Yazarlar zebrabalıkları onların bakım ve onarım için Zebra balığı Araştırma personel için Freimann Yaşam Bilim Merkezi ve Merkezi teşekkür etmek istiyorum.

1. Pastör pipetiyle morfolino <ol><li> Yaklaşık 3 mM çözümü için nükleaz ücretsiz su 100 ul içine floresein etiketli morfolino 300 nM sulandırınız. Morfolino çözeltisi birden parafin-sızdırmaz mikrosantrifüj tüpler içine bölünüp, oda sıcaklığında ve ışıktan uzak saklanır. </li><li> Kesin morfolino konsantrasyonunu belirlemek için, 0.1 N HCI içinde 95 ul içerisinde morfolino çözeltisi 5 ul (ya da boş bir şekilde su) seyreltik. Su boş olan 265 nm&#39;de spektrofotometre bir başlangıç ​​ayarlayın ve daha sonra seyreltilmiş morfolino çözüm okuma belirler. Ul / ng konsantrasyonunu belirlemek için kendi sabit tarafından belirlenir ve seyreltme faktörü ile morfolino absorbans çarpın. Morfolino sabit olarak hesaplanır: Morfolino sabit morfolino X 1000/molar absorbans = molekül ağırlığı. Morfolino için moleküler ağırlığa ve molar absorbans &quot;bulunabilirÜrün ile sağlanan Oligo Properties &quot;levha. MM konsantrasyonunu belirlemek için moleküler ağırlık itibariyle, ul / ng. Morfolino seyreltilir, gerekli ise, çalışan bir konsantrasyonu için, tipik olarak 1.2 mM, morfolino konsantrasyonu bölünür. </li></ol> 2. Fin Amputasyon <ol><li> Tricaine veya tank su içinde 1.0 mg / ml 2-fenoksietanol birinde yetişkin zebrabalıkları uyutmak. </li><li> İlk lepidotrichial dallanma noktasına proksimal steril bir bistüri veya jilet kullanarak fin organını. Bu her hayvan aynı distal / proksimal yerde (fin kuşak gelen distal örneğin 7 kemikli parça) yapılmalıdır. ÖNEMLİ: hayvanın anterior / posterior düzlemine mükemmel dik olarak kesilmiş emin olun. Açılı kesim yüzgecinin dorsal ve ventral yarısı dengesiz fin akıbet neden olacaktır. </li><li> Bir tank için balık dönün. Bu tipik olarak 33 de balık muhafaza ° C&#39;ye dönüşüm oranını artırmak için. W, deney tasarımı bağlı olarakfin yenilenme ait 0-2 gün sonrası amputasyon (dpa) morfolino tanıtan önce başlamak. Alternatif yaklaşımlar altında, Tartışma tartışılmıştır. </li></ol> 3. Morfolino Enjeksiyon <ol><li> Önce morfolino enjekte gün, bir enjeksiyon plakası (Şekil 2) olun. Mikroenjeksiyon işlemi için balık stabilize yardımcı olur iyi, bir ucunda bir çentik kesip emin olun. </li><li> 2 dpa anda, mikro-enjeksiyon cihazı ve morfolino solüsyon hazırlanır. </li><li> 5 dakika için, uygun konsantrasyonu (1.2 mM ile başlayan öneririz) ve 65 ° C su banyosunda yere floresein etiketli morfolino sulandırınız. </li><li> Bir iğne kullanılarak çekme mikrokontrolör enjeksiyon için cam iğne çıkarın. </li><li> Morfolino ile iğne yükleyin (not: Eğer iğne iğne ilk yüklemek, ya da ilk ucu kesilmiş olup olmadığını belirlemek size geri dolgu veya ön yük olmasına bağlı olarak). </li><li> Bir de iğne ucu kapalı Kesn açısı. </li><li> Enjeksiyon başına morfolino bir yaklaşık 5 nl kabarcığı enjekte etmek için mikro-enjeksiyon sistemi yönergeleri izleyin. Morfolino daha hacimli doku bozabilir. </li><li> Enjeksiyon plaka üzerinde balık ve yer uyutmak. Tüm fazla sıvı ve uygun konuma yönlendirmek iğne, kemik ışını (Şekil 3) hemen distalinde çıkarın. Morfolino enjeksiyonlar (Spesifik Reaktifler Tablo bakınız) için uygun bir mikroskop ve mikroenjeksiyon aparatı kullanarak, Şekil 3&#39;te gösterildiği gibi, arka üzere ön gelen kanat içine enjekte morfolino. Posteriordan anteriora enjekte fin doku enjeksiyonu sırasında rulo neden olur ve çok zordur. </li><li> Her kemik ray hemen distalinde yenileyen dokuların, (Şekil 3 &quot;1&quot; işaretli) içine hafifçe iğne takın ve (Şekil 3 &quot;2&quot; işaretli) blastem yer kadar distale itmek. Tr ile iğne itmek için dikkatli olunlastik fin. İğne doğru lokalize, (yani bir kez tıklayın) morfolino enjekte edin. 1.2 mM, floresein etiketli morfolino çözüm bile normal ışık koşullarında, sarı-yeşil görünür. Her enjeksiyon ile, morfolino çözeltisi sarı bir &quot;puf&quot; görüntülenmiştir olabilir, ki blastem için enjeksiyon lokalize yardımcı olur. Morfolino çözüm yaklaşık 75 nl (10-15 tıklama) kemik ray başına enjekte edilmelidir. Duraklat ~ tıklamalar arasında 1 sn. Biz elektroporasyon sadece kontrol olarak ventral kullanarak, sırt tarafında sadece enjekte. Alternatif olarak, bir fin ventral yarısında bir kontrol morfolino kullanarak tüm bu işlemi tekrarlayın olabilir. </li></ol> 4. Morfolino ve Elektroporasyon <ol><li> Hemen morfolino enjeksiyonu takiben, mikro-enjeksiyon aparatı ile enjeksiyon plakasını çıkarın. Balık daldırılmış kadar anestezi çözeltisi ile iyi püskürtme plakası doldurun. Elektroporasyon su hattı altında yapılır. </li> &lt;li&gt; A 3 mm çapında platin plak cımbız elektrot (CUY 650-P3 cımbız, Protech International) fin yaklaşık bir buçuk katı kadar darbe lokalize. Fin dokuya elektrotlar dokunmamaya dikkat edin. Elektrotlar fin doku temas etmediğinden emin olmak için, onun sırt tarafında balık döndürmek ve düz elektroporasyon için orta hatta aşağı bakmak. </li><li> Electroporate hem dorsal ve ventral yüzgeç kenarlarında bir CUY21 Kare Dalga Elektroporatör (Protech International, Inc) kullanarak (non-spesifik elektroporasyon etkisini kontrol etmek için). Birikmiş olabilecek kabarcıklarını çıkarmak için her elektroporasyon sonra nemli bir KimWipe ile elektrotları siliniz. Onlar kaldırılmaz ise, bir mini-şarj kurar, elektrot doğru doku çekecek olan. Elektroporasyon parametreleri darbeler arasında 1 sn duraklama ile 15 V, peş peşe on 50 ms darbe olarak ayarlanması gerekir. </li><li> N dikkat ederek, bir cam slayt veya Petri tabağına balık ve hızlı görüntü fin yerleştirindorsal / ventral yönelim OT. Bu resim ertesi gün büyütme analizi için kullanılacaktır. Tanka balık dönün. </li></ol> 5.. Analiz <ol><li> Ifade yıkıldığında hedef proteinin düzgün yüzgeç yenilenmesi için gerekli ise, fin dorsal ve ventral yarısı arasında dramatik bir fark açık olmalıdır 1 gün sonrası elektroporasyon (Şekil 5B). </li><li> 3 dpa, her balığın yüzgeci Başka bir resim çekmek ve ilgili 2 dpa görüntü (Şekil 5B) ile bu görüntüyü maç. Hayvanlar arasındaki fin pigmentasyon desende doğal varyasyon doğru bireysel balık tanımanızı sağlayacak. </li><li> NIH Image kullanarak, hem dorsal ve ventral yarısı (Şekil 5B) ve 2 dpa ve 3 dpa alanlarını izleyebilecek. </li><li> Dorsal karşılık ventral kullanılması, aşağıdaki formül ile% bölgeyi belirlemek için: (- dorsal 2dpa dorsal 3dpa) / (3dpa ventral -<html> Ventral 2dpa) X 100 =% alanı </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar <ol><li> 3 dpa, veya 24 HPE (saat sonrası elektroporasyon) de fin akıbet için Biz her zaman tayini. Bu zamanda, floresein-etiketli morfolino fin dorsal yarısı (Ek Şekil 1 ve Şekil 6A) mevcut olması gerekir. Bazı amputasyon seviyesinin aşağı eğik görmek normaldir. </li><li> Enjekte edilir ve denetim morpholinos (Şekil 6B) ile electroporated FIN dorsal ve ventral tarafı arasında fark yok olması gerekir. </li><li> Deneysel morfolino fin akıbet için önemli bir protein hedefliyorsa, dorsal ve ventral taraf arasında dramatik bir fark (Şekil 6C) dikkat edilmelidir. </li><li> Elektrot elektroporasyon sırasında fin dokundu ise, doku kahverengi (neredeyse görünüm yakılarak) ve nekrotik görünecektir. </li></ol>&quot;Src =&quot; / files/ftp_upload/3632/3632fig1.jpg &quot;/&gt; Şekil 1. Yüzgeç yenilenmesi sırasında meydana gelen çeşitli olayların şematik. Her olay için altta yatan kez saat sonrası amputasyon (hpa) verilen ve 33 bir tank sıcaklığı karşılık ° C olan <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig2.jpg" /> Şekil 2. A. Agaroz yapılmış ve morfolino mikroenjeksiyonu sırasında balığın tutmak için de, küçük bir içerir enjeksiyon plakası, şematik. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig3.jpg" /> Şekil 3. Morfolino mikroenjeksiyon şematik. A. Yeri çentik içinde balık kafası ile yemekte balık balık stabil kalmanıza yardımcı olacak iyi, kesilmiş. B. Küçük büyütmede, iğne düzenlemek, böylece Bu yüzgecinin yenileyici doku yakındır. C. </stroyüksek büyütmede ng&gt;, her kemik fin ray (her blastem yani) distalinde morfolino enjekte edin. Iğne kemik ışını (1) hemen distalinde doku girin ve ardından blastem (2) konumunu devam etmelidir. Not: Şemada yeşil çevrelerde sadece enjeksiyon yerini göstermek içindir. Kısaca, her morfolino enjeksiyonu takiben bir sarı / yeşil &quot;puf&quot; olarak görüntülenmiştir olabilir; şematik olarak gösterildiği gibi, ancak, bu devam etmez. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig4.jpg" /> Şekil 4. Fin elektroporasyon şematik. A. mikroenjeksiyon, anestezi dolu bir Petri kabındaki balık yerleştirin ve dorsal ve ventral yarıya hem electroporate. B. fin doku dokunmayın emin olun. Elektrotlar dokudan ~ 1 mm yerleştirilmelidir. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/3632/3632fig5.jpg" /> <strong&gt; Şekil 5. Fin üremeyi inhibe hesaplamak için kullanılan yöntemler şematik. A. 2 dpa hemen önce veya sonra morfolino enjeksiyon ve elektroporasyon her balık yüzgeci Bir ​​resim çekin. Dorsal (yeşil) ve 3 dpa anda NIH Image (siyah kesik çizgiler). B. kullanarak fin ventral (mavi) yarısı hem yenileyen dokuların Trace, her yüzgecinin Başka bir resim çekmek ve tekrar dorsal ve ventral bölgelerde iz NIH Image kullanarak yeniden büyüme. C. dorsal ve ventral gerekenler hem de 3 dpa de toplam büyütme 2 dpa de yeniden büyüme alanı çıkarın. Dorsal karşı yeniden büyüme ventral ve yüzde alanı formül kullanılarak hesaplanabilir: ((D 3dpa - D dpa 2) / (V 3dpa - V 2dpa)) X 100. Yüzde inhibisyon = 100 - Yüzde Alan. <img alt="Şekil 6" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig6.jpg" /> Beklenen Şekil 6. Örneklersonuçlar. fin dorsal yarısında floresein etiketli kontrolü morfolino gösteren A. Floresan görüntü, dorsal yarısında enjekte edilir ve bir kontrol morfolino ile electroporated bir yüzgecinin 24 saat sonrası elektroporasyon (HPE). B. aydınlık görüntü . Görüntü bir yüzgeç, 24 HPE dorsal ve ventral yarısı iki eşit büyütme gösterir. Dorsal yarısında deneysel bir morfolino enjeksiyonu ve electroporated bir yüzgeç C. aydınlık görüntü. Görüntü enjekte / sırt tarafında yeniden büyüme inhibisyonu gösterir. Çizgi morfolino enjeksiyon ve elektroporasyon 2 dpa, hemen önce de yeniden büyüme miktarını gösterir. <img alt="Şekil 7" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig7.jpg" /> Şekil 7. Yara iyileşmesi ve blastem oluşumunda yer alan hedef proteinlere alternatif bir enjeksiyon ve elektroporasyon prosedürü şematik. A. morfolino enjekteyüzgecinin dorsal yarısında her kemik fin ray arasında. B. Normal başına morfolino Electroporate. C. enjeksiyon sitesine (~ 1 kemik segment) hemen proksimal fin organını. D. floresein etiketli morfolino görülebilir 24 HPE yara epitel ve blastem içinde. <img alt="Şekil 8" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig8.jpg" /> Yüzgecinin hemen önce amputasyon için enjekte edilir ve bir kontrol morfolino ile electroporated edildi 24 hpa bir fin Şekil 8. Yara epitel ve blastem oluşumu hedef tekniği kullanarak. A. aydınlık görüntü. B. Floresan görüntü paneli A. Not gösterilir yüzgecinin enjekte dorsal yarısı rejeneratif doku morfolino iyi alımını gösterir. C -. Panelleri gösterilen fin dorsal yarısı C &quot;Yükseköğretim büyütme A ve B enjeksiyon siteler genellikle hala görülebilir (ok), Ancak birçok hedeflenen hücreler yara epitel ve blastem formasyonu (ok) katılmak üzere göç etmiştir. <img alt="Şekil 9" src="/files/ftp_upload/3632/3632fig9.jpg" /> Şekil 9. Blastem. A. Floresan ve dorsal ve ventral yarıya hem enjekte ve morfolino ile electroporated bir yüzgeç gösteren aydınlık içerlek görüntüleri oluşturmak için göç hücreleri hedef tekniği kullanarak. Fin sonra iki uçak da ampute edildi. Dorsal yarısı ventral yarısında enjeksiyon sitelere distal 9-10 kemik segmentleri kesme nerede gibi, enjeksiyon sitelere hemen distalinde kesildi. B. 24 hpa anda, floresan ve aydınlık inset görüntüleri morfolino dorsal göç ettiğini gösteriyor (1), ancak ventral regenerate (2), kesme sitenin hemen proksimal tek hücre formasyonu blastem katılma belirten olmayan rejenere. Beyaz ok uçları ve iki set amputasyon seviyesini gösterirdüzlemi. Paneller sırasıyla yüzgecinin dorsal ve ventral yarıya daha yüksek bir büyütme gösteren resmin sağında 1 ve 2 olarak işaretlenmiş. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3632/Suppl_Fig1_JoVE.mov">Ek Şekil 1.</a> enjekte edilir ve bir kontrol morfolino ile electroporated bir yüzgeç bir blastem yerini karşılık gelen bir bölge konfokal z-yığının bir video. Resim 24 HPE çekilmiştir. Tek bir floresein molekül görüntülenebilmekte olamaz yana, tüm morfolino ve görselleştirilmiş sayısal veya yazılı olabilir. Ancak, bu görüntülerin floresan morfolino dolu tüm hücreleri tek tek noktasal nokta hücreleri, içinde görüntülenebilmekte alımını değişen derecelerde bir fikir vermek. Hareketsiz görüntü üzerinde yönlendirme gösterilir. Ölçek çubuğu: 25 mikron.

<ol>
	<li>Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Getting+to+the+heart+of+regeneration+in+zebrafish.">Getting to the heart of regeneration in zebrafish.</a> Semin. Cell Dev. Biol. 18, 36-45 (2007).</li><li>Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-induced+rod+and+cone+cell+death+and+regeneration+in+the+adult+albino+zebrafish+(Danio+rerio)+retina.">Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina.</a> J. Neurobiol. 44, 289-307 (2000).</li><li>Becker, T., Wullimann, M. F., Becker, C. G., Bernhardt, R. R., Schachner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+regrowth+after+spinal+cord+transection+in+adult+zebrafish.">Axonal regrowth after spinal cord transection in adult zebrafish.</a> J. Comp. Neurol. 377, 577-595 (1997).</li><li>Becker, C. G., Becker, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repellent+guidance+of+regenerating+optic+axons+by+chondroitin+sulfate+glycosaminoglycans+in+zebrafish.">Repellent guidance of regenerating optic axons by chondroitin sulfate glycosaminoglycans in zebrafish.</a> J. Neurosci. 22, 842-853 (2002).</li><li>Lopez-Schier, H., Hudspeth, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+two-step+mechanism+underlies+the+planar+polarization+of+regenerating+sensory+hair+cells.">A two-step mechanism underlies the planar polarization of regenerating sensory hair cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 18615-1820 (2006).</li><li>Johnson, S. L., Weston, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-sensitive+mutations+that+cause+stage-specific+defects+in+Zebrafish+fin+regeneration.">Temperature-sensitive mutations that cause stage-specific defects in Zebrafish fin regeneration.</a> Genetics. 141, 1583-1595 (1995).</li><li>Nechiporuk, A., Poss, K. D., Johnson, S. L., Keating, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Positional+cloning+of+a+temperature-sensitive+mutant+emmental+reveals+a+role+for+sly1+during+cell+proliferation+in+zebrafish+fin+regeneration.">Positional cloning of a temperature-sensitive mutant emmental reveals a role for sly1 during cell proliferation in zebrafish fin regeneration.</a> Dev. Biol. 258, 291-306 (2003).</li><li>Tu, S., Johnson, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fate+restriction+in+the+growing+and+regenerating+zebrafish+fin.">Fate restriction in the growing and regenerating zebrafish fin.</a> Dev. Cell. 20, 725-732 (2011).</li><li>Geraudie, J., Ferretti, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+between+RA-induced+apoptosis+and+patterning+defects+in+regenerating+fins+and+limbs.">Correlation between RA-induced apoptosis and patterning defects in regenerating fins and limbs.</a> Int. J. Dev. Biol. 41, 529-532 (1997).</li><li>Jazwinska, A., Badakov, R., Keating, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activin-betaA+signaling+is+required+for+zebrafish+fin+regeneration.">Activin-betaA signaling is required for zebrafish fin regeneration.</a> Curr. Biol. 17, 1390-1395 (2007).</li><li>Laforest, L., Brown, C. W., Poleo, G., Geraudie, J., Tada, M., Ekker, M., Akimenko, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Involvement+of+the+sonic+hedgehog,+patched+1+and+bmp2+genes+in+patterning+of+the+zebrafish+dermal+fin+rays.">Involvement of the sonic hedgehog, patched 1 and bmp2 genes in patterning of the zebrafish dermal fin rays.</a> Development. 125, 4175-4178 (1998).</li><li>Lee, Y., Grill, S., Sanchez, A., Murphy-Ryan, M., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fgf+signaling+instructs+position-dependent+growth+rate+during+zebrafish+fin+regeneration.">Fgf signaling instructs position-dependent growth rate during zebrafish fin regeneration.</a> Development. 132, 5173-5183 (2005).</li><li>Poss, K. D., Shen, J., Nechiporuk, A., McMahon, G., Thisse, B., Thisse, C., Keating, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+for+Fgf+signaling+during+zebrafish+fin+regeneration.">Roles for Fgf signaling during zebrafish fin regeneration.</a> Dev. Biol. 222, 347-358 (2000).</li><li>Raya, A., Koth, C. M., Buscher, D., Kawakami, Y., Itoh, T., Raya, R. M., Sternik, G., Tsai, H. J., Rodriguez-Esteban, C., Izpisua-Belmonte, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Notch+signaling+pathway+precedes+heart+regeneration+in+zebrafish.">Activation of Notch signaling pathway precedes heart regeneration in zebrafish.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 11889-11895 (2003).</li><li>Smith, A., Avaron, F., Guay, D., Padhi, B. K., Akimenko, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+BMP+signaling+during+zebrafish+fin+regeneration+disrupts+fin+growth+and+scleroblasts+differentiation+and+function.">Inhibition of BMP signaling during zebrafish fin regeneration disrupts fin growth and scleroblasts differentiation and function.</a> Dev Biol. 299, 438-454 (2006).</li><li>Thummel, R., Li, L., Tanase, C., Sarras, M. P., Godwin, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+expression+pattern+and+function+between+zebrafish+hoxc13+orthologs:+recruitment+of+Hoxc13b+into+an+early+embryonic+role.">Differences in expression pattern and function between zebrafish hoxc13 orthologs: recruitment of Hoxc13b into an early embryonic role.</a> Dev. Biol. 274, 318-333 (2004).</li><li>Coonrod, S. A., Bolling, L. C., Wright, P. W., Visconti, P. E., Herr, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+morpholino+phenocopy+of+the+mouse+mos+mutation.">A morpholino phenocopy of the mouse mos mutation.</a> Genesis. 30, 198-200 (2001).</li><li>Heasman, J., Kofron, M., Wylie, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beta-catenin+signaling+activity+dissected+in+the+early+Xenopus+embryo:+a+novel+antisense+approach.">Beta-catenin signaling activity dissected in the early Xenopus embryo: a novel antisense approach.</a> Dev. Biol. 222, 124-134 (2000).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+knockdown+in+zebrafish.">Effective targeted gene knockdown in zebrafish.</a> Nat. Genet. 26, 216-2120 (2000).</li><li>Hoptak-Solga, A. D., Nielsen, S., Jain, I., Thummel, R., Hyde, D. R., Iovine, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connexin43+(GJA1)+is+required+in+the+population+of+dividing+cells+during+fin+regeneration.">Connexin43 (GJA1) is required in the population of dividing cells during fin regeneration.</a> Dev. Biol. 317, 541-548 (2008).</li><li>Thummel, R., Bai, S., Sarras, M. P., Song, P., McDermott, J., Brewer, J., Perry, M., Zhang, X., Hyde, D. R., Godwin, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+zebrafish+fin+regeneration+using+in+vivo+electroporation+of+morpholinos+against+fgfr1+and+msxb.">Inhibition of zebrafish fin regeneration using in vivo electroporation of morpholinos against fgfr1 and msxb.</a> Dev. Dyn. 235, 336-346 (2006).</li><li>Yin, V. P., Thomson, J. M., Thummel, R., Hyde, D. R., Hammond, S. M., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fgf-dependent+depletion+of+microRNA-133+promotes+appendage+regeneration+in+zebrafish.">Fgf-dependent depletion of microRNA-133 promotes appendage regeneration in zebrafish.</a> Genes Dev. 22, 728-733 (2008).</li><li>Tawk, M., Tuil, D., Torrente, Y., Vriz, S., Paulin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-efficiency+gene+transfer+into+adult+fish:+a+new+tool+to+study+fin+regeneration.">High-efficiency gene transfer into adult fish: a new tool to study fin regeneration.</a> Genesis. 32, 27-31 (2002).</li></ol>

Biz ifşa hiçbir şey yok.

Burada, yetişkin zebrabalıkları içinde yüzgeç yenilenmesi sırasında ilgi şartlı Knockdown proteinlerine güçlü bir kayıp fonksiyon-yaklaşımını sunduk. Bu teknik, rejeneratif fin akıbet 16, 20-22 sırasında reseptörleri, transkripsiyon faktörleri ve microRNA sinyalizasyon, gap junction genlerin incelemek için kullanılmıştır. Bu teknik aynı zamanda teknik uyarlayarak yara iyileşmesi ve blastem oluşumu için gerekli genleri çalışmak için kullanılabileceğini tahmin ediyoruz. Örneğin, enjekte ve (Şekil 7) önce amputasyon yüzgecinin dorsal yarısında kemik yüzgeç ışını arasındaki boşlukta bir kontrol morfolino electroporated. Daha sonra enjeksiyon düzlemine hemen distalinde fin ampute. 24 hpa, biz rejenerasyon bu erken aşamalarında hücreler de Targ edilebilir belirten morfolino hedefli hücreleri yara epitel ve blastem (Şekil 8) hem de oluşturmak için distale göç ettiği görülmektediryönetişimi. Tekniği birkaç önemli sınırlamalar vardır. Örneğin, floresein etiketinden floresans imkansız bir hücrede mevcut morfolino miktarı ile belirli bir hücresel fenotip (yani hücre çoğalması) ilişkilendirmek için yapar immünhistokimya için aşağıdaki tespit ve işleme devam etmez. Bir önceki grup yüzgeci doku 23 içine DNA başarılı elektroporasyon rapor yaptı rağmen ek olarak, biz, sürekli yenilenme kuyruk içine plazmidlerin elektroporasyon ulaşmak mümkün olmuştur. Son olarak, morfolino ~ 48 saat yeni hücre türlerinin farklılaşma ilgili genler test etmek için şu anki haliyle bu tekniği kullanarak yasaklamaktadır yazılan elektroporasyon 21, sadece etkili olduğunu kaydetti var. Prosedürün Ek test ve modifikasyon bu mevcut sınırlamalar üstesinden gelebilir. Buna ek olarak, bu yöntem kullanılabilir olması mümkündüraltta yatan doku blastem için hücre göçü ile ilgili proteinleri test etmek. Örneğin, enjekte edilir ve amputasyon öncesinde kanatçık arasında her iki tarafta (Şekil 7&#39;de tarif) içine bir kontrol morfolino electroporated. Daha sonra enjeksiyon düzlemine hemen distalinde dorsal yüzgeç yarısı kesilmiş ve biz çok daha distale ventral fin ampute. 24 hpa anda, sırt tarafında morfolino-pozitif hücreler enjeksiyon yerinden yara örten epitel ve blastem göç etmişti. Bununla birlikte, bu ventral tarafı (Şekil 9) üzerinde söz konusu değildi. Bu amputasyon uçağın altında yatan yalnızca hücrelerin rejeneratif yanıtı katılma fikrini desteklemektedir. Bu veriler aynı zamanda hücre göçü için gerekli olduğu varsayılan proteinler bu tekniği kullanarak test edilebileceğini düşündürmektedir.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td> CUY21-EDIT veya CUY21-SC Kare dalga elektroporatörün </td><td> Protech Uluslararası </td><td> CUY21EDIT ya CUY21SC </td><td> Her iki ünite de bu protokol için çalışmak </td></tr><tr><td> 3 mm çaplı kürek elektrotlar </td><td> Protech Uluslararası </td><td> CUY 650-P3 </td><td></td></tr><tr><td> Morfolino </td><td> GeneTools, LLC </td><td></td><td> Morfolino ilgi protein için özel dizayn edilmelidir </td></tr><tr><td> 2-Fenoksietanol </td><td> Sigma </td><td> 77.861-1L </td><td> Anestezi; prosedür için balık sistemi suda seyreltik 1:1000, ötenazi için 1:500 </td></tr><tr><td> Mikro-Injectipompa </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> PV830 Pnömatik PicoPump </td><td> Pek çok farklı mikroenjeksiyon sistemleri kullanılabilir </td></tr><tr><td> Mikro-manipülatör </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> MMJR </td><td> Sağ elini kullanan (solak için MMJL) </td></tr><tr><td> Mikro-enjeksiyon iğneleri, dış çapı 1.0 mm </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> 1B100F-4 </td><td> Bu bir iğne içine çekti borosilikat cam kılcal vardır </td></tr><tr><td> İğne tutucu </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> 5430-ALL </td><td> Pico Nozul Kiti; inset 1.0 mm pipet conta emin olun </td></tr><tr><td> İğne çektirmesi </td><td> Sutter </td><td> P-97 </td><td> Diğer mikropipet / İğne çekiciler de çalışması gerekir </td></tr><tr><td> Mikroskop </td><td> Leica, Nikon, Zeisss </td><td> Sayı üreticisine bağlı olarak değişir </td><td> 20X optik ile herhangi bir stereomikroskop ve mikromanipülatörler ile çalışma yeteneği </td></tr></tbody></table>

in vivo electroporation of morpholinos into the regenerating adult zebrafish tail fin

Urodeles ve teleost balık Belli türler kendi dokularını yenilemek olabilir. Zebra balığı, kalp 1, retina 2, omurilik 3, optik sinir 4, duyusal kıl hücreleri 5, 6 ve yüzgeçleri gibi yetişkin dokuların spontan rejenerasyon incelemek için yaygın olarak kullanılan bir modeli haline gelmiştir. Zebra balığı yüzgeci kolayca epimorphic rejenerasyon çoklu aşamalar okumak için manipüle edilir nispeten basit bir apendiks olduğunu. Yara iyileşmesi, blastem oluşumu ve fin akıbet: Klasik olarak, yüzgeç yenilenmesi üç farklı aşamaları ile karakterize edildi. Fin parçası amputating sonra, çevredeki epitel çoğalan ve yara üzerinde geçirir. 33 ° C&#39;de, bu süreç 6,7 (hpa, Şekil 1B) altı saat sonrası amputasyon içinde oluşur. Farklı soy (örneğin kemik, kan, glia, fibroblast) dan sonra, altta yatan hücreleri yeniden girin hücre döngüsü proliferatif blastem, w oluşturmak içinörten epidermis (Şekil 1D) 8 çoğalmaya devam Hile. Blastem proksimalinde hücrelerin yeni doku (Şekil 1E) 8 oluşturmak için kendi soy içine yeniden ayrım olarak akıbet oluşur. Amputasyon seviyesine bağlı olarak, tam bir yenilenme, bir ay bir hafta içinde tamamlanıyor. Wnt, HOX, FGF, msx, retinoik asit, şşş, çentik, bmp ve aktivin-beta A genleri içeren gen ailelerinin çok sayıda, ifadesi yüzgeç yenilenmesi 9-16 belirli aşamalarında up-regüle olduğunu. Proteini için özel bir inhibitörü 13 bulunmadığı sürece Bununla birlikte, rejenerasyon esnasında bu genlerin ve bunların kodlanmış proteinlerin rolleri, değerlendirmek için zor olmuştur, bir ısıya duyarlı mutant mevcut ya da bir transjenik hayvanların (ya da aşırı vahşi tip proteini veya bir baskın -negatif protein) 7,12 oluşturulmuştur. Biz developed ters genetik tekniği hızlı ve kolay bir yüzgeç yenilenmesi sırasında herhangi bir genin işlevini test etmek. Morfolino oligonükleotidler yaygın zebrabalıkları, Xenopus, civciv, fare ve gelişimi 17-19 sırasında spesifik proteinlerin kaybı incelemek için kullanılır. Blok pre-mRNA veya mRNA raptetme için iki tamamlayıcı bir RNA sekansı olan Morpholinos basepair. Biz verimli hedef proteinin Knockdown ifade yenileyici zebrabalıkları yüzgeçleri içine floresein etiketli antisens morpholinos tanıtmak için bir metodu tanımlar. Morfolino yenileyici zebrabalıkları kuyruk yüzgecinin her blastem içine mikro-enjeksiyon ve çevresindeki hücrelerin içine electroporated edilir. Floresein morfolino electroporate ve fin dokuda morfolino görselleştirme şarj sağlar. Bu protokol rejeneratif fin akıbet sırasında spesifik proteinlerin rolünü incelemek için koşullu protein devirme izin verir. Discussio yılından, bu yaklaşım, yara iyileşmesi veya blastem oluşumu gibi blastem oluşumu esnasında hücre göçü potansiyel bir belirteç içerisinde özel proteinlerin bir rol incelemek için adapte edilebilir açıklanmıştır.

Watch this Scientific Journal Video about In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin at JoVE.com

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

Biz, koşullu yetişkin zebrabalıkları fin rejenerasyon sırasında bir hedef protein ifadesini demonte için bir yöntem açıklanmaktadır. Bu teknik, mikro-enjeksiyon ve yara iyileşmesi, blastem oluşumu ve rejeneratif akıbet de dahil olmak üzere yüzgeç yenilenmesi çeşitli aşamalarında, proteinin rolünü test verir fin dokuya antisens oligonükleotid morpholinos electroporating içerir.

Yenileyici Yetişkin Zebra balığı Tail Fin içine Morpholinos in vivo olarak Elektroporasyon

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration ...

in-vivo-electroporation-morpholinos-into-regenerating-adult-zebrafish

Research

JoVE Journal

Biology

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

16.8K Görüntüleme.  University of Notre Dame. Biz, koşullu yetişkin zebrabalıkları fin rejenerasyon sırasında bir hedef protein ifadesini demonte için bir yöntem açıklanmaktadır. Bu teknik, mikro-enjeksiyon ve yara iyileşmesi, blastem oluşumu ve rejeneratif akıbet de dahil olmak üzere yüzgeç yenilenmesi çeşitli aşamalarında, proteinin rolünü test verir fin dokuya antisens oligonükleotid morpholinos electroporating içerir.

Video: In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

Transplantation of Whole Kidney Marrow in Adult Zebrafish

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an organism. The functional definition of a HSC is a transplanted cell that has the ability to reconstitute all the blood lineages of an irradiated recipient long term. This designation was established by decades of seminal work in mammalian systems. Using hematopoietic cell transplantation (HCT) and reverse genetic manipulations in the mouse, the underlying regulatory factors of HSC biology are beginning to be unveiled, but are still largely under-explored. Recently, the zebrafish has emerged as a powerful genetic model to study vertebrate hematopoiesis. Establishing HCT in zebrafish will allow scientists to utilize the large-scale genetic and chemical screening methodologies available in zebrafish to reveal novel mechanisms underlying HSC regulation. In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish. We show the dissection and preparation of zebrafish whole kidney marrow, the site of adult hematopoiesis in the zebrafish, and the introduction of these donor cells into the circulation of irradiated recipient fish via intracardiac injection. Additionally, we describe the post-transplant care of fish in an "ICU" to increase their long-term health. In general, gentle care of the fish before, during, and after the transplant is critical to increase the number of fish that will survive more than one month following the procedure, which is essential for assessment of long term (&lt;3 month) engraftment. The experimental data used to establish this protocol will be published elsewhere. The establishment of this protocol will allow for the merger of large-scale zebrafish genetics and transplant biology.

In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı Tüm Böbrek İliği Nakli

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an ...

Biyoloji

Single Cell Electroporation in vivo within the Intact Developing Brain

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing the delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact tissue, including in vivo preparations. The distinct advantage of this technique is that experimental manipulations may be performed on individual cells while leaving the surrounding tissue unaltered, thereby distinguishing cell-autonomous effects from those resulting from global treatments. When combined with advanced in vivo imaging techniques, SCE of fluorescent markers permits direct visualization of cellular morphology, cell growth, and intracellular events over timescales ranging from seconds to days. While this technique is used in a variety of in vivo and ex vivo preparations, we have optimized this technique for use in Xenopus laevis tadpoles. In this video article, we detail the procedure for SCE of a fluorescent dye or plasmid DNA into neurons within the intact brain of the albino Xenopus tadpole. We also discuss methods to optimize yield, and show examples of live two-photon fluorescence imaging of neurons fluorescently labeled by SCE.

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact tissue, including in vivo preparations. Here we detail the procedure for SCE of a fluorescent dye or plasmid DNA into neurons within the intact brain of the Xenopus laevis tadpole.

Tek Hücre Elektroporasyon bozulmamış Gelişmekte olan beyin içindeki in vivo

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing the delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact ...

Retro-orbital Injection in Adult Zebrafish

Drug treatment of whole animals is an essential tool in any model system for pharmacological and chemical genetic studies. Intravenous (IV) injection is often the most effective and noninvasive form of delivery of an agent of interest. In the zebrafish (Danio rerio), IV injection of drugs has long been a challenge because of the small vessel diameter. This has also proved a significant hurdle for the injection of cells during hematopoeitic stem cell transplantation. Historically, injections into the bloodstream were done directly through the heart. However, this intra-cardiac procedure has a very high mortality rate as the heart is often punctured during injection leaving the fish prone to infection, massive blood loss or fatal organ damage. Drawing on our experience with the mouse, we have developed a new injection procedure in the zebrafish in which the injection site is behind the eye and into the retro-orbital venous sinus. This retro-orbital (RO) injection technique has been successfully employed in both the injection of drugs in the adult fish as well as transplantation of whole kidney marrow cells. RO injection has a much lower mortality rate than traditional intra-cardiac injection. Fish that are injected retro-orbitally tend to bleed less following injection and are at a much lower risk of injury to a major organ like the heart. Further, when performed properly, injected cells and/or drugs quickly enter the bloodstream allowing compounds to exert their effect on the whole fish and kidney cells to easily home to their niche. Thus, this new injection technique minimizes mortality while allowing efficient delivery of material into the bloodstream of adult fish. Here we exemplify this technique by retro-orbital injection of Tg(globin:GFP) cells into adult casper fish as well as injection of a red fluorescent dye (dextran, Texas Red ) into adult casper fish. We then visualize successful injections by whole animal fluorescence microscopy.

Here we show how to do retro-orbital injection in adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı retro-orbital Enjeksiyon

Drug treatment of whole animals is an essential tool in any model system for pharmacological and chemical genetic studies. Intravenous (IV) injection is ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı Organları diseksiyonu

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish

A convenient method for chemically treating zebrafish is to introduce the reagent into the tank water, where it will be taken up by the fish. However, this method makes it difficult to know how much reagent is absorbed or taken up per fish. Some experimental questions, particularly those related to metabolic studies, may be better addressed by delivering a defined quantity to each fish, based on weight. Here we present a method for intraperitoneal (IP) injection into adult zebrafish. Injection is into the abdominal cavity, posterior to the pelvic girdle. This procedure is adapted from veterinary methods used for larger fish. It is safe, as we have observed zero mortality. Additionally, we have seen bleeding at the injection site in only 5 out of 127 injections, and in each of those cases the bleeding was brief, lasting several seconds, and the quantity of blood lost was small. Success with this procedure requires gentle handling of the fish through several steps including fasting, weighing, anesthetizing, injection, and recovery. Precautions are required to minimize stress throughout the procedure. Our precautions include using a small injection volume and a 35G needle. We use Cortland salt solution as the vehicle, which is osmotically balanced for freshwater fish. Aeration of the gills is maintained during the injection procedure by first bringing the fish into a surgical plane of anesthesia, which allows slow operculum movements, and second, by holding the fish in a trough within a water-saturated sponge during the injection itself. We demonstrate the utility of IP injection by injecting glucose and monitoring the rise in blood glucose level and its subsequent return to normal. As stress is known to increase blood glucose in teleost fish, we compare blood glucose levels in vehicle-injected and non-injected adults and show that the procedure does not cause a significant rise in blood glucose.

We demonstrate intraperitoneal injection into adult zebrafish. We use a 10 &mu;l NanoFil microsyringe controlled by a Micro4 controller and UltraMicroPump III. This demonstration includes the use of cold water as an anesthetic.

Yetişkin Zebra balığı içine intraperitoneal enjeksiyon

A convenient method for chemically treating zebrafish is to introduce the reagent into the tank water, where it will be taken up by the fish. However, ...

Direct Delivery of MIF Morpholinos Into the Zebrafish Otocyst by Injection and Electroporation Affects Inner Ear Development

In recent years, electroporation has become a popular technique for in vivo transfection of DNA, RNA, and morpholinos into various tissues, including the eye, brain, and somites of zebrafish. The advantage of electroporation over other methods of genetic manipulation is that specific tissues can be targeted, both spatially and temporally, for the introduction of macromolecules by the application of electrical current. Here we describe the use of electroporation for transfecting mif and mif-like morpholinos into the tissues of the developing inner ear of the zebrafish. In past studies, mif morpholino injected into embryos at the 1- to 8-cell stage resulted in widespread morphological changes in the nervous system and eye, as well as the ear. By targeting the tissues of the inner ear at later stages in development, we can determine the primary effects of MIF in the developing inner ear, as opposed to secondary effects that may result from the influence of other tissues. By using phalloidin and acetylated tubulin staining to study the morphology of neurons, neuronal processes, and hair cells associated with the posterior macula, we were able to assess the efficacy of electroporation as a method for targeted transfection in the zebrafish inner ear. The otic vesicles of 24hpf embryos were injected with morpholinos and electroporated and were then compared to embryos that had received no treatment or had been only injected or electroporated. Embryos that were injected and electroporated showed a decrease in hair cell numbers, decreased innervation by the statoacoustic ganglion (SAG) and fewer SAG neurons compared with control groups. Our results showed that direct delivery of morpholinos into otocysts at later stages avoids the non-specific nervous system and neural crest effects of morpholinos delivered at the 1-8 cell stage. It also allows examination of effects that are directed to the inner ear and not secondary effects on the ear from primary effects on the brain, neural crest or periotic mesenchyme.

A method to deliver morpholinos directly into the zebrafish otocyst at 24hpf has been developed. Using microinjection of morpholinos into the lumen of otic vesicle and electroporation to effect penetration, we were able to bypass the effect of morpholinos on the brain and obtain effects specific to the inner ear.

Enjeksiyon ve Elektroporasyon Zebra balığı Otocyst içine MIF Morpholinos Stoktan teslim İç Kulak Geliştirme etkiler

In recent years, electroporation has become a popular technique for in vivo transfection of DNA, RNA, and morpholinos into various tissues, including the ...

Transplantation of Cells Directly into the Kidney of Adult Zebrafish

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic diseases1. However, most organs are not easily accessible, necessitating the need to develop surgical methods to gain access to these structures. In this video article, we describe a method for transplanting cells directly into the kidney of adult zebrafish, a popular model to study regeneration and disease2. Recipient fish are pre-conditioned by irradiation to suppress the immune rejection of the injected cells3. We demonstrate how the head kidney can be exposed by a lateral incision in the flank of the fish, followed by the injection of cells directly in to the organ. Using fluorescently labeled whole kidney marrow cells comprising a mixed population of renal and hematopoietic precursors, we show that nephron progenitors can engraft and differentiate into new renal tissue - the gold standard of any cell-based regenerative therapy. This technique can be adapted to deliver purified stem or progenitor cells and/or small molecules to the kidney as well as other internal organs and further enhances the zebrafish as a versatile model to study regenerative medicine.

Cell transplantation is an essential technique for studying tissue regeneration and for developing cell-based therapies of disease. We demonstrate here a microsurgical technique that permits the transplantation of genetically labeled cells directly into the kidney of adult zebrafish fish.

Doğrudan Yetişkin Zebra balığı Böbrek Hücre Nakli

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

Yetişkin Zebra balığı Böbrek diseksiyonu

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal neurons. In contrast, the adult zebrafish retina possesses the robust ability to spontaneously regenerate any neuronal class that is lost in a variety of different retinal damage models, including retinal puncture, chemical ablation, concentrated high temperature, and intense light treatment 1-8. Our lab extensively characterized regeneration of photoreceptors following constant intense light treatment and inner retinal neurons after intravitreal ouabain injection 2, 5, 9. In all cases, resident M&uuml;ller glia re-enter the cell cycle to produce neuronal progenitors, which continue to proliferate and migrate to the proper retinal layer, where they differentiate into the deficient neurons. 
	We characterized five different stages during regeneration of the light-damaged retina that were highlighted by specific cellular responses. We identified several differentially expressed genes at each stage of retinal regeneration by mRNA microarray analysis 10. Many of these genes are also critical for ocular development. To test the role of each candidate gene/protein during retinal regeneration, we needed to develop a method to conditionally limit the expression of a candidate protein only at times during regeneration of the adult retina. 
	Morpholino oligos are widely used to study loss of function of specific proteins during the development of zebrafish, Xenopus, chick, mouse, and tumors in human xenografts 11-14. These modified oligos basepair with complementary RNA sequence to either block the splicing or translation of the target RNA. Morpholinos are stable in the cell and can eliminate or "knockdown" protein expression for three to five days 12. 
	Here, we describe a method to efficiently knockdown target protein expression in the adult zebrafish retina. This method employs lissamine-tagged antisense morpholinos that are injected into the vitreous of the adult zebrafish eye. Using electrode forceps, the morpholino is then electroporated into all the cell types of the dorsal and central retina. Lissamine provides the charge on the morpholino for electroporation and can be visualized to assess the presence of the morpholino in the retinal cells. 
	Conditional knockdown in the retina can be used to examine the role of specific proteins at different times during regeneration. Additionally, this approach can be used to study the role of specific proteins in the undamaged retina, in such processes as visual transduction and visual processing in second order neurons.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

A method to conditionally knockdown a target protein&#x2019;s expression in the adult zebrafish retina is described, which involves intravitreally injecting antisense morpholinos and electroporating them into the retina. The resulting protein is knocked down for several days, which allows testing the protein&#x2019;s role in the regenerating or intact retina.

Morpholinos in vivo Elektroporasyon Yetişkin Zebra balığı Retina

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal ...

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı Gavaging

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...