JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Serebral kontüzyonun eşlik ettiği intraparankimal kanama ve nöroinflamasyon ciddi ikincil beyin hasarını tetikleyebilir. Bu protokol, araştırmacıların kanama, kontüzyon ve travma sonrası bağışıklık tepkilerini incelemelerine ve potansiyel terapötikleri keşfetmelerine olanak tanıyan fare kontrollü bir kortikal etki (CCI) modelini detaylandırır.

Özet

Serebral kontüzyon, her yıl dünya çapında milyonlarca insanı etkileyen ciddi bir tıbbi sorundur. Bu yıkıcı nörolojik bozukluk için patofizyolojik mekanizmayı anlamak ve etkili terapötik strateji geliştirmek için acil bir ihtiyaç vardır. İlk fiziksel etkinin neden olduğu intraparankimal kanama ve travma sonrası inflamatuar yanıt, mikroglia/makrofaj aktivasyonunu ve nöroinflamasyonu şiddetlendirebilir ve bu da daha sonra beyin patolojisini kötüleştirebilir. Burada, dural yüzeye kontrol edilebilir büyüklük ve hızda mekanik kuvvet iletmek için pnömatik bir çarpma sistemi kullanarak farelerde deneysel kortikal kontüzyonu yeniden üretebilen kontrollü bir kortikal etki (CCI) protokolü sunuyoruz. Bu klinik öncesi model, araştırmacıların farelerde orta derecede şiddetli fokal serebral kontüzyonu indüklemelerine ve kanama kontüzyonu, mikroglia / makrofaj aktivasyonu, demir toksisitesi, aksonal yaralanma ve kısa vadeli ve uzun vadeli nörodavranışsal eksiklikler dahil olmak üzere çok çeşitli travma sonrası patolojik ilerlemeleri araştırmalarına olanak tanır. Mevcut protokol, serebral kontüzyonun uzun vadeli etkilerini ve potansiyel müdahalelerini araştırmak için yararlı olabilir.

Giriş

Serebral kontüzyon, modern toplumdaki en ölümcül sağlık sorunları arasında üst sıralarda yer alan bir travmatik beyin hasarı şeklidir1. Öncelikle trafik kazası gibi kaza sonucu meydana gelen ve dış kuvvetlerin kafaya mekanik enerji uygulamasına neden olan kaza sonucu meydana gelir. Travmatik beyin hasarı yaklaşık 3,5 milyon insanı etkilemekte ve her yıl ABD'de akut yaralanmaya bağlı tüm ölümlerin %30'unu oluşturmaktadır2. Serebral kontüzyondan kurtulan hastalar çoğu zaman fokal motor zayıflık, duyusal disfonksiyon ve akıl hastalığı gibi uzun vadeli sonuçlardan muzdariptir1.

Serebral kontüzyonun birincil yaralanması, germe ve yırtılma kuvvetleri gibi mekanik faktörler tarafından indüklenir ve ani parankimal yapı deformasyonuna ve fokal CNS hücre ölümüneyol açar 3. Kanama kontüzyonu, kafa travması bölgesinde damar yırtılmasına bağlı beyin kanamaları için kullanılan genel bir terimdir4. Spesifik olarak, intraparankimal kanama, gecikmiş hematom oluşumuna yol açan bir serebral kontüzyondan hemen sonra ortaya çıkar. Hematom içinde, parçalanmış kırmızı kan hücrelerinden salınan hemoglobin ve serbest demir, fıtıklaşma, beyin ödemi ve kafa içi basınç yükselmesine 5,6 neden olan kanla ilgili toksisiteyi 5,6 daha da tetikleyebilir. Nöronların (aksonlar), gliaların, kan damarlarının ve destekleyici dokunun işbirlikçi işlevleri de hematom7'nin kütle etkisi ile tehlikeye girer. Ek olarak, ilerleyici nörodejenerasyon ile birlikte kalıcı ve yaygın nöroinflamasyon aylarca devam eder ve beyinde ikincil hasara neden olur8.

Mikroglia aktivasyonu, serebral kontüzyonun birçok önemli patolojik özelliğinden biridir 9,10. Yaralı dokuda hasarla ilişkili moleküler paternleri (DAMP'ler) ve sızan kanı algıladıktan sonra, aktive edilmiş mikroglia, ikincil beyin hasarını ilerleten nöroinflamasyonu tetikler11. Ek olarak, mikrogliadan salınan kemoatraktan, travmatik bölgeye periferik immün hücre infiltrasyonunu teşvik ederek reaktif oksijen türlerinin ve proinflamatuar sitokinlerin üretimine neden olur. Bu, ilerleyici beyin hasarını tetikleyen kendi kendini sürdüren bir proinflamatuar ortam yaratır 9,12. Bu arada, alternatif olarak aktive edilmiş bir fenotipe sahip mikroglia, yaralı dokudaki kalıntıları temizleyerek doku homeostatik restorasyonuna ve beyin onarımına katkıda bulunabilir13. Zararlı mikroglial immün yanıtları azaltarak ikincil nöroinflamasyonun önlenmesinin, serebral kontüzyondan beyin iyileşmesini teşvik etmek için özellikle yararlı olduğu gösterilmiştir 3,9,10,12.

Travmatik beyin hasarını incelemek için ağırlık düşürme modeli, yanal sıvı perküsyon yaralanması ve patlama dalgası modeli14,15 dahil olmak üzere çeşitli klinik öncesi modeller geliştirilmiştir. Bununla birlikte, bu modellerin her birinin işlem sırasında yüksek mortalite oranı, histolojik sonuçların düşük tekrarlanabilirliği ve laboratuvarlar arasında yüksek yaralanma değişkenliği gibi zayıf yönleri vardır16,17. Karşılaştırıldığında, kontrollü kortikal etki (CCI) modeli, hassas kontrolü ve yüksek tekrarlanabilirliği nedeniyle fokal serebral kontüzyonu incelemek için daha yeterlidir 14,15,18,19.

Ayrıca, hız ve çarpma derinliği gibi biyomekanik deformasyon parametrelerinin manipüle edilmesiyle, indüklenen hasarın şiddeti, çok çeşitli yaralanma büyüklükleri üretmek için kontrol edilebilir ve bu da araştırmacıların çoğu zaman hastalarda görülen farklı bozulma seviyelerini taklit etmelerine olanak tanır17. CCI'nin klinik öncesi modeli ilk olarak 1896'da geliştirilmiştir20. O zamandan beri, CCI, primat21, domuz22, koyun23, sıçan24 ve farelerde25 kullanım için modifiye edilen en geniş uygulanabilir model olmuştur. Bu özellikler birlikte CCI'yi en uygun deneysel serebral kontüzyon modellerinden biri haline getirir26.

Laboratuvarımız, hipokampusa zarar vermeden primer duyusal ve motor kortikal alanları bölgeselleştiren orta derecede şiddetli fokal serebral kontüzyon üretmek için ticari olarak temin edilebilen bir pnömatik CCI darbe sistemi ve test edilmiş biyomekanik deformasyon parametreleri kullanır 27,28. Biz ve diğerleri, bu CCI prosedürünün beyin dokusu kaybı, nöronal hasar, intraparankimal kanama, nöroinflamasyon ve sensorimotor yetmezlik dahil olmak üzere insan serebral kontüzyonunun klinik özelliklerini incelemek için kullanılabileceğini gösterdik 24,25,27,28,29,30. Burada, CCI'nin neden olduğu miyelin kaybı, demir birikimi, CNS iltihabı, hemorajik toksisite ve fokal serebral kontüzyon sonrasında mikroglia / makrofajların tepkileri hakkında sorular sormaya izin veren fare CCI'yi gerçekleştirmek için standart bir protokolü detaylandırıyoruz.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Bu protokolde açıklanan tüm prosedürler, Cheng Hsin Genel Hastanesi ve Ulusal Tayvan Üniversitesi Tıp Fakültesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi'nin onayı altında gerçekleştirilmiştir. Bu protokolde sekiz ila on haftalık erkek C57BL / 6 vahşi tip fareler kullanıldı.

1. Anestezi indüksiyonu

  1. Fareyi, izofluran buharlaştırıcıya bağlı bir indüksiyon odasında ~ 0.2 L / dk'da oda havası ile karıştırılmış ~% 4 izofluran ile uyuşturun.
  2. Solunum şeklinin düzgün olduğundan emin olun. Hayvanda ayak parmağı kıstırma refleksi olmadığını doğrulayarak anestezi derinliğini kontrol edin.

2. Ameliyat öncesi hazırlık

  1. Fare kafasını elektrikli makaslarla kaudal - rostral yönde tıraş edin. Fare bıyıklarını kesmeyin.
    NOT: Bıyık kaybı, sonraki davranışsal test sonuçlarının doğruluğunu etkileyebilir.
  2. Fareyi stereotaksik çerçeveye yerleştirin. Kulak çubuklarını dikkatlice kulak kanallarına yerleştirin. Fare kafasının her iki kulak çubuğu tarafından eşit şekilde sabitlendiğinden emin olun.
  3. Burun konisini getirin ve ameliyat süresince anesteziyi %1 - %2 izofluranda tutun.
  4. Ameliyat sırasında kurumasını önlemek için her iki göze de oftalmik merhem sürün. Vücut ısısını 37 °C'de tutmak için hayvanı bir ısıtma yastığı üzerinde tutun.
  5. Tıraşlı kafayı betadin ile dezenfekte edin ve ardından steril pamuklu çubuklar kullanarak% 70 alkol ekleyin. Üç kez tekrarlayın.

3. CCI cerrahisi

  1. İnsizyondan önce 31 G insülin iğnesi kullanarak deri altına 100 μL Bupivakain (% 0.25) uygulayın. Daha iyi emilim için enjeksiyon bölgesine hafifçe masaj yapın.
    NOT: Bu lokal anestezik, doğrudan ameliyat bölgesinde ağrının giderilmesini sağlar.
  2. Bir neşter veya makasla kafa derisinde orta hat boyunca uzunlamasına bir kesi (~ 1,5 cm) yapın. Cildi sağ tarafa doğru tutmak için bir hemostat kullanın ve açıkta kalan kafatasının 1 dakika kurumasını bekleyin. Kafatasında kalan kan ve dokuları temizlemek için steril bir pamuklu çubuk kullanın.
  3. Fare kafasının yatay düzlemde düz olup olmadığını kontrol edin.
    1. Bregma ve Lambda anatomik yer işaretlerini tanımlayın ve her iki yeri de steril bir cerrahi işaretleyici/kurşun kalemle işaretleyin.
    2. Hayvanın başının rostral-kaudal yönde düz olduğundan emin olun. Bunu, stereotaksik çerçeveye bağlı 31 G'lik bir insülin iğnesi kullanarak hem Bregma hem de Lambda'nın Z koordinatlarını ölçerek yapın.
      NOT: Gerekirse kulak çubuğunu dikey olarak ayarlayın.
    3. Orta hattın sol ve sağ tarafında karşılık gelen iki konumla birlikte orta hattaki Z koordinatlarını kontrol etmek için aynı prosedürü izleyerek hayvan kafasının yatay konumlandırılması için gerçekleştirin ve gerekirse kulak çubuklarını ayarlayın.
      NOT: Hayvan kafasının düz ve dengeli bir şekilde yerleştirilmesi, CCI modelinin tekrarlanabilirliği ve güvenilirliği için çok önemlidir.
  4. Kraniektomi bölgesini tanımlamak için aynı 31 G insülin iğnesini kullanın. XY orijinini Bregma olarak ayarlayın ve iğneyi yanal olarak 3 mm sağa hareket ettirin. Bu pozisyonu kraniektomi bölgesi olarak işaretleyin ve steril bir cerrahi işaretleyici/kalem ile kafatasının üzerine 4 mm çapında bir daire çizin.
  5. 4 mm çapında bir açık delik oluşturmak için kalemle çizilen daire boyunca kesmek için trephine (4 mm çapında) olan yüksek hızlı bir mikro matkap kullanın. 20.000 rpm'lik bir hız ayarı kullanın. Aşırı basınç uygulamaktan kaçının.
    NOT: Beyinde herhangi bir termal hasarı önlemek için bu adımı hızlı bir şekilde (genellikle 30 saniye ila 1 dakika içinde) gerçekleştirin. Delme sırasında aşırı basınç uygulamak, beyin yüzeyini sıkıştırabilecek ve yaralayabilecek kazara penetrasyona neden olabilir.
  6. Kemik flebini cımbızla dikkatlice çıkarın ve geçici olarak buz gibi normal tuzlu suda saklayın. Kanamayı durdurmak için pamuklu çubuk ucuyla beyin yüzeyine baskı uygulamadan önce deliği normal tuzlu su ile nazikçe durulayın.
  7. CCI cihazındaki 2.5 mm çapındaki yuvarlak çarpma ucunu 22.5°'lik bir açıya ayarlayın. Darbe ucunu dural yüzeye sıfırlayın. Kontrol kutusundaki darbe parametrelerini 4 m/s hıza ve 2 mm deformasyon derinliğine ayarlayın. Metal ucu geri çekin.
    NOT: Tam strok pozisyonunda dural yüzeye statik ve hafifçe bastırıldığında ucun sıfırlanması, sıfır noktasının doğruluğunu ve yaralanma seviyesinin tekrarlanabilirliğini artırır.
  8. Beyinde çarpma oluşturmak için pistonu boşaltın. Kanamayı durdurmak için yaralı bölgeye steril bir pamuklu çubuk yerleştirin.
  9. Kemik kanadını fare beynine geri yerleştirin ve diş çimentosu ile sabitleyin. Saç derisini doku yapıştırıcısı (örn. 3M Vetbond) ile kapatın.

4. Ameliyat sonrası iyileşme

  1. Fareyi, tamamen iyileşene kadar ısı lambasının altında yatak takımı bulunan temiz bir kurtarma kafesine yerleştirin.
  2. Nemlendirilmiş yemek yiyecekleri sağlayın ve ameliyattan sonra art arda iki gün boyunca deri altından ketoprofen (5 mg / kg) uygulayın.
  3. Sahte kontrol hayvanları için 3.7 ve 3.8 adımları dışında yukarıdaki prosedürleri gerçekleştirin.

5. Fare ötenazisi

  1. Çalışma gününde fareleri izofluran doz aşımı ve ardından dekapitasyon ile ötenazi yapın.
    NOT: Numune toplamadan önce deney hayvanlarına ötenazi yapmak için çeşitli stratejiler kullanılabilir.
  2. Histolojik analiz için beyin örnekleri toplayın.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

Stereotaktik yerleştirme ve kraniyotomi prosedürünün gösterimi.

CCI modeli, hafif ila şiddetli18 arasında değişen yaralanmalara neden olmada stabilitesi ve tekrarlanabilirliği ile bilinir. Uygun stereotaktik teknik ve kraniyotomi prosedürü, stabil ve tekrarlanabilir CCI ile indüklenen beyin hasarının oluşmasında majör belirleyicilerdir (Şekil 1A,B). İdea...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

CCI protokolü, serebral kontüzyon araştırmaları için beyinde yüksek oranda tekrarlanabilir mekanik hasar üretir. Aşağıdaki adımlar, bu CCI protokolünü kullanan hayvanlarda tutarlı beyin hasarı oluşturmak için çok önemlidir.

İlk olarak, fare kafası stereotaksik çerçeveye ve anatomik yer işaretleri Bregma ve Lambda'ya her zaman aynı yatay düzlemde sabit bir şekilde monte edilmelidir. Dengesiz veya dengesiz kafa yerleşimi çoğu zaman...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

El yazmasını düzenlediği ve anlayışlı girdileri için Danye Jiang'a teşekkür ederiz. El yazması hazırlığına yardımcı olduğu için Jhih Syuan Lin'e teşekkür ederiz. Bu çalışma, Tayvan Bilim ve Teknoloji Bakanlığı (MOST 107-2320-B-002-063-MY2) tarafından CFC'ye desteklenmiştir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
4mm Short Trephine DrillSalvin Dental Specialties, Inc.TREPH-SHORT-4
anti-Iba1 antibodyWako chemicals#019-19741
anti-Ly76 antibodyabcamab91113
carboxylate cement3M70201136010
cortical contusion injury impactorCustom Design & Fabrication, Inc.S/N 49-2004-C, eCCI Model 6.3CCI device (S/N 49-2004-C, eCCI Model 6.3)
cresyl violet acetateSigma-AldrichC5042
DAB staining kitVectorSK-4105
goat anti-rabbit IgG secondary antibody, Alexa Fluor 488InvitrogenA11034
goat anti-rat IgG secondary antibody, Alexa Fluor 594InvitrogenA11007
Mayer's HematoxylinScyTekHMM500
tweezersfine science tools11252-20 NO. 5
isofluranePanion & BF Biotech Inc.
Bupivacaine 0.25%Hospira
lithium carbonateSigma-Aldrich62470
steriotexic framestoelting
scissorsfine science tools14068-12
solvent blue 38Sigma-AldrichS3382

Referanslar

  1. Maas, A. I. R., et al. Traumatic brain injury: integrated approaches to improve prevention, clinical care, and research. The Lancet Neurology. 16 (12), 987-1048 (2017).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. Morbidity and Mortality Weekly Report Surveillance Summaries. 66 (9), 1-16 (2007).
  3. Pearn, M. L., et al. Pathophysiology Associated with Traumatic Brain Injury: Current Treatments and Potential Novel Therapeutics. Cellular and Molecular Neurobiology. 37 (4), 571-585 (2017).
  4. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14 (5), 494-505 (2017).
  5. Zhao, M., et al. Iron-induced neuronal damage in a rat model of post-traumatic stress disorder. Neuroscience. 330, 90-99 (2016).
  6. Cepeda, S., et al. Contrecoup Traumatic Intracerebral Hemorrhage: A Geometric Study of the Impact Site and Association with Hemorrhagic Progression. Journal of Neurotrauma. 33 (11), 1034-1046 (2016).
  7. Robicsek, S. A., Bhattacharya, A., Rabai, F., Shukla, K., Dore, S. Blood-Related Toxicity after Traumatic Brain Injury: Potential Targets for Neuroprotection. Molecular Neurobiology. 57 (1), 159-178 (2020).
  8. Morganti-Kossmann, M. C., Semple, B. D., Hellewell, S. C., Bye, N., Ziebell, J. M. The complexity of neuroinflammation consequent to traumatic brain injury: from research evidence to potential treatments. Acta Neuropathologica. 137 (5), 731-755 (2019).
  9. Ramlackhansingh, A. F., et al. Inflammation after trauma: microglial activation and traumatic brain injury. Annals of Neurology. 70 (3), 374-383 (2011).
  10. Wang, G. H., et al. Microglia/macrophage polarization dynamics in white matter after traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (12), 1864-1874 (2013).
  11. Karve, I. P., Taylor, J. M., Crack, P. J. The contribution of astrocytes and microglia to traumatic brain injury. British Journal of Pharmacology. 173 (4), 692-702 (2016).
  12. Huber-Lang, M., Lambris, J. D., Ward, P. A. Innate immune responses to trauma. Nature Immunology. 19 (4), 327-341 (2018).
  13. Russo, M. V., McGavern, D. B. Inflammatory neuroprotection following traumatic brain injury. Science. 353 (6301), 783-785 (2016).
  14. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  15. Johnson, V. E., Meaney, D. F., Cullen, D. K., Smith, D. H. Animal models of traumatic brain injury. Handbook of Clinical Neurology. 127, 115-128 (2015).
  16. Albert-Weissenberger, C., Siren, A. L. Experimental traumatic brain injury. Experimental & Translational Stroke Medicine. 2 (1), 16(2010).
  17. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity. Molecular Neurobiology. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  18. Osier, N. D., Korpon, J. R., Dixon, C. E. Brain Neurotrauma: Molecular, Neuropsychological, and Rehabilitation Aspects. Frontiers in Neuroengineering. Kobeissy, F. H. , (2015).
  19. Osier, N. D., Dixon, C. E. The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  20. Kramer, S. P. A Contribution to the Theory of Cerebral Concussion. Annals of Surgery. 23 (2), 163-173 (1896).
  21. King, C., et al. Brain temperature profiles during epidural cooling with the ChillerPad in a monkey model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 27 (10), 1895-1903 (2010).
  22. Costine, B. A., et al. Neuron-specific enolase, but not S100B or myelin basic protein, increases in peripheral blood corresponding to lesion volume after cortical impact in piglets. Journal of Neurotrauma. 29 (17), 2689-2695 (2012).
  23. Anderson, R. W., Brown, C. J., Blumbergs, P. C., McLean, A. J., Jones, N. R. Impact mechanics and axonal injury in a sheep model. Journal of Neurotrauma. 20 (10), 961-974 (2003).
  24. Chen, S., Pickard, J. D., Harris, N. G. Time course of cellular pathology after controlled cortical impact injury. Experimental Neurology. 182 (1), 87-102 (2003).
  25. Lee, H. F., Lin, J. S., Chang, C. F. Acute Kahweol Treatment Attenuates Traumatic Brain Injury Neuroinflammation and Functional Deficits. Nutrients. 11 (10), 2301(2019).
  26. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  27. Hung, T. H., et al. Deletion or inhibition of soluble epoxide hydrolase protects against brain damage and reduces microglia-mediated neuroinflammation in traumatic brain injury. Oncotarget. 8 (61), 103236-103260 (2017).
  28. Wu, C. H., et al. Post-injury treatment with 7,8-dihydroxyflavone, a TrkB receptor agonist, protects against experimental traumatic brain injury via PI3K/Akt signaling. PLoS One. 9 (11), 113397(2014).
  29. Chen, S. F., Su, W. S., Wu, C. H., Lan, T. H., Yang, F. Y. Transcranial Ultrasound Stimulation Improves Long-Term Functional Outcomes and Protects Against Brain Damage in Traumatic Brain Injury. Molecular Neurobiology. 55 (8), 7079-7089 (2018).
  30. Su, W. S., Wu, C. H., Chen, S. F., Yang, F. Y. Low-intensity pulsed ultrasound improves behavioral and histological outcomes after experimental traumatic brain injury. Scientific Reports. 7 (1), 15524(2017).
  31. Chen, S. F., et al. Salidroside improves behavioral and histological outcomes and reduces apoptosis via PI3K/Akt signaling after experimental traumatic brain injury. PLoS One. 7 (9), 45763(2012).
  32. Chen, C. C., et al. Berberine protects against neuronal damage via suppression of glia-mediated inflammation in traumatic brain injury. PLoS One. 9 (12), 115694(2014).
  33. Furmanski, O., Nieves, M. D., Doughty, M. L. Controlled Cortical Impact Model of Mouse Brain Injury with Therapeutic Transplantation of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neural Cells. Journal of Visualized experiments. (149), e59561(2019).
  34. Romine, J., Gao, X., Chen, J. Controlled cortical impact model for traumatic brain injury. Journal of Visualized experiments. (90), e51781(2014).
  35. Saatman, K. E., Feeko, K. J., Pape, R. L., Raghupathi, R. Differential behavioral and histopathological responses to graded cortical impact injury in mice. Journal of Neurotrauma. 23 (8), 1241-1253 (2006).
  36. Robertson, C. L., et al. Cerebral glucose metabolism in an immature rat model of pediatric traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (24), 2066-2072 (2013).
  37. Adelson, P. D., Fellows-Mayle, W., Kochanek, P. M., Dixon, C. E. Morris water maze function and histologic characterization of two age-at-injury experimental models of controlled cortical impact in the immature rat. Child's Nervous System. 29 (1), 43-53 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

T pSay 160Serebral kont zyonkanaman roinflamasyonmikrogliapreklinik model

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır