1. Hücre Sayım Önemi <ol><li> Sayma hücreleri in vitro hücre kültürü için gerekli ama sıkıcı bir adımdır. </li><li> Tutarlı hücre konsantrasyonu deneysel tekrarlanabilirlik ve doğruluk sağlar. </li><li> Hücre sayımı, hücre sağlığı ve proliferasyon oranı ekim sonraki deneyler, transfeksiyon veya enfeksiyon hücreleri, ölümsüzleşme ya da dönüşümün değerlendirilmesi, izlenmesi, ve hücre tabanlı deneyleri için hazırlanan için önemlidir. </li><li> Rağmen, hücre sayımı, hız ve doğruluk için ihtiyacı,% 71, hemasitometre kullanarak ankete sayısı hücreleri 400 araştırmacı. Hemocytometry ucuz olmasına rağmen, bu zahmetli ve yanlış sayımı sonuçları kullanıcı önyargı ve yanlış kullanım, tabi. </li><li> Hemocytometry içinde hata kaynakları şunlardır: düzensiz hücre dağılımı örnek, örnek çok fazla veya çok az sayıda hücre, belirli bir hücre belirlenen sayma alanı içinde düşüp düşmediğini olarak öznel kararlar, hemasitometre kirlenmesini, kullanıcıdan kullanıcıya varyasyon hemasitometre doldurma oranı, ve değişim. </li><li> Manuel sayma ile ilgili bezginlik hafifletmek için, araştırmacıların% 29, otomatik hücre sayım cihazları kullanarak hücre sayımı. Ancak, pek çok araştırmacı, bu büyük tezgah üstü aletleri ile ilgili fiyat, bunların kullanımı için bir engel. </li><li> Scepter hücre sayıcı, nispeten düşük bir maliyetle otomasyon ve Coulter sayma doğruluğu sunan otomatik bir el cihazdır. </li><li> Sistemi, algılama, sinyal işleme, veri depolama ve grafik ekran, analog ve dijital donanım bir arada kullanarak bir minyatür formatında empedans tabanlı parçacık algılama Coulter prensibi kullanmaktadır. </li><li> Tek sensör alt mikron ve alt pikolitrelik çözünürlük hücre büyüklüğü ve hücre hacmi ayrımcılık sağlayan bir microfabricated, hücre-algılama bölgesi ile tasarlanmıştır. </li><li> Scepter hücre sayacı hassas sıvı taşıma kanalları ve elektronik ile geliştirilmiş, grafik, bir histogram olarak hücre nüfus istatistiklerinin görüntüler. </li></ol> 2. Sayma Tek hücreli bir Süspansiyon hazırlanması <ol><li> Scepter hücre sayacı kullanmak için, hücreleri tek bir hücre süspansiyonu seyreltilmesi ile başlayın, fosfat tamponlu salin. ML başına 10,000-500,000 hücre konsantrasyonu en uygunudur. </li><li> 1.5 mL mikrofuge&#39;de tüp seyreltilmiş hücrelerinin 100 mcL aktarın. </li></ol> 3. Hücre sayar Scepter kullanarak gerçekleştirme <ol><li> Scepter hücre sayıcı, cihazın arkasındaki geçiş tuşunu basılı tutarak açın ve görünmesi için ekrandaki yönergeleri bekleyin. </li><li> İstendiğinde, bir sensör, cihazın önüne doğru bakan elektrot algılama paneli ile Scepter birimin sonuna kadar takın. </li><li> Scepter sensörleri elektronik bir algılama bölgesi ve entegre hücre algılama elektrotlar, hassas bir kalıp örnekleme odasının oluşur. Sensörler mümkün alt mikron çözünürlüklü hücre boyutu ayırımcılık ve alt pikolitrelik çözünürlükte hücre hacmi. </li><li> Tutarlı sensörü mühendislik, eşit örnek hacmi sayılır ve doğru boyutu ölçümleri yapılmış olduğunu garanti eder. </li><li> Sonra sensör aşağıdaki gibi ekrandaki yönergeleri göre sayım sürecinin her adımında gerçekleştirmek eklenir: </li><li> Ekranın okuduğunda &quot;başlamak için pistonu aşağı tutarak,&quot; piston bastırın. Ekran sonra &quot;batığın sensörü.&quot; Okuyacak Hücre süspansiyonu çözüm içine sensör ve sensör içine hücre süspansiyonu aspire pistonu serbest Batmak. </li><li> Piston bir elektrik sinyali olarak görür ve örnek artı ölü hacim sensör içine çekecektir. Pipetleme gibi daldırma hızı veya doğruluğu önemli değildir. Bu işlem birkaç saniye sürer. Hazır olduğunda, cihaz bip sesi gelecektir ve &quot;Örnek yüklü&quot; ekranda görüntülenir. </li><li> Bir kez numune sonra mikro yoluyla, hücre boyutu ve hücre hacmi değerlendirmek için algılama bölgesi üzerinden çizilmiş sensör içine yüklenir. 50 mcL örnek sayılır sonra Sensör sayımı durdurmak için araç söyler. </li><li> Sayımı tamamlandıktan sonra, cihazın ekranında &quot;Komple Kont. Sensörünü çıkarın ve atın lütfen.