АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Геморрагический шок является тяжелым осложнением у тяжелораненых пациентов, что приводит к опасному для жизни кислороду недостаточного предложения. Мы представляем стандартизированный метод, чтобы вызвать геморрагический шок через вывод крови у свиней, который руководствуется гемодинамикой и микроциркуляции мозговой оксигенации.

Аннотация

Геморрагический шок относится к числу основных причин тяжелой смерти, связанной с травмами. Потеря кровообращения и носителей кислорода может привести к недостаточному снабжению кислородом и необратимой недостаточности органов. Мозг оказывает лишь ограниченные компенсационные возможности и особенно подвержен высокому риску серьезного гипоксического повреждения. Данная статья демонстрирует воспроизводимую индукцию опасного для жизни геморрагического шока в свиной модели с помощью расчетного забора крови. Мы титрат ударной индукции, управляемой ближней инфракрасной спектроскопией и расширенным гемодинамическим мониторингом для отображения системной сбоя в кровообращения, а также истощения микроциркуляции кислорода в мозге. По сравнению с аналогичными моделями, которые в первую очередь сосредоточены на предопределенных объемах удаления для ударной индукции, этот подход подчеркивает титрование с помощью в результате отказа макро- и микроциркуляции.

Введение

Массовая кровопотеря является одной изосновных причин смерти, связанной с травмами 1,2,3. Потеря кровеносной жидкости и носителей кислорода приводит к гемодинамическому отказу и сильному недопоставке кислорода и может привести к необратимой отказу органов и смерти. На уровень тяжести шока влияют дополнительные факторы, такие как переохлаждение, коагулопатия и ацидоз4. В частности, мозг, но и почки не хватает компенсационной способности из-за высокого спроса на кислород и неспособность адекватной анаэробной энергии5,6. В терапевтических целях, быстрые и немедленные действия имеет решающее значение. В клинической практике, реанимация жидкости со сбалансированным раствором электролита является первым вариантом для лечения, а затем введение концентратов красных кровяных телец и свежезамороженной плазмы. Тромбоцитконирует, катехоламины, и оптимизация свертывания и кислотно-базового статуса поддерживают терапию, чтобы восстановить нормальные физиологические условия после длительной травмы. Эта концепция фокусируется на восстановлении гемодинамики и макроциркуляции. Некоторые исследования, однако, показывают, что микроциркуляционная перфузия не восстанавливается одновременно с макроциркуляцией. Особенно, церебральный перфузии остается нарушенным и дальнейшее недопоставка кислорода может произойти7,8.

Использование моделей животных позволяет ученым устанавливать новые или экспериментальные стратегии. Сопоставимая анатомия, гомология и физиология свиней и людей позволяют делать выводы о конкретных патологических факторах. Оба вида имеют сходную метаболическую систему и ответ на фармакологические методы лечения. Это большое преимущество по сравнению с маленькими моделями животных, где различия в объеме крови, гемодинамике и общей физиологии делают практически невозможным имитировать клинический сценарий9. Кроме того, авторизованное медицинское оборудование и расходные материалы могут быть легко использованы в свиных моделях. Кроме того, легко можно получить свиней от коммерческих поставщиков, что позволяет высокое разнообразие генетики и фенотипов и является сокращение расходов10. Модель забора крови через сосудную канистру довольно распространена11,12,13,14,15.

В этом исследовании мы расширяем понятие геморрагической индукции шока через артериальный вывод крови с точной титрованием гемодинамической недостаточности и нарушения оксигенации головного мозга. Геморрагический шок достигается, если сердечный индекс и среднее артериальное давление опускается ниже 40% от базового значения,которое, как было показано, вызывает значительное ухудшение насыщения мозговой региональной оксигенации 8. Измерение пульсового контура сердца (PiCCO) используется для непрерывного гемодинамического мониторинга. Во-первых, система должна быть откалибрована транслегочной терморазбавлением, что позволяет рассчитать сердечный индекс содержания внесосудистой воды легких и глобальный конечный диастолический объем. Впоследствии непрерывный сердечный индекс рассчитывается с помощью анализа контура импульса, а также обеспечивает динамические параметры преднагрузки, такие как давление импульса и изменение объема хода.

Этот метод хорошо зарекомендовал себя в клинических и экспериментальных условиях. Ближайская инфракрасная спектроскопия (НИРС) является клинически и экспериментально установленным методом мониторинга изменений в поставках кислорода в мозг в режиме реального времени. Датчики самоприсоединения прикрепляются к левому и правому лбу и неинвазивно вычисляют оксигенацию головного мозга в лобной коре головного мозга. Две длины волны инфракрасного света (700 и 900 нм) излучаются и обнаруживаются датчиками после отражения ткани коры. Для оценки содержания кислорода в головном мозге, вклады артериальной и венозной крови рассчитываются в 1:3 и обновляются с интервалами в 5 с. Чувствительность в глубину 1-4 см экспоненциально снижается и зависит от проникнутой ткани (например, кожи и кости), хотя череп полупрозрачный для инфракрасного света. Техника облегчает быстрые терапевтические действия, чтобы предотвратить пациентов от неблагоприятных исходов, таких как бред или гипоксической травмы головного мозга и служит в качестве целевого параметра в случае нарушения сердечного выброса16,17. Сочетание обоих методов во время экспериментального шока позволяет точное титрование макроциркуляции, а также микроциркуляционные нарушения головного мозга, чтобы изучить это опасное для жизни событие.

протокол

Эксперименты в этом протоколе были одобрены Государственным и Институциональным комитетом по уходу за животными (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Кобленц, Германия; Председатель: д-р Сильвия Эйш-Вольф; справочный номер: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). Эксперименты проводились в соответствии с руководящими принципами по исследованию животных In Vivo Experiments (ARRIVE). Исследование было запланировано и проводилось в период с ноября 2015 года по март 2016 года. После продолжительных литературных исследований, свинья модель была выбрана в качестве устоявшейся модели для геморрагического шока. В протокол были включены семь обезболистых самцов свиней(Sus scrofa domestica)со средним весом 28 и 2 кг и возрастом 2-3 месяца. За животными ухаживал местный заводчик, который был рекомендован Государственным и Институциональным комитетом по уходу за животными. Звери содержались в их известной среде как можно дольше, чтобы свести к минимуму стресс. Продовольствие, но не вода была отказано 6 ч до эксперимента было запланировано, чтобы уменьшить риск аспирации. Курс времени представителя отображается на рисунке 1.

1. Анестезия, интубация и механическая вентиляция

  1. Седативные свиньи с комбинированной инъекцией кетамина (4 мг-кг-1) и азаперона (8 мг-кг-1) в шею или ягодичную мышцу с иглой для внутримышечной инъекции (1,2 мм). Убедитесь, что животные остаются стабильными до тех пор, пока седация не займется.
    ПРЕДЕКТО: Перчатки абсолютно необходимы при обращении с животными.
  2. Транспорт животных седативных животных в лабораторию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Звери глубоко засыпают и не просыпаются при нормальном обращении, например, когда их поднимают в транспортную клетку. В этой обстановке время транспортировки составило около 20 минут со специальным фургоном для перевозки животных.
  3. Мониторинг насыщения периферического кислорода (SpO2) с датчиком, прикреплённым к хвосту или уху свиньи сразу после прибытия.
  4. Обезпоражаете кожу бесцветной дезинфекцией настойки и подождите 3 минуты, прежде чем вставить в ушную вену катетер периферической вены (1,2 мм). Затем, вызвать анестезию путем внутривенной инъекции фентанила (4 мкг-1) и пропофол (3 мг -кг-1).
  5. Когда все рефлексы отсутствуют и спонтанное дыхание истекает, поместите свиней в положение лежа на носилках и исправить их с повязками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Адекватный уровень анестезии должен быть подтвержден опытным исследователем отсутствием рефлекса век и другими реакциями на внешние раздражители.
  6. Немедленно начните неинвазивную вентиляцию с собачьей вентиляционной маской (размер 2). Используйте следующие параметры вентиляции: инспираторная кислородная фракция (FiO2) - 1,0; частота дыхания - 14-16 мин-1; пиковое давление в области инспираторного давления Злт;20 см Н2О, положительное давление конца срока действия (ПИЕП) - 5 см Н2О.
  7. Поддерживать анестезию с помощью непрерывного вливания фентанила (0,1-0,2 мкг-1х-1) и пропофола (8-12 мг-кг-1ч-1) и начать вливание сбалансированного электролитного раствора (5 мл-кг-1х-1).
  8. Облегчить эндотрахеяле интубацию с применением мышечного релаксанта (атракурий 0,5 мг кг-1).
  9. Защищайте дыхательные пути с помощью интубации с помощью общей эндотрахеялкой трубки (ID 6-7) и ввестиком. Используйте общий ларингоскоп с лезвием Macintosh (размер 4). Процедуру облегчают два человека.
    1. Лицо 1: Исправить язык снаружи с куском ткани и открыть мранжу с другой стороны.
    2. Лицо 2: Выполните ларингоскопию.
    3. Человек 2: Когда эпиглоттис попадает в поле зрения, переместите ларингоскоп вентилируемым образом. Поднимите эпиглоттис и убедитесь, что голосовые связки видны.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если эпиглоттис не двигается дорсально, он прилипает к мягкому неба и может быть мобилизован кончиком трубки. Кроме того, можно использовать лезвие другого размера (3 или 5) или типа (лезвие Миллера).
  10. Перемещение трубки тщательно через голосовые связки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Самая узкая точка трахеи не на уровне голосовых связок, а подглоттика. Если вставка трубки невозможна, попробуйте повернуть трубку или использовать меньшую трубку.
  11. Вытяните ввести из трубки, используйте шприц 10 мл, чтобы заблокировать манжету с 10 мл воздуха, и контролировать давление манжеты с манжеты менеджера (30 см H2O).
  12. Запуск механической вентиляции после подключения трубки к аппарату искусственной вентиляции легких (PEEP - 5 см Н2О; приливный объем - 8 мл кг-1; FiO2 и 0,4; коэффициент вдохновения к истечению года - 1:2; частота дыхания - переменная для достижения конечной приливной CO2 из йlt;6 kPa).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте колебаний CO 2, чтобы свести к минимуму любое респираторное воздействие на перфузию головного мозга.
  13. Убедитесь, что положение трубки является правильным путем регулярного и периодического выдоха CO2 через капнографию, и проверьте двусторонню вентиляцию через аускультацию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если трубка помещается неправильно, воздушная инфляция в желудок быстро образует видимый выпуклость в брюшной стенке, еще до установки капнографии. В этом случае абсолютно необходима замена трубки и вставка желудочной трубки.
  14. С двумя людьми, поместите желудочную трубку в желудок, чтобы избежать рефлюкса и рвоты.
    1. Лицо 1: Исправить язык снаружи с куском ткани и открыть мранжу с другой стороны.
    2. Лицо 2: Выполните ларингоскопию гортани свиней.
    3. Лицо 2: Визуализируйте пищевод.
    4. Лицо 2: Нажмите желудочной трубки внутри пищевода с парой щипцМахаma до тех пор, пока желудочная жидкость сливается.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Иногда визуализация не из легких. В этом случае, переместить ларингоскоп дорсически в трубку и нажмите его вентилируемым, чтобы открыть пищевод. Во время процедуры тело животного покрывается одеялами, чтобы избежать переохлаждения. Если температура тела животного снижается, используйте систему отопления для стабилизации температуры на физиологическом уровне (см. таблицу материалов). Температура тела отображается на экране PiCCO.

2. Инструментирование

  1. Используйте бинты, чтобы отодвинуть задние ноги, чтобы сгладить складки в бедренной зоне для катетеризации сосуда.
  2. Подготовьте следующие материалы: один шприц 5 мл, один шприц 10 мл, один шприц 50 мл, одна игла Seldinger, ввизативные оболочки (2 мм, 2,7 мм, 2,7 мм), направляющие провода для оболочек, центральный венозный катетер с тремя портами (2,3 мм, 30 см) с направляющими проводами и PiCCO и PiCCO катетер (1,67 мм, 20 см).
  3. Дезинфекция области глоток с цветной дезинфекции, ждать 2 мин, и протрите дезинфекции с стерильной ткани. Повторите эту процедуру 3x. После третьего раза не удаляйте дезинфекцию.
  4. Заполните все катетеры сосудистыми растворами.
  5. Нанесите ультразвуковой гель на ультразвуковой зонд. Обложка области пыхтина стерильной fenestrated драпировки и сканирования право бедренной сосуды с ультразвуком. Используйте технику Доплера, чтобы различать артерию и вену18.
  6. Ярко-красная пульсирующая кровь подтверждает стременную игольу. Отключите шприц и вставьте направляющий провод в правую бедренную артерию.
  7. Визуализируйте продольную ось правой бедренной вены и вставьте иглу Селдингера под постоянное стремление шприцем 5 мл.
  8. Аспирируй темно-красная венозная кровь.
  9. Визуализируйте правую бедренную артерию аксиально и переключитесь на продольное представление артерии, вращая зонд на 90 градусов.
  10. Проколите правую бедренную артерию под ультразвуковой визуализацией с помощью иглы Селдингера под постоянным аспирицией со шприцем 5 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ:     Ультразвуковой метод Селдингер связан со значительно более низкой кровопотерей, травмой тканей и потреблением времени, чем другие методы сосудистого доступа19,20.
    1. Если правильное положение иглы в различных сосудах не может быть установлено наверняка, возьмите зонды крови и проанализируйте содержание газа в крови с помощью анализатора газа крови (см. ТаблицуМатериалов). Высокий уровень кислорода является хорошим признаком артериальной крови, а низкий уровень кислорода является признаком венозной крови.
  11. Вставьте направляющий провод для центрального венозного катетера в правую бедренную вену после отключения шприца и втягивания иглы Селдинджера.
  12. Визуализируйте оба правых сосуда с ультразвуком для управления правильным положением провода.
  13. Нажмите артериальной оболочки ввода (2 мм) над направляющей проволокой в правую артерию и закрепите положение с аспирации крови.
  14. Используйте технику Селдинджера, чтобы позиционировать центральную венозную линию в правую бедренную вену. Аспирируй все порты и промойте их сольным раствором.
  15. Выполните ту же процедуру на левой стороне герметика, чтобы вставить другие оболочки вветра в технике Селдинджера в левую бедренную артерию (2,7 мм) и бедренную вену (2,7 мм).
  16. Соедините правильную артериальную оболочку и центральный венозный катетер с двумя преобразователями систем для измерения инвазивной гемодинамики и поместите оба преобразователя на уровне сердца, чтобы получить соответствующие значения.
  17. Переключите трехсторонние стопкоки обоих преобразователей, открытые для калибровки систем до 0, как это предусмотрено в инструкциях по эксплуатации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это абсолютно необходимо, чтобы избежать каких-либо пузырьков воздуха и пятна крови в системах для создания правдоподобных значений.
  18. Переключите все настои для поддержания анестезии от периферической вены до центральной венозной линии.
  19. Возьмите базовые значения (гемодинамика, спирометрия, NIRS (см. раздел 4) и PiCCO (см. раздел 3) после 15 минут восстановления.
  20. Инициировать геморрагический шок (см. раздел 5).

3. Измерение PiCCO

ПРИМЕЧАНИЕ: Для оборудования PiCCO, см Таблица материалов.

  1. Вставьте катетер PiCCO в правильную оболочку вветра.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В клинической медицине катетеры PiCCO непосредственно размещаются методом Селдинджера. Тем не менее, размещение через введать оболочки возможно, как хорошо.
  2. Соедините катетер с артериальной проволокой системы PiCCO и артериальным преобразователем непосредственно с портом PiCCO. Затем перекалибровать, как описано в шаге 2.17.
  3. Соедините венозный измерительный блок системы PiCCO левой венозной оболочкой ввектора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо соединить венозные и артериальные зонды на некотором расстоянии друг от друга. В противном случае, измерение будет нарушено, потому что применение холодного сосудистого раствора в венозной системе будет влиять на артериальные измерения. Для получения более подробной информации о PiCCO, см Майер и Suttner21.
  4. Включите систему PiCCO и подтвердите, что измеряется новый пациент.
  5. Введите размер и вес животного и переключите категорию на взрослых.
  6. Введите имя протокола и идентификатор и введите Exit.
  7. Установите объем впрыска до 10 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем выбранного инъекционного раствора может быть различен. Более высокий объем делает измеренные значения более допустимыми. Выбирайте небольшой объем, чтобы избежать каких-либо эффектов геморазбаления с помощью повторяющихся приложений.
  8. Введите центральное венозное давление.
  9. Откройте трехсторонний стоп-код в атмосферу, нажмите на нулевой для калибровки системы, и нажмите на выход.
  10. Калибровать непрерывное измерение сердечного выброса, как описано в следующем, и нажмите на TD (Thermodilution). Приготовьте физиологический соленый раствор с температурой 4 градусов по Цельсию в шприцу 10 мл и нажмите на Start.
  11. Впрысните 10 мл холодного соблюра быстро и неуклонно в венозный измерительный блок и подождите, пока измерение будет завершено, и система просит повторения.
  12. Повторяйте эту процедуру до тех пор, пока не будут завершены три измерения.
  13. Пусть система вычислит среднее количество всех параметров и нажмите на Exit.
  14. После полной калибровки немедленно приступайте к измерению. Чтобы контролировать ударную индукцию, сосредоточьтесь на сердечном индексе PiCCO.

4. Церебральная региональная насыщенность кислородом

ПРИМЕЧАНИЕ: Для оборудования для мониторинга мозговой региональной оксигенации, см Таблица материалов.

  1. Бритье лоб свиньи с одноразовой бритвой и водой и придерживаться двух самоприверженных датчиков (см. таблицу материалов) для NIRS на лбу свиньи.
  2. Подключите предусилитель к монитору и подключите сенсорные кабельные разъемы, закодированные цветом, к предусилителю.
  3. Закройте предусилительный механизм блокировки и прикрепите датчики к кабелям датчиков.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для записи данных в режиме реального времени, ФЛЭш-накопитель USB должен быть подключен к монитору NIRS.
  4. Включите монитор, нажмите на NewPatient, введите имя исследования и нажмите на Done.
  5. Проверьте входящий сигнал. Когда сигнал стабилен, нажмите на базовое меню и нажмите на Set Baselines. Если базовый упор уже введен, подтвердите новый базовый уклад, нажав Да и нажмите на знак события.
  6. Выбирай событие со стрелками на клавиатуре и с NextEvent; выберите событие 3 Индукция и нажмите Выберите событие.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если необходима дополнительная информация, обратитесь в руководство по эксплуатации системы NIRS22.

5. Геморрагическая шоковая индукция

  1. Соедините левую оболочку ввести с стоп-стопом на пути к дереву. Подключите один порт трехстороннего стоп-стопа со шприцем 50 мл и один с пустой бутылкой настоя.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, изъятая кровь может быть собрана в цитированных мешках для последующей автотрансузузузузузии. Это является основным преимуществом контролируемого вывода крови.
  2. Измерьте и задокументируйте точные гемодинамические параметры и вычислите 40% сердечного индекса и среднего артериального давления в качестве гемодинамических целей. Установите событие 93 Потеря крови в системе NIRS, как описано в шаге 4.6.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Геморрагический шок достигается, если сердечный индекс и среднее артериальное давление опускается ниже 40% от базового значения. Значительное содержание церебрального регионального насыщения кислородом (crSO2) снижение на 20% предпочтительнее, чем микроциркуляторные нарушения. Средняя кровопотеря для достижения этой цели находится в пределах 25-35 мл кг-1.
  3. Приготовьте 50 мл крови в шприц и переключите трехсторонний стоп-код. Нажмите кровь в пустую бутылку.
  4. Обратите внимание на удаленный объем крови.
  5. Внимательно следите за артериальным артериальным давлением, сердечным индексом и crSO 2. Повторяйте забор крови до достижения целевого артериального давления и сердечного индекса (после 20-30 мин).
  6. Установите событие 97 Гипотензия в устройстве NIRS, как описано в шаге 4.6.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не выводите кровь слишком быстро, потому что это несет риск немедленной сердечно-кровообращения нойнедостаточности. После окончания процедуры индукции, животные могут быть использованы для различных терапевтических вмешательств.

6. Конец эксперимента и эвтаназии

  1. Введите 0,5 мг фентанила в центральную венозную линию и ждите 5 мин.
  2. Введите 200 мг пропофола в центральную венозную линию и эвтаназии животное с 40 ммоль хлористого калия.

Результаты

После начала ударной индукции может быть зарегистрировано короткое время компенсации. При постоянном удалении крови вышеупомянутая кардиокровная декомпенсация, как контролируется значительным снижением crSO2, сердечный индекс, интраторакальный индекс объема к...

Обсуждение

Протокол описывает один из методов индуцирования геморрагического шока через контролируемые артериальные кровотечения у свиней, который руководствуется системной гемодинамикой, а также микроциркуляционными нарушениями головного мозга. Шоковые условия были достигнуты за счет расч?...

Раскрытие информации

Устройство NIRS было безоговорочно предоставлено компанией Medtronic PLC, США, для экспериментальных исследовательских целей. Александр Зибарт, Андреас Гарсия-Бардон и Эрик К. Хартманн получили награду инструктора на курсах подготовки врачей от Medtronic PLC. Никто из авторов не сообщает о финансовых или иных конфликтах интересов.

Благодарности

Авторы хотят поблагодарить Дагмар Дирвонскис за отличную техническую поддержку.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
3-way-stopcock blueBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394602Drug administration
3-way-stopcock redBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394605Drug administration/Shock induction
AtracuriumHikma Pharma GmbH , MartinsriedAM03AC04*Anesthesia
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain301300Vascular access
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland-Hemodynamic monitor
Desinfection Schülke & Mayr GmbH, Germany104802Desinfection 
Heidelberger Verlängerung 75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  Drug administration/Shock induction
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC, USA-Monitore for cerebral regional oxygenation 
INVOS Cerebral/Somatic Oximetry Adult SensorsMedtronic PLC, USA20884521211152Monitoring of the cerebral regional oxygenation 
Endotracheal tubeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia112482Intubation
Endotracheal tube introducer  Wirutec GmbH, Sulzbach, Germany5033062Intubation
Engström CarestationGE Heathcare, Madison USA-Ventilator
FentanylJanssen-Cilag GmbH, NeussAA0014*Anesthesia
GlovesPaul Hartmann, Heidenheim, Germany9422131Self-protection
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany9004112Drug administration
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, SchweizAN01AX03*Sedation
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia671067-000020Intubation
Logical pressure monitoring systemSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMX9606Hemodynamic monitor
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cmSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMXA233x30x70-EVascular access/Drug administration
Masimo Radical 7Masimo Corporation, Irvine, USA-Hemodynamic monitor
Mask for ventilating dogsHenry Schein, Melville, USA730-246Ventilation
Original Perfusor syringe 50ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8728810FDrug administration
PICCO Thermodilution. F5/20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, GermanyPV2015L20-A  Hemodynamic monitor
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideportArrow international inc., Reading, USAAK-07903Vascular access/Shock induction
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8713820Drug administration
Potassium chlorideFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany6178549Euthanasia
Propofol 2%Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany  AN01AX10*Anesthesia
 Pulse Contour Cardiac Output (PiCCO2) Pulsion Medical Systems, Feldkirchen, Germany-Hemodynamic monitor
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA -Vascular access
Stainless Macintosh Size 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,  Malaysia670000Intubation
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Melsungen, GermanyAB05BB01*balanced electrolyte infusion
Stresnil 40mg/ml  Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, GermanyQN05AD90Sedation
Syringe 10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309110Drug administration
Syringe 2 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300928Drug administration
Syringe 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300296Drug administration
Syringe 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309050Drug administration
venous catheter 22GB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany4269110S-01Vascular access
*ATC:  Anatomical Therapeutic Chemical / Defined Daily Dose Classification 

Ссылки

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15 (2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. . Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12 (2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L., Ganzel, B. L., Austin, E. H. Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock?. Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss?. Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258 (2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8 (2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

147

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены