Biz bilgisayar grafikleri ile ilgili yardım için insectary ve Natasha Sostrom yardım Keith Shigeteni teşekkür ederiz. Bu çalışma, USDA-ARS tarafından finanse edildi. Bu yayında ifade edilen görüşler, bulgular, sonuçlar ve tavsiyeler yazarlarına aittir ve USDA görüşlerini yansıtmak zorunda değildir. USDA bir fırsat eşitliği sağlayıcı ve işveren.

1. Parasitization için ana meyve sineği yumurtaları hazırlayın <ol><li> Dolu yemekler, her iki tarafta da uzunluğu 10 cm ve 1,5 cm derinliğinde; agar (daha uygun maliyetli bir seçenek, alternatif Gelcarin GP812, MYK Biyopolimer, Ewing NJ) hazırlayarak parazitlenene meyve sineği yumurtaları için bir substrat hazırlayın. G 9 litre suya bir konsantrasyon agar hazırlayın. </li><li> Sıvı Agar (yaklaşık 70ml) ile ağız yemekleri doldurun ve onları serin ve sağlamlaştırmak için izin (en az 45 dakika). </li><li> Agar blokları katı sonra, her bloğun en üst kaplama, kağıt mendil, tek bir katman (Georgia Pacific &#39;Tercih&#39; toplu doku tek bir kat) uygulanır. Doku yüzey nem nedeniyle agar kolayca sopa olmalıdır. </li><li> Agar blokları doku kaplı yüzey su askıya 0,5 ml hacmi meyve sineği yumurta sürün. Bizim insectary, bu Bactrocera dorsalis (ml&#39;de 12000 yumurta) yaklaşık 6000 yumurta eşdeğerdir. </li><li> Geniş fırça doku yüzeyi üzerinde eşit meyve sineği yumurtaları yaymak için suya batırılmış temiz bir 2,5 cm kullanın. </li><li> Yöntemlerinin koloni izin parazitoit kafesleri alt ekranın altında meyve sineği yumurtaları yerleştirin. Yumurta engelleyebilir ölü parazitlerin kaldırmak için alt ekranın alt dokunun. Yumurta alt ekran dokunmatik değilse çok iyi olur. </li><li> Parazitler, gece ve ertesi gün yaklaşık 21 saat oviposit izin verin. Bu parazitlenene yumurta yüksek bir yüzdesi için yeterli bir süre. Daha uzun maruz kalma riskleri superparasitization. </li></ol> 2. Parazitlenene ev sahibi meyve Tarama ve pupa devresi uçar <ol><li> Yukarı bakacak şekilde yumurta ile 19 meyve sineği diyet 1.25 litre parazitoitin yumurta 3 ila 3,5 hazırlanan agar bloklar koyarak konteyner yetiştirme hazırlayın. </li><li> Diyet, daha büyük bir pupa devresi kap içinde ince notu vermikülit veya yıkanmış kum, 1,5 cm derinliğinde katman üzerinde yükseltici yumurta kabı yerleştirin. Pupa devresi konteyner ile maskeleme bandı kenarları kapak ve bant ile kaplayın. Vermikulit (aşağıya bakın) eleme sonra yeniden olabilir. </li><li> Meyve sineği tarama larva ve aşağıdaki vemiculite içine 20 &#39;pop&#39; için diyet kabın üst ve pupa devresi konteyner kapağı arasında yeterli boşluk olduğundan emin olun. </li><li> 27 yaşında bir oda pupa devresi kaplarda taşıyın ° C ve bir hafta boyunca% 80 bağıl nem (RH). Ilk dört gün boyunca karanlık bir bez örtün kaplar sonra kalan günleri için bez çıkarın. </li><li> Bir hafta sonra larva diyet çıkarın, bir kez bir larva attı ve pupa devresi için vermikülit girmiştir. Vermikülit larva varsa onları bir gecede pupa izin verir. </li><li> Elek vermikülit pupa. Sonra bir kaba elek (yaklaşık 3 mm) ile başlayın. Vermikülit herhangi kalan kümeleri kaldırmak için bir yandan elek kullanın. </li></ol> 3. Sıralama ve seçim <ol><li> Pupa içeren F. arisanus boyutuna göre kısmen unparasitized meyve sinekleri ayrılmalıdır. Bu parazitlenene sinekler için zenginleştirilmiş olacak gibi, çapı 1.65 mm ve 2.26 mm arasında pupa toplayın. Çoğunlukla cılız parazitoit içeren, büyük pupa çoğunlukla sinekler içeren küçük 12 Puparia . Parazitlenene pupa kadınların yüzdesi boyutu 12 ile pozitif ilişkili olduğunu unutmayın. </li><li> Pupa boyutuna göre sıralamak için çeşitli yöntemler istihdam edilebilir. Biz özel bir boyut sıralayıcı 21 kullanarak mekanik bir yöntem anlatacağım. </li><li> Yavaş yavaş boyutu sıralayıcı besleyen bir titreşim besleyici üst huni içinde pupa yerleştirin. </li><li> 30 ° açıyla biraz ıraksak haddeleme barlar bir çift oluşan boyutu sıralayıcı, pupa besleyin. Boyutuna göre ayrı ayrı bir huni boyunca on ayrı kaplar içine boş yuva bir diziye pupa bırakın. </li><li> , 1.65, boyut aralığı içinde bardak 2.26 mm pupa toplayın ve en sinekler unparasitized pupa ortaya çıkmıştır kadar 7 gün daha ortaya çıkması bir kafese koyun. </li><li> Sonra, yine de içeren bu böcekler boş