentanil Merkezi venöz hattına enjekte edilir ve 5 dakika bekleyin.
  2. Enjekte 200 Merkezi venöz hat içine propofol mg ve 40 mmol potasyum klorür ile hayvan ötenize.

Sonuçlar

Şok indüksiyonu başladıktan sonra, kısa bir tazminat süresi kaydedilebilir. Devam eden kan çıkarılması ile, yukarıda bahsedilen kardiyo-dolaşım dekompanzasyonu, crso2' nin önemli bir düşüşü, kardiyak Endeks, intratorasik kan hacmi indeksi ve küresel end-diastolik hacim indeksi ile izlenen olarak (Şekil 2 , Şekil 3ve Şekil 4) oluşur. Ayrıca hemorajik şok (

Tartışmalar

Protokol, sistemik hemodinamik, hem de serebral mikrodolaşım bozukluğu tarafından yönlendirilen domuzların kontrollü arteriyel kanama ile hemorajik şok inducing bir yöntem açıklanmaktadır. Şok koşulları 25-35 mL kg-1 hesaplanan kan çekilmesi ile elde edildi ve önemli kardiyo dolaşım yetmezliği gösteren vekil parametrelerin bahsedilen kompozit tarafından teyit edildi. Eğer tedavi edilmezse, bu prosedür, modelin şiddeti ve yeniden üretilebilirliği altını çizen hayvanların% 66 ' ind...

Açıklamalar

NıRS cihazı, deneysel araştırma amacıyla Medtronic PLC, ABD tarafından koşulsuz olarak sağlandı. Alexander Ziebart, Andreas Garcia-Bardon ve Erik K. Hartmann, Medtronic PLC 'den hekim eğitim kursları için eğitmen honoraria aldı. Yazarların hiçbiri mali veya diğer ilgi çatışmalarını rapor etmez.

Teşekkürler

Yazarlar onun mükemmel teknik destek için Dagmar Dirvonskis teşekkür etmek istiyorum.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
3-way-stopcock blueBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394602Drug administration
3-way-stopcock redBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394605Drug administration/Shock induction
AtracuriumHikma Pharma GmbH , MartinsriedAM03AC04*Anesthesia
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain301300Vascular access
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland-Hemodynamic monitor
Desinfection Schülke & Mayr GmbH, Germany104802Desinfection 
Heidelberger Verlängerung 75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  Drug administration/Shock induction
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC, USA-Monitore for cerebral regional oxygenation 
INVOS Cerebral/Somatic Oximetry Adult SensorsMedtronic PLC, USA20884521211152Monitoring of the cerebral regional oxygenation 
Endotracheal tubeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia112482Intubation
Endotracheal tube introducer  Wirutec GmbH, Sulzbach, Germany5033062Intubation
Engström CarestationGE Heathcare, Madison USA-Ventilator
FentanylJanssen-Cilag GmbH, NeussAA0014*Anesthesia
GlovesPaul Hartmann, Heidenheim, Germany9422131Self-protection
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany9004112Drug administration
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, SchweizAN01AX03*Sedation
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia671067-000020Intubation
Logical pressure monitoring systemSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMX9606Hemodynamic monitor
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cmSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMXA233x30x70-EVascular access/Drug administration
Masimo Radical 7Masimo Corporation, Irvine, USA-Hemodynamic monitor
Mask for ventilating dogsHenry Schein, Melville, USA730-246Ventilation
Original Perfusor syringe 50ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8728810FDrug administration
PICCO Thermodilution. F5/20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, GermanyPV2015L20-A  Hemodynamic monitor
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideportArrow international inc., Reading, USAAK-07903Vascular access/Shock induction
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8713820Drug administration
Potassium chlorideFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany6178549Euthanasia
Propofol 2%Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany  AN01AX10*Anesthesia
 Pulse Contour Cardiac Output (PiCCO2) Pulsion Medical Systems, Feldkirchen, Germany-Hemodynamic monitor
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA -Vascular access
Stainless Macintosh Size 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,  Malaysia670000Intubation
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Melsungen, GermanyAB05BB01*balanced electrolyte infusion
Stresnil 40mg/ml  Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, GermanyQN05AD90Sedation
Syringe 10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309110Drug administration
Syringe 2 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300928Drug administration
Syringe 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300296Drug administration
Syringe 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309050Drug administration
venous catheter 22GB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany4269110S-01Vascular access
*ATC:  Anatomical Therapeutic Chemical / Defined Daily Dose Classification 

Referanslar

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15 (2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. . Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12 (2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L., Ganzel, B. L., Austin, E. H. Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock?. Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss?. Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258 (2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8 (2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

T psay 147hemorajik okyak n k z l tesi spektroskopisiserebral oxygenationkan ekilmedomuzhayvan modeli

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır