Indução de choque hemorrágico padronizado guiada por oximetria cerebral e Monitorização hemodinâmica estendida em suínos

Resumo

O choque hemorrágico é uma complicação grave em pacientes gravemente feridos, o que leva à subalimentação de oxigênio com risco de vida. Nós apresentamos um método estandardizado para induzir o choque hemorrágico através da retirada do sangue nos porcos que é guiado pela hemodinâmica e pela oxigenação cerebral microcirculatória.

Resumo

O choque hemorrágico classifica entre as principais razões para a morte grave relacionada a lesões. A perda do volume circulatório e dos portadores do oxigênio pode conduzir a uma fonte insuficiente do oxigênio e a uma falha irreversível do órgão. O cérebro exerce somente capacidades limitadas da compensação e é particularmente no risco elevado de dano hypoxic severo. Este artigo demonstra a indução reprodutível do choque hemorrágico life-threatening em um modelo suínos por meio da retirada de sangue calculada. Nós titular a indução de choque guiada pela espectroscopia near-infrared e pela monitoração hemodynamic prolongada para indicar a falha circulatória sistemática, assim como a depleção de oxigênio microcirculatório cerebral. Em comparação com modelos similares que se concentram principalmente em volumes de remoção predefinidos para indução de choque, essa abordagem destaca uma titulação por meio da falha resultante da macro e da microcirculação.

Introdução

A perda de sangue maciça está entre as causas principais de mortes ferimento-relacionadas^1,2,3. A perda de fluidos circulatórios e portadores de oxigênio leva a insuficiência hemodinâmica e undersupply de oxigênio grave e pode causar insuficiência de órgãos irreversíveis e morte. O nível de gravidade do choque é influenciado por fatores adicionais como hipotermia, coagulopatia e acidose⁴. Particularmente o cérebro, mas também os rins não têm capacidade de compensação devido à alta demanda de oxigênio e à incapacidade de uma adequada geração de energia anaeróbia^5,6. Para fins terapêuticos, a ação rápida e imediata é crucial. Na prática clínica, a ressuscitação fluida com uma solução de eletrólitos equilibrada é a primeira opção para o tratamento, seguida pela administração de concentrados de glóbulos vermelhos e plasma fresco congelado. Os concentrados de trombócitos, catecolaminas e a otimização da coagulação e o status ácido-base apoiam a terapia para recuperar condições fisiológicas normais após trauma sustentado. Este conceito centra-se na restauração da Hemodinâmica e macrocirculação. Vários estudos, entretanto, demonstram que a perfusão microcirculatória não se recupera simultaneamente com a macrocirculação. Especialmente, a perfusão cerebral permanece prejudicada e pode ocorrer uma subalimentação de oxigênio^7,8.

O uso de modelos animais permite que os cientistas estabeleçam estratégias novas ou experimentais. A anatomia, a homologia, e a fisiologia comparáveis dos porcos e dos seres humanos permitem conclusões em fatores patológicos específicos. Ambas as espécies têm um sistema metabólico semelhante e resposta a tratamentos farmacológicos. Esta é uma grande vantagem em comparação com pequenos modelos animais, onde as diferenças no volume sanguíneo, hemodinâmica e fisiologia geral tornam quase impossível imitar um cenário clínico⁹. Além disso, equipamentos médicos autorizados e consumíveis podem ser facilmente utilizados em modelos de suínos. Além disso, é facilmente possível obter suínos de fornecedores comerciais, o que permite uma alta diversidade de genética e fenótipos e é o custo de redução de¹⁰. O modelo de retirada de sangue via canulação de vasos é bastante comum^{11,12,13,14,15}.

Neste estudo, nós estendemos o conceito da indução de choque hemorrágico através da retirada sanguínea arterial com um titulação exato da falha hemodynamic e do prejuízo cerebral do oxigenação. O choque hemorrágico é atingido se o índice cardíaco e a pressão arterial média decresce abaixo de 40% do valor basal, o que tem demonstrado causar uma deterioração considerável da saturação de oxigenação regional cerebral⁸. A medida de saída cardíaca de contorno de pulso (PiCCO) é usada para monitoramento hemodinâmico contínuo. Primeiro, o sistema deve ser calibrado por termodiluição transpulmonar, o que possibilita o cálculo do índice cardíaco do conteúdo de água pulmonar extravascular e do volume diastólico final global. Subseqüentemente, o índice cardíaco contínuo é calculado pela análise do contorno do pulso e igualmente fornece parâmetros dinâmicos da pré-carga como a variação do volume da pressão de pulso e do curso.

Esta técnica é bem estabelecida em configurações clínicas e experimentais. A espectroscopia de infravermelho próximo (NIRS) é um método clinicamente e experimentalmente estabelecido para monitorar as alterações no suprimento de oxigênio cerebral em tempo real. Os sensores Self-aderentes são Unidos à testa esquerda e direita e calculam o oxigenação cerebral não-invasora no córtice frontal cerebral. Dois comprimentos de onda de luz infravermelha (700 e 900 nm) são emitidos e detectados pelos sensores após serem refletidos a partir do tecido do córtex. Para avaliar o teor de oxigênio cerebral, as contribuições do sangue arterial e venoso são calculadas em 1:3 relações e atualizadas em intervalos de 5 s. A sensibilidade em profundidade de 1-4 cm é a diminuição exponencial e influenciada pelo tecido penetrado (por exemplo, pele e osso), embora o crânio seja translúcido à luz infravermelha. A técnica facilita ações terapêuticas rápidas para prevenir pacientes de desfechos adversos como Delirium ou lesão cerebral hipóxico e serve como parâmetro alvo em caso de comprometimento do débito cardíaco^16,17. A combinação de ambas as técnicas durante choque experimental permite uma titulação exata da macrocirculação, assim como a deficiência microcirculatória cerebral, para estudar este evento life-threatening.

Protocolo

Os experimentos neste protocolo foram aprovados pela Comissão Estadual e institucional de cuidados com animais (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Alemanha; Presidente: Dr. Silvia Eisch-Wolf; numero de referência: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). os experimentos foram conduzidos de acordo com o relatório de pesquisa de animais das diretrizes de experimentos in vivo (chegada). O estudo foi planejado e conduzido entre novembro de 2015 e março de 2016. Após extensa pesquisa bibliográfica, o modelo de suínos foi escolhido como um modelo bem estabelecido para choque hemorrágico. Sete suínos machos anestesiados (Sus scrofa domestica) com peso médio de 28 ± 2 kg e idade de 2-3 meses foram incluídos no protocolo. Os animais foram atendidos por um reprodutor local recomendado pelo Comitê Estadual e institucional de cuidado animal. Os animais foram mantidos em seu ambiente conhecido o mais longo possível para minimizar o stress. O alimento, mas não a água foi negado 6 h antes que o experimento fosse programado, para reduzir o risco de aspiração. O curso de tempo representativo é exibido na Figura 1.

1. anestesia, intubação, e ventilação mecânica

1. Suínos sedata com uma injecção combinada de cetamina (4 mg · kg^-1) e azaperona (8 mg · kg^-1) no pescoço ou no músculo glúteo com uma agulha para injecção intramuscular (1,2 mm). Assegure-se de que os animais permaneçam estáveis até que a sedação se defina.
   Atenção: As luvas são absolutamente necessárias ao manusear animais.
2. Transportar os animais sedados para o laboratório.
   Nota: Os animais caem profundamente adormecidos e não despertam durante a manipulação normal, como quando são levantados na gaiola do transporte. Neste cenário, o tempo de transporte foi de cerca de 20 min com uma van especial para o transporte de animais.
3. Monitore a saturação periférica de oxigênio (SpO₂) com um sensor cortado na cauda ou orelha do porco diretamente após a chegada.
4. Desinfete a pele com tintura de desinfecção incolor e aguarde 3 minutos antes de inserir um cateter de veia periférica (1,2 mm) numa veia da orelha. Em seguida, induzir anestesia por injeção intravenosa de fentanil (4 μg · kg^-1) e propofol (3 mg · kg^-1).
5. Quando todos os reflexos estão ausentes e respiração espontânea expira, coloque os porcos em posição supina em uma maca e corrigi-los com bandagens.
   Nota: Níveis adequados de anestesia devem ser confirmados por um pesquisador experiente pela ausência de reflexo palpebral e outras reações a estímulos externos.
6. Inicie imediatamente a ventilação não invasiva com uma máscara de ventilação do cão (tamanho 2). Use os seguintes parâmetros de ventilação: fração inspiratória de oxigênio (FiO₂) = 1,0; frequência respiratória = 14-16 min^-1; pressão inspiratória máxima < 20 cm H₂o, pressão expiratória final positiva (PEEP) = 5 cm h₂o.
7. Manter a anestesia através de uma infusão contínua de fentanil (0,1-0,2 μg ·^kg-1·^h-1) e propofol (8-12 mg · kg^-1· h^-1) e iniciar uma infusão de solução eletrolítica balanceada (5 ml · kg^-1· h^-1).
8. Facilitar a intubação endotraqueal pela aplicação de um relaxante muscular (Atracurium 0,5 mg · kg^-1).
9. Proteja as vias aéreas via intubação com um tubo endotraqueal comum (ID 6-7) e um introdutor. Use um laringoscópio comum com uma lâmina Macintosh (tamanho 4). Duas pessoas facilitam o procedimento.
   1. Pessoa 1: fixar a língua fora com um pedaço de tecido e abrir o focinho com a outra mão.
   2. Pessoa 2: realizar uma laringoscopia.
   3. Pessoa 2: quando a epiglote entra em vista, mova o laringoscópio ventralmente. Levante a epiglote e certifique-se de que as cordas vocais estejam visíveis.
      Nota: Se a epiglote não se move dorsally, ele adere ao Palatino macio e pode ser mobilizado pela ponta do tubo. Alternativamente, uma lâmina com outro tamanho (3 ou 5) ou tipo (lâmina de Miller) pode ser usada.
10. Mova o tubo cuidadosamente através das cordas vocais.
    Nota: O ponto mais estreito da traquéia não está no nível das cordas vocais, mas subglottic. Se a inserção do tubo não for possível, tente girar o tubo ou usar um tubo menor.
11. Puxe o introdutor para fora do tubo, use uma seringa de 10 mL para bloquear o manguito com 10 mL de ar e controle a pressão do manguito com um gerente de manguito (30 cm H₂O).
12. Iniciar a ventilação mecânica após o tubo estar ligado a um ventilador (PEEP = 5 cm H₂o; volume corrente = 8 ml · kg^-1; FiO₂ = 0,4; relação inspiração-expiração = 1:2; frequência respiratória = variável para atingir um CO₂ de maré final de ≪ 6 kPa).
    Nota: Evite a flutuação do CO₂ para minimizar quaisquer efeitos respiratórios na perfusão cerebral.
13. Certifique-se de que a posição do tubo está correta por exhalação regular e periódica de CO₂ via capnografia, e verificar a ventilação dupla face através da ausculta.
    Nota: Se o tubo é coloc incorretamente, a inflação do ar no estômago forma ràpida uma protuberância visível na parede abdominal, mesmo antes que o capnografia esteja instalado. Neste caso, a substituição do tubo e a inserção de um tubo gástrico são absolutamente necessárias.
14. Com duas pessoas, coloque um tubo gástrico no estômago para evitar refluxo e vômitos.
    1. Pessoa 1: fixar a língua fora com um pedaço de tecido e abrir o focinho com a outra mão.
    2. Pessoa 2: realizar uma laringoscopia da laringe porcina.
    3. Pessoa 2: visualize o esôfago.
    4. Pessoa 2: empurre o tubo gástrico dentro do esôfago com um par de fórceps Magill até que o fluido gástrico é drenado.
       Nota: Às vezes, a visualização não é fácil. Neste caso, mova o laringoscópio dorsalmente para o tubo e empurre-o ventralmente para abrir o esôfago. Durante o procedimento, o corpo animal é coberto com cobertores para evitar a hipotermia. Se a temperatura do corpo do animal diminui, use um sistema de aquecimento para estabilizar a temperatura em um nível fisiológico (veja a tabela de materiais). A temperatura do corpo é exibida na tela do PiCCO.

2. instrumentação

1. Use ataduras para puxar para trás as patas traseiras para suavificar as dobras na área femoral para cateterismo de vasos.
2. Prepare os seguintes materiais: uma seringa de 5 mL, uma seringa de 1 10 mL, uma seringa de 1 50 mL, uma agulha de Seldinger, bainhas do introdutor (2 milímetros, 2,7 milímetros, 2,7 milímetros), guidewires para as bainhas, um cateter venoso central com três portos (2,3 milímetros, 30 cm) com fio-guia, e um PiCCO cateter (1,67 mm, 20 cm).
3. Desinfete a área inguinal com desinfecção colorida, aguarde 2 min e limpe a desinfecção com um tecido estéril. Repita este procedimento 3x. Após a terceira vez, não retire a desinfecção.
4. Preencha todos os cateteres com soluções salinas.
5. Aplique o gel do ultra-som à ponta de prova do ultra-som. Cubra a área inguinal com um Drape fenestrado estéril e escaneie os vasos femorais direito com ultra-som. Use a técnica de Doppler para distinguir entre a artéria e a veia¹⁸.
6. Sangue pulsante vermelho brilhante confirma a posição da agulha aspirava. Desconecte a seringa e insira o fio-guia na artéria femoral direita.
7. Visualize o eixo longitudinal da veia femoral direita e insira a agulha de Seldinger aspiração permanente com a seringa de 5 mL.
8. Aspirar a obscuridade-sangue venoso nonpulsating vermelho.
9. Visualize a artéria femoral direita axialmente e mude para uma visão longitudinal da artéria girando a sonda 90 °.
10. Perfure a artéria femoral direita a visualização do ultra-som com a agulha de Seldinger a aspiração permanente com a seringa de 5 mL.
    Nota: a técnica de Seldinger guiada por ultrassom está associada a perda de sangue significativamente menor, trauma tecidual e consumo de tempo do que outros métodos de acesso vascular^19,20.
    1. Se a posição correta da agulha nos diferentes vasos não puder ser estabelecida com certeza, tome as sondas de sangue e analise o conteúdo de gás sanguíneo com um analisador de gás sanguíneo (veja a tabela de materiais). Um alto nível de oxigênio é um bom sinal de sangue arterial, e um baixo nível de oxigênio é um sinal de sangue venoso.
11. Insira o fio-guia para o cateter venoso central na veia femoral direita após desconectar a seringa e retraindo a agulha de Seldinger.
12. Visualize ambas as embarcações direitas com ultra-som para controlar a posição correta do fio.
13. Empurre a bainha introdutor arterial (2 mm) sobre o fio-guia na artéria direita e fixe a posição com a aspiração de sangue.
14. Use a técnica de Seldinger para posicionar a linha venosa central na veia femoral direita. Aspirar todas as portas e lave-as com solução salina.
15. Realize o mesmo procedimento no lado inguinal esquerdo para inserir as outras bainhas de introdutor na técnica de Seldinger na artéria femoral esquerda (2,7 mm) e na veia femoral (2,7 mm).
16. Conecte a bainha de introdutor arterial direita e o cateter venoso central com dois sistemas de transdutor para a medição da hemodinâmica invasiva e Posicione ambos os transdutores no nível do coração para obter os valores apropriados.
17. Troque os três sentidos-stopcocks de ambos os transdutores abertos à atmosfera para calibrar os sistemas a 0 como é prescrito nas instruções da operação.
    Nota: É absolutamente necessário evitar quaisquer bolhas de ar e manchas de sangue nos sistemas para gerar valores plausíveis.
18. Mude todas as infusões para manter a anestesia da veia periférica à linha venosa central.
19. Tomar valores basais (hemodinâmica, espirometria, NIRS (ver secção 4) e PiCCO (ver secção 3) após 15 min de recuperação.
20. Iniciar choque hemorrágico (ver secção 5).

3. medição PiCCO

Nota: Para o equipamento PiCCO, consulte a tabela de materiais.

1. Insira o cateter PiCCO na bainha introdutor arterial direita.
   Nota: Na medicina clínica, os cateteres PiCCO são diretamente colocados pela técnica de Seldinger. No entanto, a colocação através de uma bainha introdutora é viável também.
2. Conecte o cateter com o fio arterial do sistema PiCCO e o transdutor arterial diretamente com o porto PiCCO. Em seguida, recalibrar conforme descrito na etapa 2,17.
3. Conecte a unidade de medição venosa do sistema PiCCO com a bainha do introdutor venoso esquerdo.
   Nota: É necessário conectar as pontas de prova venosas e arteriais em alguma distância de se. Caso contrário, a medida será perturbada, pois a aplicação de solução salina fria no sistema venoso influenciará a medida arterial. Para mais detalhes sobre o PiCCO, veja Mayer e Suttner²¹.
4. Ligue o sistema PiCCO e confirme que um novo paciente é medido.
5. Introduza o tamanho e o peso do animal e mude a categoria para adultos.
6. Insira o nome do protocolo e a ID e insira Exit.
7. Defina o volume de injeção para 10 mL.
   Nota: O volume da solução de injeção escolhida pode ser variado. Um volume mais alto torna os valores medidos mais válidos. Escolha um pequeno volume para evitar quaisquer efeitos de hemodiluição através da aplicação repetitiva.
8. Entrar a pressão venosa central.
9. Abra a torneira de três vias para a atmosfera, clique em zero para a calibração do sistema, e clique em sair.
10. Calibre a medida contínua do débito cardíaco como descrito em seguida e estale sobre td (thermodilution). Prepare a solução salina fisiológica com uma temperatura de 4 ° c em uma seringa de 10 mL e clique em Iniciar.
11. Injete 10 mL da solução salina fria de forma rápida e constante na unidade de medição venosa e aguarde até que a medição seja concluída e o sistema solicite uma repetição.
12. Repita este procedimento até que três medições sejam concluídas.
13. Deixe o sistema calcular a média de todos os parâmetros e clique em Exit.
14. Após a calibração completa, inicie imediatamente a medição. Para monitorar a indução de choque, concentre-se no índice cardíaco do parâmetro derivado de PiCCO.

4. saturação de oxigenação regional cerebral

Nota: Para que o equipamento monitore a oxigenação regional cerebral, veja a tabela de materiais.

1. Raspar a testa do porco com uma navalha descartável e água e furar dois sensores Self-aderentes (ver a tabela de materiais) para NIRs para a testa do porco.
2. Conecte o pré-amplificador ao monitor e conecte os conectores de cabo do sensor codificados por cores ao pré-amplificador.
3. Feche o mecanismo de travamento do pré-amplificador e conecte os sensores aos cabos do sensor.
   Nota: A fim de gravar dados em tempo real, uma unidade flash USB deve ser conectada ao monitor NIRS.
4. Ligue o monitor, clique em novo paciente, digite o nome do estudo, e clique em Done.
5. Verifique o sinal de entrada. Quando o sinal estiver estável, clique no menu linha de base e clique em definir linhasde base. Se a linha de base já tiver sido inserida, confirme a nova linha de base clicando em Sim e clique em marca de evento.
6. Escolheu o evento com os botões de seta no teclado e com o próximo evento; Selecione o evento 3 indução e pressione selecionar evento.
   Nota: Se for necessária informação adicional, consulte o manual de operação do sistema NIRS²².

5. indução de choque hemorrágico

1. Conecte a bainha introdutor esquerda com um stopcock de forma de árvore. Ligue uma porta do torneira de três vias com uma seringa de 50 ml e uma com uma garrafa de perfusão vazia.
   Nota: Alternativamente, o sangue retirado pode ser coletado em sacos citrados para a autotransfusão mais atrasada. Esta é uma grande vantagem de retirada de sangue controlada.
2. Mensurar e documentar os parâmetros hemodinâmicos exatos e calcular 40% do índice cardíaco e a pressão arterial média como alvos hemodinâmicos. Defina o evento 93 perda de sangue no sistema NIRs conforme descrito na etapa 4,6.
   Nota: O choque hemorrágico é atingido se o índice cardíaco e a pressão arterial média decresce abaixo de 40% do valor basal. Uma saturação regional cerebral considerável da oxigenação (crSO₂) declínio de 20% é preferível descrever o prejuízo microcirculatório. A perda de sangue média para conseguir este encontra-se dentro de uma escala de 25-35 mL · quilograma^-1.
3. Aspirar 50 mL de sangue para dentro da seringa e mudar a torneira de três vias. Empurre o sangue para dentro da garrafa vazia.
4. Anote o volume de sangue removido.
5. Monitore a pressão arterial, o índice cardíaco e o crSO₂ de perto. Repita a retirada de sangue até que a pressão arterial alvo e o índice cardíaco sejam alcançados (após 20-30 min).
6. Defina o evento 97 hipotensão no dispositivo NIRs conforme descrito na etapa 4,6.
   Nota: Não retire o sangue muito rapidamente, porque isso tem o risco de insuficiência cardio-circulatória imediata. Após o término do procedimento de indução de choque, os animais podem ser utilizados para diversas intervenções terapêuticas.

6. fim do experimento e eutanásia

1. Injete 0,5 mg de fentanil na linha venosa central e aguarde 5 min.
2. Injetar 200 mg de propofol na linha venosa central e eutanizar o animal com cloreto de potássio 40 mmol.

Resultados

Depois de iniciar a indução de choque, um curto período de compensação pode ser registrado. Com a retirada contínua do sangue, a descompensação cardio-circulatória acima mencionada, como monitorada por uma diminuição significativa do crSO₂, o índice cardíaco, o índice de volume sanguíneo intratorácico e o índice global de volume diastólico final (Figura 2 , Figura 3e Figura 4

Discussão

O protocolo descreve um método de indução de choque hemorrágico através de sangramento arterial controlado em suínos que é guiado por hemodinâmica sistêmica, bem como por comprometimento microcirculatório cerebral. As condições de choque foram conseguidas por uma retirada sanguínea calculada de 25-35 mL kg^-1 e confirmadas pelo composto mencionado de parâmetros substitutos que indicam a falha cardio-circulatória considerável. Se não tratada, este procedimento foi letal dentro de 2 h em 66% dos ...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-way-stopcock blue	Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden	394602	Drug administration
3-way-stopcock red	Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden	394605	Drug administration/Shock induction
Atracurium	Hikma Pharma GmbH , Martinsried	AM03AC04*	Anesthesia
Canula 20 G	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain	301300	Vascular access
Datex Ohmeda S5	GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland	-	Hemodynamic monitor
Desinfection	Schülke & Mayr GmbH, Germany	104802	Desinfection
Heidelberger Verlängerung 75CM	Fresenius Kabi Deutschland GmbH	2873112	Drug administration/Shock induction
INVOS 5100C Cerebral	Medtronic PLC, USA	-	Monitore for cerebral regional oxygenation
INVOS Cerebral/Somatic Oximetry Adult Sensors	Medtronic PLC, USA	20884521211152	Monitoring of the cerebral regional oxygenation
Endotracheal tube	Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia	112482	Intubation
Endotracheal tube introducer	Wirutec GmbH, Sulzbach, Germany	5033062	Intubation
Engström Carestation	GE Heathcare, Madison USA	-	Ventilator
Fentanyl	Janssen-Cilag GmbH, Neuss	AA0014*	Anesthesia
Gloves	Paul Hartmann, Heidenheim, Germany	9422131	Self-protection
Incetomat-line 150 cm	Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany	9004112	Drug administration
Ketamine	Hameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, Schweiz	AN01AX03*	Sedation
Laryngoscope	Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia	671067-000020	Intubation
Logical pressure monitoring system	Smith- Medical GmbH,  Minneapolis, USA	MX9606	Hemodynamic monitor
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cm	Smith- Medical GmbH,  Minneapolis, USA	MXA233x30x70-E	Vascular access/Drug administration
Masimo Radical 7	Masimo Corporation, Irvine, USA	-	Hemodynamic monitor
Mask for ventilating dogs	Henry Schein, Melville, USA	730-246	Ventilation
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock	B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	8728810F	Drug administration
PICCO Thermodilution. F5/20CM EW	MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, Germany	PV2015L20-A	Hemodynamic monitor
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport	Arrow international inc., Reading, USA	AK-07903	Vascular access/Shock induction
Perfusor FM Braun	B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	8713820	Drug administration
Potassium chloride	Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany	6178549	Euthanasia
Propofol 2%	Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany	AN01AX10*	Anesthesia
Pulse Contour Cardiac Output (PiCCO2)	Pulsion Medical Systems, Feldkirchen, Germany	-	Hemodynamic monitor
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem	Fujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA	-	Vascular access
Stainless Macintosh Size 4	Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,  Malaysia	670000	Intubation
Sterofundin	B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	AB05BB01*	balanced electrolyte infusion
Stresnil 40mg/ml	Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, Germany	QN05AD90	Sedation
Syringe 10 mL	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain	309110	Drug administration
Syringe 2 mL	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain	300928	Drug administration
Syringe 20 mL	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain	300296	Drug administration
Syringe 5 mL	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain	309050	Drug administration
venous catheter 22G	B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany	4269110S-01	Vascular access
*ATC:  Anatomical Therapeutic Chemical / Defined Daily Dose Classification