puparia ayırmak için fan kullanın. </li></ol> 4. F. arisanus ortaya çıkması ve bakım <ol><li> F. koloni korumak için arisanus yaklaşık 25 cm uzunluğunda her iki tarafta da, çıkarılabilir ön cam ile parazitoit tutan bir kafes kullanırlar. Kafesinin üst ve iki tarafın 1mm 2 tarama vardır. Kafesin arka erişim için 9 cm delik olan bir kauçuk levha kaplıdır. Kafesin alt dışarı parazitoit yöntemlerinin koloni için meyve sineği yumurtaları iki agar blokların yerleştirilmesi yetecek kadar büyük 1-2mm 2 ekran içinde kapalı bir kesim vardır. </li><li> Tutan kafesleri de artmış ölüm ile sonuçlanan, kafesin önünde boyunca parazitoit kalabalık oluşturmak ışık en aza indirmek için ön cam alt çeyrek boyunca renkli kısmı olmalıdır. </li><li> Bu seçim, yaklaşık 11 g yerleştirin.plastik kaplar içine Ted pupa çapı yaklaşık 9 cm. Bu kafes ortalama 600-700 parazitler üretmek gerekir. Boyutu seçimi yaklaşık% 60 kadın neden olacaktır. </li><li> Konteynerlerin ekranlı kapakları takın. Kapakları 2 mm 2 yetişkin F. izin tarama, ile kaplanmış olmalıdır ortaya çıkması üzerine konteyner bırakmak arsianus ama, kalan herhangi bir meyve sinekleri içerecektir. </li><li> Parazitler 24 ° C ve 12:12 fotoperiyodun ve iyi bir havalandırma ile yaklaşık 45% RH koruyun. Yüksek mortalite ise, birkaç saat ya da artan havalandırma için açık havada kafeslerde hareket azaltabilir. Parazitler, bir hafta içinde oviposit hazır olmalı ve iki hafta boyunca daha verimli olmalı. </li><li> Streak kafeslerin üst boyunca, haftada ya da her zaman mevcut bal kuru en az üç kez spun bal sulandırılmamış. ,, Bir parmak ucu ile dar çizgiler bükülmüş bal sürün. Not çizgiler çok ağır, bal kafes içine damla olacaktır, eğer çok hafif bal çabuk kurumasına ve sık başvurmamız gerekir. </li><li> Parazitler nem sağlamak için kafesleri üstleri Yeri agar blokları (10 cm x 10 cm x 4 cm). Bu haftada iki kez değiştirilmelidir. </li></ol> 5. Temsilcisi Sonuçlar: Biz burada USDA-ARS F. yapılan kalite kontrol prosedürleri sonuçları rapor 5 Ocak ve 22 Haziran 2010 tarihleri ​​arasında Hilo, Hawaii arisanus yetiştirme işlemi . Bu video makale ve protokol açıklanan ölçekte Hilo yerde Yetiştirme Ağustos 2009 yılında başlatılan ve Ocak ayında yeni konumu ile ilk sorunları ve ayarlamaları çoğunlukla çözüldü. Bu nedenle, bu veriler diğer araştırmacıların açıklandığı gibi, protokolü takip ederseniz kendi kolonilerinden başlayarak elde edilen sonuçların temsilcisi olan ve genellikle deneyim yetiştirme böcekler var. Bu dönemde F. küçük bir koloni korumak arisanus: 3600 - F. eşdeğer hakkında 4 haftada üretilen parazitoit tutan kafesleri , arisanus. Zenginleştirilmiş parasitization oranlarının bir ilk onay, boyut aralığı 1.65, pupa bir 2 g örnek alınarak yapılmıştır - 2.26 mm (zenginleştirilmiş) bir holding kafes gelişme ek bir hafta (önce larva diyet kaldırıldı ve hemen sonra yani pupa elenmiş ve boyutu sıralanır.) bu, &#39;erken pupa&#39; olarak bakın. 2010 yılının ilk üç ay boyunca zenginleştirilmiş örnek ortalama oran parazitler 0.46 (SD = 0.18) idi. Aşağıdaki çeyreğinde demek, yeni bir konuma kolonisi ve yetiştirme işlemleri stabilizasyonu yansıtan 0.58 (SS = 0.08) oldu. Başarıyla parazitlenene zenginleştirilmiş pupa Gelismekte üretmek vermedi ve bu sinekler üretilen içerdiğini unutmayın. Boş puparia holding kafes kaldırılması ek bir hafta sonra başka bir iki gramlık bir numunesinde (&#39;geç pupa&#39;) alınmıştır. Bu ikinci örnek meyve sinekleri% 1 altında temsil edilmektedir. Kısmen önceki sinek parazitler ile karşılaştırıldığında ortaya çıkması, bu yüzden holding konteyner kaldı en sinekler için meyve sinekleri düşük yüzdesi nedeniyle. Son olarak, Şekil 1 Haziran 2010 Ocak-pupa kitle verim verir. Pupa zenginleştirilmiş ilgi boyut aralığı 1,65-2,26 mm verimleri ölçülür. Ayarlamalar yeni bir tesis yapılmış iken bu yılın başında büyük bir kitle, bir &#39;erken pupa yüksek oranda meyve sinekleri ve o anda unemerged pupa gösterir. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 erken zenginleştirilmiş (pupa çapı 1.65-2.26mm) Verim (boyutu seçimi hemen sonra) ve Hilo, Hawaii ARS-USDA F. ariasnus koloni &#39;geç&#39; (bir hafta tutarak ve boş kılıflar kaldırarak sonra) pupa Ocak - Haziran 2010

<ol>
	<li>Wang, X. G., Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Egg-larval+opiine+parasitoids+(Hym.,+Braconidae)+of+tephritid+fruit+fly+pests+do+not+attack+the+flowerhead-feeder+Trupanea+dubautiae+(Dipt.,+Tephritidae.">Egg-larval opiine parasitoids (Hym., Braconidae) of tephritid fruit fly pests do not attack the flowerhead-feeder Trupanea dubautiae (Dipt., Tephritidae.</a> Journal of Applied Entomology. 128, 716-722 (2004).</li><li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+for+areawide+integrated+management+of+Mediterranean+fruit+fly+(Diptera+:+Tephritidae)+with+a+braconid+parasitoid+and+a+novel+bait+spray.">Potential for areawide integrated management of Mediterranean fruit fly (Diptera : Tephritidae) with a braconid parasitoid and a novel bait spray.</a> Journal of Economic Entomology. 94, 817-825 (2001).</li><li>Vargas, R. I., Leblanc, L., Putoa, R., Eitam, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+introduction+of+Bactrocera+dorsalis+(Diptera+:+Tephritidae)+and+classical+biological+control+releases+of+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae)+on+economically+important+fruit+flies+in+French+Polynesia.">Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Diptera : Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia.</a> Journal of Economic Entomology. 100, 670-679 (2007).</li><li>Harris, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+melon+fly+(Diptera:+Tephritidae)+populations+with+releases+of+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+(Hymenoptera+Braconidae)+in+North+Shore+Oahu,+HI,+USA.">Suppression of melon fly (Diptera: Tephritidae) populations with releases of Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera Braconidae) in North Shore Oahu, HI, USA.</a> Biocontrol. 55, 593-599 (2010).</li><li>Haramoto, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Biology of Opius oophilus Fullaway (Hymenoptera: Braconidae) [dissertation]. , (1988).</li><li>Chong, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+methods+for+fruit+fly+parasites.">Production methods for fruit fly parasites.</a> Proceedings of the Hawaiian Entomological Society. 18, 61-63 (1962).</li><li>Snowball, G. J., Wilson, F., Lukins, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+and+consignment+techiques+used+for+parasites+introduced+against+Queensland+fruit+fly+(Strumeta+tryoni+(Frogg).).">Culture and consignment techiques used for parasites introduced against Queensland fruit fly (Strumeta tryoni (Frogg).).</a> Australian Journal of Agricultural Research. 13, 233-248 (1962).</li><li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., Beardsley, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+Behavior+of+Biosteres+arisanus+(Sonan)+(Hymenoptera:Braconidae),+an+Egg-Larval+Parasitoid+of+the+Oriental+Fruit+Fly.">Reproductive Behavior of Biosteres arisanus (Sonan) (Hymenoptera:Braconidae), an Egg-Larval Parasitoid of the Oriental Fruit Fly.</a> Biological Control. 2, 28-34 (1992).</li><li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., McInnis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+biology+of+Biosteres+arisanus+(Sonan),+an+egg-larval+parasitoid+of+the+oriental+fruit+fly.">Reproductive biology of Biosteres arisanus (Sonan), an egg-larval parasitoid of the oriental fruit fly.</a> Biological Control. 4, 93-100 (1994).</li><li>Harris, E. J., Okamoto, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+rearing+Biosteres+arisanus+(Hymenoptera,+Braconidae)+in+the+laboratory.">A Method for rearing Biosteres arisanus (Hymenoptera, Braconidae) in the laboratory.</a> Journal of Economic Entomology. 84, 417-422 (1991).</li><li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Lawrence, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+rearing+of+the+fruit+fly+parasitoid+Biosteres+arisanus:+clues+to+insectary+propagation.">Biology and rearing of the fruit fly parasitoid Biosteres arisanus: clues to insectary propagation.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 89, 79-85 (1998).</li><li>Bautista, R. C., Mochizuki, N., Spencer, J. P., Harris, E. J., Ichimura, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass-rearing+of+the+tephritid+fruit+fly+parasitoid+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae).">Mass-rearing of the tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae).</a> Biological Control. 15, 137-144 (1999).</li><li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Vargas, R. I., Jang, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parasitization+of+melon+fly+(Diptera+:+Tephritidae)+by+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+(Hymenoptera+:+Braconidae)+and+the+effect+of+fruit+substrates+on+host+preference+by+parasitoids.">Parasitization of melon fly (Diptera : Tephritidae) by Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera : Braconidae) and the effect of fruit substrates on host preference by parasitoids.</a> Biological Control. 30, 156-164 (2004).</li><li>Rousse, P., Gourdon, F., Quilici, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+specificity+of+the+egg+pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae)+in+La+Reunion.">Host specificity of the egg pupal parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) in La Reunion.</a> Biological Control. 37, 284-290 (2006).</li><li>Quimio, G. M., Walter, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+preference+and+host+suitability+in+an+egg-pupal+fruit+fly+parasitoid,+Fopius+arisanus+(Sonan)+(Hym.,+Braconidae).">Host preference and host suitability in an egg-pupal fruit fly parasitoid, Fopius arisanus (Sonan) (Hym., Braconidae).</a> Zeitschrift fur Angewandtes Entomologie. 125, 135-140 (2001).</li><li>Calvitti, M., Antonelli, M., Moretti, R., Bautista, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oviposition+response+and+development+of+the+egg-pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+on+Bactrocera+oleae,+a+tephritid+fruit+fly+pest+of+olive+in+the+Mediterranean+basin.">Oviposition response and development of the egg-pupal parasitoid Fopius arisanus on Bactrocera oleae, a tephritid fruit fly pest of olive in the Mediterranean basin.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 102, 65-73 (2002).</li><li>Montoya, P., Suarez, A., Lopez, F., Cancino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fopius+arisanus+oviposition+in+four+Anastrepha+fruit+fly+species+of+economic+importance+in+Mexico.">Fopius arisanus oviposition in four Anastrepha fruit fly species of economic importance in Mexico.</a> Biocontrol. 54, 437-444 (2009).</li><li>Vargas, R. I., Shelly, T. E., Leblanc, L., Pi&#241;ero, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+Advances+in+Methyl+Eugenol+and+Cue-Lure+Technologies+for+Fruit+Fly+Detection,+Monitoring,+and+Control+in+Hawaii.">Recent Advances in Methyl Eugenol and Cue-Lure Technologies for Fruit Fly Detection, Monitoring, and Control in Hawaii.</a> Pheromones. 83, 575-595 (2010).</li><li>Tanaka, N., Steiner, L. F., Ohinata, K., Okamoto, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-cost+larval+rearing+medium+for+mass+production+of+oriental+and+Mediterranean+fruit+flies.">Low-cost larval rearing medium for mass production of oriental and Mediterranean fruit flies.</a> Journal of Economic Entomology. 62, 967-968 (1969).</li><li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+production+of+tephritid+fruit+flies.">Mass production of tephritid fruit flies.</a> World crop pests. Fruit flies: Their biology, natural enemies and control. 3, 141-151 (1989).</li><li>Spencer, J. P., Mochizuki, N., McInnis, D. O., Liquido, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+separation+of+parasitoid+sexes+based+upon+size+of+fruit+fly+host+pupae.">Mechanical separation of parasitoid sexes based upon size of fruit fly host pupae.</a> , (1996).</li><li>Dukas, R., Duan, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+fitness+consequences+of+associative+learning+in+a+parasitoid+wasp.">Potential fitness consequences of associative learning in a parasitoid wasp.</a> Behavioral Ecology. 11, 536-543 (2000).</li><li>Drew, R., Tsuruta, K., White, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+species+of+pest+fruit+fly+(Diptera:+Tephritidae:+Dacinae)+from+Sri+Lanka+and+Africa.">A new species of pest fruit fly (Diptera: Tephritidae: Dacinae) from Sri Lanka and Africa.</a> African Entomology. 13, 149-154 (2005).</li><li>Argov, Y., Gazit, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+control+of+the+Mediterranean+fruit+fly+in+Israel:+Introduction+and+establishment+of+natural+enemies.">Biological control of the Mediterranean fruit fly in Israel: Introduction and establishment of natural enemies.</a> Biological Control. 46, 502-507 (2008).</li><li>Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+biology+of+Fopius+ceratitivorus+(Hymenoptera+:+Braconidae),+an+egg-larval+parasitold+of+the+Mediterranean+fruit+fly,+Ceratitis+capitata+(Diptera+:+Tephritidae).">Reproductive biology of Fopius ceratitivorus (Hymenoptera : Braconidae), an egg-larval parasitold of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Diptera : Tephritidae).</a> Biological Control. 41, 361-367 (2007).</li></ol>

Bu protokol ve beraberindeki video makalede F. yetiştirme için optimize edilmiş bir protokol tanımlanmıştır ve göstermiştir bir laboratuvar ortamında, Tephritid meyve sinekleri bir parazitoit, ariasnus . Bu protokol bir koloni korumak için ihtiyaç duyulan işgücü ve özel ekipman miktarını en aza indirmek için, yıllar içinde geliştirildi. Biz iyi kurulmuş bir ev sahibi meyve sinekleri, verimli ve istikrarlı bir koloni yetiştirme parazitoit herhangi bir girişim için gerekli olduğunu unutmayın. Bizim insectary Bactrocera dorsalis bir ev sahibi meyve sineği olarak kullanır, ama diğer türlerin yanı sıra 14-17 yetkili konakları olması gösterilmiştir. F., çeşitli yönleriyle arisanus koloni bakım keşfedilmeyi kalır. Bunlar bu türün 10 laboratuvar uyum oranı, 22 öğrenme mekanizmaları ve adaptasyon ve ev sahibi meyve sineği plastisite tutulabilir mekanizmaları ile ortaya çıkabilir genetik değişiklikler. Fransız Polinezyası, B. B. dorsalis: Dacine sineklerin yayılmasının özellikle son on yıl içinde dünya çapında çok sayıda örnekler, cinsi Bactrocera olanlar var edilmiştir Güney Amerika, B. bölgelerinde carambolae Afrika ve B olarak invadens Afrika ve Kuzey Akdeniz gibi F. biyolojik kontrol ajanları 3,23,18 Test etkinliğini de Zonata diğer Bactrocera türlere karşı arisanus yüksek bir öncelik olmalıdır ve bu protokol ve beraberindeki Video makalede açıklanan yöntemleri, uygulama F. araştırma hızlandırmak umuyoruz. yerlerde 24 daha geniş bir arisanus. Son olarak, bir başlangıç ​​noktası olarak bu yöntemi kullanarak daha fazla araştırma da roman yumurta parazitoit 25,1 kolonizasyon için önemli bilgiler verebilir

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) Tephritid meyve sinekleri en az iki nedenden dolayı önemli bir parazitoit. Birincisi, yumurta evre 1 sırasında ev sahibi bulaştırmak için bilinen sadece üç opiine parazitoit biridir. İkincisi, olası bir meyve sineği konak geniş bir yelpazeye sahiptir. Belki onun yaşam öyküsü, F. nedeniyle arisanus bir başarıyla, birçok tropikal bölgelerde 2-4 meyve sinekleri biyolojik kontrolü için kullanılır olmuştur . F. geniş kullanımı Bir engel meyve sineği kontrolü için arisanus 5-9 koloni istikrarlı bir laboratuvar kurmak için zor olduğunu. Bu zorluk rağmen, 1990&#39;larda ABD Tarım Bakanlığı araştırmacıları F. laboratuvar nüfusu korumak için güvenilir bir yöntem geliştirdi arisanus 10-12. F. önemli bir ilgi var. arisanus biyoloji 13,14, özellikle Tephritid ev sahipliği yapan geniş bir yelpazede 14-17 kolonize kabiliyetini ile ilgili; ilgi, özellikle son on yılda 18 yeni kıtalar alarm Bactrocera meyve sineği zararlıların yayılmasını tarafından tahrik edilir. F. daha fazla araştırma arisanus ve bu türlerin biyolojik kontrol ajanı olarak ek dağıtımları yetiştirme yöntemleri iyileştirmeleri ve geliştirmeleri yarar sağlayacaktır. Bu protokol ve ilişkili video makale F. yetiştirme için optimize edilmiş bir yöntem tarif arisanus önceden tanımlanan bir yaklaşım 12 dayanmaktadır . Biz burada açıklamak yöntem sağlar F., yetiştirme Dünyada ve nispeten düşük el emeği gereksinimleri ile tropikal bölgelerde bulunan malzemeler kullanılarak meyve kullanmadan küçük ölçekli arisanus.

Watch this Scientific Journal Video about An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies at JoVE.com

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus Tephritid meyve sinekleri bu önemli tropikal zararlıları biyolojik kontrol başarıyla kullanılan bir yumurta larva parazitoit. Biz burada F. yetiştirme için optimize edilmiş bir protokol tarif hazır malzemeler kullanılarak küçük bir ölçekte arisanus.

Yetiştirilmesi için Optimum Protokol Fopius arisanus Tephritid Meyve bir parazitoit Sinekler

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

an-optimized-protocol-for-rearing-fopius-arisanus-parasitoid

Research

JoVE Journal

Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K Görüntüleme.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus Tephritid meyve sinekleri bu önemli tropikal zararlıları biyolojik kontrol başarıyla kullanılan bir yumurta larva parazitoit. Biz burada F. yetiştirme için optimize edilmiş bir protokol tarif hazır malzemeler kullanılarak küçük bir ölçekte arisanus.

Video: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

Drosophila (meyve sineği) Saldırganlık incelenmesi

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Biyoloji

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Sivrisinek Yetiştirme Protokolü (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

İzolasyon ve Meyve cuticles biyofiziksel Çalışması

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Elektronik Burun kullanarak Meyve Uçucu Analizi

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Görüntüleme ve İmmünhistokimyanın için Retina Wholemount Hazırlık için optimize edilmiş Protokolü

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Laboratuvar istikrarlı sinek ve diğer Muscoid Diptera yetiştirme

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&amp;#8212;&lt;em&gt;Drosophila melanogaster&lt;/em&gt;

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Meyve sinekleri Işlemek için basit ev yapımı Araçlar-Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Sivrisinekler ve Meyve Sinekleri için İnsektisit Toksisitesini Ölçmek için Topikal Uygulama Biyotahlili

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

İnvaziv Drosophila suzukii için Umut Verici Bir Biyolojik Kontrol Ajanı olan Parazitoid Ganaspis brasiliensis'i Yetiştirme Yöntemleri

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

Mikropsuz Nasonia Yaban Arıları Yetiştirme

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Yazar Spotlight: Mikropsuz Yaban Arılarının Yetiştirme Prosedürünü Optimize Etme  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Mikropsuz eşekarısı yetiştirme prosedürünün optimize edilmesi

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...