&quot; Okuyacak Istemi izleyin ve sensörünü çıkarın ve atın. </li><li> Cihaz, daha sonra, hücre boyutu veya çapı, ekranda bir histogram yanı sıra mL başına hücre konsantrasyonu gösterecektir. </li></ol> 4. Veri Analizi <ol><li> Sayımı tamamlandı ve histogram enstrüman görüntülendikten sonra, düğmeyi basarak kapıları geçerlidir. &quot;Otomatik yolluk&quot; veya histogram profiline göre otomatik olarak kapı ya da &quot;son kullanma&quot; ya da önceki sayısı kapılarını kullanmak için seçin. </li><li> Seçimin ne olursa olsun, kapıları elle ince ayar verileri taşınmış olabilir. Sol kapı seçin ve kaydırma tekrar düğmeyi itin, istediğiniz gibi kapı hareket etmek ggle. </li><li> Sonra sağ kapı etkinleştirmek ve sağ kapı yere geçiş ilerlemek için tekrar geçiş tuşuna basın. Tekrar tıklayın, yeni bir hücre konsantrasyonu, ortalama hücre hacmi ve çapı görünecektir. </li><li> Geçiş tarihi arasındaki ekran geçmek için iki tarafa taşınmış olabilir, süre, ortalama hücre boyutunu ve ortalama hücre hacim. </li><li> Cihazın kendisi 72 histogramlar kadar saklanabilir. Bir kişisel bilgisayara veri yüklemek için, ekran, USB kablosu portu üzerinden cihaz takın. </li><li> PC üzerinde, çift &quot;connect&quot; tıklayın sonra yazılımı başlatmak için Scepter Yazılım Uygulaması tıklayın. Tüm sayıları otomatik yazılım bağlantı noktası olacaktır. </li><li> Scepter Uygulama Yazılımı hacmi veya çapı iki kültürün nüfus dağılımı ayrıntılı histogram görüntüler. İndirilen dosya daha sonra, ham veriler, belirli bir hücre çapları veya hücre hacimleri bidonları gözükecektir Microsoft Excel, ihraç edilebilir. </li></ol> 5. Temsilcisi Sonuçlar <ol><li> Ondokuz farklı hücre hatları sayma hazırlanmış ve teorik başlangıç ​​konsantrasyonları bir Coulter Sayaç kullanılarak belirlenmiştir. Bu hücre süspansiyonları daha sonra teorik hücre konsantrasyonları hücre süspansiyonları elde seyreltilir. </li><li> Scepter hücre sayacı sonra hücre konsantrasyonlarını belirlemek için kullanılmıştır. Şekil 1, 5, teorik olarak hücre konsantrasyonu ile birlikte 5 temsilci hücre hatları için ölçüldü dilüsyonları gösterir. </li><li> R2 değerleri ile gösterilir doğrusallık yüksek derecede, Scepter sayma, geniş bir doğrusal çalışma aralığında, test edilen hücre hatları için güvenilir bir yöntem olduğunu göstermektedir. </li><li> Scepter sayma genel göreceli doğruluğu, Coulter Sayma elde sayıları ile karşılaştırıldığında hangi Scepter sayma elde edilen veriler Şekil 2&#39;de gösterilmiştir. </li><li> Scepter hücre sayıları günlük, günlük Coulter sayar karşı çizilen ve tüm hücre hatları üzerinden test, Scepter sayıları Coulter sayar maç gösterir. </li><li> 19 hücre hatları sayar Z2 Coulter Sayaç, Scepter hücre sayacı, Vi-Cell ya da sayısız sistem otomatik olarak görüntü tabanlı sayaç, ve bir hemocytemeter kullanılarak yapıldı. </li><li> Sayımlar, aynı hücre süspansiyonu ve aynı dilüsyonları başlayan kullanarak, üreticinin talimatlarına göre yapılmıştır. Şekil 3&#39;te gösterilen sonuçlar, söz konusu hücre konsantrasyonları yüksek doğrusallık teorik hücre konsantrasyonları yakından maç Scepter sayarak ölçülen göstermektedir. </li><li> Yüzde değişim katsayısı, ya da CV, her sayım sistemi için her bir hücre hattı her seyreltme için hesaplandı. Şekil 4 hücre konsantrasyonu ve sayım yöntemi ile ilgili 19 hücre hatları üzerinden ortalama% özgeçmişleri gösterir. </li><li> Çalışma aralığı içinde, Scepter hücre sayacı, küçük bir standart sapma ve varyasyon küçük ortalama katsayılar, vizyon temelli hemasitometre sayma daha hassas. </li><li> Scepter sayma hemocytometry on kat daha hızlı ve daha hızlı çok diğer otomatik sayaçlar. Şekil 5, SF9, MCF7 ve HEK293 hücreleri bu video açıklanan yöntemleri kullanarak sayıldı. </li><li> Hücre konsantrasyonunu ölçmek için gerekli ortalama süre kaydedildi. Hemocytometry örnek başına sadece bir kez yapıldı. </li><li> Scepter hücre boyutu dayalı ölçümler yapar. Böylece hücresel morfoloji herhangi bir değişiklik histogram yakalanabilir. Sağlıklı kültürleri, sağlıksız hücreleri, lyse ve sola doğru bir kayma histogram (Şekil 6, sol panel) neden güzel bir çan şeklindeki Gauss dağılımı gösterir. </li><li> Benzer şekilde,% 50 ölü hücreleri nüfusunun% 50 canlı hücreleri ile karışık olduğu, histogram vardiya de (Şekil 6, sağ panel) gözlenmiştir. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig1.jpg" alt="Şekil 1" /><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig2.jpg" alt="Şekil 2" /><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig3.jpg" alt="Şekil 3" /><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig4.jpg" alt="Şekil 4" /><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig5.jpg" alt="Şekil 5" /><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig6.jpg" alt="Şekil 6" /><img src="/files/ftp_upload/2204/2204fig7.jpg" alt="Şekil 7" />

<ol>
	<li>Barghshoon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cell Counting Survey. , (2009).</li><li>Tucker, K. G., Chalder, S., al-Rubeai, M., Thomas, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+hybridoma+cell+number,+viability,+and+morphology+using+fully+automated+image+analysis.">Measurement of hybridoma cell number, viability, and morphology using fully automated image analysis.</a> Enzyme Microb Technol. 16 (1), 29-35 (1994).</li><li>Houwen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fifty years of hematology innovation: the Coulter principle. , (2003).</li></ol>

Kathleen Ongena, Chandreyee Das, Janet L. Smith, Sonia Gil ve Grace Johnston, bu yazıda kullanılan aletleri üreten Millipore tarafından istihdam edilmektedir.

Scepter hücre sayıcı performans, diğer sayım yöntemleri sonuçları karşılaştırıldığında, bu yeni el, otomatik hücre sayıcı geniş bir çalışma aralığı boyunca hassas, hızlı ve güvenilir hücre sayımı sunar sonucuna varmışlardır. Scepter sayma işlevselliği sensör ucu ve Coulter ilkesine dayalı karmaşık sayım enstrümantasyon içine gömülü hassas mühendislik teknolojisinin bir sonucu. Performans kalitesi, hızını artırmak ve hücre tabanlı testlerin tekrarlanabilirliği geliştirmek için bir yöntem olarak sayma Scepter göstermektedir. El formatı hücre kültürü kaputu hızlı bezginlik sayma hakkı sağlar.

<table border="1"><tbody><tr><td> Malzeme Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog Numarası </td><td> Yorum </td></tr><tr><td> 40 mikron Scepter Sensörler Scepter 2.0 Taşınabilir Otomatik Hücre Sayıcı </td><td> EMD Millipore </td><td> PHCC20040 </td><td></td></tr><tr><td> 60 mikron Scepter Sensörler Scepter 2.0 Taşınabilir Otomatik Hücre Sayıcı </td><td> EMD Millipore </td><td> PHCC20060 </td><td></td></tr><tr><td> Scepter Sensörler, 60 mikron </td><td> EMD Millipore </td><td> PHCC60050 </td><td> 50 Pack sensörler </td></tr><tr><td> Scepter Sensörler, 40 mikron </td><td> EMD Millipore </td><td> PHCC40050 </td><td> 50 Pack sensörler </td></tr><tr><td> Universal Güç Adaptörü </td><td> EMD Millipore </td><td> PHCCPOWER </td><td> </td></tr><tr><td> Scepter O-Ring Seti </td><td> EMD Millipore </td><td> PHCCOCLIP </td><td> 2 O-ring ve bir filtre kapak </td></tr></tbody></table>

determining cell number during cell culture using the scepter cell counter

Hücrelerinin sayımı, genellikle in vitro hücre kültürü için gerekli ama sıkıcı bir adımdır. Tutarlı hücre konsantrasyonu deneysel tekrarlanabilirlik ve doğruluk sağlar. Hücre sayımı, hücre sağlığı ve proliferasyon oranı ekim sonraki deneyler, transfeksiyon veya enfeksiyon hücreleri, ölümsüzleşme ya da dönüşümün değerlendirilmesi, izlenmesi, ve hücre tabanlı deneyleri için hazırlanan için önemlidir. Hücre sayımı özellikle hücresel yanıtları kantitatif ölçümler için, doğru, tutarlı ve hızlı olması önemlidir. Hücre sayımı, hız ve doğruluk için bu ihtiyacı olmasına rağmen, 400 araştırmacıların% 71 hemasitometre kullanarak hücrelerin sayısı 1 inceledi . Hemocytometry ucuz olmasına rağmen, bu zahmetli ve yanlış sayımı sonuçları kullanıcı önyargı ve yanlış kullanım, tabi. Hemocytometers hücre süspansiyonları belirtilen cilt olarak yüklenir ve mikroskop altında sayılır özel optik cam yapılır. Hemocytometry içinde hataların kaynakları şunlardır: düzensiz hücre dağılımı örnek, örnek çok fazla veya çok az sayıda hücre, belirli bir hücre belirlenen sayma alanı içinde düşüp düşmediğini olarak öznel kararlar, hemasitometre kirlenmesini, kullanıcıdan kullanıcıya varyasyon ve hemasitometre varyasyon oranı 2 doldurma. Manuel sayma ile ilgili bezginlik hafifletmek için, araştırmacıların% 29, otomatik hücre sayım cihazları kullanarak hücre sayımı, bu vizyon tabanlı sayaçlar, Coulter prensibi kullanarak hücrelerin tespit sistemleri, ya da akış sitometri 1 . Çoğu araştırmacılar için bir otomasyon sistemi kullanılarak ana engel, bu büyük benchtop aletleri 1 ile ilişkili fiyat . Scepter hücre sayıcı, nispeten düşük bir maliyetle otomasyon ve Coulter sayma doğruluğu sunan otomatik bir el cihazdır. Coulter, algılama için analog ve dijital donanım bir arada kullanarak minyatür bir formatta empedans tabanlı parçacık algılama 3 prensip, sinyal işleme, veri depolama ve grafik ekran kullanmaktadır . Tek ucu alt mikron ve alt pikolitrelik çözünürlük hücre büyüklüğü ve hücre hacmi ayrımcılık sağlayan bir microfabricated, hücre-algılama bölgesi ile tasarlanmıştır. Hassas sıvı taşıma kanalları ve elektronik ile geliştirilmiş, Scepter hücre sayacı grafiksel bir histogram olarak görüntülenen hücre nüfus istatistikleri raporlar.

Watch this Scientific Journal Video about Determining Cell Number During Cell Culture using the Scepter Cell Counter at JoVE.com

Determining Cell Number During Cell Culture using the Scepter Cell Counter

Scepter Hücre Sayıcı, hücre sayımı, hücre çap ve hacim izlemek ve hücresel popülasyonların sağlık ve kalite kontrol etmek için kullanılan bir kültürden diğerine kullanılabilir bir el otomatik bir cihazdır.

Hücre Kültürü sırasında Hücre Sayısını Belirleme Scepter Hücre Sayıcı

Counting cells is often a necessary but tedious step for in vitro cell culture. Consistent cell concentrations ensure experimental reproducibility and ...

determining-cell-number-during-cell-culture-using-scepter-cell

Research

JoVE Journal

Biology

37.8K Görüntüleme.  Millipore Inc. Scepter Hücre Sayıcı, hücre sayımı, hücre çap ve hacim izlemek ve hücresel popülasyonların sağlık ve kalite kontrol etmek için kullanılan bir kültürden diğerine kullanılabilir bir el otomatik bir cihazdır.

Video: Determining Cell Number During Cell Culture using the Scepter Cell Counter

Human ES cells: Starting Culture from Frozen Cells

Here we demonstrate how our lab begins a HuES human embryonic stem cell line culture from a frozen stock.  First, a one to two day old ten cm plate of  approximately one (to two) million irradiated mouse embryonic fibroblast feeder cells is rinsed with HuES media to remove residual serum and cell debris, and then HuES media added and left to equilibrate in the cell culture incubator.  A frozen vial of cells from long term liquid nitrogen storage or a -80C freezer is sourced and quickly submerged in a 37C water bath for quick thawing.  Cells in freezing media are then removed from the vial and placed in a large volume of HuES media.  The large volume of HuES media facilitates removal of excess serum and DMSO, which can cause HuES human embryonic stem cells to differentiate.  Cells are gently spun out of suspension, and then re-suspended in a small volume of fresh HuES media that is then used to seed the MEF plate.  It is considered important to seed the MEF plate by gently adding the HuES cells in a drop wise fashion to evenly disperse them throughout the plate.  The newly established HuES culture plate is returned to the incubator for 48 hrs before media is replaced, then is fed every 24 hours thereafter.

Here we demonstrate how our lab begins a HuES human embryonic stem cell line culture from a frozen stock.

Donmuş Hücreler itibaren Kültür: İnsan Embriyonik kök hücrelerin

Here we demonstrate how our lab begins a HuES human embryonic stem cell line culture from a frozen stock.  First, a one to two day old ten cm plate of  ...

Biyoloji

Monitoring Dynamic Changes In Mitochondrial Calcium Levels During Apoptosis Using A Genetically Encoded Calcium Sensor

Dynamic changes in intracellular calcium concentration in response to various stimuli regulates many cellular processes such as proliferation, differentiation, and apoptosis1. During apoptosis, calcium accumulation in mitochondria promotes the release of pro-apoptotic factors from the mitochondria into the cytosol2. It is therefore of interest to directly measure mitochondrial calcium in living cells in situ during apoptosis. High-resolution fluorescent imaging of cells loaded with dual-excitation ratiometric and non-ratiometric synthetic calcium indicator dyes has been proven to be a reliable and versatile tool to study various aspects of intracellular calcium signaling. Measuring cytosolic calcium fluxes using these techniques is relatively straightforward. However, measuring intramitochondrial calcium levels in intact cells using synthetic calcium indicators such as rhod-2 and rhod-FF is more challenging. Synthetic indicators targeted to mitochondria have blunted responses to repetitive increases in mitochondrial calcium, and disrupt mitochondrial morphology3. Additionally, synthetic indicators tend to leak out of mitochondria over several hours which makes them unsuitable for long-term experiments. Thus, genetically encoded calcium indicators based upon green fluorescent protein (GFP)4 or aequorin5 targeted to mitochondria have greatly facilitated measurement of mitochondrial calcium dynamics. Here, we describe a simple method for real-time measurement of mitochondrial calcium fluxes in response to different stimuli. The method is based on fluorescence microscopy of 'ratiometric-pericam' which is selectively targeted to mitochondria. Ratiometric pericam is a calcium indicator based on a fusion of circularly permuted yellow fluorescent protein and calmodulin4. Binding of calcium to ratiometric pericam causes a shift of its excitation peak from 415 nm to 494 nm, while the emission spectrum, which peaks around 515 nm, remains unchanged. Ratiometric pericam binds a single calcium ion with a dissociation constant in vitro of ~1.7 &mu;M4. These properties of ratiometric pericam allow the quantification of rapid and long-term changes in mitochondrial calcium concentration. Furthermore, we describe adaptation of this methodology to a standard wide-field calcium imaging microscope with commonly available filter sets. Using two distinct agonists, the purinergic agonist ATP and apoptosis-inducing drug staurosporine, we demonstrate that this method is appropriate for monitoring changes in mitochondrial calcium concentration with a temporal resolution of seconds to hours. Furthermore, we also demonstrate that ratiometric pericam is also useful for measuring mitochondrial fission/fragmentation during apoptosis. Thus, ratiometric pericam is particularly well suited for continuous long-term measurement of mitochondrial calcium dynamics during apoptosis.

This protocol describes a method for real-time measurement of mitochondrial calcium fluxes by fluorescent imaging. The method takes advantage of a circularly permutated YFP-based dual-excitation ratiometric calcium sensor (ratiometric pericam-mt) selectively expressed in mitochondria.

Apoptozis sırasında Mitokondrial Kalsiyum Düzeyleri Dinamik değişiklikler izlenmesi Genetiği Kodlanmış Kalsiyum Sensor Kullanımı

Dynamic changes in intracellular calcium concentration in response to various stimuli regulates many cellular processes such as proliferation, ...

Lentiviral-mediated Knockdown During Ex Vivo Erythropoiesis of Human Hematopoietic Stem Cells

Erythropoiesis is a commonly used model system to study cell differentiation. During erythropoiesis, pluripotent adult human hematopoietic stem cells (HSCs) differentiate into oligopotent progenitors, committed precursors and mature red blood cells 1. This process is regulated for a large part at the level of gene expression, whereby specific transcription factors activate lineage-specific genes while concomitantly repressing genes that are specific to other cell types 2. Studies on transcription factors regulating erythropoiesis are often performed using human and murine cell lines that represent, to some extent, erythroid cells at given stages of differentiation 3-5. However transformed cell lines can only partially mimic erythroid cells and most importantly they do not allow one to comprehensibly study the dynamic changes that occur as cells progress through many stages towards their final erythroid fate. Therefore, a current challenge remains the development of a protocol to obtain relatively homogenous populations of primary HSCs and erythroid cells at various stages of differentiation in quantities that are sufficient to perform genomics and proteomics experiments.
Here we describe an ex vivo cell culture protocol to induce erythroid differentiation from human hematopoietic stem/progenitor cells that have been isolated from either cord blood, bone marrow, or adult peripheral blood mobilized with G-CSF (leukapheresis). This culture system, initially developed by the Douay laboratory 6, uses cytokines and co-culture on mesenchymal cells to mimic the bone marrow microenvironment. Using this ex vivo differentiation protocol, we observe a strong amplification of erythroid progenitors, an induction of differentiation exclusively towards the erythroid lineage and a complete maturation to the stage of enucleated red blood cells. Thus, this system provides an opportunity to study the molecular mechanism of transcriptional regulation as hematopoietic stem cells progress along the erythroid lineage. 
Studying erythropoiesis at the transcriptional level also requires the ability to over-express or knockdown specific factors in primary erythroid cells. For this purpose, we use a lentivirus-mediated gene delivery system that allows for the efficient infection of both dividing and non-dividing cells 7. Here we show that we are able to efficiently knockdown the transcription factor TAL1 in primary human erythroid cells. In addition, GFP expression demonstrates an efficiency of lentiviral infection close to 90%. Thus, our protocol provides a highly useful system for characterization of the regulatory network of transcription factors that control erythropoiesis.

Lentiviral-mediated Knockdown During Ex Vivo Erythropoiesis of Human Hematopoietic Stem Cells

An ex vivo protocol to generate mature human red blood cells from hematopoietic stem/progenitors is described. Additionally we describe an efficient lentiviral-delivery method to knockdown the transcription factor TAL1 in primary erythroid cells. The efficiency of lentivirus mediated gene delivery is demonstrated using GFP expressing viruses.

Lentiviral aracılı demonte sırasında Ex vivo İnsan Hematopoetik Kök Hücre Eritropoiesis

Erythropoiesis is a commonly used model system to study cell differentiation. During erythropoiesis, pluripotent adult human hematopoietic stem cells ...

Determination of Mammalian Cell Counts, Cell Size and Cell Health Using the Moxi Z Mini Automated Cell Counter

Particle and cell counting is used for a variety of applications including routine cell culture, hematological analysis, and industrial controls1-5. A critical breakthrough in cell/particle counting technologies was the development of the Coulter technique by Wallace Coulter over 50 years ago. The technique involves the application of an electric field across a micron-sized aperture and hydrodynamically focusing single particles through the aperture. The resulting occlusion of the aperture by the particles yields a measurable change in electric impedance that can be directly and precisely correlated to cell size/volume. The recognition of the approach as the benchmark in cell/particle counting stems from the extraordinary precision and accuracy of its particle sizing and counts, particularly as compared to manual and imaging based technologies (accuracies on the order of 98% for Coulter counters versus 75-80% for manual and vision-based systems). This can be attributed to the fact that, unlike imaging-based approaches to cell counting, the Coulter Technique makes a true three-dimensional (3-D) measurement of cells/particles which dramatically reduces count interference from debris and clustering by calculating precise volumetric information about the cells/particles. Overall this provides a means for enumerating and sizing cells in a more accurate, less tedious, less time-consuming, and less subjective means than other counting techniques6.
Despite the prominence of the Coulter technique in cell counting, its widespread use in routine biological studies has been prohibitive due to the cost and size of traditional instruments. Although a less expensive Coulter-based instrument has been produced, it has limitations as compared to its more expensive counterparts in the correction for "coincidence events" in which two or more cells pass through the aperture and are measured simultaneously. Another limitation with existing Coulter technologies is the lack of metrics on the overall health of cell samples. Consequently, additional techniques must often be used in conjunction with Coulter counting to assess cell viability. This extends experimental setup time and cost since the traditional methods of viability assessment require cell staining and/or use of expensive and cumbersome equipment such as a flow cytometer.
The Moxi Z mini automated cell counter, described here, is an ultra-small benchtop instrument that combines the accuracy of the Coulter Principle with a thin-film sensor technology to enable precise sizing and counting of particles ranging from 3-25 microns, depending on the cell counting cassette used. The M type cassette can be used to count particles from with average diameters of 4 - 25 microns (dynamic range 2 - 34 microns), and the Type S cassette can be used to count particles with and average diameter of 3 - 20 microns (dynamic range 2 - 26 microns). Since the system uses a volumetric measurement method, the 4-25 microns corresponds to a cell volume range of 34 - 8,180 fL and the 3 - 20 microns corresponds to a cell volume range of 14 - 4200 fL, which is relevant when non-spherical particles are being measured. To perform mammalian cell counts using the Moxi Z, the cells to be counted are first diluted with ORFLO or similar diluent. A cell counting cassette is inserted into the instrument, and the sample is loaded into the port of the cassette. Thousands of cells are pulled, single-file through a "Cell Sensing Zone" (CSZ) in the thin-film membrane over 8-15 seconds. Following the run, the instrument uses proprietary curve-fitting in conjunction with a proprietary software algorithm to provide coincidence event correction along with an assessment of overall culture health by determining the ratio of the number of cells in the population of interest to the total number of particles. The total particle counts include shrunken and broken down dead cells, as well as other debris and contaminants. The results are presented in histogram format with an automatic curve fit, with gates that can be adjusted manually as needed.
Ultimately, the Moxi Z enables counting with a precision and accuracy comparable to a Coulter Z2, the current gold standard, while providing additional culture health information. Furthermore it achieves these results in less time, with a smaller footprint, with significantly easier operation and maintenance, and at a fraction of the cost of comparable technologies.

The Moxi Z miniature automated cell counter is a novel instrument that combines the Coulter Principle with patented thin-film sensor technology and a proprietary software algorithm to perform sizing and counting of a broad size range of particles as well as to determine the overall health of monodisperse mammalian cell cultures. This protocol describes the use of this instrument for counting and assessing the health of cell cultures.

Moxi Z Mini Otomatik Hücre Sayacı Kullanımı Memeli Hücre Sayımı, Hücre Boyutu ve Hücre Sağlık Belirlenmesi

Particle and cell counting is used for a variety of applications including routine cell culture, hematological analysis, and industrial controls1-5. A ...

Cell Tracking Using Photoconvertible Proteins During Zebrafish Development

Embryogenesis is a dynamic process that is best studied by using techniques that allow the documentation of developmental changes in vivo. The use of genetically-encoded fluorescent proteins has proven a valuable strategy for elucidating dynamic morphogenetic processes as they occur in the intact organism. During the past decade, the development of photoactivatable and photoconvertible fluorescent proteins has opened the possibility to investigate the fate of discrete subpopulations of tagged proteins1. Unlike photoactivatable proteins, photoconvertible fluorescent proteins (PCFPs) are readily tracked and imaged in their native emission state prior to photoconversion, making it easier to identify and select regions by optical inspection. PCFPs, such as Kaede2, KikGR3, Dendra4 and EosFP5, can be shifted from green to red upon exposure to UV or blue light due to a His-Tyr-Gly tripeptide sequence which forms a green chromophore that can be photoconverted to a red one by a light-catalyzed &beta;-elimination and subsequent extension of a &pi;-conjugated system3. PCFPs and their monomeric variants are useful tools for tracking cells6-10 and studying protein dynamics11-14, respectively. During recent years, PCFPs have been expressed in different animal model, such as zebrafish6, chicken7,8 and mouse9,10 for cell fate tracking. Here we report a protocol for cell-specific photoconversion of PCFPs in the living zebrafish embryo and further tracking of photoconverted proteins at later developmental stages. This methodology allows studying, in a tissue-specific manner, cell biological events underlying morphogenesis in the zebrafish animal model.

Here, we present a method for the photoactivated switch of photoconvertible fluorescent proteins (PCFPs) in the living zebrafish embryo and further tracking of photoconverted protein at specific time points during development. This methodology allows monitoring of cell biological events underlying different developmental processes in a live vertebrate organism.

Zebra balığı Geliştirme Sırasında Photoconvertible Proteinler kullanma Cep Takip

Embryogenesis is a dynamic process that is best studied by using techniques that allow the documentation of developmental changes in vivo. The use of ...

Blastomere Explants to Test for Cell Fate Commitment During Embryonic Development

Fate maps, constructed from lineage tracing all of the cells of an embryo, reveal which tissues descend from each cell of the embryo. Although fate maps are very useful for identifying the precursors of an organ and for elucidating the developmental path by which the descendant cells populate that organ in the normal embryo, they do not illustrate the full developmental potential of a precursor cell or identify the mechanisms by which its fate is determined. To test for cell fate commitment, one compares a cell's normal repertoire of descendants in the intact embryo (the fate map) with those expressed after an experimental manipulation. Is the cell's fate fixed (committed) regardless of the surrounding cellular environment, or is it influenced by external factors provided by its neighbors? Using the comprehensive fate maps of the Xenopus embryo, we describe how to identify, isolate and culture single cleavage stage precursors, called blastomeres. This approach allows one to assess whether these early cells are committed to the fate they acquire in their normal environment in the intact embryo, require interactions with their neighboring cells, or can be influenced to express alternate fates if exposed to other types of signals.

The fate of an individual embryonic cell can be influenced by inherited molecules and/or by signals from neighboring cells. Utilizing fate maps of the cleavage stage Xenopus embryo, single blastomeres can be identified for culture in isolation to assess the contributions of inherited molecules versus cell-cell interactions.

Blastomer Eksplantlarından Embriyonik gelişim sırasında Hücre Kader Taahhüt Test Etmek için

Fate maps, constructed from lineage tracing all of the cells of an embryo, reveal  which tissues descend from each cell of the embryo.  Although fate maps ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Apoptotik hücresi Temizliği görüntülenmesi sırasında Canlı<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriyo

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Comparison of Three Different Methods for Determining Cell Proliferation in Breast Cancer Cell Lines

Measuring cell proliferation can be performed by a number of different methods, each with varying levels of sensitivity, reproducibility and compatibility with high-throughput formatting. This protocol describes the use of three different methods for measuring cell proliferation in vitro including conventional hemocytometer counting chamber, a luminescence-based assay that utilizes the change in the metabolic activity of viable cells as a measure of the relative number of cells, and a multi-mode cell imager that measures cell number using a counting algorithm. Each method presents its own advantages and disadvantages for the measurement of cell proliferation, including time, cost and high-throughput compatibility. This protocol demonstrates that each method could accurately measure cell proliferation over time, and was sensitive to detect growth at differing cellular densities. Additionally, measurement of cell proliferation using a cell imager was able to provide further information such as morphology, confluence and allowed for a continual monitoring of cell proliferation over time. In conclusion, each method is capable of measuring cell proliferation, but the chosen method is user-dependent.

This protocol describes the use of three different methods for analyzing cell proliferation in breast cancer cell lines. This includes the use of conventional cell counting, luminescence-based cell viability, and cell counting through the use of a cell imager. Each offers advantages for the reproducible measurement of cell proliferation.

Meme Kanseri Hücre Hatlarında Hücre Proliferasyonunu belirlenmesi için üç Farklı Yöntemlerle Karşılaştırılması

Measuring cell proliferation can be performed by a number of different methods, each with varying levels of sensitivity, reproducibility and compatibility ...

Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of proteins which are essential for bacterial survival. A series of target-specific dyes can be used as probes to better understand these processes. Staining with lipophilic dyes enables the observation of membrane structure, visualization of lipid microdomains, and detection of membrane blebs. Use of fluorescent-d-amino acids (FDAAs) to probe the sites of peptidoglycan biosynthesis can indicate potential defects in cell wall biogenesis or cell growth patterning. Finally, nucleic acid stains can indicate possible defects in DNA replication or chromosome segregation. Cyanine DNA stains label living cells and are suitable for time-lapse microscopy enabling real-time observations of nucleoid morphology during cell growth. Protocols for cell labeling can be applied to protein depletion mutants to identify defects in membrane structure, cell wall biogenesis, or chromosome segregation. Furthermore, time-lapse microscopy can be used to monitor morphological changes as an essential protein is removed and can provide additional insights into protein function. For example, the depletion of essential cell division proteins results in filamentation or branching, whereas the depletion of cell growth proteins may cause cells to become shorter or rounder. Here, protocols for cell growth, target-specific labeling, and time-lapse microscopy are provided for the bacterial plant pathogen Agrobacterium tumefaciens. Together, target-specific dyes and time-lapse microscopy enable characterization of essential processes in A. tumefaciens. Finally, the protocols provided can be readily modified to probe essential processes in other bacteria.

Understanding the function of essential processes in bacteria is challenging. Fluorescence microscopy with target-specific dyes can provide key insights into microbial cell growth and cell cycle progression. Here, Agrobacterium tumefaciens is used as a model bacterium to highlight methods for live cell imaging for characterization of essential processes.

Temel işlemler sırasında mikrobiyal hücre büyümesini gözlemlemek için hücre Floresans mikroskobu canlı

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of ...

Analysis of Beta-cell Function Using Single-cell Resolution Calcium Imaging in Zebrafish Islets

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to hyperglycemia and severe, life-threatening consequences. Understanding how the beta-cells operate under physiological conditions and what genetic and environmental factors might cause their dysfunction could lead to better treatment options for diabetic patients. The ability to measure calcium levels in beta-cells serves as an important indicator of beta-cell function, as the influx of calcium ions triggers insulin release. Here we describe a protocol for monitoring the glucose-stimulated calcium influx in zebrafish beta-cells by using GCaMP6s, a genetically encoded sensor of calcium. The method allows monitoring the intracellular calcium dynamics with single-cell resolution in ex vivo mounted islets. The glucose-responsiveness of beta-cells within the same islet can be captured simultaneously under different glucose concentrations, which suggests the presence of functional heterogeneity among zebrafish beta-cells. Furthermore, the technique provides high temporal and spatial resolution, which reveals the oscillatory nature of the calcium influx upon glucose stimulation. Our approach opens the doors to use the zebrafish as a model to investigate the contribution of genetic and environmental factors to beta-cell function and dysfunction.

Beta-cell functionality is important for blood-glucose homeostasis, which is evaluated at single-cell resolution using a genetically encoded reporter for calcium influx.